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Para efeito de análise por microscopia eletrônica de varredura (MEV), as amostras foram reduzidas a um tamanho em torno de 0,5 cm2, acomodadas em base própria de alumínio e levadas a um metalizador, onde receberam um banho de vapor de ouro.

Para verificação da seção transversal, as membranas foram fraturadas com nitrogênio líquido. Das seis amostras enviadas para análise, quatro amostras (Tabela 26) evidenciaram a presença de poros, com tamanho entre 1,1 e 2,7 µm, compatível com a faixa de poros adequada à filtração de suco, cuja literatura registra um intervalo de 0,1 a 10 µm (HABERT et al, 2006).

TABELA 26 – Membranas de quitosana que apresentaram resultados satisfatórios na análise por MEV

Solução Adição Solução em Estufa Imersão em solução de Estufa Imersão em água destilada à temperatura Tamanho de Exp. Ácido acético (mL) Quitosana (g) de Glutaraldeído (mL) placa PETRI (mL) Temp. (oC) Tempo (h) NaOH (g) Temp. (oC) Tempo (h) ambiente (Tempo) (h) poro (µµµµm) G1B 20 20 0,2 40 60 1 0,15 30 18 3 1,19 A 20 20 - 40 40 4 0,5 - - 2 1,69 C1 20 7 - 40 50 4 0,25 - - 24 1,97 J1B 20 5 - 40 60 1 0,15 30 18 3 2,75

Analisando a Tabela 26, em comparação com os outros experimentos registrados nas Tabelas 9, 11 e 12, das quais participam, respectivamente, as amostras C1 e A; J1B; e G1B, pode-se deduzir que a temperatura adequada para a solução inicial em estufa concentra- se na faixa de 40 a 60 (oC), desde que, a 60(oC), o tempo em estufa não ultrapasse 1 hora.

O tempo de imersão em água destilada variou de 2 a 24 horas, sem afetar a membrana, provando que as membranas, nessas condições, apresentaram o comportamento desejado.

Comprovou-se que a variação (0,15 a 0,5g) de NaOH satisfez dentro das condições impostas pelos outros parâmetros, sendo responsável pela formação de poros nas membranas.

Notou-se, também, que concentrações de quitosana abaixo de 10%, com adição de glutaraldeído (Tabela 12), tornaram a membrana sem resistência. Considerou-se ideal a concentração de 20% de quitosana com adição de 0,2 mL de glutaraldeído, como é o caso da amostra G1B, que fornece uma boa película, rica em polímeros, capaz de suportar a ação do reticulante sem comprometer o resultado final, o que ficou evidente na Tabela 27, pelo tamanho do poro apresentado naquela membrana (2,75 µm); neste fator, a G1B foi considerada a melhor amostra analisada por MEV, uma vez que seu tamanho de poro situou- se mais próximo do valor médio (5 µm) da faixa estabelecida para microfiltração, que é de 0,1 a 10 µm.

Tabela 27 – Membranas analisadas por MEV com resultados satisfatórios - tamanho de poros e espessura -

Membranas Tamanho de poros (µm) Espessura (µm) J1B 1,19 19,5 C1 1,69 11,2 A 1,97 29,2 G1B 2,75 26,2

Considerando que quanto menor a espessura maior a permeabilidade da membrana, pode-se afirmar que, com relação a esse aspecto, a membrana C1 foi a que apresentou melhor resultado.

As micrografias (Figuras 26 a 41) mostram a morfologia das membranas, que foram ampliadas conforme Tabela 28.

Tabela 28 – Membranas de quitosana - análises MEV – ampliação

Membranas Lado do vidro Lado do ar Seção transversal - poro - Seção transversal - espessura - J1B 5000 x 5000 x 10000x 2000x C1 5000 x 5000 x 10000x 2000x A 1000x 1000x 10000x 2000x G1B 5000 x 5000 x 15000x 2000x

Figura 26 – Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “J1B” – lado do vidro – 5000x

Figura 27 - Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “J1B” – lado do ar – 5000x

Figura 28 – Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “J1B” - seção transversal – tamanho de poro: 1,19 µm – 10000x

Figura 29 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “J1B” - seção transversal – espessura: 19,5 µm – 2000x

Figura 30 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “C1” – lado do vidro – 5000x

Figura 31 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “C1” – lado do ar – 5000x

Figura 32 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “C1” – seção transversal – tamanho de poro: 1,69 µm – 10000x

Figura 33 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “C1” – seção transversal – espessura: 11,2 µm – 10000x

Figura 34 – Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “A” – lado do vidro – 1000x

Figura 35 - Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “A” – lado do ar – 1000x

Figura 36 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “A” – seção transversal – tamanho de poro: 1,97 µm – 10000x

