• Nenhum resultado encontrado

De ns id ad e de b an da d e M M P 2 (r el at iv o ao G AP DH )

49 Foi analisado por Western blot a expressão da MMP-2 no coração e fígado de camundongos submetidos a dieta convencional ou hiperlipídica, infectados ou não pelo T. cruzi (Figura 21). Não foi observado diferença entre os grupos tanto para o tecido cardíaco (Figura 21 A) quanto hepático (Figura 21 C). Imagem representativa das bandas de MMP- 2 e GAPDH em filme de raio-X (Figura 21 B).

50 6 – Discussão

No presente estudo foi demonstrada a relação entre a infecção experimental pelo T. cruzi e a ação da dieta hiperlipídica (DH) sobre os parâmetros inflamatórios e de remodelame nto cardíaco via MMPs. Observou-se que a DH foi capaz de elevar a parasitemia, os níveis de TNF, IL-10, CCL2 e CCL5 no plasma, bem como promover a ativação de MMP2 no tecido cardíaco durante a fase aguda da infecção pelo T. cruzi. Na fase crônica, a ingestão da DH na presença da infecção promoveu redução dos mediadores inflamatórios TNF e CCL2, sendo que os níveis de IL-10, CCL5 e leptina permaneceram similares àqueles detectados nos animais não infectados.

É descrito que a dieta hiperlipídica aumenta a adipogenicidade e reduz a lipólise os quais afetam a parasitemia e o parasitismo no coração (NAGAJYOTHI et al. 2014). De forma direta ou indireta, este parasitismo quando elevado no tecido cardíaco propicia uma resposta inflamatória intensificada e promove um evento de adaptação ou remodelamento que, em geral, mostra-se associado à ativação das MMPs. Gutierres e colaboradores 2008, demonstraram que camundongos infectados com o T. cruzi possuiam a expressão e a atividade da MMP2 e MMP9 moduladas positivamente no tecido cardíaco durante a fase inicial da infecção, sendo este padrão associado às células inflamatórias recrutadas para o miocárdio. No mesmo estudo observou-se, ainda, que os níveis de TIMPs (inibidores de metaloproteinases) apresentaram-se elevados na infecção pelo T. cruzi. No entanto a ação desses inibidores foi insuficiente para evitar os danos causados pela presença do parasito, o que pode gerar destruição celular e consequente fibrose, tanto em modelos animais quanto em seres humanos (PENAS et al. 2013; OKAMOTO et al 2014). No presente estudo foi observada a participação das MMPs associada à infecção com a cepa VL-10 do T. cruzi. Esta cepa foi isolada de um paciente na fase crônica

51 indeterminada (SCHLEMPER et al 1983), sendo pouco virulenta (capacidade de multiplica ção) e pouco patogênica (capacidade de provocar lesões), o que pode ter refletido na atividade da MMP2 e não da MMP9 na fase aguda da infecção. A elevada atividade da MMP9 é relacionada a um prognóstico ruim, sendo associado à maior severidade da cardiopatia chagásica (OKAMOTO et al 2014). No entanto, a elevação de MMP2 em associação a DH e à infecção pelo T. cruzi traz a tona a discussão sobre o papel nutricional em populações afetadas pela doença de Chagas, assim como, na relação da maior ou menor participação da MMP-2 no processo de remodelamento e/ou desenvolvimento de cardiopatia associada ao T. cruzi.

