O material examinado foi coletado de pacientes encaminhados para
tratamento endodôntico no Departamento de Endodontia da Universidade
Estácio de Sá. Foram incluídos neste estudo 17 dentes unirradiculares de 14
pacientes, sendo 12 do sexo masculino e 2 do feminino, com idades variando
de 22 a 74 anos, que apresentavam tecido pulpar necrosado confirmado por
teste de vitalidade pulpar ao frio (Endo-Ice, Maquira, São Paulo, SP, Brasil),
com paredes intactas da câmara pulpar (com coroa hígida ou lesão cariosa ou
restauração coronária que não tivessem atingido a câmara pulpar) e que,
radiograficamente, apresentavam evidência de reabsorção óssea perirradicular.
Os dentes selecionados não apresentavam bolsa periodontal maior que 4mm e
os pacientes não haviam sido submetidos à antibioticoterapia sistêmica nos
últimos 3 meses. O protocolo de pesquisa foi aprovado junto ao Comitê de
Ética da Universidade Estácio de Sá.
As amostras foram coletadas por meio de medidas estritas de assepsia.
Procedeu-se a raspagem de cálculo e polimento coronário com pedra-pomes e
escova de Robson, antes do isolamento absoluto. O acesso coronário foi
realizado somente após a colocação do isolamento absoluto. Para esta etapa
foram utilizadas brocas esféricas carbide e broca Endo Z (Dentsply, Maillefer,
Ballaigues, Suíça) em alta rotação sob refrigeração. Antes e após o acesso
coronário, o dente e o campo operatório ao seu redor foram limpos com
solução de peróxido de hidrogênio a 3% - água oxigenada 10 volumes (Rio
Química, Barreto, SP, Brasil) utilizando-se mechas de algodão esterilizada até
descontaminados com solução de hipoclorito de sódio a 2,5%, a qual foi
inativada com uma solução de tiossulfato de sódio a 5%.
Após o acesso coronário e a descontaminação do campo operatório, foi
coletada uma amostra da coroa dentária para controle da descontaminação.
Dois cones de papel estéreis (Endopoints, Paraíba do Sul, RJ, Brasil) foram
esfregados na coroa do dente, na região do ângulo cavo-superficial da
cavidade de acesso. Os cones foram inseridos em tubos contendo caldo de
cultura tioglicolato (Merck, Darmstadt, Alemanha) e incubados por 48 horas a
37oC.
Uma quantidade de 1ml de solução de tiossulfato de sódio a 5% foi
gotejada na câmara pulpar, sem deixar extravasar. O excesso de tiossulfato de
sódio da câmara pulpar foi removido com bolinha de algodão estéril. Um
instrumento endodôntico de calibre compatível com o canal radicular foi
introduzido cerca de 1mm aquém do ápice radiográfico. Dessa forma, o
tiossulfato de sódio foi carregado em direção apical, ao mesmo tempo em que
as células bacterianas foram emulsionadas. Foi realizada uma discreta
limagem das paredes.
Com uma pinça para algodão estéril e flambada na ponta antes de cada
uso, foram levados, seqüencialmente, para o interior do canal radicular 3 cones
de papel absorventes (Endopoints, Paraíba do Sul, RJ, Brasil), previamente
esterilizados, de calibre compatível com o canal. Foram introduzidos em toda a
extensão do canal até 1mm aquém do ápice radiográfico. Cada cone de papel
cones de papel foram transferidos para um tubo contendo fluido de transporte
reduzido (RTF).
Os tubos foram imediatamente transportados para o laboratório de
Microbiologia também localizado na Universidade Estácio de Sá. Estes foram
agitados em vórtex por 30 segundos. Posteriormente, foram feitas diluições
seriadas de 10X, em solução salina tamponada pré-reduzida e esterilizada em
anaerobiose, até 10-3. Alíquotas de 0,1ml da solução pura (não-diluída – figura
1) e da última diluição (figura 2) foram semeadas em placas de ágar-sangue de
carneiro com base de meio Brucella (MicroMed, Rio de Janeiro, RJ, Brasil),
suplementado com hemina (5 mg/l) e menadiona (1 mg/l), e em placas de ágar
Mitis-salivarius (Difco, Detroit, MI, EUA). As placas foram incubadas no interior de uma jarra em ambiente de anaerobiose gerado por envelopes do sistema
GasPak Plus (BBL Microbiology Systems, Cockeysville, MD, EUA) durante 14
dias a 37oC.