Figura 38 – Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “G1B” – lado do vidro – 5000x

Figura 39 - Micrografia (MEV) – membrana de quitosana “G1B” – lado do ar – 5000x Figura 37 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “A” – seção transversal – espessura: 29,2 µm –

Figura 40 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “G1B” – seção transversal – tamanho de poro: 2,75 µm – 15000x

Figura 41 - Micrografia (MEV) - membrana de quitosana “G1B” – seção transversal – espessura: 26,2 µm – 2000x

5 CONCLUSÕES E SUGESTÕES

A metodologia utilizada para a síntese de membranas de quitosana mostrou-se adequada, uma vez que a microscopia eletrônica de varredura permitiu evidenciar a presença de poros nas membranas tratadas, sendo estes compatíveis com o tamanho requisitado para sistemas de microfiltração.

Confirmou-se a influência do NaOH na formação dos poros.

Constatou-se, ainda, a importância da concentração de quitosana para o bom resultado da membrana, principalmente quando em presença de agente bifuncional, no caso, o glutaraldeído.

Relativamente à espessura da membrana, ficou demonstrado que esse aspecto é preponderante na permeabilidade, uma vez que a amostra escolhida para a microfiltração foi aquela com a mesma formulação da amostra “C1”, enviada para análise MEV, cuja caracterização sinalizou uma espessura de 11,2 µm.

De acordo com os dados obtidos e ilustrados em figuras, a filtração com a membrana de quitosana mostrou-se superior à filtração convencional, com tecido, no que concerne aos aspectos fundamentais que devem ser priorizados quando da escolha de membranas para filtração de líquidos, que é a permeabilidade e seletividade.

A membrana utilizada na microfiltração demonstrou alta capacidade seletiva, apresentando um desempenho 3,5 vezes maior do que o do filtro convencional na retenção de solutos.

A cajuína obtida por microfiltração com a membrana de quitosana mostrou-se cristalina, o que foi corroborado pelo teste de turbidez, alcançando um valor dentro dos padrões requisitados para bebidas clarificadas.

As membranas utilizadas para ensaios, em pequena escala, ratificaram sua capacidade como elementos microfiltrantes, com resultados promissores para uso em escala industrial, se integrados a sistemas tecnológicos adequados.

Para a continuidade/aprimoramento deste trabalho, sugerem-se pesquisas mais aprofundadas que viabilizem a implementação deste projeto e sua efetiva utilização em grande escala:

a) preparação de membranas biopoliméricas macroporosas;

c) ensaios utilizando sistema de filtração tangencial;

d) análises das membranas de quitosana com relação à resistência mecânica e química, bem como vida útil;

e) análises físico-químicas da cajuína, antes e após tratamento térmico, utilizando-se a filtração convencional e a microfiltração com membrana de quitosana; e

f) desenvolvimento de unidade-piloto para microfiltração em escala semi-industrial.

REFERÊNCIAS

ABNT – Associação Brasileira de Normas Técnicas, 2009.

ASSUNÇÃO, R. B. & MERCADANTE, A. Z. Carotenoids and ascorbic acid from cashew apple (anacardium occidentale l.): variety and geographic effects. Food Chemistry, 81 (4): 495-502, 2003.

BEPPU, M; SANTANA, C.; ARRUDA, E. Síntese e caracterização de estruturas densas e porosas de quitosana. Polímeros: Ciência e Tecnologia, p.163-169, 1999.

BOTTINO, A.; CAPANNELLI, G.; PETIT-BOM, P. et al. Pore size and pore-size distribution in microfiltration membranes. Separation Science and Technology, v. 26, p. 1315- 1327, 1991.

CHANDY, T.; SHARMA, C. P. Chitosan matrix for oral sustained delivery of ampicilin. Biomaterial, v. 12, n. 12, p. 65-70, 1993.

CHEN, R.; TSAIH, M. Effect of preparation method and characteristics of chitosan on the mechanical and release properties of the prepared capsule. Journal of Applied Polymer Science. V. 66, p. 161-169, 1997.

CHERYAN, M. Ultrafiltration handbook. Pennsylvania, Technomic Publishing Company, Inc. 1986.

COSTA, F. J. L., OLIVEIRA, J. A. P. O. & VASCONCELOS, P. M. Estudo da estabilidade do suco de caju límpido (cajuína . Anacardium occidentale L.), produção caseira do munícipio de Pacajús - CE. Boletim do Centro de Pesquisa e Processamento de Alimentos, 4 (1): 13- 20, 1986.

DARMADJI, P.; IZUMIMOTO, M. Effect of chitosan in meat preservation. Meat Sci., n. 38, p. 243-254, 1994.

