• Nenhum resultado encontrado

Serological prevalence of leptospirosis in cattle slaughtered in the Zango abattoir in Zaria, Kaduna State, Nigeria

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2017

Share "Serological prevalence of leptospirosis in cattle slaughtered in the Zango abattoir in Zaria, Kaduna State, Nigeria"

Copied!
6
0
0

Texto

(1)

Serological

 

prevalence

 

of

 

leptospirosis

 

in

 

cattle

 

slaughtered

 

in

 

the

 

Zango

 

abattoir

 

in

 

Zaria,

  

Kaduna

 

State,

 

Nigeria

 

Emmanuel

 

O.

 

Ngbede

(1)

,

 

Mashood

 

A.

 

Raji

(1)

,

 

Clara

 

N.

 

Kwanashie

(1)

,

  

Emmanuel

 

C.

 

Okolocha

(2)

,

 

Victor

 

T.

 

Gugong

(2)

 

&

 

Sunday

 

E.

 

Hambolu

(2)

 

Summary 

Leptospirosis  is  an  occupational  zoonosis  caused by pathogenic leptospires. In this study,  the  presence  and  prevalence  of  antibodies  specific to Leptospira spp. serovar Hardjo in  142 cattle slaughtered between June and July  2011 was investigated using the enzyme‐linked  immunosorbent assay (ELISA). Five (3.50%) of  the 142 cattle sampled were seropositive for  antibodies to Leptospira spp. serovar Hardjo.  Despite the fact that there was no significant  difference (p>0.05) in seropositivity between  sexes and between breeds sampled, there was  a  significant  difference  (p<0.05)  in  sero‐ positivity between the different age groups  examined.  Leptospirosis is present in cattle  slaughtered in the Zango abattoir; butchers  and abattoir workers are exposed to infected  animals and are at risk of being infected by  Leptospira spp. serovar Hardjo. 

Keywords 

Abattoir,  Abattoir  worker,  Butcher,  Cattle,  ELISA, Enzyme‐linked immunosorbent assay,  Leptospirosis, Leptospira spp. Hardjo, Nigeria,  Public health, Zoonosis. 

Sieroprevalenza

 

di

 

leptospirosi

 

in

 

bovini

 

macellati

 

nel

 

macello

 

Zango

 

in

 

Zaria,

 

nello

 

stato

 

di

 

Kaduna,

 

in

 

Nigeria

 

Riassunto 

La Leptospirosi è una zoonosi professionale causata  da leptospire patogene. In questo studio, la presenza  e la prevalenza di anticorpi specifici per Leptospira  spp. serovar hardjo sono state studiate utilizzando  l’ELISA, in un totale di 142 bovini macellati tra  giugno e  luglio  del  2011. Cinque  (3,50%)  dei  142 bovini  campionati  erano  sieropositivi  agli  anticorpi  anti  Leptospira  spp. serovar  hardjo Nonostante  non  vi  fosse  alcuna  differenza  significativa (p> 0,05) nella siero‐positività tra i  sessi e tra le razze campionate, vi era invece una  differenza  significativa  (p<0,05)  nella  siero‐ positività considerando l’ età dei diversi gruppi  esaminati. La Leptospirosi è presente nei bovini  macellati nel macello Zango e gli operatori delle  relative macellerie e mattatoi non solo sono esposti  agli animali infetti, ma sono a rischio di essere  infettati dalla Leptospira spp. serovar hardjo. 

Parole chiave 

Bestiame,  ELISA,  Mattatoio,  Leptospira  spp.  Hardjo, Leptospirosi, Macellaio, Nigeria, Oper‐ atore di Mattatoio, Salute Pubblica, Zoonosi. 