Nesta mesma sessão, o canal radicular foi instrumentado totalmente.
Para o preparo químico-mecânico foi utilizada a técnica dos Movimentos
Contínuos de Rotação Alternada (SIQUEIRA, 1997). Limas Nitiflex (Maillefer,
Ballaigues, Suíça), confeccionadas a partir de uma liga de níquel-titânio com
secção transversal triangular e ponta guia não-cortante, foram utilizadas. O
princípio de instrumentação planejada foi obedecido, a fim de favorecer limpeza
e modelagem adequadas. Baseado neste princípio, o preparo apical foi
realizado até a lima 50 ou 55. Procedeu-se à irrigação com 1ml de solução de
digluconato de clorexidina a 0,12% (Mil Fórmulas, Rio de Janeiro, RJ, Brasil)
SP, Brasil) a cada troca de instrumento, associada à aspiração concomitante
durante todo o preparo do canal radicular.
Após a instrumentação, uma nova amostra foi coletada conforme
descrito anteriormente. Antes da coleta, o canal foi irrigado com 5ml de solução
de tiossulfato de sódio a 5%, Tween 80 a 0.5% e lecitina a 0.07% para
neutralizar a clorexidina utilizada durante o preparo químico-mecânico. A
amostra foi transportada para o laboratório imediatamente e processada da
mesma forma descrita para a amostra inicial. Desta vez, a diluição foi realizada
até 10-2 e foram semeadas a amostra original (não-diluída) e a última diluição
(10-2).
Ao término da instrumentação, procedeu-se a remoção da smear-layer
por meio de EDTA a 17% (Biodinâmica, Ibiporã, PR, Brasil) durante 3 minutos
e irrigação final com hipoclorito de sódio a 2,5%. O canal radicular foi, então,
medicado com a pasta contendo hidróxido de cálcio PA (Biodinâmica, Ibiporã,
PR, Brasil), digluconato de clorexidina a 0,12% em estado de gel (Mil Fórmulas,
Rio de Janeiro, RJ, Brasil) e óxido de zinco como radiopacificador
(Biodinâmica, Ibiporã, PR, Brasil), com medidores específicos para cada
substância. As medidas foram transferidas para uma placa de vidro estéril,
formando uma pasta de consistência cremosa. Esta pasta foi levada para o
interior do canal radicular através de espirais de Lentulo número 35 (Dentsply,
Maillefer, Ballaigues, Suíça), preenchendo toda a extensão do canal. Foi
realizada uma radiografia periapical para avaliar o adequado preenchimento do
canal radicular com a medicação. A coroa dentária foi devidamente selada com
Figura 1 - Placa de ágar-sangue semeada com uma amostra original não-
diluída.
Figura 2 - Placa de ágar-sangue semeada com uma amostra original diluída
Após uma semana, a medicação intracanal foi removida pela irrigação
com 3ml de solução salina estéril com seringa de 3ml e agulha descartáveis e
recapitulação com a lima de memória. O material no interior do canal radicular
foi então coletado, transportado para o laboratório e processado da mesma
forma descrita para a amostra pós-instrumentação. O canal radicular foi
obturado através da técnica de compactação lateral da guta-percha com
cimento endodôntico à base de óxido de zinco e eugenol – Endofill (Dentsply,
Petrópolis, RJ, Brasil) e selado coronariamente com cimento provisório coltosol.
As amostras foram designadas como: TSa (1ª coleta), TSb (2ª coleta) e
TSc (3ª coleta), precedida pelo número do caso, exemplo: 4TSa equivale à
amostra inicial do quarto caso.
