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Participação da via de sinalização da quinase Snf1 na resposta a estresse

A figura 11 ilustra a viabilidade celular após 30 minutos de tratamento ácido dos mutantes nulos de componentes da via da proteína quinase Snf1p (snf1Δ, sak1Δ, elm1Δ e tos3Δ). A contagem de colônias da cepa parental BY4741 exposta

ao mesmo tempo de tratamento foi usada como controle (100% de viabilidade). Os resultados mostram tolerância significativamente inferior dos mutantes em relação à cepa parental, sugerindo o envolvimento da via da quinase Snf1p na resposta a estresse ácido. Embora sejam quinases redundantes, os mutantes deficientes em Sak1p e Tos3p apresentaram viabilidades significativamente maiores que o mutante deficiente em Elm1p.

Figura 11: Viabilidade celular de mutantes da via da Snf1p após 30 minutos de exposição a HCl pH2,0 mais 86mM de NaCl. Os resultados estão expressos em função da cepa parental BY4741 – 100% de viabilidade. *Significância em relação a BY4741. **Significância em relação a elm1Δ. p<0,05.

5.Discussão

No presente trabalho, foi analisada a participação do íon cálcio na resposta a estresse ácido provocado por ácidos inorgânicos. A concentração citoplasmática de cálcio em condições ideais é relativamente baixa e aumenta quando as células são submetidas a um estresse ambiental. Esse aumento transitório dos níveis de cálcio é fundamental para a ativação das vias reguladas pelo íon, incluindo a via da calcineurina. Para monitorar o aumento de cálcio citoplasmático decorrente de pulsos ácidos, foram utilizadas duas técnicas. No ensaio da fotoproteína sensível a cálcio, aequorina, houve um evidente aumento de luminescência desencadeado por um pulso de 0,1M final de glicose (Figura 4a). Quando comparados ao controle positivo, os sinais de cálcio induzidos por diferentes pHs ácidos mostraram-se muito menores, sendo que em pH2,2 não foi possível detectar emissão de luz (Figura 4b). Quando os pulsos de glicose foram executados em meio ácido, notou-se que quanto menor o pH, menor foi o aumento de luminescência (Figura 4a), o que confirma a sensibilidade do ensaio da aequorina a variações de pH como alguns estudos já haviam sugerido (Viladevall et al., 2004; Zhang et al., 2012).

Como alternativa ao ensaio da aequorina, foi utilizado o ensaio do indicador fluorescente de cálcio Oregon Green® 488-1 BAPTA, AM (Figuras 5a e 5b). Nossos

resultados mostraram sinais de cálcio induzidos por pulso ácido mais evidentes e de amplitude semelhante ao do controle positivo (0,1M final de glicose), sendo que o pulso efetuado com um pH4,1 desencadeou o melhor sinal. Viladevall e colaboradores (2004) utilizaram o ensaio da aequorina para estudar a elevação transitória dos níveis de cálcio desencadeadas por pH alcalino. A maior emissão de luz foi obtida em pH8,2 e reduziu em pH próximo da neutralidade ou mais alcalino. Wang e colaboradores (2011) monitoraram o fluxo de cálcio com o indicador fluorescente Fluo-3 AM na levedura Candida albicans através de citometria. Os resultados encontrados sugeriram que o sinal é sensível a pH, apresentando maior fluorescência em pH8,1, mas em pH4,0 a detecção de fluorescência é muito menor. A menor sensibilidade do Oregon Green a variações de pH permitiu a medição dos níveis de Ca2+ na cepa parental BY4741 com resultados semelhantes em três

Os mutantes do canal de cálcio de membrana plasmática, mid1Δ e cch1Δ, e

do canal de cálcio vacuolar, yvc1Δ, apresentaram menores elevações de

fluorescência induzida por um pulso de pH4,1 quando comparados à cepa parental BY4741 (Figura 6). Estresses hiperosmótico e oxidativo induzem elevação dos níveis de cálcio principalmente através da liberação das reservas vacuolares (Matsumoto et al., 2002; Popa et al., 2010), enquanto pulsos alcalinos desencadeiam principalmente a entrada de Ca2+ externo (Viladevall et al., 2004;

