Biota Aquática

4.2.3.1. Subprograma de Monitoramento das Comunidades Fitoplanctônicas Para o monitoramento das comunidades fitoplanctônicas foram obtidas amostras para possibilitar a análise quali-quantitativas. As amostras qualitativas foram coletas através de arrastos horizontais sub-superficiais mantendo a rede dentro da zona fótica, em cada estação amostral, sendo utilizada uma rede de plâncton

cônica com malha de 20 m e 0,30m de diâmetro de boca (Figura 10).

Figura 10. (A) arrasto da rede de plâncton e (B) rede de plâncton cônica com malha de 20 μm, utilizada para amostragem qualitativa de fitoplâncton.

O conteúdo retido na rede foi então armazenado em frascos de polietileno e fixado com solução formol 4%.

Os arrastos tiveram seu tempo de duração padronizados em 2 (dois) minutos, assim como a velocidade da embarcação em 2 (dois) nós. Desta forma os arrastos tiveram uma distância percorrida de aproximadamente 123,5 metros. Além da padronização do esforço amostral, também foi padronizada a condição de maré para os três momentos amostrais, sendo coletadas as amostras na área de despejo sempre em condição de vazante de maré e no Porto de Paranaguá em condição de maré enchente.

Durante as amostragens parâmetros físico-químicos foram mensurados na coluna da água com a utilização de sonda multiparâmetros, sendo também registra a data, hora da coleta e condição da maré. Tais informações são apresentadas na Tabela 4.

As amostras para a análise quantitativa do fitoplâncton foram coletadas com o auxílio da garrafa amostradora do tipo van Dorn, sendo as amostras obtidas em sub-superfície (aproximadamente 0,30m), e acondicionadas em frascos de vidro âmbar com capacidade de 1000ml devidamente identificados e fixadas com solução Lugol.

4.2.3.1.1. Metodologia Analítica

As amostras qualitativas foram utilizadas para a identificação dos táxons. Para a identificação taxonômica foram utilizadas as seguintes bibliografias: Cupp (1943); Komarek & Fott (1983); Balech et al., (1984); Ricard (1987); Balech (1988); Tomas (1997); Cardoso (1998); Hallegraeff et al., (2003).

A análise quantitativa foi realizada em câmara de Sedgewick-Rafter (WOELKERLING et al., 1976), em 300 aumentos em microscópio Olympus, com contraste de fase.

A análise da estrutura da comunidade fitoplanctônica foi analisada através de:

i. Densidade (cél./L);

ii. Riqueza específica (somatório do número de espécies por amostra);

Calculada de acordo com Lobo & Leighton (1986) utilizando-se a seguinte fórmula:

Onde:

Pa – número de amostras em que a espécie X está presente P – número total de amostras analisadas

iv. Abundância relativa (%), onde,

Onde:

a – número de organismos da espécie P – número total de organismos na amostra

__________________________________________________________

Tabela 4. Planilha com os registros de campo durante as amostragens de plâncton, no monitoramento da dragagem emergencial dos berços de atracação do Porto de Paranaguá.

Campanha Estação Nível Data Horário Maré Temp. _(°C) pH Potencial Óxido-

Redução

Condut.

(mS/cm) Turbid. (NTU) (mg/L) OD (g/L) TDS (‰) Sal. Transp. (m)