(1) De p a rtme nt o f Ve te rina ry Pa tho lo g y a nd Mic ro b io lo g y, Fa c ulty o f Ve te rina ry Me d ic ine , Ahma d u Be llo Unive rsity, PMB 1069, Za ria , Ka d una Sta te , Nig e ria

d rng b e d e @ ho tma il.c o m

(2)

Introduction

 

Leptospirosis is a disease that is caused by  infection  with  pathogenic  members  of  the  genus Leptospira. The disease is transmissible  between  animals  and  humans.  There  is  a  growing  concern  in  regard  to  the  under‐

recognised  burden  of  leptospirosis  in 

developing  countries  (26).  Infections  are 

commonly associated with occupational risk  activities (16, 18). Cattle are the maintenance  host for Leptospira spp. serovar Hardjo (17)  which  consist  of  two  serologically  indistin‐ guishable  but  genetically  distinct  species,  namely: Leptospira interrogans serovar Hardjo  and  Leptospira  borgpetersenii  serovar  Hardjo  (11). 

Besides being an important cause of bovine  abortion,  reduced  fertility  and  agalactia,  Leptospira spp. serovar Hardjo  also poses a  potential zoonotic threat to humans who are  exposed to infected cattle (22). Humans can  become infected when they come into contact  directly or indirectly with tissue, body fluid or  the urine of carrier animals (25). Serological  testing is the most widely used method for the  diagnosis  of  leptospirosis  and  microscopic  agglutination  test  (MAT)  is  the  standard 

serological  test  (27).  However,  the  MAT 

presents some disadvantages, such as the use  of live antigens, subjective interpretation of  test results; it is a test that requires a well 

developed  and  equipped  laboratory  and 

cannot  detect  antibody  titres  of  ≤100  (10).  enzyme‐linked immunosorbent assays (ELISAs)  have therefore been developed (5, 8, 21, 28) for  use  as  an  alternative  to  screening  for  leptospiral infection, although a separate test is  required  for  each  serovar  (5,  8)  In  cattle 

adapted  Leptospira  spp.  serovar  Hardjo 

infection, a significant percentage of animals  that are actively infected and are shedding  leptospires have antibody titres  ≤100 against  Leptospira spp. serovar Hardjo and they are 

considered  to  be  seronegative  to  Hardjo 

infection (10). Therefore, a low antibody titre  detected by MAT does not necessarily rule out 

a  diagnosis  of  leptospirosis.  The  MAT 

measures mainly IgM, the titres of which peak 

12 months.  Consequently,  MAT  simply 

demonstrates recent infection (20), whilst the  ELISA measures IgG which begins to appear  as the IgM peaks after infection and persists  for a longer period of time (20). The ELISA is  therefore a better guide to longer term status  and  detection  of  cattle  that  are  potentially  shedding the organism and it is also a more  economical and easier means of herd screening  against bovine leptospirosis. 

Infection  with  host‐adapted  serovars  have  been reported to produce subclinical infection  with apparently healthy animals serving as  chronic carriers and persistent shedders of the  organism through their urine, body fluid or  tissue. They thereby pose a risk and source of  infection  to  livestock  workers,  especially  butchers and abattoir workers. The aims of this 

study  were  to  determine  the  extent  of 

Leptospira spp. serovar Hardjo infection in an  abattoir in Kaduna State, and the role of cattle  as potential zoonotic reservoirs. 

Materials

 

and

 

methods

 

The study was conducted at the Zango abattoir  that is located in the village of Samaru, Zaria,  Kaduna State, northern Nigeria. It lies between  latitude  11°7´N  and  longitude  07°41´E.  The 

abattoir  is  owned  by  the  Kaduna  State 

Government and is managed by the Ministry  of Agriculture. The area is characterised by a  tropical climate, a mean monthly temperature  of  13.8°C‐36.7°C  and  annual  rainfall  of  1 092.8 mm  (1).  This  abattoir  serves  as  the  major source of meat for the inhabitants of the 

Samaru  village  and  the  Ahmadu  Bello 

University community. 