Wang et al., 2011). Nossos resultados, porém, indicaram emissões muito semelhantes de fluorescência nos mutantes cch1Δ e yvc1Δ e um pouco maiores no

mutante mid1Δ. Embora Cch1p e Mid1p façam parte do mesmo complexo proteico,

Popa e colaboradores (2010) observaram diferenças nos sinais de cálcio em ambos os mutantes, o que permitiu sugerir uma maior importância de Cch1p para a passagem de cálcio pela membrana plasmática. No presente trabalho, os ensaios realizados na cepa parental BY4741 em presença dos quelantes de cálcio externo EGTA ou interno BAPTA, AM, ou do cátion competidor Mg2+, mostram uma redução

do sinal de cálcio (Figura 7), sugerindo que tanto o influxo extracelular quanto a mobilização vacuolar de cálcio estão envolvidos no aumento dos níveis do íon em pH ácido.

Nos ensaios de viabilidade celular, os mutantes de canais de cálcio apresentaram menor viabilidade em relação à cepa parental BY4741 já a partir de 30 minutos de exposição a pH ácido. Além disso, observa-se tolerância um pouco maior do mutante mid1Δ em relação a cch1Δ e yvc1Δ (Figura 8). Ao se comparar

resultados de viabilidade e resultados de sinal de cálcio, é possível sugerir que o canal de cálcio Mid1p é menos importante para o influxo de cálcio externo que o canal Cch1p.

Os mutantes da via da calcineurina também foram submetidos a testes de viabilidade celular após exposição a estresse ácido (Figura 9). A viabilidade significativamente menor dos mutantes cnb1Δ e crz1Δ em comparação com a cepa

parental BY4741 (assim como o efeito observado quando a cepa parental foi previamente incubada com o inibidor de calcineurina FK506) mostra a importância desta via para a resposta da S. cerevisiae a estresse ácido. Adicionalmente, estes mutantes apresentaram crescimento celular significativamente menor que a cepa parental em meio ácido (Figura 10). O envolvimento desta via na resposta a estresses osmótico, alcalino e oxidaditvo foi previamente descrito (Matsumoto et al.,

2002; Viladevall et al., 2004; Popa et al., 2010). Lucena e colaboradores (2012) demonstraram uma menor viabilidade do mutante crz1Δ exposto a ácido sulfúrico

pH2,5, corroborando nossos resultados de que o aumento transitório dos níveis de cálcio ativa a calcineurina em baixo pH e regula a expressão gênica em resposta a estresse ácido através do fator de transcrição Crz1p.

A via de sinalização da proteína quinase Snf1p tem papel fundamental para a mobilização de fontes alternativas de carbono na ausência de glicose e também está relacionada à resposta a estresses. Sua ativação e interação com o aumento dos níveis de cálcio já foram demonstradas em resposta a íons tóxicos e estresses alcalino, salino e oxidativo (Dubacq et al., 2004; Portillo et al., 2005; Hong & Carlson, 2007; Ohdate et al., 2009). Os mutantes nulos de componentes dessa via também foram submetidos a ensaios de viabilidade celular. Nossos resultados mostraram que snf1Δ foi bem menos viável que BY4741 após o tratamento ácido, bem como os

mutantes das quinases redundantes que ativam Snf1p (sak1Δ, elm1Δ e tos3Δ),

sugerindo a participação dessa via na resposta a baixo pH (Figura 11). Segundo Hedbacker e Carlson (2009), as quinases Sak1p, Elm1p e Tos3p contribuem de forma diferente para a ativação de Snf1p, sendo Sak1p a principal delas em limitação de glicose. Curiosamente, nossos resultados mostraram maior viabilidade dos mutantes sak1Δ e tos3Δ em relação a elm1Δ, indicando que possivelmente