Em paralelo ao estudo da interferência da DH junto à infecção pelo T. cruzi, não há como negligenciar a importância da resposta inflamatória no processo de controle tecidual do parasito e, consequentemente, na fisiopatologia. Estudos prévios demonstraram que distintos mediadores inflamatórios, principalmente citocinas inflamatórias e quimiocinas, induzidos pela infecção deste parasito ativam, recrutam e promovem uma auto-perpetuação do processo inflamatório culminando na destruição celular, hipóxia, deposição de colágeno, remodelame nto e perda da funcionalidade do tecido cardíaco (COURA et al. 2007, PAULA-COSTA et al. 2010, NOVAES et al. 2011). O T. cruzi possui a habilidade de ativar macrófagos, células dendríticas (DC’s) e células NK, sendo estes iniciadores da síntese de IL-12, IFN-y e TNF que são importantes na resistência do hospedeiro à infecção (CAMPOS et al. 2004, TALVANI e TEIXEIRA 2011). No entanto como demonstrado em estudos envolvendo outros parasitas (HAWN et al. 2002; CHEN et al 2002, SCANGA et al. 2002, ADACHI et al. 2001), o adaptador MyD88 parece ser a principal via de indução de citocinas inflamatórias que atuam para controlar a replicação do parasito durante a infecção (CAMPOS et al. 2004). Assim, no decorrer da infecção, a ativação de TLRs (receptores tipo toll) e o MyD88 são determinantes na interação do parasito com o hospedeiro e a consequente progressão da doença. Esta situação leva a

52 alterações sistêmicas, incluindo o desenvolvimento da miocardite frequentemente observada durante a infecção com o T. cruzi (CAMPOS et al. 2004, NOVAES et al. 2016). Os níveis elevados de TNF, IL10, CCL2 e CCL5 em camundongos submetidos a DH durante a fase aguda da infecção pelo T. cruzi demostram a estreita relação entre disponibilização de lipídeos advindos da alimentação, a síntese de mediadores inflamatórios e infecção. Neste caso, a DH poderia atuar como estímulo inflamatório prévio e sua coexistência com a infecção modularia positivamente a síntese de mediadores inflamatórios durante a fase aguda.

A leptina é uma adipocina sintetizada e secretada principalmente pelo tecido adiposo e possui vários efeitos sobre a regulação da ingestão alimentar, gasto de energia e metabolismo (PAZ-FILHO et al. 2016). Ela atua como um mediador a longo prazo do equilíbrio de energia, levando a supressão do consumo de alimentos e por conseguinte induzindo a perda de peso (KLOK et al 2007). Os receptores de leptina no cérebro são responsáveis pela regulação metabólica e são predominantemente encontrados no hipotálamo (PAZ-FILHO et al. 2016). No entanto, o papel desses receptores em outras regiões do cérebro permanece pouco compreendido, assim como o papel da leptina na infecção. Alguns trabalhos demonstraram que ela pode atuar na regulação do aumento da função fagocítica em macrófagos através da ativação de fosfolipases (LIU et al. 2008, NAGAJYOTHI et al. 2010). O que estaria relacionado com a síntese de citocinas pró-inflamatórias e alteração da imunidade mediada por células T (FAGGIONI et al 2000, SHEN et al. 2005). No presente estudo observou-se perda de peso, redução do consumo alimentar e baixos níveis de leptina nos animais infectados pelo T. cruzi. Fato também observado por Nagajiyothi et al 2010 em experimento com camundongos db/db infetados pelo T. cruzi, sugerindo que a sinalização da leptina no cérebro provocaria uma inversão da disfunção metabólica e resistência à infecção, pela reversão da hiperglicemia e/ou através de efeitos anti-inflamatórios.

53 Estudos têm demonstrado os efeitos do excesso de adiposidade sobre a resposta imune em modelos experimentais (TEIXEIRA, 2011; THATCHER et al. 2012; BECK, 2012). Embora trabalhos envolvendo dieta hiperlipídica frequentemente abordem problemas associados às desordens metabólicas, poucos objetivam o contexto das doenças infecto-parasitárias. Os adipócitos e o tecido adiposo representam um importante alvo e reservatório na infecção pelo

T. cruzi (NAGAJYOTHI et al. 2005). Este parasito possui grande afinidade por lipoprote ínas

do hospedeiro, sendo a taxa de invasão e progressão da doença dependentes, em parte, desses níveis lipídicos (CARADONNA et al 2013, JOHNDROW et al. 2014). Em particular, associado à infecção pelo Trypanosoma cruzi, tem-se mostrado que o metabolismo de ácidos graxos e glicose estão relacionados à infecção (SUNNEMARK et al. 2000, NAGAJYOTHI et al. 2013). De acordo com Tanovitz 1988, camundongos db / db obesos e diabéticos infectados pelo T.

