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Um total de 107 amostras foram analisadas. Foram 77 cães de Tubarão-SC (72%) e 30 de Criciúma (28%). Do total 105 animais foram classificados como sem raça definida (98,1%), 97 animais era de pelagem curta (90,7%), 61 cães machos (57%) e 46 fêmeas (43%). Considerando a idade, 34 animais foram classificados como filhotes (até 11 meses), 67 adultos (de 1 a 7 anos) e 6 idosos (mais de 7 anos), 67 animais eram castrados (62,6%) e 40 não castrados (37,4%), 30 animais estavam em zona urbana (28%) e 77 em zona rural (72%) (Tabela 1).

Com relação a avaliação clínica, 83 animais não apresentaram sintomas de LVC (77,6%) e 24 foram considerados suspeitos, sendo 19 cães apresentando somente dermatopatias (79,2%), 1 apresentando somente emagrecimento (4,2%) e 1 somente ceratoconjuntivite (4,2%), 3 cães apresentaram mais de um sinal associado, sendo 2 com dermatopatias e onicogrifose e 1 com dermatopatias e ceratoconjuntivite.

Tabela 1 - Características da população dos cães coletados nos municípios de Tubarão e Criciúma.

Tubarão Criciuma Total

n (%) n (%) n (%)

Raça

sem raça definida 76 (98,7) 29 (96,7) 105 (98,1)

Puro 1 (1,3) 1 (3,3) 2 (1,9) Pelagem Curta 69 (89,6) 28 (93,3) 97 (90,7) Longa 8 (10,4) 2 (6,7) 10 (9,3) Idade Filhote 16 (20,8) 18 (60,0) 34 (31,8) Adulto 58 (75,3) 9 (30,0) 67 (62,6) Idoso 3 (3,9) 3 (10,0) 6 (5,6) Gênero Macho 44 (57,1) 17 (56,7) 61 (57,0) Fêmea 33 (42,9) 13 (43,3) 46 (43,0) Castração Castrado 47 (61,0) 20 (66,7) 67 (62,6) nãocastrado 30 (39,0) 10 (33,3) 40 (37,4) Localização Urbana 0 (0,0) 30 (100) 30 (28,0) Rural 77 (100,0) 0 (0,0) 77 (72,0) Suspeita Sadio 66 (85,7) 17 (56,7) 83 (77,6) Suspeito 11 (14,3) 13 (43,3) 24 (22,4) Sinais dermatopatias 9 (11,7) 10 (33,3) 19 (17,8) ceratoconjuntivite 1 (1,3) 0 (0,0) 1 (0,9) onicogrifose 0 (0,0) 0 (0,0) 0 (0,0) emagrecimento 0 (0,0) 1 (3,3) 1 (0,9) dermatopatias + ceratoconjuntivite 1 (1,3) 0 (0,0) 1 (0,9) dermatopatias + onicogrifose 0 (0,0) 2 (6,7) 2 (1,9)

Tabela 2 - Prevalência de Leishmania sp. em cães por PCR em tempo real, nos municípios de Tubarão e Criciúma.

Tubarão Criciuma Total

n (%) N (%) n (%)

PCR

negativos 62 (80,5) 23 (76,7) 85 (79)

Positivos 13 (16,9) 7 (23,3) 20 (19)

Das amostras analisadas, 20 animais restaram positivos para a detecção de

Leishmania sp. por PCR em tempo real, indicando uma prevalência de 19%. Apenas

2 apresentaram resultado indeterminado. Do total de cães positivos 13 eram de Tubarão (65%) e 7 de Criciúma (35%) (Tabela 2). Analisando-se os fatores de risco, nenhuma das variáveis estudadas apresentou significância estatística (Tabela 3).

Tabela 3 - Análise dos fatores de risco para infecção Leishmania sp. em cães nos municípios de Tubarão e Criciúma, onde (-) significa negativos (+) significa positivos e (I) indeterminados.