6.Conclusões

Nossos resultados mostram aumento da concentração citosólica de cálcio frente a um pulso ácido e esta elevação é devida tanto ao influxo de cálcio extracelular quanto à mobilização de cálcio vacuolar. Os níveis aumentados de cálcio livre ativam a via da calcineurina dependente de Ca2+/calmodulina que é

importante para o crescimento e manutenção da viabilidade celular de

Saccharomyces cerevisiae em pH ácido através da regulação da expressão gênica

pelo fator de transcrição Crz1p. Além disso, a via de mobilização de fontes alternativas de carbono também parece estar envolvida na maior tolerância de S.

cerevisiae a baixo pH e, aparentemente, a ativação de Snf1p é feita principalmente

pela quinase Elm1p.

Figura 12: Participação da via de sinalização da calcineurina dependente de Ca2+/calmodulina e da

7.Perspectivas

 Estudar o envolvimento de outras proteínas na variação dos níveis citosólicos de cálcio e na tolerância da S. cerevisiae frente a estresse ácido, como a quinase Arg82p (responsável pela fosforilação de IP3 a IP4 e IP5) e as

quinases dependentes de calmodulina Cmk1p e Cmk2p.

 Demonstrar a atividade da quinase Snf1p em condições de estresse ácido, confirmando os resultados de viabilidade celular.

 Verificar a fosforilação/ativação de Snf1p por quinases dependentes de calmodulina em resposta a baixo pH, permitindo sugerir a interação entre a via da Snf1 e o aumento transitório da concentração citoplasmática de cálcio.

8.Referências bibliográficas

Alexander, M. R., Tyers, M., Perret, M., Craig, B. M., Fang, K. S., Gustin, M. C. (2001). ”Regulation of cell cycle progression by Swe1p and Hog1p following hypertonic stress.” Mol Biol Cell 12(1): 53-62.

Araki, Y., Wu, H., Kitagaki, H., Akao, T., Takagi, H., Shimoi, H. (2009). "Ethanol stress stimulates the Ca2+-mediated calcineurin/Crz1 pathway in Saccharomyces

cerevisiae." J Biosci Bioeng 107(1): 1-6.

Ariño, J. (2010). "Integrative responses to high pH stress in S. cerevisiae." OMICS

14(5): 517-523.

Ashrafi, K., Lin, S. S., Manchester, J. K., Gordon, J. I. (2000). "Sip2p and its partner snf1p kinase affect aging in S. cerevisiae." Genes Dev 14(15): 1872-1885.

Basilio, A. C., Araujo, P. R., Morais, J. O., Silva Filho, E. A., de Morais Jr., M. A., Simões, D. A. (2008). "Detection and identification of wild yeast contaminants of the industrial fuel ethanol fermentation process." Curr Microbiol 56(4): 322-326.

Basso, L. C., de Amorim, H. V., de Oliveira, A. J., Lopes, M. L. (2008). "Yeast selection for fuel ethanol production in Brazil." FEMS Yeast Res 8(7): 1155-1163.

Biddick, R. & Young, E. T. (2009). "The disorderly study of ordered recruitment." Yeast 26(4): 205-220.

BIOETANOL (2008). Bioetanol de cana-de-açúcar: energia para o desenvolvimento sustentável Rio de Janeiro: BNDES. 316p. Disponível em:

http://www.bioetanoldecana.org

Bouillet, L. E., Cardoso, A. S., Perovano, E., Pereira, R. R., Ribeiro, E. M., Trópia, M. J., Fietto, L. G., Tisi, R., Martegani, E., Castro, I. M., Brandao, R. L. (2012). "The involvement of calcium carriers and of the vacuole in the glucose-induced calcium signaling and activation of the plasma membrane H+-ATPase in Saccharomyces

Boy-Marcotte, E., Perrot, M., Bussereau, F., Boucherie, H., Jacquet, M. (1998). “Msn2p and Msn4p control a large number of genes induced at the diauxic transition which are repressed by cyclic AMP in Saccharomyces cerevisiae.” J Bacteriol 180(5): 1044-1052.