Based on the abattoir records, 35 to 50 cattle  are slaughtered daily with a monthly average  of 1 427 cattle. Based on the recommendations  of the World Organisation for Animal Health  (Office International des Épizooties:  OIE), 10% 

(142)  of  the  average  number  of  cattle 

slaughtered  monthly  in  the  abattoir  were  collected (27). The study population comprised  142 cattle above one year of age  that were  slaughtered  in  the  Zango  abattoir  between 

(3)

collected twice weekly from the first 15 cattle  slaughtered  on  each  day  of  the  visit  by 

venipuncture  of  the  jugular  vein.  Serum 

samples were separated by centrifugation of  the clotted blood at 4 000 rpm for 5 min and  stored at –20oC until use. 

An ELISA kit obtained from Linnodee Animal  Care, Ballyclare, Ireland, was used to screen  the  sera  for  antibodies  to 

Leptospira spp.

serovar Hardjo.

 The ELISA has a sensitivity of  94.10%, a sensitivity of 94.80% and a Kappa  index of 0.9. It was performed as described by  the Scolamacchia et al. (23) and in accordance 

with  the  recommendations  of  the 

manufacturer. 

Briefly, positive and negative controls were  used  diluted  at  1:50  and  dispensed  into  duplicate wells on each plate. Sera were also  diluted 1:50 in the kit diluents and 100 ml were  dispensed  to  each  well.  The  plates  were  incubated at 37°C for 40 min in the incubator  and then washed four times with the buffer  provided with the kit. A total of 100 μl of the  conjugate (horse radish peroxidase: HRP) was  added to each of the wells and the plates were  incubated for 40 min at 37°C, after which the  plates  were  washed  four  times  with  the  appropriate buffer. Then, 100 μl of the substrate  3,3’,5,5’‐tetremethylbenzidine ELISA (TMB‐E)  were added to each well and the plate was  incubated  at  room  temperature  for  10 min, 

after which 50 μl  of  the  stop  solution was  added to each well and the plates read using  an ELISA reader at 450 nm. The test results  were expressed as a ratio of sample values (S)  related to positive control values (P) using the  following formula: 

  mean sample optical density –   mean negative control optical density 

  mean positive control optical density –   mean negative control optical density. 

Cattle sera with an S/P that exceeded 0.12 were  considered  seropositive,  whilst  titre  plates  with  negative  control  sera  optical  density  exceeding 0.25 were considered invalid. Data  obtained were presented in the form of tables  and analysed using the Chi square test and the  Fisher exact test with the aid of the Statistical  Package for Social Science version 17.0 (SPSS  Inc, Chicago). Values of p<0.05 were considered  significant. 

Results

 

Of the 142 cattle samples taken, 5 (3.50%) were  seropositive for Leptospira spp. serovar Hardjo  antibodies (Table I). A total of 81 (57.04%) of  the  cattle  sampled  were  males  whilst  61  (42.96%)  were  females;  of  these,  2 males 

(2.47%)  and  3 females  (4.92%)  were 

seropositive.  There  was  no  significant 

difference  (p = 0.6515)  in  seropositivity 

Ta b le I

De mo g ra p hic info rma tio n, se x, a g e , b re e d a nd o ve ra ll se ro lo g ic a l p re va le nc e o f c a ttle sa mp le d fo r le p to sp iro sis in Za ng o a b a tto ir, Za ria , Ka d una Sta te , Nig e ria

Va ria b le s To ta l no sa mp le d (%) No . p o sitive Pre va le nc e (%) p va lue

Se x 0.6515

Ma le s 81 (57.04) 2 2.47

Fe ma le s 61 (42.96) 3 4.92

Ag e 0.0313

<2 8 (5.63) 0 0

2-5 110 (77.46) 2 1.82

>5 24 (16.90) 3 12.50

Bre e d s 0.8039

White Fula ni 104 (73.24) 4 3.85

So ko to G ud a li 27 (19.01) 1 3.70

Ra ha ji 11 (7.75) 0 0

O ve ra ll p re va le nc e 142 5 3.50 –

(4)