cruzi exibem aumento na parasitemia e mortalidade. O que também foi observado nos anima is

submetidos à DH na fase aguda, assim como altos níveis de colesterol total. O consumo de dietas enriquecidas em gordura causa uma redução da função endotelial e pode estar relacionada a altos níveis de triglicerídeos, assim como colesterol e frações, os quais promoveriam danos às células do endotélio com menor produção de óxido nítrico (NO), causando hipertensão e eventos tromboembólicos (ROSINI, 2012). A hipótese levantada no presente estudo é a de que os altos níveis lipídicos poderiam favorecer a replicação do parasito interferindo indiretame nte na produção de citocinas pelas células e ditando o curso da patologia induzida pelo T. cruzi.

Por outro lado, a invasão do fígado pelo T. cruzi gera um efeito sobre o metabolismo da glicose causando hipoglicemia (TANOVITZ et al. 1988). Tripanosomatídeos são encontrados em células que apresentam maiores taxas de consumo de glicose. Esta característica poderia estar associada ao fato incomum de produzirem e excretarem compostos a partir do catabolismo

54 da glicose na forma fermentativa, ainda reduzida, mesmo sob condições de aerobiose, em vez de oxidar a glicose completamente a CO2 e água (MAUGERI et al. 2011). Neste estudo, os níveis de glicose nos animais infectados alimentados com a dieta hiperlipídica durante a fase aguda da infecção se apresentaram abaixo dos níveis medidos para os camundongos não infectados. Sabe-se que o T. cruzi utiliza a glicose presente nos seus hopedeiros vertebrados (CANNATA e CAZZULO 1984) o que neste caso poderia estar compensando a tolerância a glicose que pode ser observada associada a alimentação com dietas ricas em gordura. No entanto mais estudos são necéssários para o entendimento da real participação do parasito no metabolismo da glicose.

Finalmente, a fase crônica da infecção pelo T. cruzi é marcada pela parasitemia subpatente, persistência de parasitos nos tecidos e fibrose (ANDRADE et al. 1989, TALVANI e TEIXEIRA 2011). Em geral, há uma parcial redução da intensidade do processo inflamató rio cardíaco, apesar da persistência do parasito já ter sido demonstrado mesmo na fase crônica (PORTELA-LINDOSO e SHIKANAI-YASUDA et al. 2003). Exatamente por esta persistênc ia do estímulo antigênico, há uma constante produção de mediadores inflamatórios ainda que em menor expressão/produção (TALVANI et al. 2000). No presente estudo, durante a fase crônica da infecçao experimental com o T. cruzi, observou-se diminuição do TNF, CCL2, aumento do colesterol HDL, diminuição dos triglicerídeos e da esteatose hepática nos animais submetidos a DH e infectados pelo T. cruzi. Esta observação no modelo camundongo é consistente com o "paradoxo da obesidade" que tem sido descrito para algumas infecções crônicas, refletindo uma observação de que um maior estoque de gordura pode ter um efeito positivo sobre a evolução da doença (PRESCOTT et al. 2014). Sendo assim, a associação entre elevados níveis lipíd icos e desequilibrios metabólicos pode ter evoluído como uma resposta a "tempos de abundância ", quando as calorias extras poderiam ser usados para alterações metabólicas que permitem ao

55 hospedeiro lidar melhor com doenças infecciosas crônicas, tais como T. cruzi (NAGAJYOTHI et al 2014). No entanto, novos estudos envolvendo diferentes linhagens do parasita com diferentes características genéticas são necessários para o entendimento da imunopatogê nese associada à DH na infecção experimental T. cruzi e, só então, possibilitar uma análise de interface entre o que se observa no modelo experimental e em seres humanos que constantemente estão sujeitos à pressão exógena de diferentes dietas.