Brandão, R. L., Castro, I. M., Bambirra, E. A., Amaral, S. C., Fietto, L. G., Tropia, M. J., Neves, M. J., Dos Santos, R. G., Gomes, N. C., Nicoli, J. R. (1998). "Intracellular signal triggered by cholera toxin in Saccharomyces boulardii and Saccharomyces

cerevisiae." Appl Environ Microbiol 64(2): 564-568.

Brandão, R. L., Rosa, J. C. C., Nicoli, J. R., Almeida, M. V. S., Carmo, A. P., Queirós, H. T., Castro, I. M. (2014). “Investigating acid stress response in different

Saccharomyces strains.” Journal of Mycology 2014: 1-9.

Brocard-Masson, C. & Dumas, B. (2006). "The fascinating world of steroids: S.

cerevisiae as a model organism for the study of hydrocortisone biosynthesis."

Biotechnol Genet Eng Rev 22: 213-252.

Carafoli, E. (1987). "Intracellular calcium homeostasis." Annu Rev Biochem 56: 395- 433.

Carlson, M. (1999). "Glucose repression in yeast." Curr Opin Microbiol 2(2): 202-207.

Casado, C., Gonzalez, A., Platara, M., Ruiz, A., Arino, J. (2011). "The role of the protein kinase A pathway in the response to alkaline pH stress in yeast." Biochem J

438(3): 523-533.

Casamayor, A., Serrano, R., Platara, M., Casado, C., Ruiz, A., Arino, J. (2012). "The role of the Snf1 kinase in the adaptive response of Saccharomyces cerevisiae to alkaline pH stress." Biochem J 444(1): 39-49.

Castagliuolo, I., LaMont, J. T., Nikulasson, S. T., Pothoulakis, C. (1996). "Saccharomyces boulardii protease inhibits Clostridium difficile toxin A effects in the rat ileum." Infect Immun 64(12): 5225-5232.

Catterall, W. A. (2000). "Structure and regulation of voltage-gated Ca2+ channels."

Causton, H. C., Ren, B., Koh, S. S., Harbison, C. T., Kanin, E., Jennings, E. G., Lee, T. I., True, H. L., Lander, E. S., Young, R. A. (2001). "Remodeling of yeast genome expression in response to environmental changes." Mol Biol Cell 12(2): 323-337.

Chen, R. E. & Thorner, J. (2007). "Function and regulation in MAPK signaling pathways: lessons learned from the yeast Saccharomyces cerevisiae." Biochim Biophys Acta 1773(8): 1311-1340.

Chu-Ky, S., Vaysse, L., Liengprayoon, S., Sriroth, K., Le, T.-M. (2013). “Acid adaptation for improvement of viability of Saccharomyces cerevisiae during freeze- drying.” Inter J Food Sci Tech 48: 1468-1473.

Claret, S., Gatti, X., Doignon, F., Thoraval, D., Crouzet, M. (2005). "The Rgd1p Rho GTPase-activating protein and the Mid2p cell wall sensor are required at low pH for protein kinase C pathway activation and cell survival in Saccharomyces cerevisiae." Eukaryot Cell 4(8): 1375-1386.

Cullen, P. J. & Sprague, G. F., Jr. (2000). "Glucose depletion causes haploid invasive growth in yeast." Proc Natl Acad Sci U S A 97(25): 13619-13624.

Cunningham, K. W. & Fink, G. R. (1994). "Calcineurin-dependent growth control in

Saccharomyces cerevisiae mutants lacking PMC1, a homolog of plasma membrane

Ca2+-ATPases." J Cell Biol 124(3): 351-363.