DHANUJA, G.; SMITH, B.; SRIDHAR, S. Pervaporation of isopropanol-water mixtures through polyion complex membranes. Separation and Purification Technology. V. 44, p. 130-138, 2005.

DOMSZY, J. G. E.; ROBERTS, A. F. Evaluation of infrared spectroscopic technique for analyzing chitosan. Macromol. Chem., v. 186, p. 1671-1677, 1985.

DUREJA, H.; TIWARY, A. K.; GUPTA, S. Simulation of skin permeability in chitosan membranes. International Journal of Pharmaceutics, v.213, p.193-198, 2001.

EIDEM, C. A. Interaction of lead and chromium with chitin and chitosan. J. Appl. Polym. Sci., v. 25, p.1587-1588, 1980.

EMBRAPA. Cadeia produtiva do caju: diagnóstico e reflexões para o desenvolvimento. Fortaleza, 2007a.

EMBRAPA. Coleção agroindústria familiar: cajuína. Brasília, p. 10, 2007b.

FELT, O.; BURI, P.; GURNY, R. Chitosan: a unique polysaccharide for drug delivery. Drug Dev. Ind. Pharm., v. 24, p. 979-993, 1998.

FREEPONS, D. Enhancing food production whit chitosan seed-coating technology. In: MUZZARELLI, R.; JEUNIAUX, C.; GOODAY, G. W. (Ed.). Chitin in nature and technology. New York: Plenum Press, 1986. p. 129-139.

GOOSEN, M. E. A – “Applications of chitin and chitosan”, Technomic Publishing Company, Lancaster (1996).

HABERT, A. C.; BORGES, C. P.; NOBREGA, R. Processos de separação com membranas. Rio de Janeiro: COPPE / UFRJ, 2006.

HAMZA, A.; PHAM, V. A.; MATSUURA, T.; SANTERRE, J. P. Development of membranes with low surface energy to reduce the fouling in ultrafiltration applications. Journal of Membrane Science, v. 131, p. 217-227, 1997.

HAYES, E. R.; DAVIES, D. H. Characterization of chitosan. II: the determination of the degree of acetylation of chitosan and chitin. In: INTERNATIONAL CONFERENCE ON CHITIN/CHITOSAN, 1978, Cambridge.MA-MIT,1978. p. 406-420.

HIRANO, S. Chitin and chitosan. Elsevier, New York, 37-43, 1989. HONG, XIAO-YIN; J. M. S-Pure Appl.Chem., 10, 1459-1477. 1996. IBGE. Normas de apresentação tabular. 3. ed. Rio de Janeiro, 1993.

IBGE. Produção agrícola municipal: culturas temporárias e permanentes. Rio de Janeiro, v. 30, p.60, 2003.

JIRARATANANON, R.; CHANACHAI, A. A study of fouling in the ultrafiltration of passion fruit juice. Journal of Membrane Science, v. 111, p. 39-48, 1996.

KUMAR, S. Recent trends in use of nitrites in cured meats: a review. Indian Food Packer, v. 5, p. 84, 1982.

KURITA, K. Chemistry and application of chitin and chitosan. Polymer Degradation and Stability, v. 59, n. 1-3, p. 117-120, 1998.

LI, J.; REVOL, J. F. e MARCHESSAULT, R. H. J. Appl.Poly . 16, p. 83, 1998.

LL’INA, V.; VARLAMOV, V. Chitosan-based polylectrolyte complexes. Applied Biochemistry and microbiology. V. 41, p. 5-11, 2005.

MATHUR, N. K.; NARANG, C. K. Chitin and chitosan, versatile polysaccharides from marine animals. Journal of Chemical Education, v. 67, n. 11, p. 938-942, 1990.

MATTA, V.; CIANCI, F. C., SILVA, L. F. M., CABRAL, L. M. C. . Clarificação e concentração de suco de caju por processamentos com membranas. Ciência e Tecnologia de Alimentos, Campinas,25(3): 579-583, 2005.

MOORE, G. K.; ROBERTS, G. A. E. Determination of the degree of acetylation of chitosan. Int. J. Biol. Macromol., v. 2, p. 115-116, 1980.

MUSALE, D.; KUMAR, A.; PLEIZIER, G. Formation and characterization of poly(acrylonitrile)/chitosan composite ultrafiltration membranes. Journal of Membrane Science. V. 154, p. 163-173, 1999.

MUZZARELLI, R. A. A. Chitosan-based dietary foods. Carbohydr. Polym., v. 29, p. 309- 316, 1996.

MUZZARELLI, R. A. A. et al. N - (carboxymethylidene) chitosans and N - (carboxymethyl) chitosans: novel chelating polyampholytes obtained from chitosan glyoxylate. Carbohydr. Res., v. 107, p. 199-214, 1982.