between the sexes. Of the seropositive animals,  2 (1.82%) were in the age group of 2‐5 years of  while 3 (12.50%) were in the age group of  >5 years. There was a significant difference in 

seropositivity  between  the  age  groups 

(p = 0.0313). Out of the 142 animals sampled,  104 (73.24%) were of the White Fulani breed,  27 (19.01%) were of the Sokoto Gudali breed  whilst 11 (7.75%) were Rahaji. A total of 4  (3.85%) of the White Fulani breed, 1 (3.70%) of  the Sokoto Gudali breeds were seropositive for  antibodies to Leptospira spp. serovar Hardjo 

while  none  of  the  Rahaji  breed  was 

seropositive.  There  was  no  significant 

difference (p = 0.8039) in seropositivity between  breeds (Table I). 

Discussion

 

Leptospira spp. serovar Hardjo antibodies were 

detected  in  the  cattle  sampled  with  a 

prevalence of 3.50%. Bovine leptospirosis has  been reported among cattle in other areas of  Nigeria at a prevalence rate of 11%‐23% (4, 9,  12, 13). The presence of antibodies to Leptospira  spp. serovar Hardjo in these groups of animals  suggests natural exposure to the organism, as  vaccination against bovine leptospirosis is not  routinely  practised in  Nigeria (4). The  low  prevalence  in  this  study  compared  to  the  above studies might  have  been due to the  small number of samples obtained and area  covered in this study. However, the results of  this  study  concur  with  the  findings  of  Agunloye et al. (2) that were conducted about a  decade ago in the Ibadan abattoir. 

Reports have indicated that some of the cattle  slaughtered  in  the  abattoir  originate  from 

neighbouring  countries,  such  as  Cameroon, 

Chad, Mali, Niger and Sudan (3, 7, 15). Some  of these countries have reported a leptospirosis  prevalence of between 32% and 45% (19, 23).  The cattle are brought into the country, mixed  with other animals at cattle markets and sold  to unsuspecting butchers. 

The prevalence in cows was higher (4.92%)  than  that  recorded  in  males  (2.47%).  The  absence of a statistically significant difference 

         

sexes face the same risk of being infected by  the organism. 

There was a statistically significant difference  (p<0.05)  between  leptospirosis  seropositivity  between the various age groups. The group  aged over five years had more seropositive  animals (12.5%) compared to the other age  groups; this does not necessarily indicate that  the  older  animals  are  at  greater  risk  of  infection by the organism but this may be a  reflection of the long duration and persistence  of  antibodies  in  the  animals  and a  longer  period of exposure. 

White  Fulani,  Sokoto  Gudali,  Rahaji  and 

Adamawa Gudali are the predominant cattle 

breeds  in  Nigeria  (24).  The  predominant 

indigenous breeds in the study area are White  Fulani and Sokoto Gudali. The presence of the  Rahaji breed among the sample population is a  reflection  of  the  diversity  of  the  source/  location  of  cattle  brought  to  these  cattle  markets. However, there was no statistically  significant difference (p>0.05) in seropositivity  across the three breeds which indicates that  they all face the  same risk of  infection by  Leptospira  species.  The  most  predominant  breed in the study area was the White Fulani.  Infected  animals  are  reported  to  shed  the  organism  in  their  urine,  aborted  material  discharge, body fluid and tissues (7, 14). The 

possibility  therefore  exists  that  these 

apparently healthy seropositive animals may  be shedding Leptospira spp. serovar Hardjo and  they  serve  as  source  of  infection  to  other 

animals  and  humans.  Carrier  animals  can 

transmit  the  disease  to  other  animals  in  markets due to the frequent contacts between  the animals. These cattle markets also serve as  source of replacement animals for cattle farms  across the country. Therefore, the sources of  cattle may have contributed to the prevalence  levels and, by implication, the spread of the  disease in the cattle and human populations. 

