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Neste estudo, optou-se pela utilização da técnica de tissue microarray (TMA) para obtenção dos blocos da amostra. Foi utilizada uma agulha de crochê para preparação dos blocos receptores do array, variação de uma adaptação de baixo custo desenvolvida anteriormente por nossa equipe (GURGEL et al., 2012) . O TMA oferece resultados bastante confiáveis e reprodutíveis e as adaptações utilizadas possibilitaram cortes histológicos representativos das amostras. A imunohistoquímica, por outro lado, apresentou dificuldades, notadamente pela preservação irregular (período de fixação em formalina a 10%) dos espécimes cirúrgicos. A utilização do sistema PT Link™-Dako na recuperação antigênica foi vital para a imunomarcação dos epítopos e foi necessária a concentração máxima recomendada pelos fabricantes, dos anticorpos, para a marcação dos controles positivos e dos casos.

A comparação de expressão dos três marcadores revelou maior frequência de positividade e maior grau de expressão (escores mais altos) nas secções histológicas de tumor , em comparação às células da mucosa normal, para ambas células avaliadas, tanto as epiteliais quanto os mononucleares do estroma. Em algumas situações essas diferenças foram estatisticamente significantes, como nas células epiteliais tumorais coradas pela MMP-14 e nas células epiteliais tumorais e mononucleares do microambiente tumoral coradas pela TIMP-2. Em outras situações, observou-se uma tendência à maior expressão no tumor, como nos mononucleares para a MMP-2. Possivelmente, uma maior amostragem poderia revelar significância na diferença agora observada para a MMP-2. Em resumo, a expressão dos três biomarcadores foi nitidamente superior, neste estudo, nas amostras de tumor comparadas à mucosa colônica normal, tanto em células neoplásicas quanto em mononucleares.

Ao se avaliar as possíveis associações entre a imunoexpressão dos biomarcadores e as variáveis clínico-patológicas, verificou-se, nos mononucleares, que a alta expressão de MMP- 14 no tumor primário foi maior nos casos sem metástases linfonodais (p=0,0353). Em carcinomas de mama, Pellikainen et al. (2004) encontraram resultado semelhante. Considerando que a MMP-14 inicia a ativação de outras metaloproteinases como a MMP-2 (BERNARDO; FRIDMANI, 2003; TRUDEL et al., 2008), estes achados são inesperados e sugerem que, nos carcinomas colorretais (e alguns carcinomas de mama, como relatado), a MMP-14 participa principalmente da invasão local destes tumores, mais do que de sua disseminação aos linfonodos.

Nas células neoplásicas, neste estudo, não foi encontrada relação entre a expressão de MMP-2, de MMP-14 e do TIMP-2 com as demais variáveis clínico-patológicas. De maneira semelhante, alguns autores não evidenciaram correlação entre a expressão de várias MMPs (inclusive 2 e 14) e algumas destas variáveis em câncer colorretal (SCHWANDNER, et al., 2007) e outros tipos de câncer (MENESES-GARCIA et al., 2008). Contudo, Mrena e colaboradores observaram associação entre alta expressão de MMP-2, sexo masculino, maior grau de invasão local e maior estadiamento em carcinomas gástricos (MRENA et al., 2006).

Em outros estudos como o de Kikuchi et al. (2000), a expressão de MMP-14 foi mais freqüente nos carcinomas profundamente invasivos (p = 0,007) e em casos de invasão vascular (p= 0,02). A frequência de detecção de MMP-2 no estroma foi muito maior nos casos em que houve invasão vascular (42%) do que nos casos sem invasão (20%, p= 0,02). Eles verificaram ainda que a taxa de detecção de TIMP-2 no citoplasma da célula tumoral aumentou com a profundidade da invasão (p= 0,03) e que TIMP-2 no estroma foi encontrada mais freqüentemente em tumores com invasão linfática e metástase linfonodal (p<0,05). Ainda segundo esse estudo foram encontradas associações significantes entre a detecção de MMP-14 e MMP-2 (P <0,05), de MMP-14 e TIMP-2 (P <0,01), e da MMP-2 e TIMP- 2 (P <0,01) no citoplasma das células tumorais (KIKUCHI et al., 2000).

