Como foi observado anteriormente, a variável umidade apresentou efeito significativo negativo para todas as enzimas avaliadas. Dessa forma, essa nova etapa do trabalho foi realizada com a finalidade de avaliar melhor a condição de porcentagem de umidade necessária ao substrato, juntamente com a utilização de ultrassom durante a fermentação, a fim de observar os efeitos gerados na produção das enzimas.
Manteve-se constante a massa de substrato Arroz Branco Tipo 1 em 30 g, a concentração de inóculo em 15% (v/m) e a temperatura da fermentação em 28°C (embora a melhor condição tenha sido 25ºC, está não foi seguida por motivos de dificuldade de controle, considerando a alta temperatura do ambiente do laboratório durante os meses de verão).
Foram realizados 36 ensaios, com o teor de umidade variando entre 30%, 40%
e 50% e o tempo de aplicação do US variando entre 1 h/dia, 2 h/dia, 4 h/dia e 6 h/dia.
A produção enzimática foi avaliada no quinto e no décimo dia de fermentação, para acompanhar o processo fermentativo e observar possíveis situações de degradação enzimática por uso prolongado de ultrassom.
A Tabela 7 apresenta as médias das atividades enzimáticas obtidas e a avaliação estatística (Teste de Tukey). A letra minúscula representa a avaliação mantendo o tempo de ultrassom utilizado durante a fermentação constante e variando
a umidade do meio (avaliação na coluna). As letras em maiúsculo representam a avaliação mantendo a umidade constante variando o tempo de ultrassom (avaliação na linha). Os resultados podem ser melhor visualizados nas Figuras 15 a 18.
Tabela 8 - Avaliação estatística (Teste de Tukey) da atividade enzimática de quitinases, exocelulases, endocelulases e β-1,3-glucanases produzidas por fermentação em estado sólido fazendo uso diário de sonicação indireta (0h, 1h, 2h, 4h e 6h)
DIA 5 DIA 10
UMIDADE (%) TEMPO DE ULTRASSOM (h/dia) TEMPO DE ULTRASSOM (h/dia)
Quitinase 0H 1H 2H 4H 6H 0H 1H 2H 4H 6H
30 7,53cB 5,78cB 20,28bA 11,44cB 8,92aB 6,35cC 6,787cC 8,02cC 18,12cA 10,12cB 40 9,89aAB 8,25aB 23,62aAB 17,99bAB 6,53cB 11,44bC 16,89aC 9,46aC 38,51bAB 28,17aB 50 8,50bAB 6,22bB 20,18cAB 23,47aAB 7,17bAB 14,37aB 7,43bC 8,02bC 51,88aAB 17,81Bb Exocelulase
30 15,97cA 16,12cA 29,84cA 29,10bA 15,60bA 17,94cB 17,21cB 29,14cAB 43,29cAB 11,10cB 40 20,92aA 24,15aA 32,46bA 36,01aA 19,84aA 29,35aB 34,17aB 35,01aB 55,17bA 33,78aB 50 16,98bA 23,35bA 40,77aA 28,38cA 9,57cA 28,61bB 22,69bB 31,91bB 66,98aA 18,18bB Endocelulase
30 1,78cC 10,83aBC 21,75bAB 14,06aAB 9,60bBC 8,76cB 3,44cB 4,83cB 15,97cA 7,20cB 40 15,24aAB 8,86bBC 20,73cAB 11,04bB 8,49cBC 34,95aAB 22,83aBC 7,10bC 36,37aAB 32,18aB 50 8,52bC 4,86cD 22,86aA 8,00cC 12,09aB 12,21bC 12,95bC 7,50bC 22,55bAB 25,81bAB
β-1,3 - Glucanase 0H 1H 2H 4H 6H 0H 1H 2H 4H 6H
30 7,69aBC 8,32aBC 16,32aA 10,38bBC 5,52bC 6,49cA 2,66cA 2,84cA 14,46cA 7,67cA 40 0,88cBC 1,07cABC 1,71cAB 1,37cAB 0,47cC 15,17aA 16,32aA 4,27aA 28,44bA 26,75aA 50 5,98bC 5,63bC 14,60bAB 18,89aAB 11,83aAB 8,70bA 4,24bA 3,32bA 39,21aA 17,77bA
a, b, c Letras minúsculas iguais na coluna indicam que não há diferença estatística entre as diferentes umidades testadas pelo Teste de Tukey p(<0,05);
A, B, C Letras maiúsculas iguais na linha indicam que não há diferença estatística entre os diferentes tempos de aplicação de ultrassom testadas pelo Teste de Tukey p(<0,05).