Conclusions

 

The presence of leptospirosis among animals  slaughtered in the abattoir is an occupational 

(5)

urine,  body  fluid,  foetus  and  tissue  of  potentially infected animals and they do not  wear adequate personal protective equipment,  such as gloves, face masks and boots. These  individuals  are  therefore  at  risk  of  being  infected by Leptospira spp. serovar Hardjo. This  has  serious  implications  as  the  clinical 

manifestation  of  leptospirosis  in  humans 

produces signs similar to malaria and typhoid  which  are  endemic  in  the  study  area  and  leptospirosis  is not  currently  considered  in  differential diagnosis when humans  present  signs  of either  of these diseases. This may 

result  in  misdiagnosis,  resulting  in 

complications  and  under‐reporting  of  the  disease  and,  consequently,  an  increase  in  morbidity and mortality. 

In conclusion, leptospirosis is present in cattle  slaughtered in  the abattoir and they  are a  potential reservoir for transmission to butchers  and abattoir workers. There is need to advise  butchers and abattoir workers on the need to  use personal protective clothing to avoid direct  contact with matter from potentially infected  animals.  It  is  important  that  public  health  workers be educated on the presence of the  disease in animals in this environment and on  its zoonotic implications. 

       

References

 

1. Ag b o g u V.N., Umo h V.J., O kuo fu C .A., Smith S.I. & Ame h J.B. 2006. Stud y o f the b a c te rio lo g ic a l a nd

p hysic o c he mic a l ind ic a to rs o f p o llutio n o f surfa c e wa te rs in Za ria , Nig e ria . Afr J Bio te c hno l, 5 (9),

732-737.

2. Ag unlo ye C .A., O g und ip e G .A.T. & Aja la O .O . 1997. Se ro lo g ic a l b a c te rio lo g ic a l e xa mina tio n o f

sla ug hte re d c a ttle fo r le p to sp iro sis in Ib a d a n, Nig e ria . Bull Anim Hlth Pro d, 48, 45-48.

3. Ag unlo ye C .A., O ye ye mi M.O ., Akusu M.O ., Aja la O .O . & Ag b e d e S.A. 1997. C linic a l a nd se ro lo g ic a l

d ia g no sis o f le p to sp iro sis in a b o rting We st Afric a n d wa rf g o a ts. Bull Anim Hlth Pro d, 45, 5-8.

4. Ag unlo ye C .A., Ad e niyi A.I., Are mu O .N., O la d e ji J.O ., O jo M.O . & O g und ip e G .A.T. 2000. An

e va lua tio n o f a n Ig G ELISA fo r the d ia g no sis o f b o vine le p to sp iro sis. Bull Anim Hlth Pro d, 48, 45-48.

5. Be rc o vic h Z., Ta a ijke R. & Bo kho ut B.A. 1990. Eva lua tio n o f a n ELISA fo r the d ia g no sis o f

e xp e rime nta lly ind uc e d a nd na tura lly o c c urring Le p to sp ira ha rdjo infe c tio ns in c a ttle . Ve t Mic ro b io l,

21, 255-262.

6. Bha rti A.R, Na lly D.E., Ric a ld i J.N., Ma ttia s M.A., Dia z M.M., Lo ve tt M.A., Le ve tt P.N., G ilma n R.H., Willig

M.R., G o tuzzo E. & Vine tz J.M. 2003. Le p to sp iro sis: a zo o no tic d ise a se o f g lo b a l imp o rta nc e . La nc e t

Infe c t Dis, 3 (12), 757-771.

7. C a d mus S.I.B., Ija g b o ne I.F., O p uta H.E., Ad e so ka n H.K. & Sta c k J.A. 2006. Se ro lo g ic a l surve y o f

b ruc e llo sis in live sto c k a nima ls a nd wo rke rs in Ib a d a n, Nig e ria . Afr J Bio me d Re s, 9, 163-168.

8. C o usins D.V., Ro b e rtso n G .M. & Husta s L. 1983. The use o f the e nzyme -linke d immuno so rb e nt a ssa y

(ELISA) to d e te c t the Ig M a nd Ig G a ntib o d y re sp o nse to Le p to sp ira inte rro g a ns se ro va rs ha rdjo,

p o mo na, a nd ta ra sso vi in c a ttle . Ve t Mic ro b io l,10, 439-450.