Pr é- d ra g ag em #052 Superfície 18/01/2011 09:01:07 Enchente 28,55 8,85 134 30,5 6,19 4,97 18,6 18,9 1,37 Meio 18/01/2011 08:59:52 Enchente 28,54 8,76 129 34,5 13,7 4,61 21 21,7 Fundo 18/01/2011 08:58:32 Enchente 28,38 8,77 122 36,6 12,2 4,53 22,3 23,1 #002 Superfície 16/01/2011 15:54:16 Vazante 29,0 8,76 205 44,1 0 5,41 26,9 28,4 3,83 Meio 16/01/2011 15:51:32 Vazante 26,5 8,80 208 48,9 0 5,87 29,8 31,9 Fundo 16/01/2011 15:48:25 Vazante 23,3 8,82 212 49,9 0 6,64 30,4 32,6 D u ra n te D ra g ag em #052 Superfície 03/02/2011 11:34:57 Enchente 27,7 7,76 235 32,2 14,7 3,82 19,6 2,01 1,05 Meio 03/02/2011 11:33:54 Enchente 28,02 7,91 227 35 52,9 4,11 21,4 2,2 Fundo 03/02/2011 11:32:04 Enchente 28,11 7,90 225 35,5 628 3,84 21,7 2,24 #002 Superfície 04/02/2011 16:35:36 Vazante 27,46 8,04 259 46,8 0 5,3 28,5 3,04 4,70 Meio 04/02/2011 16:34:21 Vazante 26,38 8,04 257 48,2 0 5,56 29,4 3,15 Fundo 04/02/2011 16:33:05 Vazante 24,27 8,00 257 49,8 0,46 6,01 30,4 3,26 Pó s- d ra g ag em #052 Superfície 17/02/2011 14:33:14 Enchente 26,97 8,39 198 36,9 4,56 3,85 22,5 23,4 0,80 Meio 17/02/2011 14:32:11 Enchente 26,89 8,40 190 37,2 12,7 3,82 22,7 23,5 Fundo 17/02/2011 14:31:07 Enchente 26,87 8,38 178 37,2 110 3,97 22,7 23,5 #002 Superfície 22/02/2011 09:36:30 Vazante 28,3 8,19 157 48, 0 32,1 5,9 29 31,0 14,76 Meio 22/02/2011 09:35:16 Vazante 26,3 8,20 152 52,0 50,1 5,9 31 34,0 Fundo 22/02/2011 09:34:30 Vazante 24,6 8,21 165 48,0 77,1 6,3 31 34,0

4.2.3.2. Subprograma de Monitoramento das Comunidades Zooplanctônicas As amostras de zooplâncton foram obtidas mediante a realização de arrastos oblíquos na coluna da água, utilizando-se uma rede tipo WP-2 cilindro-cônica de 220 µm de tamanho de malha, 30 cm de diâmetro de boca e equipada com fluxômetro (marca General Oceanics, modelo 2030 – Series Mechanical

Flowmeters) (Figura 11 e Figura 12).

Os arrastos, que foram executados concomitantemente aos para coleta de amostras de fitoplâncton, tiveram seu tempo de duração padronizados em 2 (dois) minutos, assim como a velocidade da embarcação em 2 (dois) nós. Desta forma os arrastos tiveram uma distância percorrida de aproximadamente 123,5 metros. Além da padronização do esforço amostral, também foi padronizada a condição de maré para os três momentos amostrais, sendo coletadas as amostras na área de despejo sempre em condição de vazante de maré e no Porto de Paranaguá em condição de maré enchente.

As amostras assim obtidas foram imediatamente fixadas em solução de formaldeído a 4% neutralizado, para posterior análise em laboratório.

Figura 11. Rede de plâncton com malha de 220 m de abertura.

Figura 12. Fluxômetro mecânico que é instalado no centro da boca da rede de plâncton.

4.2.3.2.1. Metodologia Analítica

Em laboratório, as amostras do zooplâncton foram analisadas em câmaras do tipo Bogorov sob microscópio estereoscópico, após o fracionamento da amostra total em alíquotas que variaram de 5 a 10% do total (BOLTOVSKOY, 1981). A classificação ao menor nível taxonômico foi auxiliada pelo uso das referências de El Moor-Loureiro (1997); Infante (1988); Montú & Gloeden (1986), Boltovskoy (1981) e Reid (1985).

i. Freqüência de Ocorrência

Calculada pela fórmula:

Onde:

Fo = Freqüência de ocorrência (%);

Ta = Número de amostras contendo a espécie; TA = Número total de amostras.