Figura 13 - Média da atividade de quitinases obtida com aplicação de ultrassom durante a fermentação variando a umidade em 30%, 40% e 50% em 5 dias e 10 dias de fermentação
Fonte: autor.
Figura 14 - Média da atividade de exocelulases obtida com aplicação de ultrassom durante a fermentação variando a umidade em 30%, 40% e 50% em 5 dias e 10 dias de fermentação
Figura 15 - Média da atividade de endocelulases obtida com aplicação de ultrassom durante a fermentação variando a umidade em 30%, 40% e 50% em 5 dias e 10 dias de fermentação
Fonte: autor.
Figura 16 - Média da atividade de β-1,3-glucanases obtida com aplicação de ultrassom durante a fermentação variando a umidade em 30%, 40% e 50% em 5 dias e 10 dias de fermentação
Considerando como variável o tempo de banho de ultrassom, é possível observar que para as enzimas quitinase, exocelulases e β-1,3-glucanases o efeito do ultrassom foi positivo, gerando um incremento na atividade enzimática. Apenas para a atividade de endocelulases, quando comparado com o ensaio 9, nas condições experimentais 25ºC, 1% de solução de nutrientes, 50% de umidade e 2% de extrato de levedura, onde obteve-se AE de quitinases 31,3 U/g, AE de β-1,3-glucanses 23,8 U/g, AE de exocelulases 60,4 U/g e AE de endocelulases 40,3 U/g, não se observou acréscimo. Considerando como variável a porcentagem de umidade adicionada ao substrato, as endocelulases e β-1,3-glucanases apresentaram maior valor de produção com umidade do substrato em 40%, as outras enzimas estudadas obtiveram os melhores resultados com 50% de umidade.
Com o extrato enzimático obtido através dos ensaios realizados até 120 h (5 dias) de fermentação, notou-se que a atividade enzimática teve um crescimento gradativo até 2 h de banho de ultrassom por dia para as enzimas endocelulases e exocelulases com 50% de umidade no meio e para as quitinases com 40% de umidade no meio. Notou-se que, para essas enzimas, os ensaios que fizeram uso de 4 h e 6 h diárias de sonicação houve redução das respostas enzimáticas. Para as enzimas β-1,3-glucanases, o maior acréscimo na atividade enzimática ocorreu com o uso de banho de ultrassom por 4 h diárias com umidade de 50%. Com o uso superior a 4 h diárias de banho de ultrassom notou-se a queda no rendimento das respostas enzimáticas. Sabendo que ondas ultrassônicas de alta intensidade podem romper células e desnaturar enzimas, e que mesmo o ultrassom de baixa intensidade é capaz de modificar o metabolismo das células (CHEMAT et al., 2017; VERRUCK, 2018), o decréscimo enzimático pode ter ocorrido devido ao fato de que uma exposição contínua ao ultrassom, por tempo prolongado, pode afetar a estrutura da enzima, levando à sua desativação ou por elevar consideravelmente a temperatura do meio, ocasionando sua desnaturação.
Com 240 h (10 dias) de fermentação foi possível observar que o maior incremento na atividade enzimáticas ocorreu quando foi utilizado 4 h de banho de ultrassom diários durante a fermentação, com 50% de umidade para as enzimas quitinases, exocelulase e 40% de umidade para as enzimas endocelulase e β-1,3-glucanases. As atividades enzimáticas obtidas foram 51,88 U/g, 66,98 U/g, 36,37 U/g
e 39,21 U/g de quitinases, exocelulase, endocelulase e β-1,3-glucanases, respectivamente.
Os resultados de atividade enzimática que foram obtidos pela extração após 240 h de fermentação, com teor de umidade do meio em 50%, fazendo uso de 4 h diárias de sonicação indireta, foram comparados com os resultados analisados do extrato enzimático do ensaio nas mesmas condições (240 h de fermentação com teor de umidade do meio em 50%) em que não se utilizou o ultrassom.
