• Nenhum resultado encontrado

Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película

CAPÍTULO 3. INFLUÊNCIA DE FATORES FÍSICOS E FÍSICO-QUÍMICOS NA

3.3.3. Teste 3: Proporção película: água utilizada na maceração enzimática da película

Com a realização da maceração foi possível notar que no tratamento 1, que utilizou a proporção 1:1 (película: água) não houve maceração. Visivelmente não se observou nenhuma transformação na amostra após 3h de incubação. Neste tratamento não foi possível realizar as análises.

Com os tratamentos 2, 3 e 4 notou-se visualmente que ocorreu maceração e as análises transcorreram normalmente. O tratamento 2 apresentou diferença significativa, enquanto que os tratamentos 3 e 4 encontraram-se iguais estatisticamente. Na Tabela 12 são apresentados os resultados do teor de grupos redutores totais estimados no tratamento. O maior teor foi registrado no tratamento 2, com 11240,5 mg/L de grupos redutores totais e, ao empregar a maior proporção de água (tratamento 4), obteve-se menor quantidade de grupos redutores totais, 5231,0 mg/L.

Heck et al. (2003) realizaram um estudo de hidrólise de um resíduo fibroso de soja utilizando extratos enzimáticos produzidos por bactérias e compararam a eficiência da hidrólise através da análise de grupos redutores totais. A comparação utilizou o extrato e preparações enzimáticas comerciais, o resultado foi favorável para o extrato devido uma maior liberação de grupos redutores totais.

A partir do efeito destas enzimas sobre a parede celular, açúcares neutros como D- arabinose, D-galactose, L-ramnose e D-xilose, que estão ligados nas substâncias pécticas, são liberados e se tornam solúveis.

Tabela 12 – Teor de grupos redutores totais na fase líquida de película de cajá.

Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Para o teor de carotenoides recuperados na fase aquosa, não houve diferença significativa ao nível de 5% de significância, mas o teor de carotenoides máximo encontrado foi no tratamento 3, onde utilizou-se a proporção de 1:3, película:água (Tabela 13).

Tabela 13 – Teor de carotenoides na fase líquida e na fase sólida determinados na película de cajá, com diferentes quantidades de água adicionada.

Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Juntamente com este resultado percebeu-se que a maior porcentagem de recuperação dos carotenoides foi também no tratamento 3, onde conseguiu-se recuperar 24% de carotenoides (Tabela 14). A porcentagem recuperada refere-se à quantidade de carotenoides capaz de ser extraídos da película de cajá para a fase aquosa durante a maceração. O resultado é similar ao dos autores Zeraik e Yariwake (2008), que estudaram a extração de carotenoides da cenoura utilizando maceração com éter de petróleo e verificaram que o extrato de cenouras apresentou 10% de carotenoides totais.

Amostra Concentração (mg/L)

Tratamento 1 -

Tratamento 2 11240,5b

Tratamento 3 7301,2a

Tratamento 4 5231,0a

Amostra Teor de carotenoides Fase sólida Fase aquosa (µg/g de película macerada) Teor de carotenoides (µg/g de extrato) Tratamento 1 269,1ª ± 23,14 - Tratamento 2 200,8a ± 37,20 14,3 ± 8,02 Tratamento 3 261,3a ± 9,52 27,7 ± 3,87 Tratamento 4 262,0a ± 36,31 19,7 ± 9,31

Tabela 14 – Porcentagem de recuperação de carotenoides na fase líquida de película de cajá.

Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

A adição de água é um requisito para se trabalhar com enzimas hidrolíticas, como o caso das pectinases. Moura (2009) realizou um estudo com maceração da polpa de cajá e concluiu que a adição do complexo enzimático á polpa, sem adição de água já proporciona uma boa redução na viscosidade. No entanto, Aquino (2008) realizou maceração enzimática em polpa de bacuri e percebeu que a adição de enzimas em baixas concentrações não obteve bons resultados, necessitando utilizar a razão polpa: água de 1:2.

Dentro deste contexto, a adição de água nas proporções estudadas 1:2, 1:3 e 1:4, de película: água favorecem a maceração enzimática e consequente recuperação de carotenoides, mas não apresentam diferença significativa (ao nível de 5%) entre si. A única proporção que desfavorece a maceração é a proporção 1: 1 (película: água).