56 7 – Conclusão

A DH, administrada conjuntamente à infecção pela cepa VL-10 do T. cruzi, foi associada à imunopatogênese cardíaca e hepática em camundongos C57BL/6, possivelme nte pela elevação da síntese de TNF, IL-10, CCL2, CCL5 e das atividades da MMP2 no tecido cardíaco, na fase aguda da infecção enquanto na fase crônica esta dieta promoveu redução de TNF, CCL2 e do perfil lipídico sugerindo aparente proteção ao hospedeiro.

57 8 – Referências bibliográficas

Adachi K, Tsutsui H, Kashiwamura S, Seki E, Nakano H, Takeuchi KO, Okumura TK, Kaer LV, Okamura H. Plasmodium berghei infection in mice induces liver injury by an IL-12- and toll-like receptor/myeloid differentiation factor 88-dependent mechanism. J. Immunol. 2001 167:5928.

Andrade ZA & Andrade SG. Patologia. In: Brener, Z.& Andrade. Trypanosoma cruzi e Doença de Chagas. 1979; 6:214-218.

Andrade SG., Magalhães J B., & Pontes, AL. Terapêutica da fase crônica da infecção experimental pelo Trypanosoma cruzi com o Benzonidazol e o Nifurtimox. Revista da

Sociedade Brasileira de Medicina Tropical. 1989; 22(3), 113-118.

Andrade SG. Biological, biochemical and molecular features of Trypanosoma cruzi strains isolated from patients infected through oral transmission during a 2005 outbreak in the state of Santa Catarina, Brazil: its correspondence with the new T. cruzi Taxonomy Consensus 2009. Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 2011; 106:(8) 948-956.

Bauche IB, Mkadem SA, Pottier AM, et al. Overexpression of adiponectin targeted to adipose tissue in transgenic mice: impaired adipocyte differentiation. Endocrinology. 2007; 148(4): 1539–1549, 2007.

Baturcam E, Abubaker J, Tiss A, et al. Physical Exercise Reduces the Expression of RANTES and Its CCR5 Receptor in the Adipose Tissue of Obese Humans. Mediators of Inflammatio n. 2014; (2014): 13.

Basso B. Modulation of immune response in experimental Chagas disease. World J Exp Med. 2013; 20; 3(1): 1–10.

Bernardis LL; Patterson BD. Correlation between "Lee index" and carcass fat content in weanling and adult female rats with hypothalamic lesions. J. Endocrinol, 1968; 40:527-528. Brener Z. Therapeutic activity and criterion of cure on mice experimentally infected with

58 Brener Z. & Chiari E. Variações morfológicas observadas em diferentes amostras de trypanosoma cruzi. Rev. Inst. Med. Trop. 1963; 5:220-227.

Brener, Z. Andrade, Z. A. Trypanosoma cruzi e Doença de Chagas. Rio de Janeiro: 1979. Ed. Guanabara Koogan.

Brunt EM, Janney CG, Di Bisceglie AM, Neuschwander-Tetri BA, Bacon BR. Nonalcoholic steatohepatitis: a proposal for grading and staging the histological lesions. Am J Gastroenterol. 1999; 94(9):2467-74.

Caradonna KL, Engel JC, Jacobi D, Lee CH, Burleigh BA. Host metabolism regulates intracellular growth of Trypanosoma cruzi Cell Host Microbe. 2013; 13(1): 108–117.

Campos MA, Closel M, Valente EP, Cardoso JE, Akira S, Alvarez-Leite JI, Catherine Ropert C, Gazzinelli RT. Impaired Production of Proinflammatory Cytokines and Host Resistance to Acute Infection with Trypanosoma cruzi in Mice Lacking Functional Myeloid Differentia tio n Factor 88. The Journal of Immunology. 2004; 172(3): 1711-1718

Chagas C. Nova tripanozomiase humana. Estudos sobre a morfologia e o ciclo evolutivo do

Schizotrypanum cruzi agente etiológico de nova entidade mórbida do homem. Memórias do

Instituto Oswaldo Cruz. 1909; 1: 159-218.

