A microscopia por geração de segundo-harmônico trouxe novas informações sobre a matriz colágena do câncer de mama. Em geral, nossos resultados permitiram agrupar as neoplasias mamárias de acordo com os parâmetros das fibras colágeno. O grupo A, caracterizado por valores elevados para os parâmetros de colágeno, foi enriquecido por carcinomas lobulares clássicos e tubulares invasivos; o grupo B, com valores intermediários, foi enriquecido por carcinomas ductais invasivos, metaplásicos, apócrinos invasivos e micropapilífero; e o grupo C, com reduzidos valores, foi enriquecido por carcinomas medulares, mucinosos e papilares. Além disso, uma avaliação específica dos casos de carcinomas ductais invasivos demonstrou que a heterogeneidade dos parâmetros das fibras de colágeno permite a estratificação de risco, isto é, predizem o prognóstico. A o maior valor nos parâmetros de quantidade e uniformidade das fibras de colágeno se associaram ao pior prognóstico nos carcinomas ductais invasivos, principalmente no subtipo molecular luminal. Nossa contribuição foi inédita ao mostrar que mesmo dentre os casos de carcinomas ductais invasivos do tipo luminal, os parâmetros de colágeno ainda contribuem para a informação prognóstica. Além disto, o método de avaliação quantitativa do colágeno utilizado em nosso estudo não havia sido aplicado ao câncer de mama.
Independente do subtipo molecular e alterações genéticas encontradas em cada um dos subtipos histológicos de câncer de mama, os parâmetros das fibras de colágeno permitiram agrupamentos, inferindo que o comportamento biológico das células neoplásicas não são só dependentes das características genéticas como também da matriz extracelular, bem como o arcabouço de colágeno. Por outro lado, mesmo dentro de um mesmo subtipo histológico e molecular, podemos observar que há diferentes comportamentos em detrimento à estrutura de colágeno, fortalecendo ainda mais a hipótese do comportamento das células neoplásicas em relação ao microambiente tumoral.
Um importante ponto a se destacar é que nossos achados permitem inferir que a maior deposição de colágeno na matriz extracelular dos tumores de mama precipita um comportamento mais agressivo das células neoplásicas. Porém, esse dado só é válido para carcinomas ductais invasivos, principalmente para o subtipo
molecular luminal, assim como demonstrado em estudos anteriores [203–205]. Um outro ponto interessante é que estudos em neoplasias de outros sítios apoiam a relevância clínica dos parâmetros das fibras de colágeno, os quais se associam com o prognóstico, como é o caso das neoplasias do estômago [235], pâncreas [235], cólon-reto [235], entre outras.
No entanto, a relação entre pior prognóstico e valores elevados de parâmetros das fibras de colágeno não pode ser considerada de forma superficial ao se avaliar subtipos diferentes de tumores de um mesmo órgão. Por exemplo, parece haver um paradoxo quando avaliamos esses parâmetros em todos os subtipos histológicos de câncer de mama. Neste caso, pacientes com tipos histológicos pertencente ao grupo A não, necessariamente, têm um prognóstico reservado. Pelo contrário, pacientes com os tipos histológicos lobular clássico e tubular invasivos apresentam bom prognóstico e uma alta taxa de cura. Como não há estudos mais abrangentes sobre colágeno nesses tipos especiais, não temos ainda uma explicação para o fato.
Parece plausível que o efeito clínico das alterações quantitativas do colágeno deve refletir diferenças na fisiopatologia da matriz extracelular válida apenas para pacientes pertencentes a um mesmo subtipo e não de um subtipo comparado ao outro. Como justificativa para esta controvérsia vale lembrar que o comportamento do câncer resulta da interrelação entre célula e microambiente. Células com características moleculares diversas poderão comportar-se de maneira diferente dentro de uma mesma estrutura de colágeno. Porém, ainda não há estudos que demonstrem a responsividade celular de cada tipo histológico frente a uma determinada estrutura de colágeno.
