• Nenhum resultado encontrado

1.3 Enzimas halogenantes

B) Actividade enzimática como catecolase e exemplo da oxidação do L-dopa; C)

1.5.2 Propriedades e funções

As melaninas contêm propriedades de grande interesse que estão relacionadas com várias funções desempenhadas, das quais se destacam a fotoprotecção e a pigmentação [Subianto

et al. 2005]. Devido à elevada capacidade de absorção da luz visível e eficiência no

isolamento de radicais livres [Reszka et al. 1998], estes antioxidantes possuem uma função fotoprotectora. Uma das propriedades mais surpreendentes das melaninas é o facto de absorverem em toda a gama ultravioleta-visível [Panzella et al. 2007, Albuquerque et al. 2006] enquanto as restantes biomoléculas apresentam picos bem definidos na zona dos 280 nm [Powell 2005]. Paradoxalmente apresentam uma função fotoprotectora, mas também estão relacionadas com a formação de melanomas [Zang et al. 2000, Napolitano et al. 1996, Di e Bi 2003].

Como pigmento, as melaninas são responsáveis pela padronização das cores nos cabelos, olhos, pele e plumagem de numerosos vertebrados [Tran et al. 2006, Albuquerque et al. 2006, Schweikardt et al. 2007]. Esta pigmentação pode ser de grande importância na selecção natural e sexual [Bókony et al. 2003, MacGraw e Hill 2000].

A presença da melanina na substantia nigra do cérebro e em outras áreas não expostas às radiações solares, como o ouvido interno, sugere outras funções [Albuquerque et al. 2006, Galvão e Caldas 1989]. Uma dessas funções é a de absorção do som, que está directamente relacionado com o enorme acoplamento electrão-fotão deste biomaterial [Kono et al. 1979]. Recentemente foi proposto que a melanina desempenha uma função mais ligada à resposta imunitária do que à fotoprotecção [Burkhart e Burkhart 2005, Wilms et al. 2007, Rosas et

al. 2000]. Contudo, é sabido que a eumelanina e a feomelanina estão relacionados com o

desenvolvimento do cancro da pele e que a ausência de neuromelanina (híbrido entre a eumelanina e a feomelanina), no cérebro, está na origem de várias doenças neurodegenerativas, como por exemplo, a doença de Parkison [Tei et al. 1998, Pedrosa e Soares-da-Silva 2002, Dzierzega-Lecznar et al. 2004, Meredith et al. 2006].

1.5.3 Estrutura

De um modo geral, a estrutura da eumelanina é aceite como sendo constituída por unidades monoméricas de várias formas redox do ácido 5,6-dihidroxindolo-2-carboxílico (DHICA) e/ou 5,6-dihidroxindolo (DHI), com possíveis locais de polimerização representados na figura 1.49 [Tran et al. 2006, Powell 2005, Meredith et al. 2005, Liu e Simon 2003].

Figura 1.49 – Estruturas de DHI (5,6-dihidroxindolo) e DHICA (ácido 5,6-dihidroxindolo-

2-carboxílico) [Tran et al. 2006, Powell 2005].

Nessas formas redox estão incluídas as semi-quinonas (SQ), as indoloquinonas (IQ) e imina-quinonas (QI). Estes monómeros ligam-se uns aos outros, supostamente, de uma forma aleatória, para formar oligómeros e polímeros. As moléculas monoméricas podem estar em vários estados de oxidação, como é possível visualizar na figura 1.50 [Meredith et

al. 2006]. Desta forma, é possível verificar que a melanina não é uma molécula

convencional e bem definida, mas sim uma mistura heterogénea destas unidades estruturais básicas ligadas aleatoriamente [Tran et al. 2006, Powell 2005].

Nos sistemas vivos, as melaninas podem estar ligadas a outras moléculas tais como proteínas que podem, afectar as propriedades destes pigmentos, nomeadamente a sua solubilidade [Liu e Simon 2003, Meredith et al. 2006, Capozzi et al. 2006].