MUZZARELLI, R. A. A.; ROCCHETTI, R. The determination of the degree of acetylation of chitosan by spectrophotometry. In: MUZZARELLI, R.; JEUNIAUX, C.; GOODAY, G. W. (Ed.). Chitin in nature and technology. New York: Plenum Press, 1986.

MUZZARELLI, R.; PARISER, E. Application of chitin and chitosan in wound-healing acceleration. Cambridge. Ed.MIT Press, 1978.

NETO, C. et al. Permeability studies in chitosan membranes. Effects of crosslinking and poly(ethylene oxide) addition. Carbohydrate Research. V. 340, p. 2630-2636, 2005.

NYSTRÖM, M.; KAIPIA, L.; LUQUE, S. Fouling and retention of nanofiltration membranes. Journal of Membrane Science, v. 98, p. 249 – 262, 1995.

OKAWA Y., KOBAYASHI M., SUZUKI SH., SUZUKI M. Comparative study of protective effects of chitin, chitosan and N-acetyl chitohexaose against Pseudomonas aeruginosa and Listeria monocytogenes infection in mice. Biol. Pharm Bull 2003, 26, 902-904.

PATEL, V.; AMIJI, M. Preparation and characterization of freeze-dried chitosan- poly(ethylene oxide) hidrogels for site specific antibiotic delivery in the stomach. Pharm. Research. V. 13, p. 588-593, 1996.

PENICHE-COVAS, C.; JIMÉNEZ, M. S. Characterization of silver-binding chitosan by thermal analysis and electron impact mass spectrometry. Carbohydr. Polym., v. 9, p. 249- 256, 1988.

PETER, M. G. Applications and environmental aspects of chitin and chitosan. Pure Appl. Chem., v. 32, p. 629-640, 1995.

PETRUS, J. C. C. Preparação, modificação e caracterização de membranas assimétricas para clarificação de suco de frutas. Tese de Doutorado, Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas. Campinas, 1997.

RINAUDO M, DOMARD A. Solution properties of chitosan. In: Skjak-Braek G, Anthonsen T, Sandford P, editors. Chitin and chitosan. Sources, chemistry, biochemistry, physical properties and applications. London and New York: Elsevier;. p. 71–86, 1989

ROBERTS, G. A. F. - “Chitin Chemistry”, The Macmillan Press, London (1992).

SAKURAI, K - Ultrafiltration chitosan membranes in Chitin Handbook (Ed. Muzzarelli, R.A.A. e Peter. M.G.), Via San Martino, Italy: Atec Edizioni, 445-450, 1997.

SANDFORD, P.A. Chitosan: commercial uses and potential applications. In: SKJAK- BRAEK, S. ANTHONSEN T., AND SANDFORD P. (Ed). Chitin and chitosan - Sources, chemistry, biochemistry, physical properties and applications. New York: Elsevier Applied Science, 1989.

SANTOS, J. E., SOARES, J. P., DOCKAL, E. R., CAMPANA FILHO, S. P., CAVALHEIRO, E. T. G. Caracterização de Quitosanas Comerciais de diferentes origens. Polímeros: Ciência e Tecnologia 13(4), 242, 2003

SCRANTON, A. B. J.; ARONSON, C. L. ACS Symposium: In American Chemical Society, Washington. P. 171-189, 1992.

SOARES, J. B. Caju: aspectos tecnológicos. Fortaleza. Banco do Nordeste do Brasil. 1986. 256 p.

SOUZA FILHO, M. S. M. Aspectos da avaliação física, química, físico-química e aproveitamento industrial de diferentes clones de caju (Anacardium occidentale, L.). Universidade Federal do Ceará. 196 p. 1987. (Tese de Mestrado).

AWWA/APHA, WEF. Standard methods for the examination of water and wastewater. 20.ed. Washington, 1998. 1.325 p.

THACHARODI, D; RAO, K. Collagen-chitosan composite membranes controlled transdermal delivery of nifedipine and propranolol hydrochloride. International Journal of Pharmaceutics. V. 134, p. 239-241, 1996.

THARANATHAN R.N. AND PRASHANTH K.V. H. Chitin/chitosan: modifications and their unlimited application potentialdan overview. Trends in Food Science & Technology 18, 117-131, 2007.

URAGAMI, T. - Preparation and characteristics of chitosan membranes in Chitin Handbook (Ed. Muzzarelli, R.A.A. e Peter. M.G.), Via San Martino, Italy: Atec Edizioni, 451-455, 1997.

YANG, T.; ZALL, R. Chitosan membrane for reverse osmose application. Journal Food Science. P.49-91, 1984

ZENG, X. et al. Pervaporation separation of ethanol-water mixtures using cross-linked chitosan/PAN membrane. Membranes Science Technology. p. 13-29, 1993.

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