(-) (%) (+)(%) (I) (%) P*

Raça

Sem raça definida 83 (79) 20 (19) 2 (1,9) 0,491

Puro 2 (100) 0 (0) 0 (0) Pelagem Curta 79 (81,4) 16 (16,5) 2 (2,1) 0,208 Longa 6 (60) 4 (40) 0 (0) Idade Filhote 27 (79,4) 7 (20,6) 0 (0) 0,630 Adulto 54 (80,6) 11 (16,4) 2 (3) Idoso 4 (66,7) 2 (33,3) 0 (0) Gênero Macho 48 (78,7) 11 (18) 2 (3,3) 0,580 Fêmea 37 (80,4) 9 (19,6) 0 (0) Castração Castrado 52 (77,6) 13 (19,4) 2 (3) 0,396 nãocastrado 33 (82,5) 7 (17,5) 0 (0) Localização Urbana 23 (76,7) 7 (23,3) 0 (0) 0,900 Rural 62 (80,5) 13 (16,9) 2 (2,6) Suspeita Sadio 65 (78,3) 17 (20,5) 1 (1,2) 0,849 Suspeito 20 (83,3) 3 (12,5) 1 (4,2) Sinais dermatopatias 16 (84,2) 2 (10,5) 1 (5,3) ceratoconjuntivite 0 (0) 0 (0) 0 (0) onicogrifose 0 (0) 1 (100) 0 (0) emagrecimento 1 (100) 0 (0) 0 (0) dermatopatias + ceratoconjuntivite 2 (100) 0 (0) 0 (0) dermatopatias + onicogrifose 0 (0) 0 (0) 1 (100)

5. DISCUSSÃO

A prevalência de LVC encontrada no presente estudo foi de 19%, sendo 16,9% no município de Tubarão e 23,3% em Criciúma. No mesmo estado Maziero e colaboradores (2014)65 encontraram prevalência de 21,8% avaliando cães da região oeste de Santa Catarina pelo método de PCR.

Analisando estudos realizados no estado de SC, quando os casos de LVC ainda eram pouco relatados, vê-se que Caramez e colaboradores (2015) obtiveram prevalência de 1,80% analisando 6712 cães do município de Florianópolis entre os anos de 2010 e 2014, período em que surgiram os primeiros casos de LVC no município. Steindel e colaboradores (2013)61, mencionam 1,4% de prevalência utilizando PCR no município de Florianópolis, em estudo com 2124 cães entre os anos de 2010 e 2011.

De 405 cães avaliados em área não endêmica da região metropolitana de Porto Alegre no Rio Grande do Sul, somente 16 restaram positivos à avaliação por PCR (4%)66. Em outra circunstância foram identificados 12 animais positivos dentre 2091 avaliados em região não endêmica do estado de São Paulo no ano de 2003, nesse caso utilizando diagnóstico sorológico em cães errantes e domiciliados.

Percebe-se que tanto no estado de Santa Catarina quanto em outros estados do Brasil, quando avaliados cães de região não endêmica utilizando a técnica de PCR como método diagnóstico, situação semelhante à que ocorre em nosso estudo, os valores de prevalência encontrados foram bem abaixo dos resultados que obtivemos, com exceção do Estado do Rio de Janeiro, onde observou-se prevalência de 21,6% em área onde o surgimento da doença ainda era recente67. Tal informação sugere que a transmissão da LVC esteja ocorrendo entre os cães nos municípios do Sul de Santa Catarina, aumentando as chances da aparição de casos humanos, uma vez que, em regiões endêmicas, a doença é mais prevalente nos cães do que nos homens e o aparecimento dos casos caninos precede os casos em humanos8.

Em 2010, Correa e colaboradores determinaram prevalência de 6,8% analisando 108 cães do município de Florianópolis, utilizando como diagnósticos métodos de ELISA e RIFI68. Pacheco e colaboradores (2013) obtiveram prevalência de 5,3% também utilizando métodos sorológicos69. Carlos e Carneiro (2015) analisaram soro de 150 cães do município de Joinville, próximo ao acontecimento de um caso alóctone e obtiveram 4% de prevalência70. Azevedo e colaboradores (2008) prevalência de 7,8% utilizando testes sorológicos71. Isso mostra que mesmo utilizando testes com menor especificidade, a prevalência de LVC em regiões não endêmicas foi inferior a 10%.