Dentre as limitações deste estudo podemos destacar o baixo número de espécimes de câncer de mama do tipo especial, bem como o insuficiente acompanhamento clínico das pacientes. Estes fatores acarretaram baixo poder estatístico para algumas análises e ausência de avaliação prognóstica, o que prejudicou a estratificação de risco de recorrência e óbito quando considerados os parâmetros das fibras de colágeno. Outra importante limitação foi a ausência de material fresco/congelado dos espécimes, impedindo a avaliação molecular bem como elucidar as distintas interações entre as células neoplásicas e a estrutura de
colágeno. Apesar de contarmos com espécimes de carcinomas mamários do subtipo especial de mais de um centro de diagnóstico, alguns podem ser muito raros, particularmente por que avaliamos apenas os casos puros (i.e. casos mistos foram excluídos do estudo, para evitar efeitos da heterogeneidade tumoral nas análises). Desta forma, em relação aos subtipos especiais, mantivemos o objetivo de caracterizar os parâmetros de colágeno em relação aos dados já conhecidos da biologia de cada subtipo, o que não havia sido feito anteriormente. Futuros estudos deverão ser feitos para destrinchar o valor prognóstico dos parâmetros de colágeno em cada subtipo especial.
Em conclusão, nosso estudo permitiu distinguir 3 subtipos estruturais de colágeno presentes no câncer de mama, e inferimos que essa propriedade pode estar relacionada também com o prognóstico no tipo mais frequente. Por fim, é importante notar que não há na literatura grandes investigações sobre o microambiente tumoral no casos especiais de câncer de mama, sendo que esta pode fornecer informações úteis para estratificação de risco e resposta terapêutica. Nosso estudo abre perspectivas para muitas questões a serem investigadas através das avançadas tecnologias hoje disponíveis.
11. Considerações finais
Esse estudo contribui para a melhor caracterização fisiopatológica do câncer de mama, principalmente dos subtipos histológicos especiais, onde permitiu agrupar os diferentes subtipos de acordo com os parâmetros das fibras de colágeno, representando uma explicação plausível para a observação dos distintos perfis genéticos, porém com comportamento clínico semelhante. Demonstramos que o estudo do colágeno através da avaliação de imagens
obtidas na microscopia de SHG apresenta valor clínico, indicativo de prognóstico do microambiente tumoral no carcinoma mamário: altas quantidades de colágeno intratumoral está relacionado a pior prognóstico nos carcinomas ductais invasivos do subtipo imunoistoquímico luminal.
Demonstramos ainda que o estudo por imagens de microscopia de SHG é um método acurado e reprodutível para a avaliação dos parâmetros das fibras de colágeno no câncer de mama.
12. Referências
1 Ferlay J, Soerjomataram I, Dikshit R, et al. Cancer incidence and mortality worldwide: Sources, methods and major patterns in GLOBOCAN 2012. Int. J. Cancer 2015; 136; E359-E386.
2 Albeshan SM, Mackey M, Hossain SZ, et al. Breast cancer epidemiology in Gulf Cooperation Council countries: a regional and international comparison. Clin. Breast Cancer 2017.
3 Instituto Nacional de Cancer José Alencar Gomes da Silva. INCA - Instituto Nacional de Câncer - Estimativa 2016. Ministério da Saúde Inst. Nac. Cancer José Alencar Gomes da Silva 2016; 124.
4 Lee BL, Liedke PER, Barrios CH, et al. Breast cancer in Brazil: Present status and future goals. Lancet Oncol. 2012; 13.
5 Colditz GA RB. Cumulative risk of breast cancer to age 70 years according to risk factor status: data from the Nurses’ Health Study. Am J Epidemiol. 2000;
152; 950.
6 Mørch LS, Skovlund CW, Hannaford PC, et al. Contemporary Hormonal Contraception and the Risk of Breast Cancer. N. Engl. J. Med. 2017; 377; 2228-2239.
7 Hankinson SE, Colditz GA, Willett WC. The lifelong interplay of genes, lifestyle, and hormones. Breast Cancer Res. 2004; 6; 213-218.
8 Pollán M. Epidemiology of breast cancer in young women. Breast Cancer Res. Treat. 2010; 123; 3-6.
9 Kothari AS, Fentiman IS. 11. Breast cancer in young women. Int. J. Clin. Pract. 2002; 56; 184-187.
10 McPherson K, Steel CM, Dixon JM. ABC of breast diseases. Breast cancer- epidemiology, risk factors, and genetics. BMJ 2000; 321; 624-628.
11 Richards MA, Smith P, Ramirez AJ, et al. The influence on survival of delay in the presentation and treatment of symptomatic breast cancer. Br. J. Cancer 1999; 79; 858-864.
confirmação diagnóstica de lesões mamárias em mulheres atendidas em um centro de referência do Sistema Único de Saúde no Rio de Janeiro. 2009; 31; 75-81.
