CRUSTÁCEO
RESULTADOS E DISCUSSÃO
A analise dos espectros de infravermelho (Figura 1) referente a quitosana microbiológica e de crustáceo apresentaram resultados similares aos reportados na literatura3,4,10. As regiões mais significativas dos espectros são aquelas que revelam bandas amida em torno de 1666, 1555 e 1313 cm-1 as quais mostram dicroísmo perpendicular, atribuído, respectivamente, à interação de acoplamento com C=O, à deformação de N– H no plano CONH e a ligação CN com deslocamento de CH2, respectivamente. A presença de absorção na banda 1159 cm-1 confirma que não ocorreu comprometimento da estrutura macromolecular, indicando que não houve despolimerização durante o processo de obtenção da quitosana de fungo e de crustáceo26.
Para a quitosana microbiológica as principais bandas características evidenciadas foram 1284, 1387 e 1513 cm-1 e para a quitosana de crustáceo foram 1285, 1385 e 1513 cm-1. Segundo Santos et al. a desacetilação e os processos de regeneração, causam perturbação no retículo cristalino, induzindo um reordenamento das ligações de hidrogênio. Este fato pode ser observado pela banda larga centrada entre 3483cm-1 e 3305cm-1, na região da deformação axial do OH, a qual aparece sobreposta à banda de deformação axial do NH. Desta forma, os resultados indicam a formação de ligação de hidrogênio intermolecular, e deslocamento da banda para freqüência mais alta, sugerindo um aumento na ordem estrutural. Estes dados estão condizentes com os encontrados na literatura 3,4,10,27.
A banda em torno de 1425cm-1 está associada à deformação angular do CH2, devido ao rearranjo das ligações de hidrogênio para orientações favoráveis aos grupos OH primários, pelo menos nas regiões amorfas dos polissacarídeos5,24.
A N-desacetilação está associada com um progressivo enfraquecimento da banda de deformação axial do grupo C=O (amida I). A divisão da banda amina I está, geralmente, associada a interações entre cadeias em polímeros que apresentam domínios cristalinos. Na quitosana microbiológica e comercial esta banda ocorre com baixa intensidade em 1655cm- 1, enquanto que à deformação angular da ligação N-H (amida II), aparece em 1594cm-1 e
1595cm-1. As deformações axiais de C-N das aminas e amidas aparecem em
aproximadamente 1380cm-1 e 1425cm-1, respectivamente.
Os difratogramas das amostras de quitosana, mostrados na figura 2, são bastante semelhantes, quanto à cristalinidade e apresentam um pico de maior intensidade próximo ao angulo de 20°. A quitosana de crustáceo apresentou distância interplanar maior do que a quitosana microbiológica, respectivamente, d= 4,5056 e d= 4,4534. Estes resultados
indicam que a quitosana de crustáceo apresenta estrutura reticular mais desorganizada, ou seja, que os padrões de rede, que se referem às características de cristalinidade do polímero, se afastam com maior intensidade23.
Como nenhuma amostra de quitosana apresentou padrão de cristalinidade absoluta, o índice de cristalinidade relativa foi calculado com base em dois picos, o de maior intensidade (difração cristalina), e o pico amorfo próximo ao ângulo de 9°. Noishiki et al28, afirmam que é o polimorfismo ou alomorfismo da quitina que conduz a baixa cristalinidade da quitosana, bem como os tratamentos químicos durante o processo de extração do polímero.
Na tabela 1 são apresentados os valores de índice de cristalinidade (ICR), dimensão
média dos cristalitos (DAP), grau médio de desacetilação (%GD), viscosidade intrínseca,
([η]), e os valores da massa molar média viscosimétrica (MV) para as amostras de quitosana
microbiológica e de crustáceo .