Entre os anos de 2007 e 2013, 45.112 cães foram acompanhados no estado do Alagoas, utilizando diagnóstico sorológico de ELISA e RIFI, apontando 9,9% de positividade. Mostrando que mesmo em regiões onde os casos de LVC tem ocorrido e a transmissão já é conhecida encontra-se dados de prevalência abaixo da que foi encontrada no nosso estudo72. Outros estudos em regiões endêmicas como Santarém-AM e Araçatuba-SP apresentaram valores de prevalência próximos do obtido no presente estudo, 23,3% e 29,6% respectivamente.

Em 2017, realizou-se um levantamento de fauna que identificou a presença do vetor da doença na mesma região do estudo em questão9. A associação entre a ocorrência do parasito e a presença do vetor no mesmo ambiente fornece condições para o estabelecimento do ciclo da doença. Sendo assim, a ocorrência de cães infectados em ambiente de habitado pelo vetor torna iminente o aparecimento dos casos em humanos caso não seja tomada nenhuma providencia seja pelo controle do vetor e/ou do reservatório.

Nenhum animal de raça pura restou positivo, isso pode ter ocorrido devido ao número reduzido de animais dessa classe, já que os locais de estudos são destinados à resgate de animais abandonados. Sendo assim todos os animais positivos não puderam ter sua raça definida, concordando com estudos anteriores que apontam maior positividade para animais sem raça definida73. Fernandes e colaboradores (2016) apresentaram positividade 2,5 vezes maior em animais sem raça definida em relação aos animais de raça pura. É sabido que a grande maioria de cães errantes não tem uma raça definida, ao passo que animais de raça pura encontram-se em grande parte domciliados e com tutores de considerável situação

financeira, causando uma discrepância nos cuidados de higiene e ambiente entre os extremos, diminuindo a exposição, de certa forma, nos animais de raça pura.

Animais classificados como de pelagem longa apresentaram maior positividade em relação aos animais de pelagem curta, sendo 40% e 16,5% respectivamente. Embora não haja significância no presente estudo, estimava-se que animais de pelagem curta tivessem maior prevalência pois Gomes e colaboradores (2107) sugerem maior suscetibilidade a picada do flebotominio74.

Com relação a idade, houve uma maior prevalência entre os animais com mais de 7 anos (33,3%), em segundo lugar estiveram os animais com até 11 meses (20,6%). Similar ao nosso resultado, França-Silva et al. (2003) determinaram maior positividade em cães acima de sete anos75, Já Moreira et al (2003) sugeriram que animais até um ano de idade representam maior risco para LVC12.

Machos e fêmeas tiveram a prevalência semelhante, concordando com outros estudos já publicados73,74, assim como o fato de serem ou não castrados não resultou em diferentes índices de prevalência. A ausência de associação significativa entre sexo e prevalência de LVC foi relatada por muitos autores75–77, com exceção de Dantas-Torres et al. (2006) que observaram maior prevalência em machos avaliando cães do município de Paulista-PE78.

Diferente do que relatam alguns autores79, neste estudo os animais que residiam em área urbana apresentaram maior índice de positividade do que os animais de ambiente rural. Tal alteração pode gerar um erro de interpretação, uma vez que os animais eram provenientes de somente dois ambientes, um localizado em zona urbana e outro em zona considerada rural, sendo assim, o centro que apresentasse maior positividade, elevaria também a positividade por localização.

Dos animais positivos, 85% eram assintomáticos, corroborando com outros estudos, indicando que o portador assintomático atua como reservatório e tem papel importante na manutenção e disseminação da doença37,38,80. Steindel e colaboradores (2013) apontaram alta carga parasitária na pele de animais positivos, mesmo assintomáticos, favorecendo a transmissão através do vetor61.

Para Azevedo e colaboradores (2008) 29,8% dos cães positivos apresentavam dermatopatias e 23% onicogrifose.Dos animais soropositivos e sintomáticos, lesões cutâneas foram os sinais clínicos mais freqüentemente observados, assim como relatado por Feitosa et al. (2000).