Cunningham, K. W. (2011). "Acidic calcium stores of Saccharomyces cerevisiae." Cell Calcium 50(2): 129-138.

Cyert, M. S. (2003). "Calcineurin signaling in Saccharomyces cerevisiae: how yeast go crazy in response to stress." Biochem Biophys Res Commun 311(4): 1143-1150.

Daquinag, A., Fadri, M., Jung, S. Y., Qin, J., Kunz, J. (2007). "The yeast PH domain proteins Slm1 and Slm2 are targets of sphingolipid signaling during the response to heat stress." Mol Cell Biol 27(2): 633-650.

Delley, P. A. & Hall, M. N. (1999). “Cell wall stress depolarizes cell growth via hyperactivation of RHO1.” J Cell Biol 147(1): 163-174.

Denis, V. & Cyert, M. S. (2002). "Internal Ca2+ release in yeast is triggered by

hypertonic shock and mediated by a TRP channel homologue." J Cell Biol 156(1): 29-34.

Dias, R. S., Bambirra, E. A., Silva, M. E., Nicoli, J. R. (1995). "Protective effect of

Saccharomyces boulardii against the cholera toxin in rats." Braz J Med Biol Res

28(3): 323-325.

Dubacq, C., Chevalier, A., Mann, C. (2004). "The protein kinase Snf1 is required for tolerance to the ribonucleotide reductase inhibitor hydroxyurea." Mol Cell Biol 24(6): 2560-2572.

Eraso, P. & Gancedo, C. (1987). "Activation of yeast plasma membrane ATPase by acid pH during growth." FEBS Lett 224(1): 187-192.

Estruch, F. (2000). "Stress-controlled transcription factors, stress-induced genes and stress tolerance in budding yeast." FEMS Microbiol Rev 24(4): 469-486.

FAO [Internet]. “Food and Agriculture Organization of the United Nations.” Acesso em: abril de 2014. Disponível em: http://www.faostat3.fao.org

Fietto, J. L., Araujo, R. S., Valadao, F. N., Fietto, L. G., Brandao, R. L., Neves, M. J., Gomes, F. C., Nicoli, J. R., Castro, I. M. (2004). "Molecular and physiological comparisons between Saccharomyces cerevisiae and Saccharomyces boulardii." Can J Microbiol 50(8): 615-621.

Francois, J. & Parrou, J. L. (2001). "Reserve carbohydrates metabolism in the yeast

Saccharomyces cerevisiae." FEMS Microbiol Rev 25(1): 125-145.

Fuchs, B. B. & Mylonakis, E. (2009). "Our paths might cross: the role of the fungal cell wall integrity pathway in stress response and cross talk with other stress response pathways." Eukaryot Cell 8(11): 1616-1625.

Gancedo, J. M. (1998). "Yeast carbon catabolite repression." Microbiol Mol Biol Rev

62(2): 334-361.

Gasch, A. P., Spellman, P. T., Kao, C. M., Carmel-Harel, O., Eisen, M. B., Storz, G., Botstein, D., Brown, P. O. (2000). "Genomic expression programs in the response of yeast cells to environmental changes." Mol Biol Cell 11(12): 4241-4257.

Gash, A. P. (2003). “The environmental stress response: a common yeast response to diverse environmental stresses.” In: Hohmann, S. & Mager, W. H., editors, Yeast Stress Responses. Topics in Current Genetics 1. Berlin: Springer, 11-70.

Giannattasio, S., Guaragnella, N., Corte-Real, M., Passarella, S., Marra, E. (2005). "Acid stress adaptation protects Saccharomyces cerevisiae from acetic acid-induced programmed cell death." Gene 354: 93-98.