Figura 1.50 – Estrutura do DHI (5,6-dihidroxindolo), e suas formas oxidadas SQ (forma

reduzida da semiquinona), IQ (indoloquinona) e QI (quinona-imina), e o DHICA (ácido 5,6-dihidroxindolo-2-carboxílico): estruturas monoméricas da eumelanina. Formas isoméricas, tautoméricas e redox dos intervenientes na formação da melanina [Meredith et

Contudo, a grande dúvida a nível estrutural global das melaninas é se estes oligómeros formam heteropolímeros extensos como os que estão representados na figura 1.51 [Mason e Raper] ou se nanoagregados, como reproduzido na figura 1.52 [Capozzi et al. 2006, Clancy

et al. 2000, Powell 2005, Galla et al. 2000, Stark et al. 2005].

Figura 1.51 – Exemplo de estrutura química de melanina natural [Barnes 1988].

No esquema dos nanoagregados é proposto que cinco a dez unidades monoméricas ligam- se dando origem a um pequeno oligómeros planar, a protomolécula. Estes oligómeros por sua vez condensam-se através de ligações π, dando origem aos nanoagregados com duas ou três camadas. Estes nanoagregados podem juntar-se em cluster através de interacções do tipo pontes de hidrogénio, como está ilustrado na figura 1.52 [Clancy e Simon 2001, Powell 2005, Stark et al. 2005, Tran et al. 2006].

Figura 1.52 – Estruturas possíveis para 3 tipos de hexámeros da melanina: oxidada (a),

semi-reduzida (b) e reduzida (c), onde as ligações de hidrogénio estão representadas a tracejado azul [Stark et al. 2005].

Desta forma, quanto mais reduzidas forem as estruturas maior a probabilidade para as ligações de hidrogénio, intra e inter-camadas, e consequente variação dos espectros de absorção. Portanto, nas estruturas mais oxidadas as interacções serão apenas intra-camadas, havendo menor possibilidade de formação de camadas múltiplas [Tran et al. 2005]. O modelos dos nanoagregados foi baseado em estudos de raio-X WAXS (do inglês Wide- Angle X-Ray) ou SAXS (do inglês Small-Angle X-Ray) e microscopia de força atómica (AFM – do inglês Atomic Force Microscopy) [Tran et al. 2006, Stark et al. 2005, Dezidério

et al. 2004, Clancy e Simon. 2001]. Alguns estudos demonstraram que também podem

formar-se filamentos. Uma explicação possível para estas estruturas está ilustrada na figura 1.53 [Clancy e Simon 2001].

Figura 1.53 – Estrutura esquemática da eumelanina. A unidade estrutural básica do

oligómero planar é constituído por aproximadamente 5 unidades de DHICA/DHI. Estas unidades oligoméricas estão ligadas entre si através de interacções π, que formam, por sua vez, os filamentos [Clancy e Simon 2001].

A ideia da biomolécula com uma estrutural baseada na heterogeneidade ou na desordem apresenta uma grande ruptura na doutrina bioquímica, onde todas as moléculas possuem uma estrutura muito bem definida [Stark et al. 2005, Liu e Simon 2003]. É esta desordem que faz com que as aproximações feitas por análise espectroscópica e difracção de raio-x, técnicas usadas com grande sucesso na elucidação de estruturas de outras biomacromoléculas complexas, sejam tão ineficientes no estudos das melaninas [Liu e Simon 2003]. Contudo, é também esta desordem estrutural que dá à melanina a capacidade de ter muitas propriedades de grande interesse [Galvão e Caldas 1989, Albuquerque et al. 2006, Liu e Simon 2003, Tran et al. 2006, Capozzi et al. 2006, Powell 2005, Gallas et al. 2000].

Cálculos utilizando a teoria da minimização da energia funcional e simulação molecular dinâmica [Stark et al. 2005] sugerem que a larga banda de absorção da melanina pode ser atribuída ao enorme aglomerado de diferentes monómeros e oligómeros, cada um com um pico ligeiramente diferente. A figura 1.54 mostra os espectros de absorção de uma folha hexamérica, em vários estados de oxidação. A aglomeração das folhas e outros factores também podem alterar e forma dos picos. Foi, assim, proposto que com toda esta desordem, a sobreposição dos picos individuais daria origem a um largo e monotónico espectro de absorção, como é observado experimentalmente [Stark et al. 2005].

