O presente trabalho foi realizado no Laboratório da piscicultura do Dr. João Batista Teixeira, localizado na zona rural do município de Viçosa, Minas Gerais em junho de 2009. Foram utilizados peixes reprodutores de pacu (2,73 ± 0,51 kg e 46,44 ± 3,26 cm), matrinxã (1,38 ± 0,11 Kg e 41,07 ± 1,14 cm) e tilápia tailandesa (0,122 ± 0,04 Kg e 16,66 ± 1,63 cm), oriundos desta piscicultura.
Vinte e quatro horas antes do início do experimento, o arraçoamento foi suspenso. A despesca dos peixes foi realizada às 9h da manhã. Os pacus e os matrinxãs foram capturados dos tanques de terra com rede de arrasto em malha grossa de 5 cm. Já as tilápias foram capturadas com tarrafa, pois são animais menores e de fácil captura. Após captura, os peixes foram transportados através de baldes com capacidade para 60 L de água para o laboratório da piscicultura e acondicionados em tanques de alvenaria com capacidade para 300 L, com fluxo constante de água corrente.
Foram utilizados 12 peixes para cada tratamento dos anestésicos, sendo três animais para cada concentração. Os anestésicos testados foram o óleo de cravo, benzocaína e mentol. Para todos os tratamentos, utilizou-se as seguintes concentrações em mg/L: 100, 150, 200, 250. Matrinxãs reprodutores são peixes pouco encontrados na região, portanto, não foi possível completar o número necessário de exemplares para realizar os testes com as concentrações de 200 e 250 mg/L de eugenol.
Os três anestésicos foram previamente diluídos em etanol na concentração de 1g/ 10 mL, devido às suas características hidrofóbicas (INOUE et al., 2003), na proporção 1:9. A solução mãe do mentol e da benzocaína foram adquiridas por uma farmácia de manipulação, e o óleo de cravo foi comprado por um fornecedor e sua solução mãe foi preparada no laboratório da ranicultura da UFV.
Para calcular o volume inicial para cada concentração avaliada, foi utilizada a equação C1V1= C2V2. C1 e V1 são, respectivamente, a concentração
e o volume iniciais, e C2 e V2 respectivamente iguais a concentração e o volume
mL, 45 mL, 60 mL e 75 mL, respectivamente para as concentrações 100 mg/L, 150 mg/L, 200 mg/L e 250 mg/L.
Para cada anestésico testado, utilizou-se uma caixa de isopor, previamente reforçada com fita adesiva, com capacidade para 80 L. O isopor é um isolante térmico, e o intuito foi manter a temperatura da água constante para evitar que esta não comprometesse a eficácia do anestésico, interferindo nos resultados. Para o teste, cada concentração da solução anestésica a ser testada foi colocada na caixa de isopor, após, foi adicionada água até completar 30 L. Após cada teste, as caixas foram lavadas com água corrente para evitar a contaminação das dosagens.
As temperaturas da água do tanque onde os peixes foram acondicionados antes dos testes, da caixa de indução e a do tanque de recuperação da anestesia foram aferidas com termômetro digital a laser.
Para manusear os peixes, foram utilizadas luvas cirúrgicas, toucas e máscaras para proteger o operador. Um animal por vez foi retirado cuidadosamente do tanque de alvenaria com um puçá, e acondicionado dentro da caixa de isopor contendo a concentração anestésica a ser testada. Após, seguiu-se o mesmo parâmetro de indução à anestesia adotado por VIDAL et al. (2007a), sendo este a ausência de movimentos dos peixes nas caixas (Figura 1). O tempo de indução à anestesia foi monitorado através de um cronômetro digital, sendo quantificado assim que cada peixe foi imerso dentro da solução anestésica a ser testada, até a perda total de seu movimento dentro da caixa de isopor.
FIGURA 1. Exemplar de Pacu (Piaractus mesopotamicus) imerso em solução anestésica.