Goffeau, A., Barrell, B. G., Bussey, H., Davis, R. W., Dujon, B., Feldmann, H., Galibert, F., Hoheisel, J. D., Jacq, C., Johnston, M., Louis, E. J., Mewes, H. W., Murakami, Y., Philippsen, P., Tettelin, H., Oliver, S. G. (1996). "Life with 6000 genes." Science 274(5287): 546, 563-547.

Görner, W., Durchschlag, E., Martinez-Pastor, M. T., Estruch, F., Ammerer, G., Hamilton, B., Ruis, H., Schüller, C. (1998). ”Nuclear localization of the C2H2 zinc finger protein Msn2p is regulated by stress and protein kinase A activity.” Genes Dev

12(4): 586-597.

Görner, W., Durchschlag, E., Wolf, J., Brown, E. L., Ammerer, G., Ruis, H., Schuller, C. (2002). "Acute glucose starvation activates the nuclear localization signal of a stress-specific yeast transcription factor." EMBO J 21(1-2): 135-144.

Gray, J. V., Ogas, J. P., Kamada, Y., Stone, M., Levin, D. E., Herskowitz, I. (1997). ”A role for the Pkc1 MAP kinase pathway of Saccharomyces cerevisiae in bud emergence and identification of a putative upstream regulator.” EMBO J 16(16): 4924-4937.

Guadalupe Cabral, M., Sa-Correia, I., Viegas, C. A. (2004). "Adaptative responses in yeast to the herbicide 2-methyl-4-chlorophenoxyacetic acid at the level of intracellular pH homeostasis." J Appl Microbiol 96(3): 603-612.

Harrison, J. C., Bardes, E. S., Ohya, Y., Lew, D. J. (2001). ”A role for the Pkc1p/Mpk1p kinase cascade in the morphogenesis checkpoint.” Nat Cell Biol 3(4): 417-420.

Hedbacker, K. & Carlson, M. (2008). "SNF1/AMPK pathways in yeast." Front Biosci

Heinisch, J. J., Lorberg, A., Schmitz, H. P., Jacoby, J. J. (1999). “The protein kinase C-mediated MAP kinase pathway involved in the maintenance of cellular integrity in

Saccharomyces cerevisiae.” Mol Microbiol 32(4): 671-680.

Hohmann, S. (2009). "Control of high osmolarity signalling in the yeast

Saccharomyces cerevisiae." FEBS Lett 583(24): 4025-4029.

Hong, S. P. & Carlson, M. (2007). "Regulation of snf1 protein kinase in response to environmental stress." J Biol Chem 282(23): 16838-16845.

Honigberg, S. M. & Lee, R. H. (1998). "Snf1 kinase connects nutritional pathways controlling meiosis in Saccharomyces cerevisiae." Mol Cell Biol 18(8): 4548-4555.

Iida, H., Yagawa, Y., Anraku, Y. (1990). "Essential role for induced Ca2+ influx

followed by [Ca2+]i rise in maintaining viability of yeast cells late in the mating

pheromone response pathway. A study of [Ca2+]i in single Saccharomyces cerevisiae

cells with imaging of fura-2." J Biol Chem 265(22): 13391-13399.

Jung, U. S. & Levin, D. E. (1999). ”Genome-wide analysis of gene expression regulated by the yeast cell wall integrity signalling pathway.” Mol Microbiol 34(5): 1049-1057.

Kamada, Y., Jung, U. S., Piotrowski, J., Levin, D. E. (1995). ”The protein kinase C- activated MAP kinase pathway of Saccharomyces cerevisiae mediates a novel aspect of the heat shock response.” Genes Dev 9(13): 1559-1571.

Kapteyn, J. C., ter Riet, B., Vink, E., Blad, S., De Nobel, H., Van Den Ende, H., Klis, F. M. (2001). "Low external pH induces HOG1-dependent changes in the organization of the Saccharomyces cerevisiae cell wall." Mol Microbiol 39(2): 469- 479.