O ensaio não tratado com sonicação indireta durante a fermentação apresentou atividades enzimáticas de 14,37 U/g, 30,12 U/g, 12,21 U/g e 6,58 U/g para quitinases, exocelulase, endocelulase e β-1,3-glucanases, respectivamente. Enquanto que o experimento que fez uso do ultrassom durante a fermentação apresentou como resultado 51,88 U/g, 66,98 U/g, 22,55 U/g e 27,07 U/g para quitinases, exocelulase, endocelulase e β-1,3-glucanases, respectivamente. A comparação entre os resultados pode ser melhor visualizada na Figura 19.
Figura 17 - Comparativo da produção enzimática através dos resultados de atividade das enzimas avaliadas após 10 dias de fermentação sem uso de ultrassom e com uso de 4h diárias de ultrassom
Fonte: autor.
Através dos resultados obtidos neste trabalho pelas análises dos extratos enzimáticos tratados com sonicação indireta durante o período fermentativo, pode-se
0 50 100
QUITINASE EXOCELULASE ENDOCELULASE B13GLUCANSE
14,37 30,125
12,216 8,7
51,88 66,98
22,555 39,21
Média Atividade Enzimatica (U/g)
Enzimas
Produção Enzimática
SEM US (dia 10, 50% umidade) 4h de US (dia 10, 50% umidade)
observar um incremento de aproximadamente 261% na atividade enzimática de quitinase, 122% na atividade de exocelulases, 84% na atividade de endocelulases e de 311% na atividade de β-1,3-glucanases quando comparado com os resultados de atividade enzimática sem o tratamento com o ultrassom. Desta forma, conclui-se que o uso do ultrassom durante o processo fermentativo pode ser uma alternativa bastante promissora na busca de melhorias na atividade enzimática.
6 CONCLUSÃO
Dentro das respostas obtidas para as variáveis estudadas, pôde-se concluir que:
A metodologia adotada e os planejamentos experimentais permitiram verificar que o substrato Arroz Branco Tipo 1 foi o meio mais efetivo para a produção enzimática por fermentação em estado sólido com o microrganismo Trichoderma harzianum.
Através dos resultados obtidos pelos ensaios do DCC realizado, notou-se que as condições do experimento 9 (25°C, 1% de solução de nutrientes, 50% de umidade e 2% de extrato de levedura) geraram os maiores valores de resposta na atividade enzimática de quitinase (AE = 31,3 U/g), endocelulases (AE = 40,3 U/g) e β-1,3 glucanases (AE = 23,8 U/g). Para a atividade enzimática de exocelulases essa mesma condição proporcionou o segundo melhor resultado de atividade enzimática (AE = 60,4 U/g). O maior interesse de produção enzimática foi direcionado para a atividade enzimática de quitinases e β-1,3 glucanases, e os resultados obtidos para essas enzimas foram relevantes, quando comparados com outros estudos e outros métodos, conforme foi apresentado na discussão dos resultados desse trabalho.
A partir da avaliação do uso diário de sonicação indireta durante a fermentação em estado sólido foi possível observar que, para todas as enzimas (quitinase, exocelulases, endocelulases e β-1,3-glucanases), o efeito do ultrassom foi positivo, gerando incremento na atividade enzimática. Para as fermentações de 120 h, a sonicação indireta de 2 h/dia gerou os melhores resultados para as endocelulases (AE = 22,86U/g), exocelulases (AE = 40,77 U/g) com teor de umidade de 50% no meio e para as quitinases (AE = 23,62 U/g) com teor de 40% de umidade no meio.
Para β-1,3-glucanases (AE = 18,89 U/g) ocorreram com teor de umidade de 50% no meio com 4 h/dia de sonicação indireta. Para os ensaios realizados com 240 h de fermentação, o estudo mostrou que a maior atividade dessas enzimas ocorreu com o uso da sonicação por 4 h/dia. Os melhores resultados aconteceram com 50% de umidade para as enzimas quitinases (AE = 51,88 U/g), exocelulases (AE = 6,98 U/g) e 40% de umidade para as enzimas endocelulase (AE = 36,37 U/g) e β-1,3-glucanases (AE = 48,98 U/g). Quando comparados com os resultados da atividade enzimática obtidos dos extratos que não fizeram uso de sonicação indireta nas mesmas
condições de teor de umidade e tempo de fermentação, pode-se observar um incremento de aproximadamente 261% na atividade enzimática de quitinase, 122%
na atividade de exocelulases, 84% na atividade de endocelulases e de 311% na atividade de β-1,3-glucanases. O uso de banho de ultrassom, por períodos prolongados (6 h/dia) mostrou causar redução da atividade enzimática tanto para as fermentações de 120 h como para as de 240 h. Esses resultados podem ter ocorrido devido ao fato de que uma exposição a ultrassom contínuo por tempo prolongado pode afetar a estrutura da enzima, levando à sua desativação ou por elevar consideravelmente a temperatura do meio, ocasionando sua desnaturação.