Já os resultados do estudo de Murashige et al. (1996) revelaram que os níveis de RNAm de MMP-2 foram maiores nos tumores colorretais primários do que nos tecidos normais adjacentes e que os níveis de RNAm para TIMP-2 e MMP-2 foram mais elevados nas metástases do que em tecidos normais colorretais. Os estudos de Mysliwiec e Ornstein. (2002) assim como o de Murashige et al. ( 1996) mostraram que os níveis de RNAm de MMP-2 foram significativamente elevados em tumores (em comparação com o tecido normal) .

Em relação à MMP-2, neste estudo, foi encontrado que a imunoexpressão de MMP-2 nas células neoplásicas foi negativa em todos os casos tanto nos tumores primários quanto nos metastáticos. Isso se deve possivelmente a uma menor concentração da enzima nas células neoplásicas em relação aos mononucleares associado à problemas de fixação da amostra. Quanto aos mononucleares, a positividade em 29% dos tumores primários e 50% das metástases em linfonodos sugere maior concentração desta MMP nestas células, em relação às células neoplásicas. A observação de que os mononucleares coram-se muito mais que as células neoplásicas mostra claramente a importância do microambiente tumoral no processo de invasão local e progressão tumoral do câncer.

A maior positividade de expressão de MMP-2 em células do estroma em relação às células neoplásicas tem sido descrito por outros autores, em carcinomas colorretais (SCHWANDNER et al., 2007) e de outros órgãos (PELLIKAINEN et al., 2004; TÊTU et al., 2006; TRUDEL et al., 2008). Schwandner et al. (2007) mostraram que a MMP-2 foi localizada por imunocoloração no citoplasma de células de tumor e no estroma. A imunoreatividade de MMP-2 em células estromais foi positiva em 72 de 94 casos (77%), na maior parte próximo às células tumorais, enquanto nas células tumorais foi observada em apenas 33 (35%) dos casos. A maior freqüência de positividade nos macrófagos em linfonodos, comparados aos do tumor primário, por nós observada, foi também descrita no relato de Wang et al. (2008) para o câncer gástrico. Relatos referentes ao câncer colorretal, nesta comparação, não foram evidenciados neste levantamento bibliográfico.

Em outros estudos como o de Hilska et al. (2007) foi encontrado que concentrações teciduais de MMP-2 estão aumentados em comparação com o tecido intestinal normal. Segundo Kim et al. (2006), em tumores do cólon e reto, níveis de MMP-2 foram maiores do que na mucosa normal correspondente.

Quanto à imunoexpressão de MMP-14 neste estudo, nas células neoplásicas, observou-se positividade na totalidade dos tumores primários e quase todos os casos (exceto um caso negativo) nos metastáticos. Nos mononucleares a imunoexpressão também foi predominantemente positiva, tanto nos tumores primários quanto nos metastáticos. Grande número de casos apresentou escores 2 e 3 nos dois tipos celulares e nos dois sítios anatômicos. Considerada a ativadora primordial de várias MMPs, inclusive de MMP-2, a MMP-14 tem expressão em geral elevada em vários tipos de câncer, cujo aumento está diretamente associado à elevação da expressão de MMP-2 e à diminuição dos inibidores tissulares de MMPs como TIMP-2 (ORNSTEIN; COHN, 2002; TÊTU et al., 2006; SATO; TAKINO, 2010; AL-RAAWIL et al., 2011).

Segundo Asano et al. (2008) em comparação com a mucosa normal, os tecidos com câncer geralmente apresentam níveis mais elevados de expressão de MMPs. Em seu relato, diferenças altamente significativas foram confirmados para a MMP-14 (P <0,01, Mann- Whitney U.) O estudo de Schwandner et al. (2007) mostrou que a MMP-14 foi localizada no citoplasma de células tumorais e não foi expressa no estroma e nos tecidos normais. A expressão de MMP-14 foi positiva em cerca de metade dos casos. A expressão de MMP-14 foi correlacionada com a expressão epitelial de MMP-2 (p= 0,036) e com a expressão de TIMP-2 de (p=0.002) (SCHWANDNER et al., 2007).