Chen M, Aosai F, Norose K, Mun KS, Takeuchi O, Akira SA. Involvement of MyD88 in host defense and the down-regulation of anti-heat shock protein 70 autoantibody formation by MyD88 in Toxoplasma gondii infected mice. J. Parasitol. 2002; 88:1017.

Combs TP, Nagajyothi F, Mukherjee S. The adipocyte as an important target cell for

Trypanosoma cruzi infection. J Biol Chem. 2005; 24: 85-94.

Coura J R. Chagas disease: what is known and what is needed – a background article. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2007; 102(1): 113-122.

Dias JCP, Coura JR. Clínica e terapêutica da doença de Chagas: uma abordagem prática para o clínico geral. 1997; 4: 64-87.

Estrany ME, Proenza A, Gianotti M, Lladó I. High-fat diet feeding induces sex-dependent changes in inflammatory and insulin sensitivity profiles of rat adipose tissue. Cell Biochemistry and Function Cell Biochem Funct 2013; 31:504–510.

59 Fantuzzi G et al. Adipose tissue, adipokines and inflammation. J Allergy Clin Immunol 2005; 115(5):911-919.

Fares RCG, Gomes JAS, Garzonic LR. Matrix metalloproteinases 2 and 9 Are differentia lly expressed in patients with indeterminate and cardiac clinical forms of Chagas disease. Infectio n and Immunity. 2013; 18(10): 3600.

Ferreira A V M, Segatto M, Menezes Z. Evidence for Trypanosoma cruzi in adipose tissue in human chronic Chagas disease. Microbes and Infection. 2011; 13:1002-1005.

Folch J, Lees M, Sloane Stanley G H. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. J. Biol. Chem. 1957; 226: 497-509.

Garg N, Gerstner A, Bhatia V, DeFord J, Papaconstantinou J. Gene expression analysis in mitochondria from chagasic mice: alterations in specific metabolic pathways. Biochem J. 2004; 381:743–752.

Geurts N, Opdenakker G, Van DSPE. Matrix metalloproteinases as therapeutic targets in protozoan parasitic infections. Pharmacol. 2012; Ther. 133:257–279.

Ghanim H, Aljada A, Hofmeyer D, et al. Circulating mononuclear cells in the obese are in a proinflammatory state. Circulation. 2004; 110:1564–1571.

Gnacinska M, Malgorzewicz S, Stojek M, Lysiak-Szydlowska W, Sworczak K. Role of adipokines in complications related to obesity: a review. Adv Med Sci 2009; 54: 150–157. Guedes-da-Silva FH, Shrestha D, Salles BC, Figueiredo VP, Lopes LR, Dias L, Barcelos LS, Moura S, de Andrade SP, Talvani A. Trypanosoma cruzi antigens induce inflamma tory angiogenesis in a mouse subcutaneous sponge model. Microvasc Res. 2015; 97:130-6.

Gutierrez FR, Lalu MM, Mariano FS, Milanezi CM, Cena J, Gerlach RF, Santos JE, Torres- Dueñas D, Cunha FQ, Schulz R, Silva JS. Increased activities of cardiac matrix metalloproteinases matrix metalloproteinase MMP-2 and MMP-9 are associated with mortality during the acute phase of experimental Trypanosoma cruzi infection. J Infect Dis. 2008; 197(10):1468-76.

60 Gustafson B, Hammarstedt A, Andersson CX, Smith U. Inflamed adipose tissue: a culprit underlying the metabolic syndrome and atherosclerosis. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 27 2007:2276-2283.

Hawn, T. R., A. Ozinsky, D. M. Underhill, F. S. Buckner, S. Akira, A. Aderem. Leishmania

major activates IL-1α expression in macrophages through a MyD88-dependent pathway.