7 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS
Com base nos resultados e conclusões obtidos neste trabalho sugere-se para trabalhos futuros:
Avaliação da estabilidade do extrato bruto enzimático produzido por FES em relação ao armazenamento à baixas temperaturas;
Cinética de fermentação para determinar o tempo onde a produção de enzimas é máxima;
Realização de estudos de concentração, purificação, imobilização e caracterização dos extratos enzimáticos obtidos;
Realização de estudos por fermentação em estado sólido com outros tipos e configurações de biorreator, visando maior controle dos parâmetros, utilizando Arroz Branco Tipo 1 como substrato e Trichoderma harzianum para a produção enzimática;
Realização de estudos por fermentação em estado submerso, utilizando Arroz Branco Tipo 1 como substrato e Trichoderma harzianum para a produção enzimática;
Realizar um planejamento experimental completo, incluindo pontos axiais, para obter as superfícies de resposta para o meio de cultivo otimizado e gerar um modelo que possa ser utilizado para fins preditivos;
Pesquisas complementares a fim de aprofundar os conhecimentos sobre o efeito do ultrassom durante o processo fermentativo, realizando o controle efetivo do aumento de temperatura gerado pelo sistema, essencial para otimizar a produção enzimática;
Realizar pesquisas utilizando a sonicação indireta durante a fermentação, com aplicação em tempos mais curtos e em maior quantidade de vezes;
Pesquisas complementares comparativas utilizando o ultrassom direto (por sonda), como também o ultrassom pulsado durante o processo fermentativo e mais aspectos da modelagem e simulação das propriedades de ultrassom.
REFERÊNCIAS
ABCBIO – ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DAS EMPRESAS DE CONTROLE BIOLÓGICO. Mercado de defensivo agrícola biológico tem boas perspectivas no
país. São Paulo: ABCBio. Disponível em:
http://www.abcbio.org.br/conteudo/publicacoes/mercado-biologico-tem-excelentes-perspectivas-no-brasil/. Acesso em: 20 out. 2018.
AGROFIT - Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários. Informações do registro de
agrotóxicos e afins. Disponível em:
http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons. Acesso em: 12 jun. de 2019.
ALAM, M. Z.; MUYIBI, S. A.; WAHID, R. Statistical optimization of process conditions for cellulase production by liquid state bioconversion of domestic wastewater sludge. Bioresource Technology, v. 99, p. 4709-4716, 2008.
ALVES, A. C. N.; MATTOS, W. R. S.; SANTOS, F. A. P.; LIMA, M. L. P.; PAZ, C. C.
P.; PEDROSO, A. M. Substituição parcial de silagem de milho por farelo de glúten de milho desidratado na alimentação de vacas holandesas em lactação. Revista Brasileira de Zootecnia, v. 36, n. 5, p. 1590-1596, 2007.
AMORIM, G. M. Fermentação de farelo de cacau por Aspergillus niger para obtenção de lipase e biomassa para alimentação animal. Dissertação (Mestrado).
Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Alimentos da Universidade Estadual do Sudoeste da Bahia – UESB. Itapetinga, BA: UESB, 2011. 60p.
ARCHER, D. B., WOOD, D. A. Fungal exoenzymes. In: Gow NAR, Gadd GM (eds) The growing fungus. Hapman & Hall 137–162, 1995.
ASHOKKUMAR, M.; MASON, T. J. Sonochemistry. In: JOHN WILEY & SONS INC (Ed.). Kirk-Othmer Encyclopedia of Chemical Technology. Hoboken, NJ, USA: John Wiley & Sons, Inc., 2007.
ASSAD, L. Aproveitamento de resíduos do setor sucroalcooleiro desafia empresas e pesquisadores. Cienc. Cult. [online]. 2017, vol. 69, n. 4 [cited 2019-07-13], p.13-16.
AVHAD, D. N. AND RATHOD, V. K. (2015) Ultrasound assisted production of a fibrinolytic enzyme in a bioreactor. Ultrasonics Sonochemistry. Elsevier B.V., 22, pp. 257–264.