3.3.4. Teste 4: Efeito do uso do ultrassom associado à maceração enzimática da película comestível de cajá

Analisando os dados apresentados na Tabela 15, percebeu-se que não houve diferença significativa no teor de carotenoides em um nível de 5% pelo Teste de Tukey para as amostras controle, sonda H7AM, sonda H7DM e H22DM.

Amostra Porcentagem recuperada (%)

Tratamento 1 -

Tratamento 2 12ª

Tratamento 3 24ª

Tabela 15 – Teor de carotenoides na fase aquosa e na fase sólida determinados na película de cajá, utilizando maceração enzimática associada à utilização do ultrassom.

Médias seguidas de mesma letra, na mesma coluna, não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Entretanto, verificou-se que o maior teor de carotenoides recuperado ocorreu na amostra H7AM (40,8 µg/g de extrato), apresentando diferença signifcativa em relação ao restante dos tratamentos. A liberação de carotenoides é prevista pela atuação das enzimas pectinolíticas, que degradam as substâncias pécticas da parede celular, liberando os carotenoides retidos na célula. O uso da sonda H7 antes da maceração possibilitou um acréscimo na recuperação de carotenoides, uma vez que sua ação possivelmente desestruturou as células e facilitou uma maior liberação de pigmento. Essa tendência pode ser confirmada pelo valor inferior alcançado pela amostra controle (17,4 µg/g de extrato). É relevante destacar que a amostra H22AM também apresentou uma considerável recuperação de carotenoides (28,6 µg/g de extrato), sendo inclusive maior que o teor determinado no controle.

Para aumentar a eficiência de métodos de extração a frio, é importante romper as paredes das células para liberar os constituintes desejados e assim as ondas ultrassônicas podem proporcionar os meios necessários para interromper as paredes celulares da amostra de fruta (RODRIGUES; FERNANDES, 2012).

Ainda observando os valores apresentados na Tabela 15, para as determinações realizadas na fase sólida, o teor de carotenoides não apresentou diferença significativa (nível de 5%) para as amostras controle, sondas H7AM e H7DM, sondas H22AM e H22DM. O teor de carotenoides na fase sólida refere-se aos valores de carotenoides presentes na película de cajá que não foram recuperados na fase líquida.

Cabe salientar, que a literatura é muito escassa no que tange o emprego do ultrassom como alternativa no processamento de frutos. Considerações sobre a técnica são

Fase sólida Fase aquosa

Amostra (µg/g de película macerada) Teor de carotenoides Teor de carotenoides (µg/g de extrato) Controle 188,2a ± 10,0 17,4a ± 3,2

H7AM 172,2a ± 11,2 40,8c ± 1,6

H7DM 189,8a ± 22,6 15,7ab ± 5,2

H22AM 124,3a ± 41,3 28,6b ± 1,0

feitas por alguns autores, como Sganzerla et al. (2009), mas discorrem sobre o sucesso do ultrassom em um estudo realizado com óleo de amêndoas. Os autores demonstraram que o maior rendimento de extração foi observado com o emprego associado do ultrassom com outras técnicas e, esse rendimento relacionou-se possivelmente com os efeitos de cavitação e agitação provocados pelas ondas sonoras na amostra imersa.

Em relação ao teor de grupos redutores totais presente na fase aquosa da película de cajá (Tabela 16), percebeu-se que não houve diferença significativa, ao nível de 5% entre as amostras analisadas. Desta forma, entendeu-se que, o teor de grupos redutores totais não é alterado pelo emprego do ultrassom, mesmo que seja demonstrado acréscimo da liberação dos grupos redutores totais em relação à amostra controle.

Tabela 16 – Teor de grupos redutores totais na fase aquosa de película de cajá.

Médias seguidas de mesma letra não diferem significativamente entre si, ao nível de 5% de significância, pelo Teste de Tukey.

Mesmo não constatando diferenças significativas das amostras pelo Teste de Tukey, notou-se um acréscimo considerável na liberação dos grupos redutores totais das amostras tratadas com ultrassom. É interessante observar, que os maiores acréscimos ocorreram nas amostras que empregaram o ultrassom com a sonda de 22 cm, amostras H22AM e H22DM, que apresentaram em relação à amostra controle, um acréscimo no teor de grupos redutores totais na fase líquida, de 853,4 mg/L (cerca de 11,7% de aumento) e 1241,5 mg/L (cerca de 16,1 % de aumento), respectivamente.