13 Trufelli DC, Miranda V da C, Santos MBB dos, et al. Análise do atraso no diagnóstico e tratamento do câncer de mama em um hospital público. Rev. Assoc. Med. Bras. 2008; 54; 72-76.
14 Passman LJ, Ramalho Ortigão Farias AM, Tomazelli JG, et al. SISMAMA— Implementation of an information system for breast cancer early detection programs in Brazil. The Breast 2011; 20; S35-S39.
15 ELLIS IO, GALEA M, BROUGHTON N, et al. Pathological prognostic factors in breast cancer. II. Histological type. Relationship with survival in a large study with long-term follow-up. Histopathology 2007; 20; 479-489.
16 Ketterhagen JP, Quackenbush SR, Haushalter RA. Tumor histology as a prognostic determinant in carcinoma of the breast. Surg. Gynecol. Obstet. 1984; 158; 120-123.
17 Elston CW, Ellis IO. Pathological prognostic factors in breast cancer. I. The value of histological grade in breast cancer: experience from a large study with long-term follow-up. Histopathology 1991; 19; 403-410.
18 BLOOM HJ, RICHARDSON WW. Histological grading and prognosis in breast cancer; a study of 1409 cases of which 359 have been followed for 15 years. Br. J. Cancer 1957; 11; 359-377.
19 Meyer JS, Alvarez C, Milikowski C, et al. Breast carcinoma malignancy grading by Bloom–Richardson system vs proliferation index: reproducibility of grade and advantages of proliferation index. Mod. Pathol. 2005; 18; 1067-1078. 20 Perou CM, Sørlie T, Eisen MB, et al. Molecular portraits of human breast
tumours. Nature 2000; 406; 747-752.
21 Sorlie T, Tibshirani R, Parker J, et al. Repeated observation of breast tumor subtypes in independent gene expression data sets. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2003; 100; 8418-8423.
22 Rouzier R, Pusztai L, Delaloge S, et al. Nomograms to predict pathologic complete response and metastasis-free survival after preoperative
chemotherapy for breast cancer. J. Clin. Oncol. 2005; 23; 8331-8339. 23 Vogelstein B, Fearon ER, Hamilton SR, et al. Genetic Alterations during
Colorectal-Tumor Development. N. Engl. J. Med. 1988; 319; 525-532.
24 Shackney SE, Silverman JF. Molecular evolutionary patterns in breast cancer. Adv. Anat. Pathol. 2003; 10; 278-290.
25 Wellings SR, Jensen HM. On the origin and progression of ductal carcinoma in the human breast. J. Natl. Cancer Inst. 1973; 50; 1111-1118.
26 Buerger H, Otterbach F, Simon R, et al. Different genetic pathways in the evolution of invasive breast cancer are associated with distinct morphological subtypes. J. Pathol. 1999; 189; 521-526.
27 O’Connell P, Pekkel V, Fuqua SA, et al. Analysis of loss of heterozygosity in 399 premalignant breast lesions at 15 genetic loci. J. Natl. Cancer Inst. 1998;
90; 697-703.
28 Burkhardt L, Grob TJ, Hermann I, et al. Gene amplification in ductal carcinoma in situ of the breast. Breast Cancer Res. Treat. 2010; 123; 757-765.
29 Buerger H, Otterbach F, Simon R, et al. Comparative genomic hybridization of ductal carcinomain situ of the breast?evidence of multiple genetic pathways. J. Pathol. 1999; 187; 396-402.
30 Wellings SR, Jensen HM, Marcum RG. An atlas of subgross pathology of the human breast with special reference to possible precancerous lesions. J. Natl. Cancer Inst. 1975; 55; 231-273.
31 Lee S, Mohsin SK, Mao S, et al. Hormones, receptors, and growth in
hyperplastic enlarged lobular units: early potential precursors of breast cancer. Breast Cancer Res. 2005; 8; R6.
32 Sanders ME, Schuyler PA, Dupont WD, et al. The natural history of low-grade ductal carcinoma in situ of the breast in women treated by biopsy only revealed over 30 years of long-term follow-up. Cancer 2005; 103; 2481-2484.
33 Page DL, Dupont WD, Rogers LW, et al. Intraductal carcinoma of the breast: Follow-up after biopsy only. Cancer 1982; 49; 751-758.