Após a incubação, procedeu-se à contagem do número de unidades
formadoras de colônias (UFCs) por amostra e os dados obtidos foram
analisados através da mediana e porcentagens de redução ou eliminação total,
e pelo teste estatístico de Mann-Whitney para comparar TSa com TSb, TSa
com TSc e TSb com TSc, utilizando os valores absolutos de contagem de
UFCs, no intuito de verificar a eficácia de cada etapa na eliminação microbiana
do canal radicular. O nível de significância foi estabelecido em 5% (p<0,05).
Uma ou duas colônias de cada tipo diferente foram isoladas e
armazenadas a -20°C em criotubos contendo tampão TE (10mM Tris-HCl, 1mM
EDTA, pH 8) para ulterior identificação através da análise da seqüência do
gene do 16S rRNA.
O DNA genômico foi extraído aquecendo a suspensão com o auxílio de
armazenados em gelo por 5 minutos, centrifugados e alíquotas de 5 µl do
sobrenadante foram utilizadas posteriormente no ensaio de PCR.
A amplificação do gene do 16S rRNA através do método PCR foi
utilizada para a identificação bacteriana. O par de primers universais do gene
do 16S rRNA utilizados foram 5’-GAT TAG ATA CCC TGG TAG TCC AC-3’ e
5’-CCC GGG AAC GTA TTC ACC G-3’, correspondentes às posições 786-808
e 1369-1387, respectivamente, da seqüência do gene do 16S rRNA da espécie
Escherichia coli. Este par de primers universais delimita as regiões variáveis V5, V6, V7 e V8 do gene do 16S rRNA.
A amplificação através da PCR foi executada em um volume de reação
de 50 µl, contendo 5 µl de tampão 10X para PCR, 2 mM de MgCl2, 1.25 U da
DNA polimerase Tth e 0.2 mM de cada desoxirribonucleosídeo trifosfatado
(todos os reagentes da Biotools, Madri, Espanha), 5 µl de DNA extraído de
cada amostra e 0.8 µM de cada primer. O perfil de temperatura dos ciclos para
PCR consistiu em uma etapa de desnaturação inicial a 95ºC por 2 minutos,
seguida de 36 ciclos de desnaturação a 95ºC por 30 segundos, anelamento
dos primers a 60ºC por 1 minuto e extensão a 72ºC por 1 minuto, com uma
etapa final a 72ºC por 2 minutos.
Os produtos da amplificação foram purificados utilizando um sistema de
purificação para PCR (Wizard PCR Preps, Promega, Madison, WI, EUA) e
então seqüenciados diretamente no seqüenciador automático de DNA ABI 377
utilizando dye terminator chemistry (Amersham Biosciences, Little Chalfont,
Buckinghamshire, Reino Unido). Dados das seqüências e os respectivos
(HALL, 1999). As seqüências geradas foram comparadas aos dados do
GenBank para identificar aquelas com maior similaridades, utilizando o programa BLAST (ALTSCHUL et al., 1990). As seqüências do banco de dados
com a maior similaridade e scorebits com a seqüência pesquisada foram
escolhidas para identificação. Uma identidade maior que 99% com a seqüência
do gene do 16S rRNA no banco de dados foi o critério usado para identificar a
RESULTADOS
Inicialmente, 17 dentes foram incluídos no estudo, porém quatro foram
excluídos por diferentes razões: devido à quebra acidental do tubo de coleta
contendo a 3ª amostra (pós-medicação) (1 dente); contaminação da coroa
após teste da descontaminação do campo operatório (1 dente); ocorrência de
flare-up, havendo a necessidade de tratamento emergencial por outro operador, com resultante troca da substância de irrigação e da medicação
intracanal (2 dentes). Assim, 13 dentes contendo amostras de todas as fases
do tratamento, ou seja, coleta inicial, coleta pós-instrumentação e coleta pós-
medicação, foram objeto de análise no presente estudo.