Microbes Infect. 2002; 4:763.

Henriques C, Henriques-Pons A, Meuser-Batista M, Ribeiro AS, de Souza W. In vivo imaging of mice infected with bioluminescent Trypanosoma cruzi unveils novel sites of infectio n. Parasit Vectors. 2014; 3;7:89.

Hotamilisgil GS, Murray DL, Choy LN, Spielgelman BN. Tumor necrosis fator alpha inhib its signaling from insulin receptor. Proc Natl Acad Sci U S A. 1994; 91:4854-8.

Hotamisligil GS. Inflammatory pathways and insulin action. Int J Obes Relat Metab Disord. 2003; 27:53-55.

Hussaarts L, García-Tardón N, van Beek L, Heemskerk MM, Haeberlein S, van der Zon GC, Ozir-Fazalalikhan A, Berbée JF, Willems van Dijk K, van Harmelen V, Yazdanbakhsh M, Guigas B2. Chronic helminth infection and helminth-derived egg antigens promote adipose tissue M2 macrophages and improve insulin sensitivity in obese mice. FASEB J. 2015; 29(7):3027-39.

Ilaviská, Association between the humane imune response and body mass index. Human Immunology. 2012.

Johndrow C1, Nelson R2, Tanowitz H3, Weiss LM3, Nagajyothi F4. Trypanosoma cruzi infection results in an increase in intracellular cholesterol. Microbes Infect. 2014 Apr;16(4):337-44.

Karlsson EA, Sheridan PA & Beck MA. Diet- induced obesity impairs the T cell memory response to influenza virus infection. J Immunol. 2010; 184, 3127–3133.

Klok MD, Jakobsdottir S, Drent ML. The role of leptin and ghrelin in the regulation of food intake and body weight in humans: a review. Obes Rev. 2007;8(1):21-34.

61 Kubota N, Terauchi Y, Miki H, Tamemoto H, Yamauchi T, Komeda K, et al. PPAR γ mediates high-fat diet-induced adipocyte hypertrophy and insulin resistance. Mol Cell. 1999;4(4):597– 609.

Kumada M, Kihara S, Ouchi N, kobayashi H, Okamoto Y, Ohashi K. Adiponectin especifica lly increase tisue inhibitor of metalloproteinase-1 throught interleukin-10 expression in humam macrofages. Circulation 2004; 109:2046-9.

Laplante M, Festuccia WT, Soucy G. Mechanisms of the depot specificity of peroxisome proliferator–activated receptor gamma action on adipose tissue metabolism. Diabetes 2006; 55: 2771–2778.

Liu L, Yang P, He H, Lin X, Jiang L, Chi W, Zhao C, Zhou H. Leptin increases in Vogt- Koyanagi-Harada (VKH) disease and promotes cell proliferation and inflammatory cytokine secretion. Br J Ophthalmol. 2008; 92:557–61.

Lomba A, Martinez JA, Garcia-Diaz DF, et al. Weight gain induced by an isocaloric pair-fed high fat diet: a nutriepigenetic study on FASN and NDUFB6 gene promoters. Mol Genet Metab 2010; 101: 273–278.

Lowry O, Rosebrough NJ, Farr AL, Randall RJ. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J Biol Chem. 1951; 193(1):265-75.

Malafaia G, Talvani A. Nutritional Status Driving Infection by Trypanosoma cruzi: Lessons from Experimental Animals. Journal of Tropical Medicine. 2011; 11:2011.

Masaki T, Chiba S, Tatsukawa H, Yasuda T, Noguchi H, Seiki M. Adiponectin protects LPS induced liver injury throught modulation of TNF-alpha in KK-Ay obese mice. Hepatology 2004; 40:177-84.

Maugeri DA, Joaquin J.B. Cannata JJC. Glucose metabolism in Trypanosoma cruzi. Essays In Biochemistry. 2011;24:51.