O índice de cristalinidade e o tamanho dos cristalitos da quitosana microbiológica foram maiores do que os da quitosana de crustáceo, provavelmente devido à reorganização das cadeias e ao processo de extração utilizado. Contudo, como os índices de cristalinidade das quitosanas encontram-se próximos, os dados obtidos indicam que os tratamentos químicos utilizados nos processos de extração não afetaram significativamente a cristalinidade (Lima, 2005). Resultados discordantes foram obtidos por Jaworska et al8. Signini e Campana1 reportam que a cristalinidade da quitosana depende do grau de deacetilação do polissacarídeo, estando inversamente relacionados.
As propriedades da quitosana estão intimamente relacionadas ao grau de deacetilação e a cristalinidade, sendo imprescindível à determinação dos mesmos. Deste
modo, o conhecimento preciso do teor de grupos N-desacetilados (GD.) e, conseqüentemente, de grupos NH2 é importante, de maneira a caracterizar qualquer processo de desacetilação da quitina, assim como qualquer outra modificação química29.
A quitosana microbiológica apresentou grau de desacetilação de 85%, sendo
semelhantes aos encontrados por Amorim et al4, Pochanavanich e Suntornsuk5 e Franco et
al10, os quais extraíram quitosana da parede celular de fungos, com grau de deacetilação em torno de 80 a 90%. O grau de deacetilação é um parâmetro importante em relação às propriedades físico-químicas, pois é diretamente proporcional a propriedade catiônica da
quitosana5.
A quitosana microbiológica apresentou menor massa molar do que a quitosana de
crustáceo, sendo de 4,016 x 104 g/mol e de 7,59 x 104 g/mol, respectivametne. Estes
resultados estão de acordo com dados da literatura onde as massas molares encontram-se na
faixa de 1,0 x 104 a 9,0 x 105 g/mol 5,24,30. .
Segundo Canella e Garcia6, a quitosana é extraída, usualmente, utilizando-se soluções extremamente concentradas de hidróxido de sódio, o que pode promover reações de degradação do polímero. A reação de hidrólise pode remover alguns ou todos os grupos acetila da quitina, liberando grupos amino que impõem a natureza catiônica da quitosana resultante. Assim, amostras de quitosanas podem ter características diferentes que irão influenciar na performance final do polímero1.
Os polissacarídeos geralmente têm forte afinidade por água e no estado sólido essas macromoléculas têm uma estrutura desordenada que é facilmente hidratada9. A Figura 3 mostra as curvas de TGA e DSC da quitosana microbiológica (A) e de crustáceo (B) sob atmosfera de N2 na faixa de temperatura de 25 a 400º C.
As perdas de massa e de percentagem de resíduos e o intervalo de temperatura, observados em cada etapa das curvas de TGA e DSC da quitosana de fungo e de crustáceo estão resumidas na Tabela 2. As análises termogravimétricas (TGA) das amostras de quitosanas apresentaram perda de massa, devido à desidratação do polímero, e uma segunda perda de massa que começa em torno de 170ºC, referente ao início da termodecomposição da quitosana com comportamento de geração de resíduo carbonizado similar para as duas amostras. Contudo, para a amostra de quitosana microbiológica observa-se uma terceira perda de massa, correspondente ao início da queima do material carbonizado a partir de 335°C. Nos termogramas verificam-se diferenças nas áreas dos picos e na posição dos mesmos, indicando que as macromoléculas diferem na capacidade de armazenar água e na força de interação entre as moléculas da água e da quitosana.
Nas curvas de DSC observam-se dois picos, o primeiro evento térmico registrado foi um pico largo endotérmico entre 23ºC a 171ºC na amostra de quitosana de crustáceo, e entre 26°C e 182°C na amostra de quitosana microbiana. Segundo Kittur et al2, o pico endotérmico referente à desidratação da quitosana, reflete mudanças físicas e moleculares durante a N-deacetilação e carboximetilação do polímero.
O segundo evento térmico registrado, relacionado à decomposição do polímero, foi um pico exotérmico para quitosana de crustáceo e um pico endotérmico para quitosana microbiológica. Resultados semelhantes foram obtidos por Santos et al.24. Segundo Kittur
et al2 e Lima23, a conversão do efeito térmico exotérmico para endotérmico na amostra de
quitosana microbiológica (conformação β) deve-se ao aumento da entalpia, devido a presença de ligação fraca de hidrogênio intermolecular. Os dois processos térmicos estão
coerentes com os eventos observados nas curvas TGA e concordam com o que foi
observado por Kittur et al.2 e Santos et al.24 .