A

B

Figura 1.54 – A) Espectro de absorção calculado para um hexamero de camada única,

oxidado (preto), semi-reduzido (vermelho) e reduzido (azul). B) Bandas de absorção calculadas para hexameros sintéticos da melanina. O espectro da estrutura mais oxidada, com apenas 1 camada está representado a azul, a vermelho está delineado o espectro de absorção da dupla camada e a verde o da tripla camada [Stark et al. 2005].

Albuquerque J E, Giacomantonio C, White A G, Meredith P (2006) Study of optical properties of electropolymerized melanin films by photoelectric spectroscopy. Eur.

Biophys. J. 35: 190-195.

Ali F E, Barnham K J, Barrow C J, Separovic F (2004) Metal catalyzed oxidation of tyrosine residues system of copper/hydrogen peroxide. J. Inorg. Chem. 98: 173-184.

Alijanianzadeh M A A, Saboury A A H, Mansuri-Torshizi H, Haghbeen K, Moosavi- Movahedia A A (2007) The inhibitory effect of some new synthesized xanthates on mushroom tyrosinase activities. J. Enz. Inh. and Med. Chem. 22: 239-246.

Allain E J, Hager L P, Deng L, Jacobsen E N (1993) Highly enantioselective epoxidation of disubstituted alkenes with hydrogen peroxide catalyzed by chloroperoxidase. J. Am. Chem.

Soc. 115: 4415-4416.

Almeida G, Humanes M, Melo R, Silva J A L, Fraústo da Silva J J R, Wever R (2000) Purification and characterization of vanadium haloperoxidases from the brown algae

Pelvetia canaliculata. Phytochemistry 54: 5-11.

Almeida M, Humanes M, Melo R, Silva J A, Fraústo da Silva J J R, Vilter H, Wever R (1998) Sacchoriza polyschides (Phaeophyceae; Phyllariaceae): a new source for vanadium- dependent haloperoxidases. Phytochemistry 48: 229-239.

Almeida M, Humanes M, Silva J A, Melo R, Fraústo da Silva J J R (1996) Phyllariopsis

brevipes - a brown algae with vanadium dependent iodoperoxidase in: Obinger C, Burner

U, Eberman R, Penel C, Greppin H (Eds) Plant Peroxidases: Biochemistry and Physiology, University of Geneve, pp 146-152.

Almeida M, Filipe S, Humanes M, Maia M F, Melo R, Severino N, Silva J A, Fraústo da Silva J J R, Wever R (2001) Vanadium haloperoxidases from brown algae of the Laminariaceae family. Phytochemistry 57: 633-642.

Anderson J L R, Chapman S K (2006) Molecular mechanisms of enzyme-catalysed halogenation. Mol. BioSyst. 2: 350-357.

Andersson M A, Allenmark S G (1998) Asymmetric sulfoxidation catalyzed by a vanadium bromoperoxidase: Substrate requirements of the catalyst. Tetrahedron 54: 15293-15304.

Andersson M A, Willets A, Allenmark S G (1997) Sulfoxidation catalyzed by a vanadium- containing bromoperoxidase. J. Org. Chem. 62: 8455-8458.

Ando H, Watabe H, Valencia J C, Yasumoto K-I, Furumura M, Funasaka Y, Oka M, Ichihashi M, Hearing V J (2004) Fatty acids regulate pigmentation via proteasomal degradation of tyrosinase. J. Biol. Chem. 279: 15427-15433.

Araújo M F, Conceição A, Barbosa T, Lopes M T, Humanes M (2003) Elemental composition of marine sponges from the Berlengas Natural Park, Western Portuguese Coast. X-Ray Spectrom. 32: 428-433.

Arber J M, de Boer E, Garner C D, Hasnain S S, Wever R (1989) Vanadium K-edge X-ray absorption spectroscopy of bromoperoxidase from Ascophylum nodosum. Biochemistry 28: 7968-7973.

Baciocchi E, Fabbrini M, Lanzalunga O, Manduchi L, Pochetti G (2001) Prochiral selectivity in H2O2-promoted oxidation of arylalkanols catalysed by chloroperoxidase. The

role of the interactions between the OH group and the amino-acid residues in the enzyme active site. FEBS J. 268: 665-672.

Baden D G, Corbett M D (1979) Peroxidase produced by the marine sponge Iotrochota

birotulata. Comp. Biochem. Physiol. B 64: 279-283.