Depois de observada a indução à anestesia, o peixe foi retirado da caixa de isopor, e colocado sobre uma bancada com panos úmidos. A seguir, a resposta comportamental do animal sob efeito anestésico foi observada, e o seu estágio de anestesia atingido estabelecido, seguindo-se a metodologia proposta por VIDAL et al. (2008) modificado de ROSS e ROSS (2008), descrito na Tabela 1. Em seguida, foi realizada a marcação do animal em uma das nadadeiras pélvicas ou na caudal, com miçangas de diferentes cores, arramadas com nylon. Posteriormente, foi feito a biometria do peixe, simulando um manejo de rotina em piscicultura. Para quantificar o peso (g), o peixe foi colocado em uma sacola plástica, a qual foi pendurada em uma balança portátil eletrônica com capacidade para 50 kg e precisão de 20 g (Figura 3), e o comprimento padrão (cm) foi medido com uma trena de 2 m (Figura 2). Após, o peixe foi transportado com as mãos para um tanque de alvenaria com capacidade para 300 L, com renovação contínua de água com vazão de 18 L/mim, para observação e contagem do tempo de recuperação utilizando um cronômetro digital. O parâmetro comportamental indicativo ao retorno do peixe à anestesia foi adaptado de acordo com HIKASA et al. (1986) (Tabela 2).
FIGURA 2. Medida do comprimento padrão (cm) de um exemplar de pacu (Piaractus mesopotamicus), com o uso de uma trena.
FIGURA 3. Determinação de peso de um exemplar de pacu (Piaractus
mesopotamicus).
Após a recuperação, os peixes foram capturados com um puçá, colocados em baldes com capacidade para 60 L de água e transportados de volta aos tanques de origem. Nos tanques de terra foi observado o tempo de
retorno à alimentação dos animais, e a ocorrência da mortalidade por um período de 72 horas.
Os testes foram registrados por máquina fotográfica digital.
Análise estatística
O experimento foi disposto segundo o esquema de parcelas subdivididas, tendo nas parcelas as concentrações e nas subparcelas o tempo de avaliação no delineamento inteiramente casualizado com três repetições.
Os dados foram analisados por meio de análise de variância e regressão. Para o fator qualitativo (anestésico) as médias foram comparadas utilizando-se o teste de TUKEY, adotando-se o nível de 10% (p < 0,01) de probabilidade. Para o fator quantitativo, os modelos foram escolhidos baseados na significância dos coeficientes de regressão utilizando-se o teste t, adotando- se o nível de 5% (p < 0,05) de probabilidade, no coeficiente de determinação (R2 = S. Q. regressão/ S. Q. Tratamento) e no fenômeno biológico.
TABELA 1. Estágios de anestesia em peixes
Estágio Descrição Resposta comportamental em peixes
0 Normal Reativos a estímulos externos; batimentos operculares normais; reação muscular normal.
I Sedação leve Reativos a estímulos externos; movimentos reduzidos, batimentos operculares mais lentos; equilíbrio normal.
II Sedação profunda Perda total da reatividade aos estímulos externos, exceto forte pressão; leve queda do movimento
opercular; equilíbrio normal.
III Narcose Perda parcial do tônus muscular; natação errática, aumento dos movimentos operculares; reativos apenas a forte estímulo tátil ou vibração.
IV Anestesia profunda Perda total de tônus muscular; perda total de
equilíbrio; batimento opercular lento, porém regular.
V Anestesia cirúrgica Ausência total de reação, mesmo a forte estímulo; movimentos operculares lentos e irregulares;
batimentos cardíacos lentos; perda total de todos os reflexos.
VI Colapso medular Parada da ventilação; parada cardíaca; morte eventual.
TABELA 2.Estágios de recuperação anestésica
_______________________________________________________________________________________________
Estágio Resposta comportamental
______________________________________________________________________________________________ I Reaparecimento dos movimentos operculares
II Retorno parcial do equilíbrio e da capacidade de nado
III Recuperação total do equilíbrio
IV Nado e reação a estímulos externos ainda vacilantes
V Total recuperação do equilíbrio e capacidade normal de nado _______________________________________________________________________________________________ *Modificado de Hikasa et al. (1986).