Quanto à imunoexpressão de TIMP-2 nesta amostra, nas células neoplásicas, foi observado que nos tumores primários predominou a positividade em 2/3 dos casos. Nos linfonodos a imunoexpressão foi positiva em todos os casos . A imunoexpressão de TIMP-2 nos mononucleares foi predominantemente positiva nos tumores primários e positiva em todos os casos, nos metastáticos. Em outros estudos como o de Baker et al. (2003) foi encontrado que níveis teciduais de TIMP-2 na mucosa normal foram maiores do que as observadas no tecido tumoral. O estudo de Kim et al., (2006) mostrou resultados semelhantes, pois a expressão de TIMP-2 em tecidos de cancer colorretal foi significativamente menor do que na correspondente mucosa normal (p = 0,0008) .

Os resultados são controversos: segundo o estudo realizado por Asano et al. (2008), as expressões de TIMP-1 ,TIMP-2, TIMP-3 E TIMP-4 em tecidos cancerosos foram quase nos níveis equivalentes da mucosa colônica normal. A expressão de TIMP-2 nos dois tipos celulares também é descrita na literatura, em câncer colorretal e de outros sítios (KIKUCHI et al., 2000; TÊTU et al., 2006), principalmente em células do estroma (KIKUCHI et al., 2000; TRUEDEL et al., 2008). O papel de TIMP-2 em sua relação com as MMPs é também considerado, por alguns, controverso. TIMP-2 forma um complexo ternário com MMP-14 e MMP-2 e é um potente inibidor de ambas, mas ao mesmo tempo, altos níveis de TIMP-2 se correlaciona positivamente com prognóstico desfavorável em pacientes com câncer (BERNARDO; FRIDMANI, 2003; STRONGIN, 2010).

Em relação aos 3 imunomarcadores não houve diferença na expressão de MMPs e TIMP-2 entre os carcinomas de colo direito e esquerdo, ou seja, estes biomarcadores participam da carcinogênese de ambas as localizações de carcinoma colorretal, sem predominar em algum deles. A freqüente expressão de MMP-2 e sobretudo MMP-14 e TIMP-2, encontrada indistintamente nos carcinomas de colo direito ou esquerdo sugere que estas enzimas participam de forma importante na progressão tumoral do carcinoma colorretal, mas que não participam diferencialmente entre os carcinomas de ambas regiões anatômicas intestinais (direita mais que esquerda ou vice-versa). Não foram encontradas publicações relativas aos achados encontrados, na literatura pesquisada.

Considerações Finais

MMP-14, MMP-2 e TIMP-2 estão frequentemente expressos em carcinomas colorretais, em suas sedes primária e principalmente nas metástases linfonodais, o que sugere participação decisiva destas proteases na invasão local e progressão tumoral destes

carcinomas. A preponderância de imunomarcação destes biomarcadores em mononucleares, principalmente macrófagos, em relação a imunomarcação das células neoplásicas, reforça a importância do microambiente tumoral no desenvolvimento das neoplasias. Tendo em vista a baixa imunomarcação de MMP-2 nas amostras de tecido analisadas é sugerido uma reavaliação deste imunomarcador utilizando-se anticorpos monoclonais de outros fabricantes. É recomendado para próximos trabalhos a utilização de tecidos com melhor fixação e que estejam bem conservados a fim de se evitar perdas de um grande número de casos pelos critérios de exclusão. O estudo da expressão das Metaloproteinases e de seus inibidores no câncer colorretal comparando-se a expressão dos mesmos em cada região anatômica do colo representa um assunto novo na oncologia e por isso é sugerido e incentivado a realização de outros trabalhos que avaliem a expressão de outras MMPs e TIMPs no câncer colorretal.

6 CONCLUSÕES

1. MMP-14 e TIMP-2 estão expressos frequentemente em carcinomas colorretais primários e nas respectivas metástases linfonodais, o que sugere participação destas proteases na invasão local e na progressão tumoral destes carcinomas. 2. A imunoexpressão semelhante em freqüência e intensidade de MMP-14, MMP-2 e

TIMP-2, nos carcinomas colorretais de localização direita ou esquerda, sugere que estas enzimas não estão vinculadas de forma específica ao desenvolvimento dos cânceres intestinais, em relação à lateralidade da localização anatômica dos mesmos.

3. A imunomarcação mais intensa de MMP-14 em tumores primários sem metástases linfonodais sugere que esta enzima participa de maneira predominante na invasão tumoral local colônica e em menor grau da progressão tumoral-linfonodal.