Baden D G, Corbett M D (1980) Bromoperoxidases from Penicillus capitatus, Penicillus

Badyal S K, Joyce M G, Sharp K H, Seward H E, Mewies M, Basran J, Macdonald I K, Moody P C E, Raven E L (2006) Conformational mobility in the active site of a heme peroxidase. J. Biol. Chem. 28: 24512-24520.

Baker J M, Sturges W T, Sugier J, Sunnenberg G, Lovett A A, Reeves C E, Nightingale P D, Penkett S A (2001) Emissions of CH3Br, organochlorines and organoiodines from

temperate macroalgae. Chemosphere 3: 93-106.

Ballschmiter K (2003) Mechanism and source of naturally produced organohalogens in the marine environment: biogenic formation of organohalogens. Chemosphere 52: 313-324.

Barnes C (2001) in: Melanin: The Chemical Key to Black Greatness. Lushena Books (Eds) Chicago, USA.

Barnett P (1997) The fungal vanadium chloroperoxidase: from primary structure to function. Academic profschrift, E. C. Slater Institute, Netherlands.

Barnett P, Hemrika W, Dekker H L, Muijsers A O, Renirie R, Wever R (1998) Isolation, characterization and primary structure of the vanadium chloroperoxidase from the fungus

Embellisia didymospora. J. Biol. Chem. 273: 23381-23387.

Battaini G, Monzani E, Casella L, Lonardi E, Tepper A W J W, Canters G W, Bubacco L (2002) Tyrosinase-catalyzed oxidation of fluorophenols. J. Biol. Chem. 277: 44606-44612.

Beckwith J R, Hager L P (1963) Biological chlorination. VIII. Late intermediates in the biosynthesis of caldariomycin. J. Biol. Chem. 238: 3091-3094.

Bertazzo A, Vogliardi S, Favretto D, Costa C V L, Allegri G, Traldi P (2001) Melanogenesis by tyrosinase action on 3,4-dihidroxyphenylalanine (DOPA) in the presence of polyethylene glycol: a matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometric investigation. Rapid. Comm. Mass Spectrom. 15: 1061-1067.

Blunt J W, Copp B R, Munro M H G, Northcote P T, Prinsep M R (2006) Marine natural products. Nat. Prod. Rep. 23: 26-78.

Bochenek K, Gudowska-Nowak E (2003) Fundamental building blocks of eumelanins: electronic properties of indolequinone dimers. Phys. Chem. Lett. 373: 532-538.

Bókony V, Liker A, Székely T, Kis J (2003) Melanin-based plumage coloration and flight displays in plovers and allies. Proc. Biol. Sci. 270: 2491-2497.

Bowman E M, Gustafson K R, Bowman B J, Boyd M R (2003) Identification of a new chondropsin class of antitumor compound that selectively inhibits V-ATPases. J. Biol.

Chem. 278: 44147-44152.

Burkhart C G, Burkhart C N (2005) The mole theory: primary function of melanocytes and melanin may be antimicrobial defense and immunomodulation (not solar protection). Int. J.

Dermatol. 44: 340-342.

Butler A (1990) Studies of vanadium-bromoperoxidase using surface and cortical protoplasts of Macrocystis pyriefera (phaeophyta). J. Phycol. 26: 589-592.

Butler A (1999) Mechanistic considerations of vanadium haloperoxidases. Coord. Chem.

Rev. 187: 17-35.

Butler A, Carter-Franklin J (2004) The role of vanadium bromoperoxidase in the biosynthesis of halogenated marine natural products. Nat. Prod. Rep. 21: 180-188.

Butler A, Tschirret-Guth R A (1996) On the selectivity of vanadium bromoperoxidases in: Janssen D B, Soda K, Wever R (Eds) Mechanisms of biohalogenation and dehalogenation. Royal Netherlands Academy of Arts and Sciences, Amsterdam, pp 55-68.

Cafieri F, Fattorusso E, Taglialatela-Scafati O (1998) Novel bromopyrrole alkaloids from the sponge Agelas dispar. J. Nat. Prod. 61: 122-125.

Campagnulo C, Fattorusso E, Scafati-Taglialatela O (2003) Plakohypaphorines A-C, iodine-containing alkaloids from the Caribbean sponge Plakortis simplex. Eur. Org. Chem.