Observa-se também que sob as mesmas condições experimentais, a amostra de quitosana de crustáceo, com maior massa molar média e menor grau de deacetilação, é a
que apresentou maior estabilidade térmica após desidratação. Santos et al.24 sugerem que
ha uma relação inversamente proporcional entre estabilidade térmica e grau de deacetilação, contudo não encontraram evidências da influência do peso molar na estabilidade térmica.
AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem o apoio financeiro do Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES); Fundação de Amparo à Ciência e Tecnologia do Estado de Pernambuco (FACEPE); Financiadora de Estudos e Projetos (FINEP) e da Universidade Católica de Pernambuco (UNICAP).
REFERÊNCIAS
1. Signini, RF.; Campana, SP. Polím.: Ciên. Tecn. 11(2): 58-64 (2001).
2. Kittur, FS.; Harish, KV.; Sankar, KU.; Tharanathan, RN. Carbohy. Polym. 49: 185-193
(2002).
3. Andrade, VS.; Neto, BB; Souza, W.; Campos-Takaki, GM. Can. J. Microbiol. 46:
4. Amorim, RVS.; Souza, W.; Fukushima, K.; Campos-Takaki, GM. Braz. J. Microb. 32:
20-23 (2001).
5. Pochanavanich, P.; Suntornsuk, W. Lett. App. Microb. 35: 17–21 (2002).
6. Canella, KMNC; Garcia, RB. Quim. Nova 24 (1):13-17 (2001).
7. Assis, OBG; Silva, VL. Polím.: Ciên. Tecn. 13 (4): 223-228 (2003).
8. Jaworska, M.; Sakurai, K.; Gaudon, P.; Guibal, E. Polym. Int 52: 198-205 (2003).
9. Qin, C.; Xiao, Q.; Li, H.; FANF, m.; Liu, Y.; Chen, X.; Li, Q. Intern. J. Biol. Macrom.
34:121-126 (2004).
10. Franco, LO.; Stamford, TCM.; Stamford, NP.; Campos-Takaki, GM. Rev. Analytica,
3(10):.40-44 (2005)
11. Takeuchi, H; Yamamoto, H; Kawashima, Y.Adv. Drug Deliv. Rev. 47 (1):39-54 (2001).
12. Ikinci, G.; Senel, S.; Akincibay, H.; Kas, S.; Ercis, S.; Wilson, CG; Hincal, AA Int. J. Pharm..235:121-7 (2002).
13. Chung, YC.; Su, YP.; Chen, CC.; Jia, G.; Wang, HL.; Wu, JCG.; Lin, JG. Acta Pharmacol Sin. 25(7): 932-936 (2004).
14. Yadav, AV.; Bhise, SB. Cur. Sci.. 87(9):1176-1178 (2004).
15. Murugan, R.; Ramakrishna, S. Biomaterials.25:.3829 –3835 (2004).
16. Yusof, NLBM; Wee, A; Lim, LY; Khor, E. J.Biomed. Mat. Res. 66(2): 224-232 (2003).
17. Tanodekaew, S; Prasitsilp, M; Swasdison, S; Thavornyutikarn, B; Pothsree; Pateepasen,
R. Biomaterials 25:1453-1460 (2004).
18. Winterowd, JG.; Sandford, PA. Chitin and Chitosan. In:. Food Polysaccharides and Their Applications, ed. by Stephen, AM Marcel Dekker, New York, United State of
19. Campos-Takaki, GM. The fungal versatility on the copolymers chitin and chitosan production. In: Chitin and chitosan opportunities and challenges. ed. by Dutta, PK.
International Publication, India (2005).