Karathia, H., Vilaprinyo, E., Sorribas, A., Alves, R. (2011). "Saccharomyces

cerevisiae as a model organism: a comparative study." PLoS One 6(2): e16015.

Kawahata, M., Masaki, K., Fujii, T., Iefuji, H. (2006). "Yeast genes involved in response to lactic acid and acetic acid: acidic conditions caused by the organic acids in Saccharomyces cerevisiae cultures induce expression of intracellular metal metabolism genes regulated by Aft1p." FEMS Yeast Res 6(6): 924-936.

Kendall, J. M. & Badminton, M. N. (1998). “Aequorea victoria bioluminescence moves into an exciting new era.” Trends Biotechnol 16(5): 216-224.

Knauf, M. & Kraus, K. (2006). “Specific yeasts developed for modern ethanol production.” Sugar Industry 131(11): 753-758.

Kobayashi, N. & McEntee, K. (1990). “Evidence for a heat shock transcription factor- independent mechanism for heat shock induction of transcription in Saccharomyces

cerevisiae.” Proc Natl Acad Sci USA 87(17): 6550-6554.

Kobayashi, N. & McEntee, K. (1993). ”Identification of cis and trans components of a novel heat shock stress regulatory pathway in Saccharomyces cerevisiae.” Mol Cell Biol 13(1): 248-256.

Kobayashi, M., Shimizu, H., Shioya, S. (2008). “Beer volatile compounds and their application to low-malt beer fermentation.” J Biosci Bioeng 106(4): 317-323.

Kuchin, S., Vyas, V. K., Carlson, M. (2002). "Snf1 protein kinase and the repressors Nrg1 and Nrg2 regulate FLO11, haploid invasive growth, and diploid pseudohyphal differentiation." Mol Cell Biol 22(12): 3994-4000.

Kullas, A. L., Martin, S. J., Davis, D. (2007). "Adaptation to environmental pH: integrating the Rim101 and calcineurin signal transduction pathways." Mol Microbiol

66(4): 858-871.

Lawrence, C. L., Botting, C. H., Antrobus, R., Coote, P. J. (2004). "Evidence of a new role for the high-osmolarity glycerol mitogen-activated protein kinase pathway in yeast: regulating adaptation to citric acid stress." Mol Cell Biol 24(8): 3307-3323.

Levin, D. E. & Bartlett-Heubusch, E. (1992). “Mutants in the S. cerevisiae PKC1 gene display a cell cycle-specific osmotic stability defect.” J Cell Biol 116(5): 1221-1229.

Levin, D. E. (2005). "Cell wall integrity signaling in Saccharomyces cerevisiae." Microbiol Mol Biol Rev 69(2): 262-291.

Lucena, R. M., Elsztein, C., Simoes, D. A., de Morais Jr, M. A.. (2012). "Participation of CWI, HOG and Calcineurin pathways in the tolerance of Saccharomyces

Mahmud, S. A., Hirasawa, T., Shimizu, H. (2010). "Differential importance of trehalose accumulation in Saccharomyces cerevisiae in response to various environmental stresses." J Biosci Bioeng 109(3): 262-266.

Malpartida, F. & Serrano, R. (1980). "Purification of the yeast plasma membrane ATPase solubilized with a novel zwitterionic detergent." FEBS Lett 111(1): 69-72. MAPA [Internet]. “Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.” Acesso em: abril de 2014. Disponível em: http://www.agricultura.gov.br

Marchler, G., Schüller, C., Adam, G., Ruis, H. (1993). “A Saccharomyces cerevisiae UAS element controlled by protein kinase A activates transcription in response to a variety of stress conditions.” EMBO J 12(5): 1997-2003.

Martinez-Pastor, M. T., Marchler, G., Schüller, C., Marchler-Bauer, A., Ruis, H., Estruch, F. (1996). “The Saccharomyces cerevisiae zinc finger proteins Msn2p and Msn4p are required for transcriptional induction through the stress response element (STRE).” EMBO J 15(9): 2227-2235.