AWADALLAK, J. A. Uso de ultrassom na hidrólise enzimática do óleo de palma:
síntese de diacilglicerol. Dissertação de Mestrado em Engenharia Química - Universidade Estadual do Oeste do Paraná - UNIOESTE, Toledo, 2012.
BABICZ, I. Produção de diacilglicerois via hidrólise enzimática do óleo de palma.
2009. 92 f. Dissertação (Mestrado em Ciências em Tecnologia de Processos Químicos e Bioquímicos) – Universidade Federal do Rio de Janeiro, 2009.
BALDONI, D. B. Prospecção de fungos para produção de quitinases por fermentação em estado sólido. Tese (Doutorado). Universidade Federal de Santa Maria, Centro de Ciências Rurais, Programa de Pós-Graduação em Ciências do Solo, RS, 2016. 82p.
BARATA, T. S., Caracterização do consumo de arroz no Brasil: um estudo na Região Metropolitana de Porto Alegre. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do Sul, UFRGS – CEPAN. Porto Alegre, 2005. 93p.
BARBOSA, J. C. S.; SERRA, A. A. Ultrassom (I): influência do ultrassom na química. Química Nova, v. 14, n. 4, p. 302-316, 1992.
BARSANTI, L.; VISMARA, R.; PASSARELLI, V.; GUALTIERI, P. Paramylon content in wild type and WZSL mutant of euglena gracilis. Effects of growth conditions.
Journal of Applied Phycology, Dordrecht, v. 13, p. 59-65, 2001.
BARTON, S.; BULLOCK, C.; WEIR, D. The effects of ultrasound on the activities of some glycosidase enzymes of industrial importance. Enzyme and Microbial Technology 18: 190-194, Elsevier Science Inc., 1996.
BARROS, N. M.; VARGAS, L. R. B.; SCHRANK, A.; BOLDO, J. T.; SPECHT, A.
Fungos como agentes de controle de pragas. In: ESPOSITO, E.; AZEVEDO, J. L.
(Orgs.). Fungos: uma introdução a biologia, bioquímica e biotecnologia. 2. ed. Caxias do Sul: EDUCS, 2010. cap. 14, p. 491- 531.
BAUERMEISTER. A. A; REZENDE, M; GIESE, E; DEKKER, R; BARBOSA, A. β-1,3-Glucanases Fúngicas: produção e aplicações biotecnológicas. Ciências Exatas e Tecnológicas, Londrina, v. 31, n. 2, p. 75-86, jul./dez. 2010.
BAR-SHIMON, M.; YEHUDA, H.; COHEN, L.; WEISS, B.; KOBESHNIKOV, A.; DAUS, A.; GOLDWAY, M.; WISNIEWSKI, M.; DROBY, S. Characterization of extracellular lytic enzymes produced by the yeast biocontrol agent Candida oleophila. Current Genetics, New York, v. 45, p. 140-148, 2004.
BÉGUIN, P.; AUBERT J. The biological degradation cellulose. FEMS Microbiology Reviews. v.13, n. 1, p 25-58, 1994.
BENAZZI, T.; CALGAROTO, S.; ASTOLFI, V.; DALLA ROSA, C.; OLIVEIRA, J. V.;
MAZUTTI, M. A. Pretreatment of sugarcane bagasse using supercritical carbon dioxide combined with ultrasound to improve the enzymatic hydrolysis. Enzyme and Microbial Technology, v. 52, n. 4, p. 247–250, 2013.
BENÍTEZ, T.; RINCÓN, A. M.; LIMÓN, M. C. e CONDÓN, A. C. (2004). Biocontrol mechanisms of Trichoderma strains. International Microbiology, 7, 4: 249-260.
BETTIOL, W. (1991). Componentes do controle biológico de doenças de plantas.
In: Bettiol, W. (Org.) Controle biológico de doenças de plantas. Brasília, Embrapa, p.1-5.
BINOD, P.; SANDHYA, C.; SUMA, P.; SZAKACS, G.; PANDEY, A. Fungal biosynthesis of endochitinase and chitobiase in solid state fermentation and their application for the production of N-acetyl-D-glucosamine from colloidal chitin. Bioresour Technol, 2007; 98: 2742-8.
BITTENCOURT-JUNIOR, F. F.; SOARES, É. R. Uma revisão sobre pesticidas:
mecanismos de ação, consequências socio-ambientais e estratégias para mitigação. Interbio, v.7, n. 2, 2013.