34 Page DL, Dupont WD, Rogers LW, et al. Continued local recurrence of
of the breast treated only by biopsy. Cancer 1995; 76; 1197-1200.
35 Evans AJ, Pinder SE, Snead DR, et al. The detection of ductal carcinoma in situ at mammographic screening enables the diagnosis of small, grade 3 invasive tumours. Br. J. Cancer 1997; 75; 542-544.
36 Abdel-Fatah TMA, Powe DG, Hodi Z, et al. High Frequency of Coexistence of Columnar Cell Lesions, Lobular Neoplasia, and Low Grade Ductal Carcinoma In Situ With Invasive Tubular Carcinoma and Invasive Lobular Carcinoma. Am. J. Surg. Pathol. 2007; 31; 417-426.
37 Muggerud AA, Hallett M, Johnsen H, et al. Molecular diversity in ductal
carcinoma in situ (DCIS) and early invasive breast cancer. Mol. Oncol. 2010; 4; 357-368.
38 Livasy CA, Perou CM, Karaca G, et al. Identification of a basal-like subtype of breast ductal carcinoma in situ. Hum. Pathol. 2007; 38; 197-204.
39 Clark SE, Warwick J, Carpenter R, et al. Molecular subtyping of DCIS:
heterogeneity of breast cancer reflected in pre-invasive disease. Br. J. Cancer 2011; 104; 120-127.
40 Bijker N, Meijnen P, Peterse JL, et al. Breast-Conserving Treatment With or Without Radiotherapy in Ductal Carcinoma-In-Situ: Ten-Year Results of European Organisation for Research and Treatment of Cancer Randomized Phase III Trial 10853—A Study by the EORTC Breast Cancer Cooperative Group and EORTC Radiotherapy Group. J. Clin. Oncol. 2006; 24; 3381-3387. 41 Fisher B, Land S, Mamounas E, et al. Prevention of invasive breast cancer in
women with ductal carcinoma in situ: an update of the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project experience. Semin. Oncol. 2001; 28; 400- 418.
42 Roses RE, Arun BK, Lari SA, et al. Ductal Carcinoma-In-Situ of the Breast with Subsequent Distant Metastasis and Death. Ann. Surg. Oncol. 2011; 18; 2873- 2878.
43 Simpson PT, Reis-Filho JS, Gale T, et al. Molecular evolution of breast cancer. J. Pathol. 2005; 205; 248-254.
in Breast Carcinomas. Cancer Epidemiol. Biomarkers Prev. 2006; 15; 1630- 1635.
45 Schuetz CS, Bonin M, Clare SE, et al. Progression-Specific Genes Identified by Expression Profiling of Matched Ductal Carcinomas In situ and Invasive Breast Tumors, Combining Laser Capture Microdissection and Oligonucleotide Microarray Analysis. Cancer Res. 2006; 66; 5278-5286.
46 Bergamaschi A, Kim YH, Wang P, et al. Distinct patterns of DNA copy number alteration are associated with different clinicopathological features and gene- expression subtypes of breast cancer. Genes, Chromosom. Cancer 2006; 45; 1033-1040.
47 Wennmalm K, Calza S, Ploner A, et al. Gene expression in 16q is associated with survival and differs between Sørlie breast cancer subtypes. Genes, Chromosom. Cancer 2007; 46; 87-97.
48 Roylance R, Gorman P, Papior T, et al. A comprehensive study of
chromosome 16q in invasive ductal and lobular breast carcinoma using array CGH. Oncogene 2006; 25; 6544-6553.
49 Zhao H, Langerød A, Ji Y, et al. Different Gene Expression Patterns in Invasive Lobular and Ductal Carcinomas of the Breast. Mol. Biol. Cell 2004; 15; 2523- 2536.
50 Korkola JE, DeVries S, Fridlyand J, et al. Differentiation of lobular versus ductal breast carcinomas by expression microarray analysis. Cancer Res. 2003; 63; 7167-7175.
51 Sørlie T, Tibshirani R, Parker J, et al. Repeated observation of breast tumor subtypes in independent gene expression data sets. Proc. Natl. Acad. Sci. 2003; 100; 8418-8423.
52 Emerman JT, Pitelka DR. Maintenance and induction of morphological differentiation in dissociated mammary epithelium on floating collagen membranes. In Vitro 1977; 13; 316-328.
