Esporogênese e
Gametogênese de
Passiflora suberosa L.
Sônia Beatriz Fernandes de Almeida Tormes
Prof. Dr. Jorge Ernesto de Araujo Mariath (Orientador)
Porto Alegre
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Esporogênese e Gametogênese de
Passiflora suberosa L.
Sônia Beatriz Fernandes de Almeida Tormes
Prof. Dr. Jorge Ernesto de Araujo Mariath (Orientador)
Dissertação apresentada ao programa de Pós-Graduação em Botânica da Universidade
Federal do Rio Grande do Sul como um dos requisitos para obtenção do
Título de Mestre em Botânica
Porto Alegre
Agradecimentos___________________________________________________________i Resumo_________________________________________________________________iii Abstract_________________________________________________________________V Introdução______________________________________________________________01 A Família Passifloraceae_______________________________________________02 O Gênero Passiflora___________________________________________________04 Importância do Gênero________________________________________________05 A Espécie em Estudo__________________________________________________07 Objetivos_______________________________________________________________08 Material e Método________________________________________________________08 Coleta______________________________________________________________08 Microscopia Óptica____________________________________________________09
Microscopia Eletrônica de Varredura______________________________________09
Resultados______________________________________________________________10
Ontogenia dos estratos parietais_________________________________________10
Microsporângio______________________________________________________11
Microsporogênese e Microgametogênese_________________________________13
Ontogenia do Rudimento Seminal_______________________________________15
Megasporogênese e Megagametogênese___________________________________16
Discussão______________________________________________________________18
Considerações finais_______________________________________________________26
Literatura Citada_________________________________________________________27
i Obrigada Meu Deus pela oportunidade e pelo amparo nas horas difíceis.
Obrigada Jorge Mariath, por ser um excelente orientador e um grande
amigo. Com suas palavras de carinho e otimismo que sempre me impulsionaram
no caminho do desenvolvimento intelectual e pessoal.
Obrigada Eva e Valim, meus queridos pais, por seu apoio e cuidado comigo
e com minha filha.
Obrigada Ari, por ser marido, amigo e companheiro, pelo apoio e pela
paciência.
Obrigada Kailani, minha filha amada, por você existir.
Agradeço ao pessoal do Laboratório de Anatomia Vegetal da UFRGS e ao
técnico Marco, meus amigos e colegas, pois foi cada um desses sorrisos e
abraços que deixaram minha vida mais leve e colorida.
À Fernanda, muito obrigada por ser esta amiga maravilha, por deixar a vida
mais amável com suas palavras e seu otimismo.
Ao Adriano, meu grande amigo, por todo carinho e apoio.
Obrigada minhas amigas Adriana, Alexandra, Anelise, Bianca, Daniele,
Érica, Jaqueline, Juliana, Karina e Sofia por todo o carinho e apoio.
Obrigada aos meus professores que me auxiliaram na minha formação ao
longo desta trajetória.
Obrigada à coordenação de pós-graduação pela paciência e apoio.
À CAPES pela bolsa de mestrado.
Ao Centro de Microscopia Eletrônica (CME) pelo uso de seus equipamentos
Agradeço, especialmente, ao Prof. Mariath, Adriano, Adriana, Érica, Juliana e Karina, meus grandes amigos.
Dizer OBRIGADO às vezes não é suficiente para agradecer
quanto amáveis e gentis vocês foram. Naqueles momentos mais difíceis, nas horas que
chorei e nas horas que sorri,
Nas horas que me lamentei e nas horas que demonstrei total alegria...
Nunca estamos sós, é verdade.
É bom saber que temos amigos em quem podemos confiar.
Pessoas que nos apóiam e nos acolhe com tanto carinho.
E comigo estão sempre os amigos, dando-me palavras de conforto e ânimo.
Sou grata a Deus por ter conhecido tantas pessoas boas, de coração aberto e
firmes.
Quero agradecer a vocês por tudo.
Agradecer pelo sorriso diário, agradecer de peito aberto, de alma
explosiva...
Em especial por estarem a meu lado, sempre.
Obrigada, de coração.
iii A família Passifloraceae possui cerca de 18 gêneros e aproximadamente
630 espécies distribuídas em regiões tropicais e subtropicais de todo mundo.