6. CONCLUSÃO

O presente estudo determinou 19% de cães positivos para LVC em uma região onde não se registrou, até o momento nenhum caso da doença tanto em cães quanto em humanos. Sendo assim, estima-se que haja subnotificação dos casos, seja por desconhecimento dos sinais clínicos, seja por insegurança no desfecho do diagnóstico, da parte dos Médicos Veterinários da região.

Não foi possível definir nenhuma significância entre as variáveis propostas como fatores de risco para a infecção por Leishmania sp.. Porém, foi possível determinar tendências de maior freqüência de positividade entre cães, acima de 7 anos e sem raça definida. Um alto índice de animais positivos assintomáticos sugerem a manutenção do parasito no ambiente.

Julga-se necessária a realização de mais estudos na população em questão, utilizando classes de animais domiciliados, colhendo informações socioculturais dos proprietários e utilizando outros métodos diagnósticos.

6.1 LIMITAÇÕES DO ESTUDO

O número de animais utilizados foi reduzido, o que pode ter dificultando análises estatísticas mais confiáveis. O fato de os animais se encontrarem em abrigos públicos tornou impossível a definição de características sócio demográficas na análise dos fatores de risco. A técnica utilizada para diagnóstico foi somente PCR em tempo real, embora tenha maior especificidade, testes sorológicos poderiam ser realizados a fim de comparação de eficácia.

6.2 PERSPECTIVAS FUTURAS

Utilizando os resultados do estudo pretendemos isolar o parasito em tecidos dos animais positivos, através da visualização direto do parasito em amostras de linfonodo e medula óssea e confirmar assim o primeiro caso autóctone da região. Estender a pesquisa para animais domiciliados e refinar a análise dos fatores de risco incluindo características sociais e de hábitos de higiene dos tutores, delimitando outros possíveis fatores de risco. Estimular ações de prevenção, como vacinação dos cães, uso de coleiras repelentes e inquérito sorológico para identificação e tratamento dos animais infectados afim de controlar a disseminação da doença e o aparecimento de casos em humanos.

REFERÊNCIAS

1. Pace D. Leishmaniasis. J Infect. 2014;69(S1):S10–8.

2. Chappuis F, Sundar S, Hailu A, Ghalib H, Rijal S, Peeling RW, et al. Visceral leishmaniasis: what are the needs for diagnosis, treatment and control? Nat Rev Microbiol [Internet]. 2007;5(11):873–82. Available from:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17938629

3. Harhay MO, Olliaro PL, Costa DL, Costa CHN. Urban parasitology: Visceral leishmaniasis in Brazil. Trends Parasitol [Internet]. 2011;27(9):403–9. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.pt.2011.04.001

4. Ministério da Saúde. Manual de vigilância e controle da leishmaniose visceral [Internet]. Manual de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral. 2014. 120 p. Available from:

http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/manual_vigilancia_controle_leishm aniose_visceral_1edicao.pdf

5. Martins-Melo FR, Lima M da S, Ramos AN, Alencar CH, Heukelbach J. Mortality and case fatality due to visceral leishmaniasis in Brazil: a nationwide analysis of epidemiology, trends and spatial patterns. PLoS One [Internet]. 2014 Jan 3 [cited 2016 Jun 13];9(4):e93770. Available from:

http://dx.doi.org/10.1371/journal.pone.0093770

6. Brasil. Ministério da Saúde. DATASUS [Internet]. Available from: http://tabnet.datasus.gov.br/cgi/tabcgi.exe?sinannet/ cnv/leishvsc.def

7. Fraga DBM, Solcà MS, Silva VMG, Borja LS, Nascimento EG, Oliveira GGS, et al. Temporal distribution of positive results of tests for detecting Leishmania infection in stray dogs of an endemic area of visceral leishmaniasis in the Brazilian tropics: A 13 years survey and association with human disease. Vet Parasitol [Internet]. 2012;190(3–4):591–4. Available from:

http://dx.doi.org/10.1016/j.vetpar.2012.06.025

8. Brasil. Ministério da Saúde. Guia de vigilância epidemiológica. Vol. 7 ed., Brasília. 2009. 816 p.

9. Variza PF. Caracterização da fauna de flebotomineos (Diptera: Psychodidade) no sul de Santa Catarina, Brasil. Universidade do Sul de Santa Catarina; 2016. 10. Desjeux P. Leishmaniasis: Current situation and new perspectives. Comp

Immunol Microbiol Infect Dis. 2004;27(5):305–18.