9. Dia llo A.A. 1978. Pub lic he a lth sig nific a nc e o f le p to sp iro sis in no rthe rn Nig e ria . PhD the sis. Ahma d u

Be llo Unive rsity, Za ria , Nig e ria , 354 p p .

10. Ellis W.A. 1986. The p re se nt sta te o f le p to sp iro sis d ia g no sis a nd c o ntro l. In The d ia g no sis o f

le p to sp iro sis in fa rm a nima ls. Ma rtinus Nijho ff Pub lishe rs, Do rd re c ht, 13-31.

11. Ellis W.A., O ’ Brie n J.J., Ne ill S.D. & Bryso n D.G . 1986. Bo vine le p to sp iro sis: e xp e rime nta l se ro va r Ha rdjo

infe c tio n. Ve t Mic ro b io l, 11, 293-299.

12. Eze h A.O ., Ad d o P.B., Ad e siyun A.A. & La wa nd e R.V. 1987. Le p to sp ira l a ntib o d y re sp o nse s in fo ur

c a ttle he rd s in Pla te a u Sta te o f Nig e ria . Bull Anim Hlth Pro d, 53 (3), 263-265.

13. Eze h A.O ., Ad d o P.B., Ad e siyun A.A., Be llo C .S.S. & Ma kind e A.A., 1989. Se ro lo g ic a l p re va le nc e o f

b o vine le p to sp iro sis in Pla te a u Sta te , Nig e ria.Re vÉle vMe dVe tPa ys Tro p, 42, 505-508.

14. Fa ine S., Ad le r B., Bo lin E. & Pe ro la t P. 1999. Le p to sp ira a nd le p to sp iro sis, 2nd Ed . Me d sc ie nc e ,

(6)

15. Fa jinmi A.O ., Fa le ke O .O ., Ma g a ji A.A., Da ne ji A.I. & G we b a M. 2011. Pre se nc e o f tryp a no so me

sp e c ie s a nd d e te rmina tio n o f a na e mia in tra d e c a ttle a t So ko to a b a tto ir, Nig e ria . Re s J Pa ra sito l,6,

31-42.

16. Ha rtske e rl R.A., C o lla re s-Pe re ira M. & Ellis W.A. 2011. Eme rg e nc e , c o ntro l a nd re -e me rg ing

le p to sp iro sis: d yna mic s o f infe c tio n in the c ha ng ing wo rld . C lin Mic ro b io l Infe c t, 17 (4), 494-501.

17. Le o na rd N., Me e J.F., Snijd e rs S. & Ma c kie D. 2004. Pre va le nc e o f a ntib o d ie s to Le p to sp ira

inte rro g a ns se ro va r ha rd jo in b ulk ta nk milk fro m unva c c ina te d Irish d a iry he rd s. Irish Ve t J, 57, 226-231.

18. Ma c ie l E.A.P., d e C a rva lho A.L.F., Na sc ime nto S.F., d e Ma to s R.B., G o uve ia E.L., Re is M.G . & Ko A.I.

2008. Ho use ho ld tra nsmissio n o f Le p to sp ira infe c tio n in urb a n slum c o mmunitie s. PLo S Ne g l Tro p Dis,

2 (1), e 154.

19. Nia ng M., Will L.A., Ka ne M., Dia llo A.A. & Hussa in M. 1994. Se ro p re va le nc e o f le p to sp ira l a ntib o d ie s

a mo ng d a iry-c a ttle ke p t in c o mmuna l c o rra ls in p e riurb a n a re a s o f Ba ma ko , Ma li, We st Afric a . Pre v

Ve t Me d, 18, 259-265.