Medei EH, Nascimento JHM, Pedrosa RC, Carvalho ACC. Role of autoantibodies in the physiopathology of Chagas' disease. Arq Bras Cardiol. 2008; 91:257-62.

Melhorn SJ, Krause EG, Scott KA, et al. Acute exposure to a high-fat diet alters meal patterns and body composition. Physiol Behav 2010; 99: 33 –39.

62 Milanski M, Degasperi G, Coope A, Morari J, Denis R, Cintra DE. Saturated fatty acids produce an inflammatory response predominantly through the activation of TLR4 signaling in hypothalamus: implications for the pathogenesis of obesity. J Neurosci. 2009; 29:359-70. Milner JJ, Beck MA. 5th International Immunonutrition Workshop Micronutrie nts, immunology and inflammation: The impact of obesity on the immune response to infection Proceedings of the Nutrition Society. 2012; 71, 298–30.

Murphy G, Nagase H. Progress in matrix metalloproteinase research. Mol A of Med. 2008; 29(5):290–308.

Combs TP, Nagajyothi F, Mukherjee S, de Almeida CJ, Jelicks LA, Schubert W, Lin Y, Jayabalan DS, Zhao D, Braunstein VL, Landskroner-Eiger S, Cordero A, Factor SM, Weiss LM, Lisanti MP, Tanowitz HB, Scherer PE. The adipocyte as an important target cell for

Trypanosoma cruzi infection. J Biol Chem. 2005; 24;280(25):24085-94.

Nagaiyothi F, Desruisseaux MS, Thiruvur N. Trypanosoma cruzi infection of cultured adipocytes: results in an inflammatory phenotype. Obesity 2008; 16:1992-7.

Nagajyothi F, Zhao D, Machado FS, Weiss LM, Schwartz G, Desruisseaux MS. Crucial role of the central leptin receptor in murine Trypanosoma cruzi infection. J Infect Dis. 2010; 202(7): 1104–1113.

Nagajyothi F, Weiss LM, Silver DL, Desruisseaux MS, Scherer PE, Herz J, Tanowitz HB.

Trypanosoma cruzi utilizes the host low density lipoprotein receptor in invasion. PLoS Negl

Trop Dis. 2011 ;5(2):e953.

Nagajyothi F, Kuliawat R, Kusminski CM, Machado FS, Desruisseaux MS, Zhao D, Schwartz GJ, Huang H, Albanese C, Lisanti MP, Singh R, Li F, Weiss LM, Factor SM, Pessin JE, Scherer PE, Tanowitz HB. Alterations in glucose homeostasis in a murine model of Chagas disease. Am J Pathol. 2013; 182(3):886-94.

Nagajyothi F, Weiss LM, Zhao D, Koba W, Jelicks LA, Cui MH, Factor SM, Scherer PE, Tanowitz HB. High fat diet modulates Trypanosoma cruzi infection associated myocarditis. PLoS Negl Trop Dis. 2014; 2;8(10):3118.

63 Nieman D C, Henson D A, Nehlsen-Cannarella S L et al. Influence of obesity on immune function. J Am Diet Assoc. 1999; 99:294–299.

Novaes RD, Penitente AR, Gonçalves RV, Talvani A, Neves CA, Maldonado IRSC, I. Effects of Trypanosoma cruzi infection on myocardial morphology, single cardiomyocyte contractile function and exercise tolerance in rats Int J Exp Pathol. 2011; 92(5): 299–307.

Novaes RD, Gonçalves RV, Penitente AR, Bozi LH, Neves CA, Maldonado IR, Natali AJ, Talvani A. Modulation of inflammatory and oxidative status by exercise attenuates cardiac morphofunctional remodeling in experimental Chagas cardiomyopathy. Life Sci. 2016; 31: S0024-3205(16)30203-X.

Okamoto EE, Sherbuk JE, Clark EH et al, for the Chagas Disease Working Group in Bolivia and Peru. Biomarkers in Trypanosoma cruzi-infected and uninfected individuals with varying

Documentos relacionados