Amostra Concentração (mg/L) Controle 6466,3a ± 429,4 H7AM 6549,3a ± 752,7 H7DM 6573,0a± 301,9 H22AM 7319,7a ± 429,4 H22DM 7707,8a ± 512,6

3.4. CONCLUSÃO

A utilização de preparações enzimáticas de caráter celulolíticos junto às preparações pectinolíticas, para a recuperação de carotenoides de película comestível de cajá, não se mostrou eficiente.

O ajuste do pH, próximo à neutralidade (pH 6,0), antes de iniciar a maceração mostrou-se eficiente para uma maior recuperação de carotenoides.

A quantidade de água adicionada para que haja uma boa maceração não altera a recuperação de carotenoides, podendo ser utilizada nas proporções película: água de 1: 2, 1: 3 ou 1: 4. No entanto, as proporções 1:3 e 1:4 recuperaram um maior teor de carotenoides e recomenda-se o emprego da proporção 1:4, por conter uma maior quantidade água que facilita a operação além de melhorar na fase de separação entre fase sólida e fase aquosa.

O emprego do ultrassom associado à maceração enzimática favoreceu a operação, sendo a utilização da sonda com 7 cm, antes da maceração a mais eficiente, amostra H7AM.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ALCÂNTARA, S.R.; ALMEIDA, F.A.C.; SILVA, F.L.H. emprego do bagaço seco do pedúnculo do caju para posterior utilização em um processo de fermentação semi-sólida. Revista Brasileira de Produtos Agroindustriais, v.9, n.2, p.137-142, 2007.

AOAC. Official Methods of analysis of AOAC International. 18th Ed. Associations of Official Analytical Chemists. Gaithersburg, MD, USA, 2005.

AQUINO, A.C. Estudo da ampliação da escala na produção de néctar de bacuri (Platonia insignis Martius) com aplicação de preparações enzimáticas comerciais. 2012. 181f. Tese

(Doutorado em Engenharia Química) – Centro de Tecnologia, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2012.

AQUINO, A.C. Otimização da maceração enzimática da polpa de bacuri (Platonia

insignis mart.). 2008. 116f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) –

Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2008.

BHAT, M.K. Cellulases and related enzymes in biotechnology. Biotechnology Advances, v. 18, p. 355 – 383, 2000.

CASTRO, A.M.; PEREIRA JUNIOR, N. Produção, propriedades e aplicação de celulases na hidrólise de resíduos agroindustriais. Quimica Nova, v. 33, n. 1, p. 181-188, 2010.

CHITARRA, M.I.F.; CHITARRA, A.B. Pós-colheita de Frutos e Hortaliças: Fisiologia e Manuseio. 2ª ed. revista e ampliada, Lavras: UFLA, 2005.

COELHO, M. A. Z.; SALGADO, A. M.; RIBEIRO, B. D. Tecnologia Enzimática. Rio de Janeiro: FAPERJ; Petrópolis, RJ: EPUB, 288 p., 2008.

COURI, S. Efeito de cátions na morfologia do agregado e na produção de

poligalacturonase por Aspergillus niger mutante 3T5B8. 1993. Tese (Doutorado em Tecnologia de Processos Bioquímicos) – Departamento de Engenharia Bioquímica, Escola de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro - RJ, 1993.

DELMER, D.P. Cellulose biosynthesis: Exciting times for a difficult field of study. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. Palo Alto, v.50, p.245-276, 1999.

DEMIATE, I. M., WOSIACHI, G., CSELUSNIAK, C., NOGUEIRA, A., Determinação dos açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre o método colorimétrico e titulimétrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian, S. Engineering, v. 8, n. 1, p. 65-78, 2002. FIB. Enzimas: natureza e ação nos alimentos. Food Ingredients Brasil, UBM Brazil Feiras & Eventos Ltda., n. 16, 2011.

GOMES, I.; GOMES, J.; STEINER, W.; ESTERBAUER, H. Production of cellulase and xylanase by a wild strain of Trichoderma viride. Applied Microbiology and Biotechnology. 36: 701-707, 1992.

HECK, J.X.; MATOS, G.S. ;HERTZ, P. F.; AYUB, M.A.Z. Hidrólise de um resíduo fibroso de soja empregando extratos enzimáticos produzidos por bactérias isoladas de ambientes amazônicos. In: XIV Simpósio Nacional de Fermentações - Sinaferm, 2003, Florianópolis. Anais..., 2003.