BOBBIO, F. O.; BOBBIO, P. A. Introdução da produção de celulose por cepas de Fusarium. In Simpósio Nacional de Bioprocessos. 17, 2009. Natal. Anais. Natal, 2009.
BRASIL. Lei nº 7.802, de 11 de julho de 1989. Dispõe sobre a pesquisa, a experimentação, a produção, a embalagem e rotulagem, o transporte, o armazenamento, a comercialização, a propaganda comercial, a utilização, a importação, a exportação, o destino final dos resíduos e embalagens, o registro, a classificação, o controle, a inspeção e a fiscalização de agrotóxicos, seus componentes e afins, e dá outras providências. Brasília: Congresso Nacional, 1989.
BRASIL. Decreto nº 4.074, de 4 de janeiro de 2002. Regulamenta a Lei nº 7.802, de 11 de julho de 1989, que dispõe sobre a pesquisa, a experimentação, a produção, a embalagem e rotulagem, o transporte, o armazenamento, a comercialização, a propaganda comercial, a utilização, a importação, a exportação, o destino final dos resíduos e embalagens, o registro, a classificação, o controle, a inspeção e a fiscalização de agrotóxicos, seus componentes e afins, e dá outras providências.
Brasília: Congresso Nacional, 2002.
BRAMORSKI, A. Caracterização do crescimento e produção de metabólitos voláteis por fungos filamentosos cultivados sobre substratos agroindustriais.
Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Paraná, 1997.
BROCK, T. D. β-Glucanase of yeast. Biochemical and Biophysical Research Communications. New York, v. 19, p. 623-629, 1965.
BRITO, F. S. Detecção e Avaliação in vitro do crescimento de Trichoderma spp.
isolados de composto frente a fitopatógenos. Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal de Santa Catarina, Centro de Ciências Agrárias. Florianópolis, 2009.
BRITO, A. F.; BRACONI, C. T.; WEIDMANN, M.; DILCHER, M.; ALVES, J. M. P.;
GRUBER, A.; ZANOTTO, P. M. de A. The Pangenome of the Anticarsia gemmatalis Multiple Nucleopolyhedrovirus (AgMNPV). Genome, Biology and Evolution. v. 8, p. 94-108, 2015.
BULÉON, A.; COLONNA, P.; PLANCHOR, V.; BALL, S. Starch granules: structure and biosynthesis. International Journal of Biological Macromolecules, v. 23, p. 85-112, 1998.
CAO, Y.; TAN, H. Effects of cellulase on the modification of cellulose.
Carbohydrate Research, v. 337, p. 1291-1296, 2002.
CASTRO, H. F.; MENDES A. A.; SANTOS, J. C.; AGUIAR, C. L. Modificação de óleos e gorduras por biotransformação. Química Nova, v. 27, n. 1, p. 146-156, 2004.
CASTRO, A. M. Produção e Propriedades de Celulases de Fungos Filamentosos, Obtidas a Partir de Celulignina de Bagaço de Cana-de-Açúcar (Saccharum spp.) Mestrado. Programa de Pós-Graduação em Tecnologia de Processos Químicos e Bioquímicos, Universidade do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, 2006.
CHAPLIN, M. F.; BUCKE, C. Enzyme Technology. New York: Cambridge University Press, 1992.
CHEMAT, F.; ROMBAUT, N.; SICAIRE, A.; MEULLEMIESTRE, A.; ABERT-VIAN, M.
Ultrasound assisted extraction of food and natural products. Mechanisms, techniques, combinations, protocols and applications. A review. Ultrasonics Sonochemistry, v. 34, p. 540–560, 2017.
CHEN, Q.; BAO, M.; FAN, X.; LIANG, S.; SUN, P. (2013) Rhamnolipids enhance marine oil spill bioremediation in laboratory system. Marine Pollution Bulletin 71:
269-275.
COELHO, R. R.; NASCIMENTO, R. P. Seleção de Actinomicetos produtores de enzimas de interesse biotecnológico. In: BON, E. P.; FERRARA, M. A.; CORVO, M. L. (Ed.). Enzimas em Biotecnologia. Rio de Janeiro: Interciência, v. 1, 2008. p. 506.
CONAB - Companhia Nacional de Abastecimento – Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Acompanhamento da safra brasileira de grãos (safra 2018/2019). Disponível em: <www.conab.com.br>. Acesso em: 14 de jun. de 2019.