Bactérias foram encontradas em todas as 13 amostras (100%). Após a
contagem das UFCs e calculados os fatores de diluição, o valor de mediana do
número de bactérias nas amostras iniciais foi de 1.1 X 106 variando entre 2.8 x
103 a 1 x 108. A média dos valores das amostras iniciais foi de 1.36 X 107. Nas
13 amostras obtidas pós-instrumentação e irrigação com clorexidina, 6
apresentaram cultura negativa (46,2%). A mediana do número de bactérias
presentes após a instrumentação foi de 4 X 102, variando entre 0 e 5.12 X 105.
A média dos valores das amostras após instrumentação foi de 7.46 X 104. Após
a instrumentação utilizando clorexidina como irrigante, observou-se redução
variável entre 53,45% e 100% no número de UFCs em comparação com as
amostras iniciais (Tabela 1).
Na análise dos resultados da 3a coleta (pós-medicação intracanal), foi
bacteriano, sendo encontrado, nesta única amostra, a quantidade de 1.56 X
103 UFCs. Entre as 13 amostras estudadas, 12 apresentaram culturas
negativas (92,3%). O valor de mediana do número de bactérias encontradas
pós-medicação foi 0, variando entre 0 e 1,56 X 103. Após a medicação
intracanal com hidróxido de cálcio associado a clorexidina, observou-se
redução variável entre 99,7% e 100% no número de UFCs em comparação
com as amostras iniciais (Tabela 1).
Com os dados obtidos, verifica-se que das 6 amostras que obtiveram
redução de 100% após irrigação-instrumentação, as 6 mantiveram redução de
100% após a medicação, indicando que não houve contaminação entre as
sessões do tratamento por quebra da cadeia assepsia ou infiltração do material
selador temporário.
A maioria das amostras que apresentou crescimento bacteriano pós-
instrumentação evidenciaram uma redução bacteriana de mais de 90%, exceto
duas amostras que apresentaram redução inferior a 90%, revelando valores de
53,45% e 72,68%.
Uma média de 3,5 espécies bacterianas foi encontrada por canal na
coleta inicial e 1,7 na segunda coleta. Na terceira coleta apenas um dente
apresentou cultura positiva, com duas espécies bacterianas identificadas.
Os dados analisados após o teste estatístico de Mann-Whitney
permitiram verificar que tanto a instrumentação quanto à instrumentação
seguida da medicação produziram redução significativa quando comparados
A medicação intracanal após a instrumentação reduziu
significativamente o número de bactérias comparadas com as amostras
coletadas imediatamente após a instrumentação (p=0,014).
Tabela 1 – Relação das amostras com as respectivas contagens de UFCs N Caso Amostra - a inicial Amostra - b
Imediatamente após preparo químico- mecânico com clorexidina a 0,12%
Amostra - c
Após uma semana de medicação com hidróxido de cálcio e clorexidina 1. 1TS 7.2 x 106 4 x 102 (99.99%) 0 (100%) 2. 3TS 2.8 x 107 2.48 x 105 (99.11%) 0 (100%) 3. 4TS 1.1 x 106 5.12 x 105 (53.45%) 0 (100%) 4. 5TS 2.2 x 106 0 (100%) 0 (100%) 5. 6TS 5.21 x 105 9 x 102 (99.83%) 1.56 x 103 (99.7%) 6. 7TS 2.12 x 107 0 (100%) 0 (100%) 7. 8TS 1.63 x 107 2 x 105 (98.77%) 0 (100%) 8. 11TS 6.08 x 104 4.4 x 103 (92.76%) 0 (100%) 9. 12TS 1.83 x 104 5 x 103 (72.68%) 0 (100%) 10. 13TS 5.3 x 103 0 (100%) 0 (100%) 11. 14TS 2.8 x 103 0 (100%) 0 (100%) 12. 15TS 1 x 108 0 (100%) 0 (100%) 13. 16TS 7 x 105 0 (100%) 0 (100%) Média 1.36 x 107 (100%) 7.46 x 104 (99,45%) 1.2 x 102 (99,99%) Mediana 1.1 x 106 (100%) 4 x 102 (93,5%) 0 (99,97%)
A tabela 2 relaciona as espécies bacterianas identificadas pelo método
necrose pulpar e lesão perirradicular e que foram eliminadas com o preparo
químico-mecânico. A coluna do meio se refere às bactérias que já estavam
presentes na amostra inicial e que permaneceram viáveis em 7 canais após a
instrumentação-irrigação com 0,12% de clorexidina (TSb). A última coluna
relaciona as bactérias encontradas na única amostra positiva após medicação
(TSc).