Martins, R. L. (2013). “Importância das reservas energéticas para a resposta ao estresse ácido em Saccharomyces.” Dissertação (Mestrado em Biotecnologia) – Núcleo de Pesquisas em Ciências Biológicas, Universidade Federal de Ouro Preto, Minas Gerais. 2013.

Matheos, D. P., Kingsbury, T. J., Ahsan, U. S., Cunningham, K. W. (1997). "Tcn1p/Crz1p, a calcineurin-dependent transcription factor that differentially regulates gene expression in Saccharomyces cerevisiae." Genes Dev 11(24): 3445-3458.

Matsumoto, T. K., Ellsmore, A. J., Cessna, S. G., Low, P. S., Pardo, J. M., Bressan, R. A., Hasegawa, P. M. (2002). "An osmotically induced cytosolic Ca2+ transient

activates calcineurin signaling to mediate ion homeostasis and salt tolerance of

Saccharomyces cerevisiae." J Biol Chem 277(36): 33075-33080.

MDIC [Internet]. “Ministério do Desenvolvimento, Indústria e Comércio Exterior.” Acesso em: abril de 2014. Disponível em: http://www.mdic.gov.br

Melo, H. F., Bonini, B. M., Thevelein, J., Simoes, D. A., Morais Jr., M. A. (2010). "Physiological and molecular analysis of the stress response of Saccharomyces

cerevisiae imposed by strong inorganic acid with implication to industrial

fermentations." J Appl Microbiol 109(1): 116-127.

Mira, N. P., Teixeira, M. C., Sa-Correia, I. (2010). "Adaptive response and tolerance to weak acids in Saccharomyces cerevisiae: a genome-wide view." OMICS 14(5): 525-540.

Miseta, A., Kellermayer, R., Aiello, D. P., Fu, L., Bedwell, D. M. (1999). "The vacuolar Ca2+/H+ exchanger Vcx1p/Hum1p tightly controls cytosolic Ca2+ levels in S.

cerevisiae." FEBS Lett 451(2): 132-136.

Mithofer, A. & Mazars, C. (2002). "Aequorin-based measurements of intracellular Ca2+-signatures in plant cells." Biol Proced Online 4: 105-118.

Moser, M. J., Geiser, J. R., Davis, T. N. (1996). "Ca2+-calmodulin promotes survival

of pheromone-induced growth arrest by activation of calcineurin and Ca2+-

calmodulin-dependent protein kinase." Mol Cell Biol 16(9): 4824-4831.

Moskvina, E., Schüller, C., Maurer, C. T., Mager, H. W., Ruis, H. (1998). “A search in the genome of Saccharomyces cerevisiae for genes regulated via stress response elements.” Yeast 14(11): 1041-1050.

Muller, E. M., Locke, E. G., Cunningham, K. W. (2001). “Differential regulation of two Ca2+ influx systems by pheromone signaling in Saccharomyces cerevisiae.” Genetics 159(4): 1527-1538.

Mussatto, S. I., Dragone, G., Guimarães, P. M. R., Silva, J. P. A., Carneiro, L. M., Roberto, I. C., Vicente, A., Domingues, L., Teixeira, J. A. (2010). “Technological trends, global market and challenges of bioethanol production.” Biotechnol Adv 28(6): 817-830.

Nakajima-Shimada, J., Iida, H., Tsuji, F. I., Anraku, Y. (1991). "Monitoring of intracellular calcium in Saccharomyces cerevisiae with an apoaequorin cDNA expression system." Proc Natl Acad Sci U S A 88(15): 6878-6882.

Nasheuer, H. P., Smith, R., Bauerschmidt, C., Grosse, F., Weisshart, K (2002). "Initiation of eukaryotic DNA replication: regulation and mechanisms." Prog Nucleic

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