4. A imunomarcação intensa predominante de MMP-14, MMP-2 e TIMP-2 em mononucleares, a maioria dos quais representada por macrófagos (TAMs), em relação à expressão destes biomarcadores nas células neoplásicas, reforça a importância do microambiente tumoral para o desenvolvimento das neoplasias.

REFERÊNCIAS

AITKEN, K. J.; BÄGLI, D. J. The bladder extracellular matrix. Part I: architecture, development and disease. Nat. Rev. Urol., v. 6, p. 596–611, 2009.

AL-RAAWI1, D.; ABU-EL-ZAHAB, H.; EL-SHINAWI, M.; MOHAMED, M. M. Membrane type-1 matrix metalloproteinase (MT1-MMP) correlates with the expression and activation of matrix metalloproteinase-2 (MMP-2) in inflammatory breast cancer. Int. J. Clin.

Exp. Med., v.4, n.4, p.265-275, 2011.

ALTADILL, A.; EIRO, N.; GONZALEZ, L. O.; JUNQUERA, S.; GONZALEZ- QUINTANA, J. M.; SANCHEZ, M. R.; ANDICOECHEA, A.; SARO, C.; RODRIGO. L.; VIZOSO, F. J .Comparative Analysis of the Expression of Metalloproteases and Their Inhibitors in Resected Crohn’s Disease and Complicated Diverticular Disease. Inflamm. Bowel Dis., v. 18, n. 1, 2012.

AUCLAIR, J.; VAISSIERE, T.; DESSEIGNE, F.; LASSET, C.; BONADONA, V.; GIRAUD, S. et al. Intensity dependent constitutional MLH1promoter methylation leads to early onset of colorectal cancer by affecting both alleles. Genes Chromosomes Cancer, v. 50, n. 3, p.178-185, 2011.

BACIU, P. C.; SULEIMAN, E. A.; DERYUGINA, E. I.; STRONGIN, A. Y. Membrane type- 1 matrix metalloproteinase (MT1-MMP) processing of pro-alphav integrin regulates cross- talk between alphavbeta3 and alpha2beta1 integrins in breast carcinoma cells. Exp. Cell Res., v. 291, p. 167–175, 2003.

BAKER, A. H.; EDWARDS, D. R.; MURPHY, G. Metalloproteinase inhibitors: biological actions and therapeutic opportunities. J. Cell Sci., v. 115, p. 3719–3727, 2002.

BELLIZZI, A. M.; FRANKEL, W. L. Colorectal cancer due to deficiency in DNA mismatch repair function: a review. Adv. Anat. Pathol., v.16, n. 6, p. 405-417, 2009.

BENEDIX, F.; MEYER, F.; KUBE, R.; GASTINGER, I.; LIPPERT, H. Right- and Left- Sided Colonic Cancer - Different Tumour Entities. Zentralbl. Chir., v. 135, n. 4, p.312-317, 2010.

BERGERS, G.; BREKKEN, R.; MCMAHON, G.; VU, T. H.; ITOH, T.; TAMAKI, K.; TANZAWA, K.; THORPE, P.; ITOHARA, S.; WERB, Z.; HANAHAN, D. Matrix metalloproteinase-9 triggers the angiogenic switch during carcinogenesis. Nat. Cell Biol., v. 2, p. 737–744, 2000.

BERNARDO, M. M.; FRIDMANI, R. TIMP-2 (tissue inhibitor of metalloproteinase-2) regulates MMP-2 (matrix metalloproteinase-2) activity in the extracellular environment after pro-MMP-2 activation by MT1 (membrane type 1)-MMP. Biochem. J., v. 374, p.739–745, 2003.

BHOWMICK, N. A.; NEILSON, E. G.; MOSES, H. L. Stromal fibroblasts in cancer initiation and progression. Nature, v. 432, p. 332–337, 2004.

BODE, W.; MASKOS, K. Structural studies on MMPs and TIMPs. Methods Mol. Biol., v.151, p. 45-77, 2011.

BOLAND, C. R.; GOEL, A. Microsatellite instability in colorectal cancer. Gastroenterology, v. 138, n. 6, p. 2073-2087, 2010.