11. Coura-Vital W, Marques MJ, Veloso VM, Roatt BM, de Oliveira Aguiar-Soares RD, Reis LES, et al. Prevalence and factors associated with Leishmania infantum infection of dogs from an urban area of Brazil as identified by molecular methods. PLoS Negl Trop Dis. 2011;5(8).

12. Moreira ED, de Souza VMM, Sreenivasan M, Lopes NL, Barreto RB, de Carvalho LP. Peridomestic risk factors for canine leishmaniasis in urban

dwellings: new findings from a prospective study in Brazil. Am J Trop Med Hyg [Internet]. 2003;69(4):393–7. Available from:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/14640499

13. L. R. Parasitologia. 4 ed. Koogan G, editor. Rio de Janeiro; 2008. 14. Taylor, MA; Coop, RL; Wall R. Taxonomia e morfologia parasitárias. In:

Koogan G, editor. Parasitologia Veterinária. 3 ed. Rio de Janeiro; 2010. p. 1– 43.

differentiation in Leishmania. Int J Parasitol [Internet]. 2007 Aug [cited 2018 Dec 5];37(10):1063–75. Available from:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17493624

16. Who. Leishmaniasis : worldwide epidemiological and drug access update. 2012;(Vl):24.

17. Blanco VR;, Nascimento-Júnior NM. Leishmaniose: Aspectos Gerais Relacionados com a Doença, o Ciclo do Parasita, Fármacos Disponíveis, Novos Protótipos e Vacinas. [cited 2018 Dec 5];2017(3):861–76. Available from: http://rvq.sbq.org.br

18. Basano S de A, Camargo LMA. Leishmaniose tegumentar americana: histórico, epidemiologia e perspectivas de controle. Rev Bras Epidemiol [Internet]. 2004 Sep [cited 2018 Dec 4];7(3):328–37. Available from: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1415-

790X2004000300010&lng=pt&tlng=pt

19. Giunchetti RC, Mayrink W, Genaro O, Carneiro CM, Corr??a-Oliveira R, Martins-Filho OA, et al. Relationship between Canine Visceral Leishmaniosis and the Leishmania (Leishmania) chagasi Burden in Dermal Inflammatory Foci. J Comp Pathol. 2006;135(2–3):100–7.

20. Lainson R, Rangel BF. Lutzomyia longipalpis and the eco-epidemiology of American visceral leishmaniasis, with particular reference to Brazil - A review. Mem Inst Oswaldo Cruz. 2005;100(8):811–27.

21. World Health Organization. Control of the leishmaniases. World Health Organ Tech Rep Ser. 2010;(949):22–6.

22. Coutinho MTZ, Linardi PM. Can fleas from dogs infected with canine visceral leishmaniasis transfer the infection to other mammals? Vet Parasitol.

2007;147(3–4):320–5.

23. Coutinho MTZ, Bueno LL, Sterzik A, Fujiwara RT, Botelho JR, De Maria M, et al. Participation of Rhipicephalus sanguineus (Acari: Ixodidae) in the

epidemiology of canine visceral leishmaniasis. Vet Parasitol [Internet]. 2005 Mar [cited 2017 Feb 28];128(1–2):149–55. Available from:

http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0304401704005461

24. Shaw J. The leishmaniases - survival and expansion in a changing world: a mini-review. Mem Inst Oswaldo Cruz [Internet]. 2007 Aug [cited 2017 Feb 28];102(5):541–7. Available from:

http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0074- 02762007000500001&lng=en&nrm=iso&tlng=en

25. Lainson R. The Neotropical Leishmania species: a brief historical review of their discovery, ecology and taxonomy. Rev Pan-Amazônica Saúde.

2010;1(2):13–32.

26. Rodrigues ACM, Silva RA, Melo LM, Luciano MCS, Bevilaqua CML. Epidemiological survey of Lutzomyia longipalpis infected by Leishmania

infantum in an endemic area of Brazil. Rev Bras Parasitol veterinária [Internet]. 2014;23:55–62. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24728361 27. Spada JCP, Silva DT da, Martins KRR, Rodas LAC, Alves ML, Faria GA, et al.