Os gêneros mais freqüentes foram Fusobacterium, Streptococcus,
Porphyromonas, Prevotella, Propionibacterium, Pseudoramibacter, Staphylococcus, Actinomyces e Campylobacter. As demais espécies presentes na tabela apareceram apenas em uma das amostras. Os gêneros
Streptococcus, Actinomyces e Propionibacterium foram os mais prevalentes na segunda coleta e encontrados em 4, 2 e 2 cepas, respectivamente, dos casos
que apresentaram cultura positiva.
Foram cultivadas cepas previamente não caracterizadas de Prevotella,
Fusobacterium e Actinomyces, apenas conhecidas por seqüências genômicas. As espécies que não foram eliminadas com o preparo químico mecânico
foram as seguintes: Streptococcus mitis, Propionibacterium acnes, Prevotella
oral clone FM005, Pseudoramibacter alactolyticus, Actinomyces odontolyticus,
Actinomyces urogenitalis, Streptococcus oralis, Streptococcus sanguinis, Propionibacterium granulosum, Staphylococcus aureus e uma bactéria previamente não-cultivável (beta proteobacterium clone FAC20) que não
estava na amostra inicial. A detecção desta bactéria pode estar relacionada à
ocorrência de falha na coleta inicial ou contaminação durante o tratamento,
Tabela 2 – Bactérias identificadas em diferentes etapas do tratamento pelo
seqüenciamento do gene do 16S rRNA
Bactérias persistentes Bactérias apenas nas amostras a
Amostras b Amostras c
Porphyromonas gingivalis (3) Streptococcus mitis biovar 2 (2) Streptococcus mitis biovar 2 (1)** Fusobacterium nucleatum (2) Propionibacterium acnes (1) Propionibacterium acnes (1) Prevotella oral clone GU027 (2) Prevotella oral clone FM005 (1)
Propionibacterium acnes (2) Pseudoramibacter alactolyticus (1)
Propionibacterium propionicum (2) Actinomyces odontolyticus (1) Staphylococcus epidermidis (2) Actinomyces urogenitalis (1) Dialister invisus (1) Streptococcus oralis (1) Pseudoramibacter alactolyticus (1) Streptococcus sanguinis (1) Mogibacterium neglectum (1) Propionibacterium granulosum (1)
Prevotella salivae (1) Staphylococcus aureus (1) Prevotella oralis (1) Uncultured beta proteobacterium clone
FAC20 (1)*
Fusobacterium oral clone CZ006 (1) Fusobacterium oral clone BS019/ Fusobacterium periodonticum (1) Campylobacter gracilis (1) Campylobacter curvus (1) Micromonas micros (1)
Uncultured bacterium clone rRNA007 (1)
Anaerococcus prevotii (1) Actinomyces naeslundii (1) Actinomyces oral clone GU009 (1) Actinomyces odontolyticus (1) Streptococcus oralis (1) Acinetobacter sp. (1) Flavobacterium sp. (1) Staphylococcus pasteuri (1) Staphylococcus saccharolyticus (1) Unidentified (1)
Em relação à coleta pós-medicação, apenas 1 caso apresentou cultura
positiva. As espécies presentes foram Streptococcus mitis e Propionibacterium
DISCUSSÃO
O papel das bactérias na indução e perpetuação das lesões
perirradiculares em dentes com polpa necrótica já está bastante comprovado e
esclarecido (MILLER, 1984; KAKEHASHI et al., 1965; SUNDQVIST, 1976;
MÖLLER et al., 1981; FABRICIUS et al., 1982; TRONSTAD et al., 1987;
SIQUEIRA, 2005).