BONFIL, R. D.; DONG, Z.; TRINDADE FILHO, J. C.; SABBOTA, A.; OSENKOWSKI, P.;NABHA, S.; YAMAMOTO, H.; CHINNI, S. R.; ZHAO, H.; MOBASHERY, S.;VESSELLA, R. L.; FRIDMAN, R.; CHER, M. L. Prostate cancer-associated membrane type1 – matrix metalloproteinase. A pivotal role in bone response and intraosseous tumor growth. Am. J. Pathol., v. 170, p. 2100-2111, 2007.

BOURBOULIA, D.; STETLER-STEVENSON, W. G. Matrix metalloproteinases (MMPs) and tissue inhibitors of metalloproteinases (TIMPs): positive and negative regulators in tumor cell adhesion. Semin. Cancer Biol., v. 20, p.161–168, 2010.

BREW, K.; NAGASE, H. The tissue inhibitors of metalloproteinases (TIMPs): an ancient family with structural and functional diversity. Biochim. Biophys. Acta, v.1803, p. 55–71, 2010.

BURRAGE, P. S.; MIX, K. S.; BRINCKERHOFF, C. E. Matrix metalloproteinases: role in arthritis. Front Biosci., v.11, p. 529-543, 2006.

BUTCHER, D. T.; ALLISTON, T.; WEAVER, V. M. A tense situation: Forcing tumour progression. Nat. Rev. Cancer, v. 9, p. 108–122, 2009.

BUSKENS, C. J.; SIVULA, A.; VAN REES, B. P.; HAGLUND, C.; OFFERHAUS, G.J.A., VAN LANSCHOT, J. J. B.; RISTIMÄKI, A. Comparison of cyclooxygenase 2 expression in adenocarcinomas of the gastric cardia and distal oesophagus. Gut, v. 52, p. 1678-1683, 2003. CAUWE, B.; VAN DEN STEEN, P. E.; OPDENAKKER, G. The biochemical, biological, and pathological kaleidoscope of cell surface substrates processed by matrix metalloproteinases. Crit. Rev. Biochem. Mol. Biol., v. 42, p. 113–185, 2007.

CHOW, E.; MACRAE, F. A review of juvenile polyposis syndrome. J. Gastroenterol.

Hepatol., v. 20, n. 11, p. 1634-1640, 2005.

CRUZ-MUNOZ, W.; KHOKHA, R. The role of tissue inhibitors of metalloproteinases in tumorigenesis and metastasis. Crit. Rev. Clin. Lab. Sci., v. 45, p. 291–338, 2008.

DAN, H.; ZHANG, Y.; ZHANG, Y. L.; WANG, Y.; LAI, Z.; YANH, Y.; CUI, H.; JIAN, Y.; GENG, J.; DING, Y.; GUO, C.; ZHOU, D. A novel method for preparation of tissue microarray. World J. Gastroenterol., v. 10, p. 579–582, 2004.

DERYUGINA, E. I.; QUIGLEY, J. P. Pleiotropic roles of matrix metalloproteinases in tumor angiogenesis: contrasting, overlapping and compensatory functions. Biochim.

DOMINIQUE TRUDEL, D.; YVES FRADET, Y.; MEYER, F.; HAREL, F.; BERNARD, M. S. C. C.; TÊTU, B. Membrane-type-1 matrix metalloproteinase, matrix metalloproteinase 2, and tissue inhibitor of matrix proteinase 2 in prostate cancer: identification of patients with poor prognosis by immunohistochemistry. Hum. Pathol., v. 39, 731–739, 2008.

DONG, B.; SATO, M.; SAKURADA, A.; SAGAWA, M.; ENDO, C.; WU, S.;YAMANAKA, S.; HORII, A.; KONDO, T. Computed tomographic images reflect the biologic behavior of small lung adenocarcinoma: they correlate with cell proliferation,microvascularization, cell adhesion, degradation of extracellular matrix, and K- ras mutation. J. Thorac. Cardiovasc. Surg., v. 130, p. 733-739, 2005.

DUONG, T. D.; ERICKSON, C. A. MMP-2 plays an essential role in producing epithelial- mesenchymal transformations in the avian embryo. Dev. Dyn., v. 229, p. 42–53, 2004.