HIGBY, W.K. A simplified method for determination of some the carotenoid distribution in natural and carotene-fortified orange juice. Journal of Food Science, v.27, p.42-49, 1962. KHANNA, P.K.; SETHI, R.P.; TEWARI, H.K. Production poligalacturonase and pectin methyl esterase by Aspergillus niger C1. Journal of Research. Punjab Agricultural University, v. 18, n. 4, p. 415-420, 1981.

LEITÃO, M.C.A.; SILVA, M.L. A.; JANUÁRIO, M.I.N.; AZINHEIRA, H.G. Galacturonic acid in pectic substances of sunflower head residues: quantitative determination by HPLC. Carbohydrate Polymers, v.26, p.165-169, 1995.

MILLER, G. L. Use of dinitrosalicylic acid reagent for determination of reducing sugars. Analitical Chemistry, v.31, p. 426-428, 1959.

MOURA, C.L.A. Maceração enzimática da polpa de cajá (Spondias mombin L.). 2009. 78f. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia de Alimentos) – Centro de Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2009.

NOVOZYMES. A revolução da panificação. Editora Dorthe Naundrup Hansen, ano XVII, n. 4, 2002.

PAIVA, E.P; LIMA, M.S.; PAIXÃO, J.A. Pectina: propriedades químicas e importância sobre a estrutura da parede celular de frutos durante o processo de maturação. Revista Iberoamericana de Polímero, v. 10, n. 4, 2009.

PRESTES, R.A.; ALMEIDA, D.M.; BARISON, A.; PINHEIRO, L.A.; WOSIACKI, G. Caracterização por ressonância magnética nuclear de sucos de maçã obtidos por preparações enzimáticas. Quimica Nova, v. 35, n. 6, p. 1141 - 1145, 2012.

ROGRIGUES, S.; FERNANDES, F.A.N. Advances in fruit processing technologies. Boca Raton: CRC Press, 472p., 2012.

RODRIGUEZ-AMAYA, D.B. A Guide to carotenoid analysis in foods. Washington (DC): International Life Sciences Institute Press; 2001.

SANTANA, M.T.A.; SIQUEIRA, H.H.; REIS, K.C.; LIMA, L.C.O.; SILVA, R.J.l. Caracterização de diferentes marcas de sucos de uva comercializados em duas regiões do Brasil. Ciência e Agrotecnologia, v. 32, n. 3, p. 882-886, 2008.

SANTOS, A.S. Produção, concentração e caracterização parcial de extrato celulolítico

produzido por linhagem fúngica mutante. 2011. 93f. Dissertação (Mestrado em Ciência e

Tecnologia de Alimentos), Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, Seropédica, 2011 SGANZERLA, M.; RUTZ, J. K.; VOSS, G. B.; CHIM, J. F.; ZAMBIAZI, R. C. Extração de óleo das amêndoas de frutos de butiá (Butia capitata e Butia eriosphata) por três diferentes métodos. In: XI ENPOS - Encontro de Pós-Graduação, Pelotas: UFPel, 2009.

SILVA, E. G.; BOERGES, M. de F.; MEDINA, C.; PICCOLI, R. H.; SCHWAN, R. F., Pectinolytic enzymes secreted by yeasts from tropical fruits. FEMS Yeast Research, v. 5, n. 9, p. 859 - 865, 2005.

SPAGNUOLO, M.; CRECCHIO, C.; PIZZIGALLO, M. D. R.; RUGGIERO, P. Synergistic effects of cellulolytic and pectinolityc enzymes in degrading sugar beet pulp. Bioresource Technology, Grã Bretanha, v. 60, p. 215-222, 1997.

UENOJO, M.; PASTORE, G.M. Pectinases: aplicações industriais e perspectivas. Química Nova, v. 30, n. 2, p. 388-394, 2007.

WOOD, T.M.; GARCIA-CAMPAYO,V. Enzymology of cellulose degradati. Biodegradation, v. 1, p. 147-161, 1990.

WOOD, W.A.; KELLOGG, S.T. Biomass: part A - Cellulose and hemicellulose, Methods in enzymology, v.160, 1986.

ZERAIK, M.L.; YARIWAKE, J.H. Extração de -caroteno de cenouras: uma proposta para disciplinas experimentais de química. Quimica Nova, v. 31, n. 5, p. 1259-1262, 2008.

ZETELAKI-HORVATH, K.. Factors affecting pectin lyase activity. Acta Alimentaria, v.11, n.1, p.21-29, 1982.

CAPÍTULO 4. MACERAÇÃO ENZIMÁTICA DE PELÍCULA COMESTÍVEL DE

Documentos relacionados