Occurrence of Lutzomyia longipalpis ( Phlebotominae ) and canine visceral leishmaniasis in a rural area of. Rev Bras Parasitol Veterinária.

2014;2961(4):456–62.

28. Galvis-Ovallos F, da Silva MD, Bispo GB da S, de Oliveira AG, Neto JRG, Malafronte R dos S, et al. Canine visceral leishmaniasis in the metropolitan area of São Paulo: Pintomyia fischeri as potential vector of Leishmania

infantum. Parasite [Internet]. 2017;24:2. Available from: http://www.parasite-

journal.org/10.1051/parasite/2017002

29. de Carvalho MR, Valença HF, da Silva FJ, de Pita-Pereira D, de Araújo Pereira T, Britto C, et al. Natural Leishmania infantum infection in Migonemyia migonei (França, 1920) (Diptera:Psychodidae:Phlebotominae) the putative vector of visceral leishmaniasis in Pernambuco State, Brazil. Acta Trop [Internet]. 2010 Oct [cited 2017 Feb 28];116(1):108–10. Available from:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20457120

30. Guimarães VCFV, Pruzinova K, Sadlova J, Volfova V, Myskova J, Filho SPB, et al. Lutzomyia migonei is a permissive vector competent for Leishmania infantum. Parasit Vectors [Internet]. 2016 Dec 17 [cited 2017 Feb 28];9(1):159. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26988559

31. Dias ES. Detecção de infecção por Leishmania spp. em flebotomíneos coletados na cidade de Florianópolis (SC). Relatório Técnico-Científico (Parcial) [Internet]. 2010 [cited 2017 Mar 13]; Available from:

http://www.pmf.sc.gov.br/arquivos/arquivos/pdf/29_12_2010_11.23.25.da4311 76e5d86a0650f1cc57ffbf749b.pdf

32. Dantas-Torres F. The role of dogs as reservoirs of Leishmania parasites, with emphasis on Leishmania (Leishmania) infantum and Leishmania (Viannia) braziliensis. Vet Parasitol [Internet]. 2007 Nov 10 [cited 2017 Feb 28];149(3– 4):139–46. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17703890 33. Sobrino R, Ferroglio E, Oleaga A, Romano A, Millan J, Revilla M, et al.

Characterization of widespread canine leishmaniasis among wild carnivores from Spain. Vet Parasitol [Internet]. 2008 Aug [cited 2017 Mar 1];155(3– 4):198–203. Available from:

http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S0304401708002422

34. Romero GAS, Boelaert M. Control of visceral leishmaniasis in latin America - A systematic review. PLoS Negl Trop Dis. 2010;4(1).

35. Gontijo CMF, Melo MN. Leishmaniose visceral no Brasil: quadro atual, desafios e perspectivas. Rev Bras Epidemiol [Internet]. 2004 Sep [cited 2017 Mar

1];7(3):338–49. Available from:

http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1415- 790X2004000300011&lng=pt&nrm=iso&tlng=en

36. Cavalcanti, A; Lobo R; Cupollilo, E; Bustamante FPR. Canine cutaneous leishmaniasis caused by neotropical Leishmania infantum despite of systemic disease: A case report. Parasitol Int. 2012;61:738–40.

37. Otranto D, Dantas-Torres F. The prevention of canine leishmaniasis and its impact on public health. Trends Parasitol [Internet]. 2013;29(7):339–45. Available from: http://dx.doi.org/10.1016/j.pt.2013.05.003

38. Penaforte KM, Belo VS, Teixeira-Neto RG, Ribeiro RAN, Oliveira RB De, Schettini DA, et al. Leishmania infection in a population of dogs: an

epidemiological investigation relating to visceral leishmaniasis control. Rev Bras Parasitol Vet [Internet]. 2013;22(December 2015):592–6. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24473887

39. Brito VN De, Oliveira CM, Lazari P, Sousa VRF. Epidemiological aspects of visceral leishmaniasis in Jaciara, Mato Grosso, Brazil, 2003 to 2012. Rev Bras Parasitol Vet. 2014;23(1):63–8.