20. Kurita, K.; Kaji, Y.; Mori, T.; Nishiyama, Y. Carbohydr. Polym.42:19, 2002.
21. Ramakrishnan, C.; Prasad, N. Biochem. Biophys. Acta..261(1):123 –135 (1972)..
22. Tharanathan, RN.; Kittur, FS. Crit. Rev. Food Sci. Nutrit..43(1):.61 –87 (2003).
23. Lima, LS. Quitosanas e quitosanas química e morfologicamente modificadas com anidrido succínico: propriedades, adsorção e termoquímica. Tese de doutorado, Instituto de Química da Universidade Estadual de Campinas, São Paulo (2005).
24. Santos, JE.; Soares, JP.; Dockal, ER.; Campana Filho, SP.; Cavalheiro, ETG. Polím.: Ciên. Tecnol. 13(4): 242-249 (2003).
25. Berger, J.; Reisst, M.; Mayer, JM.; Felt, O.; Peppas, NA.; Gurny, R. Europ. J. Pharm. Biopharm. 57:19-34 (2004).
26. Holme, HK.; Foros, H.; Pettersen, H.; Dornish, M.; Smidsrod, O. Carbohydr. Polym.
46: 287 (2001).
27. Synowiecki, J. ; Al-Khatteb, NAAQ. Food Chem.60(4):.605-610 (1997).
28. Noishiki, Y.; Cakami, H.; Nishiyama, Y.; Wada, M.; Okada, S.; Kuga, S.
Biomacromolecules 4:896 (2003).
29. Lavertu, M.; Xia, Z.; Serregi, AN.; Berrada, M.; Rodrigues, A.; Wang, D.; Buschmann, MD.; Gupta, A. J. Pharmac.Biomed. Analy. 32: 1149-/1158 (2003).
30. Nadarajah, K.; Kader, J.; Marmira, M.; Paul, DC. Pakistan J. Biol. Scien. 4(3):263-65
FIGURAS
Figura 1. Espectroscopia pelo raio de infra-vermelho da quitosana de origem microbiológica (A) e de crustáceo, extraída da carapaça de crustáceos (B).
A
Figura 2. Difração de raio-X da quitosana microbiológica (A) e de crustáceo (B).
A
0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 35000 40000 -4000 -3500 -3000 -2500 -2000 -1500 -1000 -500 0 500 Temperatura DSC ( m W ) 500 600 700 800 900 1000 DSC TGA TG A ( m g) 0 5000 10000 15000 20000 25000 30000 35000 40000 -1000 -500 0 500 1000 1500 2000 DSC TGA Temperatura (°C) DSC ( m W ) 400 500 600 700 800 900 TG A ( m g)
Figura 3. Curvas de DSC e TGA das amostras de quitosana microbiológica (A) e de crustáceo (B) sob fluxo de nitrogênio de 50mL.min-1. Massa das amostras de aproximadamente 10mg, razão de aquecimento de 10°C min-1 , suporte de amostra de alumínio.
B A
TABELAS
Tabela 1. Valores de índice de cristalinidade (ICR), dimensão média dos cristalitos (DAP),
grau médio de desacetilação (%GD), de viscosidade intrínseca, ([η]), e os valores da massa
molar média viscosimétrica (MV) para as amostras de quitosana microbiológica e de
crustáceo.
Amostra ICR DAP Grau de
deacetilação (%) [η] (mL/g) Mv x 104 (g/mol) Quitosana microbiológica 59,7864 14,54 85 493 4,016 Quitosana de crustáceo 58,55 14,26 80 1100 7,59
Tabela 2. Resultados de TG e DSC para a decomposição térmica da amostra de quitosana de crustáceo (QC) e microbiológica (QM) em atmosfera de nitrogênio.
TGA
Evento térmico Intervalo de
temperatura (°C) Perda de massa (%) Picos DSC /°C QM.nH2O → QM +H2O 25,43 – 182 15 115,92 (end) QM → RC 182 – 334 17,6 330 (end) Queima do RCQM 334-800 37,9 - QC.nH2O → QC +H2O 22,47- 171,41 11,8 85,23 (end) QC → RC 171,41- 800 23,17 307,75 (exo)