A etiologia infecciosa das lesões perirradiculares foi confirmada no
presente estudo, que utilizou dentes com polpa necrótica e lesão perirradicular,
no qual todas as amostras iniciais (TSa) foram positivas para o crescimento
bacteriano (100%), sendo a grande maioria composta por bactérias anaeróbias
estritas seguidas de anaeróbias facultativas. Resultados similares foram
obtidos por diversos pesquisadores (BYSTRÖM & SUNDQVIST, 1983;
BYSTRÖM et al., 1985; SJÖGREN et al., 1997; PETERS et al., 2002; SOUZA
et al., 2005). ORSTAVIK et al. (1991) encontraram crescimento bacteriano em 96% (22/23) das coletas antes do tratamento. SHUPING et al. (2000), CARD et
al. (2002), KVIST et al. (2004), McGURKIN-SMITH et al. (2005), CHU et al. (2006) relataram a presença de bactérias em amostras iniciais de 98%, 95%,
98%, 94%, 98,8%, respectivamente.
A mediana do número de UFCs presente na primeira coleta foi 1.1 X 106,
variando de (2.8 X 103 a 1 X 108). Nos demais trabalhos que analisaram a
redução bacteriana, os valores da contagem de UFCs são bastante variáveis
(BYSTRÖM & SUNDQVIST, 1983; 1985; SJÖGREN et al., 1991; PETERS et
al., 2002; McGURKIN-SMITH et al., 2005; CHU et al., 2005; 2006) com uma taxa de 6 X 103 até >109.
Após o preparo químico-mecânico, a redução média observada neste
estudo, comparando as amostras iniciais com a segunda coleta após a
instrumentação e a irrigação com solução de clorexidina líquida, foi 99,45%,
bem próximo dos valores de VIANNA et al. (2006), que obtiveram redução
acima de 96,60% com o uso da clorexidina a 2% em estado de gel. Estes
resultados obtidos concordam com os trabalhos de SIQUEIRA et al. (1999)
com redução de 99,57% e PETERS et al. (2002) com 99,82%, os quais
utilizaram a solução salina e o NaOCl, respectivamente, como irrigante e
também com SIQUEIRA et al. (2000b) que avaliaram a redução bacteriana
utilizando diferentes concentrações de hipoclorito de sódio (1%, 2,5% e 5,25%).
Com o exposto fica evidente que preparo químico-mecânico constitui
uma etapa importantíssima para o sucesso do tratamento endodôntico
(STEWART, 1955; SIQUEIRA, 2001b) já que é capaz de reduzir o número de
microrganismos dentro do canal. É notória a necessidade da ação conjunta dos
instrumentos endodônticos com uma substância irrigante que possua a
atividade física, do fluxo e refluxo da solução, e atividade antimicrobiana.
BYSTRÖM & SUNDQVIST (1981) encontraram 100% de culturas
positivas com uma solução irrigante inerte, enquanto ORSTAVIK et al. (1991)
relataram que 10 de 23 amostras estavam livres de bactérias (43%) quando os
dentes eram irrigados com solução salina. DALTON et al. (1998) só
evidenciaram 28% de culturas negativas usando como irrigante a solução
salina. Por outro lado, SHUPING et al. (2000) demonstraram que, com a adição
de uma substância de irrigação com propriedades antimicrobianas (NaOCl a
casos. Posteriormente, CARD et al. (2002) obtiveram 100% de culturas
negativas em dentes unirradiculares e birradiculares e 89% em molares,
usando como irrigante NaOCl a 1%.