2003: 284-287.

Campos M L A M, Nightingale P D, Jickells T D (1996) A comparison of methyl iodide emissions from seawater and wet depositional fluxes of iodine over the southern North Sea.

Tellus Ser. B 48: 106-114.

Capozzi V, Perna G, Carmine P, Gallone A, Lastella M, Mezzenga E, Quartucci G, Ambrico M, Augelli V, Biagi P F, Lingonzo T, Minafra A, Schiavulli L, Pallara M, Cicero R (2006) Optical and photoelectronic properties of melanin. Thin Solid Films 512: 362-366.

Carboni-Oerlemans C, Domínguez de Maria P, Tuin B, Bargeman G, van der Meer A, van Gemert R (2006) Hydrolase-catalysed synthesis of peroxycarboxylic acids: Biocatalytic promiscuity for practical applications. J. Biotechnol. 126: 140-51.

Carpenter L J (2003) Iodine in the marine layer. Chem. Rev. 103: 4953-4962.

Carpenter L J, Malin G, Kupper F C, Liss P S (2000) Novel biogenic iodine-containing trihalomethanes and other short-lived halocarbons in the coastal East Atlantic. Global

Biogeochem. Cycles 14: 1191-1204.

Carter-Franklin J N, Butler A (2004) Vanadium bromoperoxidase-catalyzed biosynthesis of halogenated marine natural products. J. Am. Chem. Soc. 126: 15060-15066.

Carter-Franklin J N, Parrish J D, Tschirret-Guth R A, Daniel Little R, Butler A (2003) Vanadium haloperoxidase-catalyzed bromination and cyclization of terpenes. J. Am. Chem.

Cerenius L, Söderhäll K (2004) The prophenoloxidase-activating system in invertebrates.

Immu. Rev. 198: 116-126.

Chance B (1943) The kinetics of the enzyme-substrate compound of peroxidase. J. Biol.

Chem. 151: 553-577.

Chang H C, Bumpus J A (2000) Iodide oxidation and iodine reduction by horseradish peroxidase in the presence of ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA): the superoxide effect. Proc. Natl. Sci. Counc. 25: 82-89.

Chang Z, Flatt P, Gerwick W H, Nguyen V-A, Willis C L, Sherman D H (2002) The barbamide biosynthetic gene cluster: a novel cyanobacterial system of mixed polyketide synthase (PKS)–non-ribosomal peptide synthetase (NRPS) origin involving an unusual trichloroleucyl starter unit. Gene 296: 235-247.

Chatfield R B, Crutzen P J (1990) Are the interactions of iodine and sulfur species in marine air photochemistry? J. Geophys. Res. 95: 22319-22341.

Chelossi E, Milanese M, Milano A, Pronzato R, Riccardi G (2004) Characterisation and antimicrobial activity of epibiotic bacteria from Petrosia ficiformis (Porifera, Demospongiae). J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 309: 21-33.

Chen J S, Wei C, Marshall M R (1991)b Inhibition mechanism of kojic acid on polyphenol oxidase. J. Agric. Chem. 39: 1897-1901.

Chen J S, Wei C, Rolle R S, Otwell W S, Balban M O, Marshall M R (1991)a Inhibitory effect of kojic acid on some plant and crustacean polyphenol oxidases. J. Agric. Food

Chem. 39: 1396-1401.

Clancy C M R, Nofsinger J B, Hanks R K, Simon J D (2000) A Hierarchical Self-Assembly of Eumelanin. J. Phys. Chem. B 104: 7871-7873.

Clancy C M R, Simon J D (2001) Ultrastructural organization of eumelanin from Sepia

officinalis measured by atomic force microscopy. Biochemistry 40: 13353-13360.

Cobb S L, Deng H, McWwan A R, Naismith J H, O’Hagan D, Robinson D A (2006) Substrate specificity in enzymatic fluorination. The fluorinase from Streptomyces cattleya accepts 2-deoxyadenosine substrates. Org. Biomol. Chem. 4: 1458-1460.

Colin C (2004) Caractérisation biochimique et moléculaire des haloperoxidases dependants du vanadate chez l’algue brune Laminaria digitata. These de doctarat de l’Université Paris VI, France.