COLOMBATTO, D.; MOULD, F. L.; BHAT, M. K. In vitro evaluation of fibrolytic enzymes as additives for maize (Zea mays L.) silage. III. Comparison of enzymes derived from psychrophilic or thermophilic, mesophilic source. Animal Feed science and Technology, v. 11, p. 145-159, 2003.
CORREIA, R. T. P. Estudo do cultivo semi-sólido em resíduos de abacaxi por Saccharomyces cereviseae e Rhizopus oligosporus. Tese (Doutorado) - Programa de Pós-Graduação em Engenharia Química, Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Natal, RN, 2004.
DAENEN, L.; SAISON, D.; STERCKX, F.; DELVAUX, F. R.; VERACHTERT, H.;
DERDELINCKX, G. Screening and evaluation of the glucoside hydrolase activity in Saccharomyces and Brettanomyces brewing yeasts. Journal of Applied Microbiology, New York, v. 104, p. 478-488, 2008.
DAHIYA, N.; TEWARI, R.; TIWARI, R. P.; HOONDAL, G.S. Chitinase production in solid-state fermentation by Enterobacter sp. NRG4 using statistical experimental design. Current Microbiology, 51, 222–228, 2005.
DALAGNOL, L. M. G. Avaliação do uso do ultrassom na extração do mosto da uva cabernet sauvignon e na atividade enzimática. Dissertação (Mestrado).
Programa de Pós-Graduação em Ciência e Tecnologia de Alimentos, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, RS, 2017.
DE MARCO, J. L.; VALADARES-INGLIS, M. C.; FELIX, C. R. (2003). Production of hydrolytic enzymes by Trichoderma sp. isolate with antagonistic activity against Crinipellis perniciosa, the causal agent of witches’ broom of cocoa. Braz. J.
Microbiol., 34, 33-38.
DEL BIANCHI, V. L.; MORAES, I. O.; CAPALBO; D. M. F. Biotecnologia industrial:
Fermentação em Estado Sólido. São Paulo: Ed Edgard Blucher, vol. 2, 2001.
DELGADO-POVEDANO, M. M; CASTRO, M. D. L. de (2015). A review on enzyme and ultrasound: A controversial but fruitful relationship. Analytica Chimica Acta, v. 889, p.1-21.
DENARDIN, C. C.; SILVA, L. P. da Estrutura dos grânulos de amido e sua relação com propriedades físico-químicas. Cienc. Rural, Santa Maria, v. 39, n. 3, p. 945-954.
DILLON, A. J. P. Celulase. In: SAID, S. & PIETROR. C. R. L. Enzimas como agentes biotecnológicos. Ribeirão Preto: Legis Summa, 2004. cap. 14, p. 241-268.
DOELLE, H. W; MITCHELL, D. A; ROLZ, C. E. Solid substrate cultivation. Elsevier Science Publishers LTD, 1992.
DALSENTER, F. D. H. Efeito da temperatura na cinética de crescimento de Rhizopusoryzae em cultivo no estado sólido. Tese – Programa de Pós-Graduação em Ciências – Bioquímica da Universidade Federal do Paraná, Curitiba, PR, 2005.
DUO-CHUAN, L. Review of Fungal Chitinases. Mycopathologia, v. 161, n. 6, p. 345–
360, jun. 2006.
ELIASSON, A. C. Carbohydrates in food. New York: Marcel Dekker, 1996. 664p.
ELIASSON, A. C. Starch in food - Structure, function and applications. New York:
Boca Raton, CRC, 2004. 605p.
ETHUR, L. Z.; NICOLINI, C.; BLUME, E. Viabilidade de formulação em pó de Trichoderma virens em diferentes embalagens e temperaturas. R. Bras.
Agrociência, Pelotas, v. 14, n. 2, p. 391-394, abr./jun., 2008.
FACHIN, D.; VAN LOEY, A. M.; NGUYEN, B., VERLENT, I.; INDRAWATTI;
HENDRICKX, M. E. Inactivation kinetics of polygalacturonase in tomato juice.
Innovative Food Science and Emerging Technologies, v. 4, n. 2, p. 135–142, 2003.
FAO - Food and Agriculture Organization of the United Nations. Statistical databases - Previsão da safra 2010/2011. Disponível em: <http://www.fao.org/home/en/>.
FAO - Food and Agriculture Organization of the United Nations. Statistical databases - Previsão da safra 2010/2011. Disponível em: <http://www.fao.org/home/en/>.