53 Streuli CH, Bissell MJ. Expression of extracellular matrix components is regulated by substratum. J. Cell Biol. 1990; 110; 1405-1415.
COMMON FOWL.). J. Exp. Med. 1910; 12; 696-705.
55 Hamburger V, Hamilton HL. A series of normal stages in the development of the chick embryo. J. Morphol. 1951; 88; 49-92.
56 Ebert JD, Wilt FH. Animal Viruses and Embryos. Q. Rev. Biol. 1960; 35; 261- 312.
57 Coates H, Borsos T, Foard M, et al. Pathogenesis of Rous sarcoma virus in the chick embryo with particular reference to vascular lesions. Int. J. cancer 1968;
3; 424-439.
58 Dolberg DS, Bissell MJ. Inability of Rous sarcoma virus to cause sarcomas in the avian embryo. Nature 1984; 309; 552-556.
59 Paget S. THE DISTRIBUTION OF SECONDARY GROWTHS IN CANCER OF THE BREAST. Lancet 1889; 133; 571-573.
60 Bissell MJ, Hall HG, Parry G. How does the extracellular matrix direct gene expression? J. Theor. Biol. 1982; 99; 31-68.
61 Weaver VM, Petersen OW, Wang F, et al. Reversion of the malignant phenotype of human breast cells in three-dimensional culture and in vivo by integrin blocking antibodies. J. Cell Biol. 1997; 137; 231-245.
62 Joyce JA, Fearon DT. T cell exclusion, immune privilege, and the tumor microenvironment. Science 2015; 348; 74-80.
63 Spill F, Reynolds DS, Kamm RD, et al. Impact of the physical
microenvironment on tumor progression and metastasis. Curr. Opin. Biotechnol. 2016; 40; 41-48.
64 Korneev K V., Atretkhany K-SN, Drutskaya MS, et al. TLR-signaling and
proinflammatory cytokines as drivers of tumorigenesis. Cytokine 2017; 89; 127- 135.
65 Thomas ML, Coyle KM, Sultan M, et al. Chemoresistance in Cancer Stem Cells and Strategies to Overcome Resistance. Chemother. Open Access 2014;
3.
66 Conrad CA, Fueyo J, Gomez-Manzano C. Intratumoral heterogeneity and intraclonal plasticity: from warburg to oxygen and back again. Neuro. Oncol. 2014; 16; 1025-1026.
67 Chan R, Sethi P, Jyoti A, et al. Investigating the Radioresistant Properties of Lung Cancer Stem Cells in the Context of the Tumor Microenvironment. Radiat. Res. 2016; 185; 169-181.
68 PUCCIARELLI D, LENGGER N, TAKÁČOVÁ M, et al. Hypoxia increases the heterogeneity of melanoma cell populations and affects the response to vemurafenib. Mol. Med. Rep. 2016; 13; 3281-3288.
69 Mumenthaler SM, Foo J, Choi NC, et al. The Impact of Microenvironmental Heterogeneity on the Evolution of Drug Resistance in Cancer Cells. Cancer Inform. 2015; 14s4; CIN.S19338.
70 Martin JD, Fukumura D, Duda DG, et al. Reengineering the Tumor
Microenvironment to Alleviate Hypoxia and Overcome Cancer Heterogeneity. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2016; 6; a027094.
71 Gentric G, Mieulet V, Mechta-Grigoriou F. Heterogeneity in Cancer
Metabolism: New Concepts in an Old Field. Antioxid. Redox Signal. 2017; 26; 462-485.
72 Tadeo I, Berbegall AP, Navarro S, et al. A stiff extracellular matrix is associated with malignancy in peripheral neuroblastic tumors. Pediatr. Blood Cancer 2017;
64; e26449.
73 Fuzer AM, Lee S-Y, Mott JD, et al. [10]-Gingerol Reverts Malignant Phenotype of Breast Cancer Cells in 3D Culture. J. Cell. Biochem. 2017; 118; 2693-2699. 74 Guerra L, Odorisio T, Zambruno G, et al. Stromal microenvironment in type VII
collagen-deficient skin: The ground for squamous cell carcinoma development. Matrix Biol. 2017; 63; 1-10.
75 Kopanska KS, Alcheikh Y, Staneva R, et al. Tensile Forces Originating from Cancer Spheroids Facilitate Tumor Invasion. Engler AJ, ed. PLoS One 2016;
11; e0156442.