Os resultados, em percentagem, foram agrupados no seguinte critério de classificação segundo Omori & Ikeda (1984):

> 80% - Muito frequente 40%+ 80% - Frequente 20%+ 40% - Pouco frequente

< 20% - Esporádico

ii. Densidade

O cálculo do número total de organismos (N) de cada táxon na amostra foi estimado utilizando-se a seguinte fórmula:

Onde:

N = Densidade (org./m3_);

Vt = volume total da amostra; Vc = volume da subamostra;

O número total de organismos por unidade de volume (Nº.org./m3_{) foi obtido}

segundo a fórmula:

Onde:

N = número total de cada táxon na amostra (org./ m3_);

Vf = volume de água filtrado.

iii. Abundância Relativa

Calculada pela fórmula:

Onde:

Ar = abundância relativa (%);

N = número total de organismos de cada táxon na amostra; Na = número de organismos na amostra.

Os resultados foram apresentados em percentagem, sendo classificados nos seguintes grupos segundo Omori & Ikeda (1984):

> 70% - dominante 70% + 40% - abundante 40% + 10% - pouco abundante

< 10% - raro

iv. Riqueza

Este índice de informação da comunidade foi aplicado para o grande grupo Copepoda, identificado a nível específico conforme recomendado por Hughes (1978), que destaca a importância de se comparar diversidades usando o mesmo táxon. Nesta análise foi utilizado o índice de Riqueza de Margalef que descreve o número de unidades ponderado pela densidade dos organismos, sendo representada pela equação:

Onde:

S = Número total de espécies na amostra N = Número total de organismos na amostra

4.2.3.3. Subprograma de Monitoramento da Macrofauna Bêntica de Fundo Inconsolidado

Com o objetivo de se estabelecer um padrão confiável no monitoramento, foram obtidas triplicatas de cada amostra, utilizando para a coleta uma draga busca

fundo do tipo van Veen com área amostral 0,022 m2 _{(Figura 13 e Figura 14). As}

amostras obtidas em cada estação de coleta foram acondicionadas em sacos plásticos identificados como o nome da estação amostral mais a seqüência de três letras “A”, “B” e “C”, formando assim a amostra em triplicata.

Figura 13. Ilustração da coleta de amostras de sedimento para macrofauna bêntica de fundo inconsolidado.

Figura 14. Amostrador do tipo van Veen, com área amostras de 0,022 m2_.

As amostras foram fixadas com solução formalina 10% e, posteriormente, lavadas em jogo de peneiras com malha de 1 mm e 0,5 mm. O material retido nas peneiras foi acondicionado em frascos plásticos, etiquetados e conservados em álcool 70%. Sob microscópio estereoscópico (Figura 15), a fauna foi então separada dos detritos, identificada no menor nível taxonômico possível, e quantificada.

Figura 15. Triagem do material com auxílio de microscópio estereoscópico.

4.2.3.3.1. Metodologia Analítica

A significância da diferença no número taxa e a densidade da macrofauna

bentônica (convertidos para m2_{) foi avaliada através de uma análise de variância}

(ANOVA). Métodos estatísticos multivariados seguiram a análise univariada. Os métodos multivariados são caracterizados pelo fato de permitirem comparações entre amostras com base na composição de espécies, e uma grandeza de abundância comparável. Inicialmente serão construídas matrizes de similaridade utilizando-se o índice de Bray-Curtis e as amostras ordenadas através de análise de proximidade (“Multidimensional Scaling Ordination”, CLARKE & WARWICK, 1994).

A representação das associações bênticas pela análise será seguida pela discriminação dos pontos através da análise não-paramétrica ANOSIM (Análise de Similaridade; CLARKE & WARWICK, 1994). Tanto para as análises de ordenação como para a análise de similaridade será objetivado analisar e testar as diferenças na estrutura bêntica entre as estações avaliadas.