EGEBLAD, M.; NAKASONE, E. S.; WERB, Z. Tumors as organs: complex tissues that interface with the entire organism. Dev. Cell, v. 18, p. 884–901, 2010.

EGEBLAD, M.; WERB, Z. New functions for the matrix metalloproteinases in cancer progression. Nat. Rev. Cancer, v. 2, n. 3, p.161-174, 2002.

FATA, J. E.; HO, A. T.; LECO, K. J.; MOOREHEAD, R. A.; KHOKHA, R. Cellular turnover and extracellular matrix remodeling in female reproductive tissues: functions of metalloproteinases and their inhibitors. Cell Mol. Life Sci., v. 57, n. 1, p. 77-95, 2000.

FEIGIN, M. E.; MUTHUSWAMY, S. K. Polarity proteins regulate mammalian cell-cell junctions and cancer pathogenesis. Curr. Opin. Cell Biol., v. 21, p. 694–700, 2009.

FELIN, C.; ROCHA, A., FELIN, I.; GRIVICICH, I. Expressão das metaloproteinases 2 e 9 em adenocarcinoma colorretal. Rev. Amrigs , Porto Alegre, v.52 , n. 4, p.91-297, 2008. FIORINO, G.; ROVIDA, S.; CORREALE, C.; MALESCI, A.; DANESE, S. Emerging biologics in the treatment of inflammatory bowel disease: what is around the corner? Curr.

Drug. Targets, v.11, n. 2, p. 249-260, 2010.

GHAJAR, C. M.; BISSELL, M. J. Extracellular matrix control of mammary gland morphogenesis and tumorigenesis: Insights from imaging. Histochem. Cell Biol., v. 130, p. 1105–1118, 2008.

GOMEZ, D. E.; ALONSO, D. F.; YOSHIJI, H.; THORGEIRSSON, U. P. Tissue inhibitors of metalloproteinases: structure, regulation and biological functions. Eur. J. Cell Biol., v. 74, p. 111–122, 1997.

GUASTADISEGNI, C.; COLAFRANCESCHI, M.; OTTINI, L.; DOGLIOTTI, E. Microsatellite instability as a marker of prognosis and response to therapy: a meta-analysis of colorectal cancer survival data. Eur. J. Cancer , v. 46, n.15, p. 2788-2798, 2010.

GURGEL, D. C.; DORNELAS, C. A.; LIMA-JÚNIOR, R. C.; RIBEIRO, R. A.; ALMEIDA, P. R. An adapted tissue microarray for the development of a matrix arrangement of tissue samples. Pathol. Res. Pract., 2012.

HADLER- OLSEN, E. F. B.; SYLTE, I.; UHLIN-HANSEN, L.; WINBERG, J. O. Metalloproteinases in health and disease: regulation of matrix metalloproteinase activity.

FEBS J., v. 278, p. 28–45, 2010.

HATFIELD, K. J.; REIKVAM, H.; BRUSERUD, O. The crosstalk between the matrix metalloprotease system and the chemokine network in acute myeloid leukemia. Curr. Med.

Chem., v. 17, p. 4448–4461, 2010.

HATZIVASSILIOU, G.; SONG, K.; YEN, I.; BRANDHUBER, B. J.; ANDERSON, D. J.; ALVARADO, R. et al. RAF inhibitors prime wild-type RAF to activate the MAPK pathway and enhance growth. Nature, v. 464, n. 7287, p. 431-435, 2010.

HELDIN, C.-H.; LANDSTRO, M. M.; MOUSTAKAS, A. Mechanism of TGF-b signaling to growth arrest, apoptosis, and epithelial–mesenchymal transition. Curr. Opin. Cell Biol., v. 21, p. 166–176, 2009.

HERNANDEZ-BARRANTES, S.; TOTH, M.; BERNARDO, M. M.; YURKOVA, M.; GERVASI, D. C.; RAZ, Y. et al. Binding of active (57 kDa) membrane type 1-matrix metalloproteinase(MT1-MMP) to tissue inhibitor of metalloproteinase (TIMP)-2 regulates MT1-MMP processing and pro-MMP-2 activation. J. Biol. Chem., v. 275, p. 12080–12089, 2000.