Em outros estudos, nos quais avaliaram a redução da população
bacteriana com auxílio de soluções bactericidas, BYSTRÖM & SUNDQVIST
(1983) relataram que 12 de 15 (80%) dentes tratados com NaOCl a 0,5%
apresentavam culturas negativas após a quinta consulta. Os mesmos autores,
em um estudo posterior (BYSTRÖM & SUNDQVIST, 1985), encontraram 50%
e 60% de amostras com bactérias após irrigação com NaOCl a 5% e 0,5%,
respectivamente, enquanto SJÖGREN et al. (1997) obtiveram 40% de culturas
positivas com o NaOCl a 0,5%. No estudo de PETERS et al. (2002), em 76%
(32/42) dos canais não foram encontradas bactérias após a limpeza com
NaOCl a 2% e modelagem na primeira consulta. McGURKIN-SMITH et al.
(2005) relacionaram 52,72% de culturas positivas com NaOCl a 5,25%
associado com EDTA, enquanto CHÁVEZ DE PAZ et al. (2003) encontraram
53,5% de culturas positivas após o primeiro tratamento.
Este estudo obteve 53,8% de culturas positivas com o uso de clorexidina
a 0,12% após o preparo químico-mecânico, cujos achados foram os mesmos
de VIANNA et al. (2006), que revelaram 50% dos casos com crescimento
bacteriano com o gel de clorexidina a 2%. ÖNÇAG et al. (2003) obtiveram
100% de culturas negativas após 48 horas do preparo químico-mecânico
utilizando clorexidina a 2% como irrigante, no tratamento de 91 dentes
nos quais analisaram a redução bacteriana, revelaram que 62% dos casos
eram positivos após o preparo químico-mecânico.
Em trabalhos in vitro, SIQUEIRA et al. (1997) observaram de 30 a 40%
de culturas positivas da espécie E. faecalis utilizando o NaOCl a 4%.
Posteriormente, estes mesmos autores (SIQUEIRA et al., 2002c) observaram
90% de culturas positivas de E. faecalis com a associação da clorexidina a 2%
e do NaOCl a 5,25%, utilizando a mesma técnica de instrumentação deste
estudo (Movimentos Contínuos de Rotação Alternada), porém houve redução
de 62,8% da população bacteriana inicial. SHABAHANG & TORABINEJAD
(2003) também observaram a presença de E. faecalis em 53% das amostras
de canais radiculares quando o NaOCl foi utilizado tanto na concentração de
1,3% quanto de 5,25%.
A mediana do número de bactérias viáveis após a instrumentação e
desinfecção deste trabalho foi de 4 X 102, com uma média de 7.46 X 104,
variando de (0 a 5.12 X 105). VIANNA et al. (2006) que também utilizaram
clorexidina como irrigante endodôntico, obtiveram uma média de 4.8 X 102 e
um valor de mediana igual a 10.
Neste trabalho houve uma redução de uma média de 3,5 espécies
bacterianas presentes em cada amostra inicial, para 1,7 nas coletas pós-
instrumentação. Estes valores são compatíveis ao trabalho com cultura de
SJÖGREN et al. (1997) que verificaram, em média, 3,0 espécies por canal.
Valores inferiores foram propostos por CHÁVEZ DE PAZ et al. (2003; 2004b;
2005) que encontraram uma média de 2,4 espécies nas amostras iniciais e
uma média de 2,8 espécies bactérias por canal. Valores superiores foram
observados por BYSTRÖM & SUNDQVIST (1983) e LANA et al. (2001), que
obtiveram uma média de 5 espécies por canal e CHU et al. (2005) com média
de 4,2 nos canais não expostos à cavidade oral.
A média do número de espécies microbianas encontradas em estudos
nos quais os métodos moleculares são realizados diretamente da amostra
clínica é superior à da cultura (VIANNA et al., 2006). SOUZA et al. (2005)
observaram uma média de 17,3 espécies por canal (5 a 33 espécies).
MUNSON et al. (2002) verificaram uma taxa de 20,2 espécies em cada
amostra utilizando cultura e PCR: 26 espécies foram detectadas somente pelo
método molecular (PCR); 19 somente por cultura e 20 em ambas as técnicas.
A necessidade de uma medicação intracanal fica evidente de acordo