Colin C, Leblanc C, Michel G, Wagner E, Leize-Wagner E, Van Dorsselaer A, Potin P (2005) Vanadium-dependent iodoperoxidases in Laminaria digitata, a novel biochemical function diverging from brown algal bromoperoxidases. J. Biol. Inorg. Chem. 10: 156-166.

Colin C, Leblanc C, Wagner E, Delage L, Leize-Wagner E, Van Dorsselaer A, Kloareg B, Potin P (2003) The brown algal Kelp Laminaria digitata features distinct bromoperoxidase and iodoperoxidase activities. J. Biol. Chem. 278: 23545-23552.

Colonna S, Gaggero N, Manfredi A, Casella L, Gulotti M, Carrea G, Pasta P (1990) Enantioselective oxidations of sulfides catalyzed by chloroperoxidase. Biochemistry 29: 10465-10468.

Conesa A, van de Velde F, van Rantwijk F, Sheldon R A, van de Hondel C A M J J, Punt P J (2001) Expression of the Caldariomyces fumago Chloroperoxidase in Aspergillus niger and characterization of the recombinant enzyme. J. Biol. Chem. 276: 17635-17640.

Coulter C, Hamilton J T G, McRoberts C, Kulakov L, Larkin M J, Harper D B (1999) Halomethane: bisulfide/halide ion methyltransferase, an unusual corrinoid enzyme of environmental significance isolated from an Aerobic methylotroph using chloromethane as the sole carbon source. Appl. Envir. Microbiol. 65: 4301-4312.

Couto S R, Herrera J L (2006) Industrial and biotechnological applications of laccases: A review. Biotechnol. Adv. 24: 500-513.

Crans D C, Smee J J, Gaidamauskas E, Yang L (2004) The chemistry and biochemistry of vanadium and biological activities exerted by vanadium compounds. Chem. Rev. 104: 849- 902.

Dalfard A B, Khajeh K, Soudi M R, Naderi-Manesh H, Ranjbar B, Sajedi R S (2006), Isolation and biochemical characterization of lacase and tyrosinase activities in a novel melanogenic soil bacterium. Enzyme Microb. Technol. 39: 1409-1416.

Dawley R M, Flurkey W H (2003) Differentiation of tyrosinase and lacase using hexylresorcinol, a tyrosinase inhibitor. Phytochemistry 33: 281-284.

Dairi T, Nakano T, Aisaka K, Katsumata R, Hasegawa M (1995) Cloning and nucleotide sequence of the gene responsible for chlorination of tetracycline. Biosci. Biotechnol.

Biochem. 59: 1099-1106.

de Boer E, Plat H, Tromp M G M, Wever R, Franssen M C R, van der Plas H C, Meijer E M, Schoemaker H E (1987) Vanadium containing bromoperoxidase: An example of an oxidoreductase with high operational stability in aqueous and organic media. Biotechnol.

Bioeng. 30: 607-610.

de Boer E, van Kooyk Y, Tromp M G M, Plat H, Wever R (1986) Bromoperoxidase from

Ascophyllum nodosum: a novel class of enzymes containing vanadium as a prosthetic

group? Biochim. Biophys. Acta 869: 48-53.

de Boer E, Wever R (1988) The reaction mechanism of the novel vanadium- bromoperoxidase. A steady-state kinetic analysis. J. Biol. Chem. 263: 12326-12332.

Decker H, Schweikardt T, Nillius D, Salzbrunn U, Jaenicke E, Tuczek F (2007) Similar enzyme activation and catalysis in hemocyanins and tyrosinases. Gene 398: 183-191.

Deits T, Farrance M, Kay E S, Medill L, Turner E E, Weidman P J, Shapiro B M (1984) Purification and properties of ovoperoxidase, the enzyme responsible for hardening the fertilization membrane of the sea urchin egg. J. Biol. Chem. 259: 13525-13533.

Dembitsky V M, Srebnik M (2002) Natural halogenated fatty acids: their analogues and derivates. Prog. Lipid Res. 41: 315-367.

Dembitsky V M, Tolstikov G A (2003) Natural halogenated furanones, higher terpenes and steroids. Chem. for Sustainable Development 11: 697-703.