ILLMAN, S. A.; LEHTI, K.; KESKI-OJA, J.; LOHI, J. Epilysin (MMP-28) induces TGF-beta mediated epithelial to mesenchymal transition in lung carcinoma cells. J. Cell Sci., v.119, p. 3856–3865, 2006.

INSTITUTO NACIONAL DE CÂNCER JOSÉ ALENCAR GOMES DA SILVA.

Estimativa 2012: incidência de câncer no Brasil. Rio de Janeiro, 2011.

IOZZO, R. V.; ZOELLER, J. J.; NYSTRO, M. A. Basement membrane proteoglycans: modulators par excellence of cancer growth and angiogenesis. Mol. Cells, v. 27, p. 503–513, 2009.

JANCI´K, S.; DRA´BEK, J.; RADZIOCH, D.; HAJDU´, C. H. M. Clinical relevanceof KRAS in human cancers. J. Biomed. Biotechnol., v.150, p. 960, 2010.

JOYCE, J. A.; POLLARD, J. W. Microenvironmental regulation of metastasis. Nat. Rev.

Cancer, v. 9, n. 4, p. 239-252, 2009.

KANAZAWA, A.; OSHIMA, T.; YOSHIHARA, K.; TAMURA, S,.; YAMADA, T.; INAGAKI D, SATO T.; YAMAMOTO, N.; SHIOZAWA, M,.; MORINAGA, S.;AKAIKE, M.; KUNISAKI, C.; TANAKA, K,.; MASUDA, M.; IMADA, T. Relation of MT1-MMP gene expression to outcomes in colorectal câncer. J. Surg. Oncol., v. 102, n. 6, p. 571-575, 2010

KENNELL, J.; CADIGAN, K. M. APC and beta-catenin degradation. Adv. Exp. Med. Biol., v. 656, p. 1-12, 2009.

KERN, A.; TAUBERT, H.; SCHEELE, J.; RUDROFF, C.; MOTHES, H.; KAPPLER, M. et al. Association of p53 mutations, microvessel density and neoangiogenesis in pairs of colorectal cancers and corresponding liver metastases. Int. J. Oncol., v. 21, n. 2, p. 243-249, 2002.

KESSENBROCK, K.; PLAKS, V.; WERB, Z. Matrix metalloproteinases: regulators of the tumor microenvironment. Cell, v. 141, n. 1, p. 52–67, 2010.

KIKUCHI, R; NOGUCHI, T; TAKENO, S; KUBO, N; UCHIDA, Y. Immunohistochemical detection of membrane-type-1- matrix metalloproteinase in colorectal carcinoma. Br. J.

Cancer, v. 83, n.2, p. 215–218, 2000.

KIM, T. D.; SONG, K. S.; LI, G.; CHOI, H.; PARK, H. D.; LIM, K.; HWANG, B. D.; YOON, W. H. Activity and expression of urokinase-type plasminogen activator and matrix metalloproteinases in human colorectal cancer. BMC Cancer, v. 6, p. 211, 2006.

KLEIN, G.; VELLENGA, E.; FRAAIJE, M. W.; KAMPS, W. A.; DE BONT, E. S. The possible role of matrix metalloproteinase (MMP)-2 and MMP-9 in cancer, e.g. acute leukemia. Crit. Rev. Oncol. Hematol., v. 50, p. 87–100, 2004.

KLEIN, T.; BISCHOFF, R. Physiology and pathophysiology of matrix metalloproteases.

Amino Acids, v. 41, p. 271–290, 2011.

KOSHIKAWA, N.; GIANNELLI, G.; CIRULLI, V.; MIYAZAKI, K.; QUARANTA, V. Role of cell surface metalloprotease MT1-MMP in epithelial cell migration over laminin-5. J. Cell

Biol., v. 148, p. 615–624, 2000.

KUMAR, V.; ABBAS, A. K.; FAUSTO, N.; ASTER, J. C. Robbins e Cotran: bases patológicas das doenças. 8. ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2010.

LAFLEUR, M. A.; FORSYTH, P. A.; ATKINSON, S. J.; MURPHY, G.; EDWARDS, D. R. Perivascular cells regulate endothelial membrane type-1 matrix metalloproteinase activity. Biochem. Biophys. Res. Commun., v. 282, p. 463-473, 2001.

