Material e Métodos 1 Área de estudo

O lago Tupé (3o2’36”S e 60o15´18”W) é um lago de terra firme, localizado na margem esquerda do rio Negro na Reserva de Desenvolvimento Sustentável (RDS do Tupé), a oeste de Manaus (AM), distante 25 km, em linha reta, do centro da cidade (Fig. 1).

O lago é conectado ao rio Negro por um canal que é a via de entrada durante as águas altas e saída de água na época de águas baixas, isso devido à variação sazonal do nível da água no rio Negro. Oito igarapés desembocam no lago e têm influência preponderante nas características limnológicas deste ambiente durante o período de seca (Aprile & Darwich 2005).

O início da enchente geralmente corresponde ao mês de novembro e a cheia atinge sua cota máxima geralmente em meados de junho (Bittencourt & Amadio 2007). Neste período, com o aumento do nível da água, a floresta marginal ao lago fica inundada, assim como a serapilheira, troncos caídos e árvores que ficam com parte de seus troncos submersos (fig. 2a).

Fig. 2. Vista aérea do lago Tupé: a) no período da cheia, com os sedimentos das margens totalmente submersos (Foto: Marcos Attaíde 2006); b) no período da seca, com grande parte do sedimento exposto (http://biotupe.inpa.gov.br).

a

)

b

No início da entrada da água do rio Negro no lago, ocorre o aparecimento de U. foliosa, que formam bancos distribuídos principalmente próximo à desembocadura dos igarapés que drenam para o lago. Esporadicamente, os bancos ocorrem no lago propriamente dito (Ghidini 2011, Reiss, 1977).

A vazante começa geralmente em agosto (Bittencourt & Amadio 2007), época em que a água do lago passa a fluir para o rio, atingindo menor profundidade em outubro (seca). Nesta época, grande parte dos bancos de U. foliosa ficam presos aos galhos das árvores da floresta inundada e, ao ficarem inteiramente fora da água, secam até morrerem. A paisagem do lago muda drasticamente, com grande parte do sedimento, antes submerso durante a cheia, agora exposto (Fig. 2b).

2.2 Periodicidade e áreas de amostragem

Foram obtidos os 6 cm superficiais do sedimento no lago no período de seca nos meses de setembro e novembro de 2011. As amostras do sedimento exposto, da margem, foram obtidas com um tubo de PVC e dos locais permanentemente inundados com coletor tipo CORER, ambos de 60 mm de diâmetro (Fig. 3a e b). As amostras consistiram de 3 locais distante 5m um do outro em cada área de coleta, que eram então reunidos constituindo em uma única amostra de 150 g. Este padrão foi estendido para as 32 áreas coletadas em todo o lago, abrangendo 16 áreas de margens dos igarapés e/ou do lago e 16 áreas de canal dos igarapés e/ou do lago (Fig. 4).

As amostras foram acondicionados em saco plástico de cor preta, imediatamente colocados em uma caixa de poliestireno expandido com gelo, onde foram mantidas até chegar ao Laboratório de Plâncton do INPA. No laboratório, as amostras foram mantidas em refrigerador até serem transportadas para o laboratório de Limnologia da Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ) onde foram realizados os experimentos de eclosão.

Fig.

a b

a b

a

b

Fig. 3. Obtenção das amostras com: a) tubos de PVC e b) CORER. Fotos: Couto, J. S.

Fig. 4. Localização das 32 áreas de coleta no lago. As retas que ligam duas áreas indicam que foram coletados sedimentos nos canais dos igarapés e/ou do lago e na margem mais próxima (Pontos negros e amarelos: sedimentos que ficam constantemente inundados / Pontos verdes e negros: sedimentos da margem que ficam expostos uma parte do ano).

2.3 Experimentos de eclosão ex-situ

No laboratório da UFRJ, os ovos de resistência com ou sem efípios foram separados do sedimento utilizando o método proposto por Onbé (1978) modificado por Maia-Barbosa et al. (2003). A sub-amostra de 150 g de sedimento foi colocada em um Becker de 250 ml, a seguir foi adicionada uma solução de água destilada e sucrose, preparada na razão 1:1 para diluir e homogeneizar o sedimento. Essa solução foi então centrifugada a 2700 rpm por 3 minutos. O sobrenadante foi passado por uma peneira de 10 µm de abertura de malha e o material retido foi lavado com água destilada em abundância para a remoção total do açúcar e, colocados em aquários de 250 ml contendo uma solução preparada em laboratório (modificado de Tollriam 1993). O pH da solução de cada aquário foi ajustado para 7,0 e os aquários foram incubados sob temperatura de 24°C ± 2° e fotoperíodo constantes (12h claro: 12h escuro) sem alimentação e, examinados durante 20 dias, em intervalos de dois dias.

Para a quantificação, exame e identificação de embriões em desenvolvimento e/ou de indivíduos eclodidos e, para evitar que organismos eclodidos morressem antes de serem contabilizados e/ou que ocorresse reprodução partenogenética, a cada dois dias todo o volume de água de cada aquário era filtrado através de uma rede de 20 μm de abertura de malha. O material retido na rede era depositado em uma placa de Petri, sendo observado sob um microscópio estereoscópico. Os indivíduos eclodidos foram retirados e fixados em formol açucarado. Quando ainda muito jovens eram removidos e postos em aquários separados (sem alimentação) e observados nos dois dias seguintes, a fim de dar uma identificação mais precisa. A identificação dos cladóceros foi baseada nos guias de Smirnov (1992, 1996), Orlova-Bienkowskaja (2001), Kotov & Štifter (2006) e Elmoor-Loureiro (1997).

O material restante era colocado de volta ao aquário para ser observado nos dias seguintes. Toda a vidraria e demais materiais utilizados para esta análise era rigorosamente lavado, a fim de evitar a contaminação dos aquários com ovos de resistência ou indivíduos ativos provenientes de outros aquários. O meio artificial de cada aquário foi renovado após 10 dias de experimento, para evitar a proliferação de bactérias e fungos. O acompanhamento diário se encerrou no vigésimo dia. Ao final, o material testemunho das espécies eclodidas foi depositado na Coleção de Carcinologia do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (lotes: 1987 – 1994).

2.4 Análise dos Dados

Foi calculada a porcentagem dos efípios e indivíduos eclodidos de 150 g de amostra que foi posto em cada aquário nos experimentos. O cálculo para determinar a porcentagem de efípios e indivíduos eclodidos foi obtido pela fórmula: (%) = n.100/ (N) / Onde: n = nº de indivíduos eclodidos (ou efípios) de um determinando local / N = nº total de indivíduos (ou efípios).

3. Resultados