Dembitsky V M, Tolstikov A G, Tolstikov G A (2003) Natural halogenated non-terpenic C15-acetogenins of sea organisms. Chem. for Sustainable Development 11: 329-339.

Denisov I G, Thomas M, Makris T M, Stephen G, Sligar S G (2002) Formation and decay of hydroperoxo-ferric heme complex in horseradish peroxidase studied by cryoradiolysis. J.

Biol. Chem. 277: 42706-42710.

Deng H, Cobb S L, Gee A D, Lockhart A, Martarello L, McGlinchey R P, O’Hagan D, Onega M (2006) Fluorinase mediated C–18F bond formation, an enzymatic tool for PET labelling. Chem. Commun. 2006: 652-654.

Deng H, O’Hagan D, Schaffrath C (2004) Fluorometabolite biosynthesis and the fluorinase from Streptomyces cattleya. Nat. Prod. Rep. 21: 773-784.

Dezidério S N, Brunello C A, Silva M I N, Cotta M A, Graeff C F O (2004) Thin films of synthetic melanin. J. Non-Cryst. Solids 338: 634-638.

Di J, Bi S (2003) Aluminium ions accelerated the oxidative stress of copper-mediated melanin formation. Spectrochim. Acta, Part A 59: 3075-3083.

Drechsel E (1896) Beitrage zur chemie einiger seetiere. Zeitschr. Biol. 33: 85-107.

Dunford H B (1999) Heme peroxidases (Eds). Wiley-VCH, New York.

Dzierzega-Lecznar A, Kurkiewicz S, Stepien K (2004) GC/MS analysis of thermally degraded neuromelanin from human substantia nigra. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 15: 920- 926.

Everett R R, Kanofsky J R, Butler A (1990) Mechanistic investigations of the novel non- heme vanadium bromoperoxidases. Evidence for singlet oxygen production. J. Biol. Chem.

265: 4908-4914.

Everett R R, Soedjak H S, Butler A (1990) Mechanism of dioxygen formation catalyzed by vanadium bromoperoxidase. Steady state kinetic analysis and comparison to the mechanism of bromination. J. Biol. Chem. 265: 15671-15679.

Fan X, Xu N-J, Shi J-C (2003) Bromophenols from red alga Rhodomela confervoides. J.

Nat. Prod. 66: 455-458.

Fenoll L G, Peñalver M J, Rodríguez-Lopez J N, Varón R, García-Cánovas F, Tudella J (2004) Tyrosinase kinetics: discrimination between two models to explain the oxidation mechanism of monophenol and diophenol substrates. Int. J. Biochem. Cell Biol. 36: 235- 246.

Fieseler L, Horn M, Wagner M, Hentschel U (2004) Discovery of novel candidate phylum “Poribacteria” in marine sponges. Appl. Environ. Microbiol. 70: 3724-3732.

Gallas J M, Zajac G W, Sarna T, Slotter P L (2000) Structural differences in unbleached and mildly bleached synthetic tyrosine-derived melanins identified by scanning probe microscopies. Pigment Cell Res. 13: 99-108.

Galvão D S, Caldas M J (1988) Polymerization of 5,6-indolequinone: a view into the band structure of melanins. J. Chem. Phys. 88: 4088-4091.

Galvão D S, Caldas M J (1989) Theoretical investigation of model polymers for eumelanins. I. Finite and infinite polymers. J. Chem. Phys. 92: 2630-2636.

Geigert J, Lee T D, Dalietos D J, Hirano D S, Neidleman S L (1986) Epoxidation of alkenes by chloroperoxidase catalysis. Biochem. Biophys. Res. Commun. 136: 778-782.

Greenwood N N, Earnshaw A (1997) Chemistry of the elements (Eds) Butterworth/Heinemann, Oxford.

Griffin B W (1983) Mechanism of halide-stimulated activity of chloroperoxidase evidence for enzymatic formation of free hypohalous acid. Biochem. Biophys. Res. Commun. 116: 873-879.

Gribble G W (2003) The diversity of naturally produced organohalogens. Chemosphere 52: 289-297.

Gribble G W (2004) Amazing organohalogens. American Scientist 92: 342-349.