LESLIE, A.; CAREY, F. A.; PRATT, N. R.; STEELE, R. C. The colorectal adenomaecarcinoma sequence. Br. J. Surg., v. 89, p. 845-860, 2002.

LUO, J.; SOLIMINI, N. L.; ELLEDGE, S. J. Principles of cancer therapy:Oncogene and non- oncogene addiction. Cell, v. 136, p. 823–837, 2009.

MALUMBRES, M.; BARBACID, M. RAS oncogenes: the first 30 years. Nat. Rev. Cancer, v. 3, n. 6, p. 459-465, 2003.

MBEUNKUI, F.; JOHANN, D. J. Cancer and the tumor microenvironment: a review of an essential relationship. Cancer Chemother. Pharmacol., v. 63, n. 4, p. 571-582, 2009.

MCLEAN, M. H.; MURRAY, G. I.; STEWART, K. N.; NORRIE, G.; MAYER, C.; HOLD, G. L.; THOMSON, J.; FYFE, N.; HOPE, M.; MOWAT, N. A.; DREW, J. E.; EL-OMAR, E. M. The inflammatory microenvironment in colorectal neoplasia. PLoS One, v. 7, n.6, p.1-15366, 2011.

MENESES-GARCÍA, A.; BETANCOURT, A. M.; ABARCA, J. H.; MONTES, A. B.; ROA, L. S.; RUÍZ-GODOY, L. Expression of the metalloproteases MMP-1, MMP-2, MMP-3, MMP-9, MMP-11, TIMP-1 and TIMP-2 in angiocentric midfacial lymphomas. World J.

Surg. Oncol., v. 6, p. 114, 2008.

MRENA, J.; WIKSTEN, J. P.; NORDLING, S.; KOKKOLA, A.; RISTIMÄKI, A.; HAGLUND, C. MMP-2 but not MMP-9 associated with COX-2 and survival in gastric cancer. J. Clin. Pathol., v. 59, n. 6, p. 618-623, 2006.

MURASHIGE, M.; MIYAHARA, M.; SHIRAISHI, N.; SAITO, T.; KOHNO, K.; KOBAYASHI, M. Enhanced expression of tissue inhibitors of metalloproteinases in human colorectal tumors. Jpn. J. Clin. Oncol., v. 26, n. 5, p. 303-309, 1996.

MURPHY, G. The ADAMs: signalling scissors in the tumour microenvironment. Nat. Rev.

Cancer, v. 8, p. 932–941, 2008.

MURPHY, G.; NAGASE, H. Progress in matrix metalloproteinase research. Mol. Aspects

Med., v. 29, p. 290–308, 2008.

MYSLIWIEC, A. G.; ORNSTEIN, D. L. Matrix metalloproteinases in colorectal cancer.

Clin. Colorectal Cancer, v. 1, n. 4, p. 208-219, 2002.

NABESHIMA, K.; INOUE, T.; SHIMAO, Y.; SAMESHIMA, T. Matrix metalloproteinases in tumor invasion: role for cell migration. Pathol. Int., v. 52, n. 4, p. 255-64, 2002

NAGASE, H.; WOESSNER, J. F. Matrix metalloproteinases. J. Biol. Chem., v. 274, n. 31, p. 21491-21494, 1999.

NOE, V.; FINGLETON, B.; JACOBS, K.; CRAWFORD, H. C.; VERMEULEN,S.; STEELANT, W.; BRUYNEEL, E.; MATRISIAN, L. M.; MAREEL, M. Release of an invasion promoter E-cadherin fragment by matrilysin and stromelysin-1. J. Cell Sci., v. 114, p. 111–118, 2001.

O’REILLY, M. S.; WIEDERSCHAIN, D.; STETLER-STEVENSON, W. G.; FOLKMAN, J.; MOSES, M. A. Regulation of angiostatin production by matrix metalloproteinase-2 in a model of concomitant resistance. J. Biol. Chem., v. 274, p. 29568–29571, 1999.

ORIMO, A.; GUPTA, P. B.; SGROI, D. C.; ARENZANA-SEISDEDOS, F.; DELAUNAY, T.; NAEEM, R.; CAREY, V. J.; RICHARDSON, A. L.; WEINBERG, R. A. Stromal fibroblasts present in invasive human breast carcinomas promote tumor growth and

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