40. Geraldo W, Suzan M, Michalick M, Norma M, Melo D, Luiz W, et al. Canine visceral leishmaniasis : a histopathological study of lymph nodes. 2004;92:43– 53.

41. Brito MEF de, Andrade MS, Dantas-Torres F, Rodrigues EHG, Cavalcanti M de P, Almeida AMP de, et al. Cutaneous leishmaniasis in northeastern Brazil: a critical appraisal of studies conducted in State of Pernambuco. Rev Soc Bras Med Trop. 2012;45:425–9.

42. Maia-Elkhoury ANS, Alves W a, Sousa-Gomes ML De, Sena JM De, Luna E a. Visceral leishmaniasis in Brazil: trends and challenges. Cad saude publica / Minist da Saude, Fund Oswaldo Cruz, Esc Nac Saude Publica.

2008;24(12):2941–7.

43. Maia C, Campino L. Methods for diagnosis of canine leishmaniasis and immune response to infection. Vet Parasitol. 2008;158(4):274–87.

44. Alvar J, Cañavate C, Molina R, Moreno J, Nieto J. Canine Leishmaniasis. In: Advances in parasitology [Internet]. 2004 [cited 2017 Mar 3]. p. 1–88. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15504537

45. Gomes YM. Diagnosis of canine visceral leishmaniasis : Biotechnological advances. 2008;175:45–52.

46. Xavier SC, Andrade HM De, Jamil S, Monte H, Chiarelli IM, Lima WG, et al. Comparison of paraffin-embedded skin biopsies from different anatomical regions as sampling methods for detection of Leishmania infection in dogs using histological , immunohistochemical and PCR methods. BMC Vet Res [Internet]. 2006 [cited 2017 Mar 4];7:1–7. Available from:

http://download.springer.com/static/pdf/384/art%253A10.1186%252F1746- 6148-2- 17.pdf?originUrl=http%3A%2F%2Fbmcvetres.biomedcentral.com%2Farticle%2 F10.1186%2F1746-6148-2- 17&token2=exp=1488630308~acl=%2Fstatic%2Fpdf%2F384%2Fart%25253A 10.1186%25252F1746-6148-

47. Tafuri WL, Santos R de L, Arantes RME, Gonçalves R, de Melo MN, Michalick MSM, et al. An alternative immunohistochemical method for detecting

Leishmania amastigotes in paraffin-embedded canine tissues. J Immunol Methods [Internet]. 2004 Sep [cited 2017 Mar 3];292(1–2):17–23. Available from: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/15350508

48. Molina R, Amela C, Nieto J, San-Andrés M, González F, Castillo JA, et al. Infectivity of dogs naturally infected with Leishmania infantum to colonized Phlebotomus perniciosus. Trans R Soc Trop Med Hyg [Internet]. 1994 [cited 2017 Mar 4];88(4):491–3. Available from:

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7570854

49. Alvar J, Vélez ID, Bern C, Herrero M, Desjeux P, Cano J, et al. Leishmaniasis worldwide and global estimates of its incidence. PLoS One. 2012;7(5).

50. Alves WA, Bevilacqua PD. Reflexões sobre a qualidade do diagnóstico da leishmaniose visceral canina em inquéritos epidemiológicos: o caso da epidemia de Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil, 1993-1997. Cad Saude Publica [Internet]. 2004 Feb [cited 2017 Mar 4];20(1):259–65. Available from: http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0102-

311X2004000100043&lng=pt&nrm=iso&tlng=pt

51. Meredith SEO, Kroon NCM, Sondorp E, Seaman J, Goris MGA, Van Ingen CW, et al. Leish-KIT, a Stable Direct Agglutination Test Based on Freeze- Dried Antigen for Serodiagnosis of Visceral Leishmaniasis. J Clin Microbiol [Internet]. 1995 [cited 2017 Mar 4];33(7):1742–5. Available from:

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC228261/pdf/331742.pdf 52. Garcez LM. TESTE DE AGLUTINAÇÃO DIRETA NO SORODIAGNÓSTICO

DA LEISHMANIOSE VISCERAL NO ESTADO DO PARÁ. Rev Soc Bras Med

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