Guex N, Peitsch M C (1997) SWISS-MODEL and the Swiss-PdbViewer: An environment for comparative protein modeling. Electrophoresis 18: 2714-2723.

Ha S K, Koketsu M , Lee K, Chois Y , Park J H, Ishihara H, Kim S Y (2005) Inhibition of tyrosinase activity by N,N-unsubstituted selenourea derivatives. Biol. Pharm. Bull. 28: 838- 840.

Hager L P, Morris D R, Brown F S, Eberwein H (1966) Chloroperoxidase. II. Utilization of halogen anions. J. Biol. Chem. 241: 1769-1777.

Hammer P E, Burd W, Hill D S, Ligon J M, van Pée K-H (1999) Conservation of the pyrrolnitrin biosynthetic gene cluster among six pyrrolnitrin-producing strains. FEMS

Microbiol. Lett. 180: 39-44.

Hanif N, Tanaka J, Setiawan A, Trianto A, de Voogd N J, Murni A, Tanaka C, Higa T (2007) Polybrominated diphenyl ethers from the Indonesian sponge Lamellodysidea

herbacea. J. Nat. Prod. 70: 432-435.

Happell J D, Wallace D W R (1996) Methyl iodide in the Greenland/Norwegian Seas and the tropic Atlantic Ocean: Evidence for photochemical production. Geophys. Res. Lett. 23: 2105-2108.

Harrison M D, Dennison C (2004) An axial Met ligand at a type 1 copper site is preferable for fast electron transfer. ChemBioChem. 5: 1579-1581.

Hearning V J, Ekel T M (1976) A comparison of tyrosine hydroxilation and melanin formation. Biochem. J. 157: 549-557.

Hemrika W, Renirie R, Dekker H L, Barnett P, Wever R (1997) From phosphatases to vanadium peroxidases: A similar architecture of the active site. Proc. Natl. Acad. Sci. USA

94: 2145-2149.

Hemrika W, Wever R (1997) A new model for the membrane topology of glucose-6- phosphatase: the enzyme involved in von Gierke disease. FEBS Lett. 409: 317-319.

Hernández-Romero D, Solano F, Sanchez-Amat A (2005) Polyphenol oxidase activity expression in Ralsotonia solanacearum. Appl. Environ. Microbiol. 71: 6808-6815.

Hoffmann F, Larsen O, Thiel V, Rapp H T, Pape T, Michaelis W, Reitner J (2005) An anaerobic world in sponges. Geomicrobiol. J. 22: 1-10.

Hofrichter M, Ullrich R (2006) Heme-thiolate haloperoxidases: versatile biocatalysts with biotechnological and environmental significance. Appl. Microbiol. Biotechnol. 71: 276-288.

Hwang H J, Lu Y (2004) Spectroscopic evidence for interactions between hexacyanoiron(II/III) and an engineered purple CuA azurin. J. Inorg. Chem. 98: 797-802.

Ishikawa K, Mihara Y, Gondon K, Suzuki E–I, Assano Y (2000) X-ray structures of a novel acid phosphatase from Escherichia blattae and its complex with the transition-state analog molybdate. EMBO J. 19: 2412-2423.

Isupov M N, Dalby A R, Brindley A A, Izumi Y, Tanabe T, Murshudov G N, Littlechild J A (2000) Crystal structure of dodecameric vanadium-dependent bromoperoxidase from the red algae Corallina officinalis. J. Mol. Biol. 299: 1035-1049.

Itoh N, Hasan A, Izumi Y, Yamada H (1988) Substrate specificity, regiospecificity and stereospecificity of halogenation reactions catalyzed by non-heme-type bromoperoxidase of

Corallina pilulifera. Eur. J. Biochem. 172: 477-484.

Itoh N, Izumi Y, Yamada H (1985) Purification of bromoperoxidase from Corallina

pilulifera. Biochim. Biophys. Res. Comm. 131: 428-35.

Itoh N, Izumi Y, Yamada H (1987) Characterization of nonheme iron and reaction mechanism of bromoperoxidase in Corallina pilulifera. J. Biol. Chem. 262: 11982-11987.

Itoh N, Tsujita M, Ando T, Hisatomi G, Hihashi T (1997) Formation and emission of monohalometanhes from marine algae. Phytochemistry 45: 591-595.

Documentos relacionados