76 Gjorevski N, Sachs N, Manfrin A, et al. Designer matrices for intestinal stem cell and organoid culture. Nature 2016; 539; 560-564.
77 Affo S, Yu L-X, Schwabe RF. The Role of Cancer-Associated Fibroblasts and Fibrosisin Liver Cancer. Annu. Rev. Pathol. Mech. Dis. 2017; 12; 153-186. 78 Romero-López M, Trinh AL, Sobrino A, et al. Recapitulating the human tumor
microenvironment: Colon tumor-derived extracellular matrix promotes angiogenesis and tumor cell growth. Biomaterials 2017; 116; 118-129.
79 Park J, Kim D-H, Kim H-N, et al. Directed migration of cancer cells guided by the graded texture of the underlying matrix. Nat. Mater. 2016; 15; 792-801. 80 McLane JS, Ligon LA. Stiffened Extracellular Matrix and Signaling from
Stromal Fibroblasts via Osteoprotegerin Regulate Tumor Cell Invasion in a 3-D Tumor in Situ Model. Cancer Microenviron. 2016; 9; 127-139.
81 Ma X-J, Dahiya S, Richardson E, et al. Gene expression profiling of the tumor microenvironment during breast cancer progression. Breast Cancer Res. 2009;
11; R7.
82 Allinen M, Beroukhim R, Cai L, et al. Molecular characterization of the tumor microenvironment in breast cancer. Cancer Cell 2004; 6; 17-32.
83 Qiu W, Hu M, Sridhar A, et al. No evidence of clonal somatic genetic
alterations in cancer-associated fibroblasts from human breast and ovarian carcinomas. Nat. Genet. 2008; 40; 650-655.
84 Hu M, Peluffo G, Chen H, et al. Role of COX-2 in epithelial-stromal cell interactions and progression of ductal carcinoma in situ of the breast. Proc. Natl. Acad. Sci. 2009; 106; 3372-3377.
85 Place AE, Jin Huh S, Polyak K. The microenvironment in breast cancer
progression: biology and implications for treatment. Breast Cancer Res. 2011;
13; 227.
86 Gudjonsson T, Adriance MC, Sternlicht MD, et al. Myoepithelial Cells: Their Origin and Function in Breast Morphogenesis and Neoplasia. J. Mammary Gland Biol. Neoplasia 2005; 10; 261-272.
87 Barsky SH, Karlin NJ. Myoepithelial Cells: Autocrine and Paracrine
Suppressors of Breast Cancer Progression. J. Mammary Gland Biol. Neoplasia 2005; 10; 249-260.
88 Hu M, Yao J, Carroll DK, et al. Regulation of In Situ to Invasive Breast Carcinoma Transition. Cancer Cell 2008; 13; 394-406.
89 Jotzu C, Alt E, Welte G, et al. Adipose tissue-derived stem cells differentiate into carcinoma-associated fibroblast-like cells under the influence of tumor-
derived factors. Anal. Cell. Pathol. 2010; 33; 61-79.
90 Kojima Y, Acar A, Eaton EN, et al. Autocrine TGF- and stromal cell-derived factor-1 (SDF-1) signaling drives the evolution of tumor-promoting mammary stromal myofibroblasts. Proc. Natl. Acad. Sci. 2010; 107; 20009-20014. 91 Hill R, Song Y, Cardiff RD, et al. Selective Evolution of Stromal Mesenchyme
with p53 Loss in Response to Epithelial Tumorigenesis. Cell 2005; 123; 1001- 1011.
92 Trimmer C, Sotgia F, Whitaker-Menezes D, et al. Caveolin-1 and mitochondrial SOD2 (MnSOD) function as tumor suppressors in the stromal
microenvironment. Cancer Biol. Ther. 2011; 11; 383-394.
93 Trimboli AJ, Cantemir-Stone CZ, Li F, et al. Pten in stromal fibroblasts suppresses mammary epithelial tumours. Nature 2009; 461; 1084-1091.
94 Trimis G, Chatzistamou I, Politi K, et al. Expression of p21waf1/Cip1 in stromal fibroblasts of primary breast tumors. Hum. Mol. Genet. 2008; 17; 3596-3600. 95 Kiaris H, Chatzistamou I, Trimis G, et al. Evidence for Nonautonomous Effect