20. Pritc ha rd G . 2001. Milk a ntib o d y te sting in c a ttle . In Pra c tic e ,23, 542- 549.

21. Rib o tta M.J., Hig g ins R., G o ttsc ha lk M. & La llie r R. 2000. De ve lo p me nt o f a n ind ire c t e nzyme -linke d

immuno so rb e nt a ssa y fo r the d e te c tio n o f le p to sp ira l a ntib o d ie s in d o g s. C a n J Ve t Re s, 64, 32-37.

22. Sa mina I., Bre nne r J., Mo a le m, U., Be re nste in M., C o he n A. & Pe le q B.A. 1997. Enha nc e d a ntib o d y

re sp o nse a g a inst L. ha rdjo. Va c c ine, 15 (12/ 13), 1434-1436.

23. Sc o la ma c c hia F., Ha nd e l I.G ., Fè vre E.M., Mo rg a n K.L., Ta nya V.N. & Bro nsvo rt B.M.D. 2010.

Se ro lo g ic a l p a tte rns o f b ruc e llo sis, le p to sp iro sis a nd Q fe ve r in Bo s indic us c a ttle in C a me ro o n. PLo S

O NE, 5 (1), e 8623.

24. Ta iwo B.A.A., O la nira n O .D.D. & Aluko F.A. 2010. Bre e d a nd e nviro nme nta l fa c to rs a ffe c ting b o d y

me a sure me nts o f b e e f c a ttle in Ye wa , Nig e ria . Ag ric J, 5 (3), 211-214.

25. Vija ya c ha ri P., Sug una n A.P., Sha rma S., Ro y S., Na ta ra ja se e niva sa n K. & Se hg a l S.C . 2008.

Le p to sp iro sis in the And a ma n Isla nd , Ind ia . Tra ns R So c Tro p Me d Hyg, 102, 117-122.

26. Wo rld He a lth O rg a niza tio n 1999. Le p to sp iro sis wo rld wid e , 1999. Wkly Ep ide mio l Re c, 74, 237-242.

27. Wo rld O rg a nisa tio n fo r Anima l He a lth (O ffic e Inte rna tio na l d e s Ép izo o tie s: O IE) 2008. Ma nua l o f

sta nd a rd s fo r d ia g no stic te sts a nd va c c ine s, C ha p te r 2.1.9. O IE, Pa ris, 251-264.

28. Ya n K.T., Ellis W.A., Ma c kie D.P., Ta ylo r M.J., Mc Do we ll S.W.J. & Mo ntg o me ry J.M. 1999. De ve lo p me nt

o f a n ELISA to d e te c t a ntib o d y to a p ro te c tive lip o p o lysa c c ha rid e fra c tio n o f Le p to sp ira

Referências

Documentos relacionados

The MB-C and MB-N contents in the PETAR planted forests (Table 4) varied according to the sampling period (rainy or dry season); both values were significantly higher in the dry

In conclusion the analysis of the main components on the gender versus weights contingency table (table 2), denominated by main coordinates (MINGOTI, 2005), allows the identification

6 - The spatial distribution of the prevalence of Fasciola hepatica (%) in livers of slaughtered cattle per municipality in the period of 2002 to 2011 in Brazil, interpolated using

The historical trend of liver condemnation due to fasciolosis found in slaughtered cattle at an abattoir in the South of the State of Espírito Santo was an increasing trend,

Ao Dr Oliver Duenisch pelos contatos feitos e orientação de língua estrangeira Ao Dr Agenor Maccari pela ajuda na viabilização da área do experimento de campo Ao Dr Rudi Arno

Neste trabalho o objetivo central foi a ampliação e adequação do procedimento e programa computacional baseado no programa comercial MSC.PATRAN, para a geração automática de modelos

The 3.01% prevalence of bovine brucellosis foci and 0.95% seropositive animals are among the highest prevalence areas in the state.. Map of Rio Grande do Sul showing

Table 1 - Prevalence of cysticercosis and the different degrees of infection in cattle from 46 municipalities in the state of Minas Gerais, southeast Brazil, slaughtered