Passiflora suberosa L., popularmente conhecida como maracujá-de-cortiça é uma
das quinze espécies nativas encontradas no Rio Grande do Sul onde se
desenvolve, preferencialmente, em bordas de matas florestas alteradas e
vegetação costeira. Tendo em vista o escasso conhecimento embriológico da
família e o restrito número de espécies estudadas, este trabalho tem por objetivo
estudar o processo de esporogênese e gametogênese da espécie citada. As
anteras foram fixadas em glutaraldeído 1% e formaldeído 4%, incluídos em
hidroxietilmetacrilato, corados com Azul de Toluidina O 0,05% e analisadas em
microscópio óptico Olympus CH30. Em microscopia eletrônica de varredura, após
fixação e desidratação em séria etílica ascendente, realizou-se o ponto crítico
seguido de metalização e observação. A antera é formada por epiderme
uniestratificada, endótécio fibroso, duas camadas médias e tapete do tipo secretor.
O tapete interno se origina de células da camada subdérmica. A formação da
parede da antera é do tipo básico. As tétrades são do tipo tetraédrico e isobilateral
com citocinese simultânea. A liberação do pólen pela antera é na forma bicelular.
Os grãos de pólen são prolatos com doze colpos que se coalescem nos pólos. A
exina é semitectada, reticulada com poucas báculas no interior dos lumes. Os
rudimentos seminais são do tipo anátropo, bitegumentados e crassinucelados. A
célula-mãe de megásporo origina uma tétrade linear onde o megásporo calazal é
o funcional. As características embriológicas analisadas certamente serão úteis na
Palavras chave: Passiflora, microsporogênese, microgametogênese
megasporogênese, megagametogênese.
v The Passifloraceae family has around 18 genus and approximately 630 species distributed in tropical and subtropical regions all over the word.
Passiflora suberosa L., popularly known as passion-of-cork is one of the
native species of 15 Rio Grande Do Sul. P. suberosa is common in forests´ borders and coastal vegetation In view of the scarce embryological studies of the family and the restricted number of studied species, this work aims to study the process of sporogenesis and gametogenesis of P. suberosa. Anthers and ovules were fixed in a gutaraldehyde 1% and formaldehyde 4% solution. The samples were embedded in hydroxyethylmethacrylate. The sections were stained with Toluidine Blue O and analysed in light microscope at Olympus CH30. Pollen grains and ovules were also were also examined by scanning electron microscope (SEM). The samples were dehydrated, submitted to critical point drying. The material was metallizated and examined in MEV JEOL JMS 5800. As results, The anther is formed by an epidermis with a single layer, fibrous endothecium, two middle layers and tapetum of the secretory type. The internal tapetum originates from subdermal layer (LII zone). The formation of anther walls follows the basic type. The tetrads are tetrahedrical or isobilateral type with simultaneous citokineses. Pollen grains are dispersed of the anther is in the bicellular form. The pollen grains are prolate, colporate with 12 colpi, all colpi belongi to the same group, anastomose towards the poles, in the polar regions. The
Ovules are anatropus, bitegmic and crassinucellate. The megaspore mother cell become a linear tetrad which the calazal spore is the functional. Analysed embriological characteristics will be helpful if compared with other taxa in taxonomic treatments.
Key words: Passiflora, microsporogenesis, microgametogenesis, megasporogenesis, megagametogenesis.
Introdução
Os primeiros relatos do surgimento de espécies de Passiflora foram registrados no século XVI e XVII por ocasião da expansão Européia no Novo Mundo. Inicialmente, o maracujá, cujo significado do nome indígena é “alimento em cuia”, era conhecido como “granadilla”, pelo fato de seu fruto ser semelhante a Punica granatum (romã). Mais tarde recebeu o nome de passionária ou flor da paixão (flor de la pasion), pela semelhança da flor com os instrumentos da paixão de Cristo e originando, dessa forma, o nome da família e do gênero (Hoehne, 1937; Sousa, 1971; Casal, 1976; Ruggeiro, 1987; Cervi, 1997).
Sousa (1971), em sua obra o “Tratado Descritivo do Brasil em 1587” faz menção aos maracujás como “ervas que dão fruto na Bahia, que não são árvores”. Referências quanto ao habitat e diversidade de forma e cor dos frutos podem ser encontrados na obras de Cardim (1925)
Concomitantes a estas referências, no âmbito lírico/ sacro surgem descrições da flor onde se exalta muito mais o simbolismo religioso do que científico como, por exemplo, na Cruz e o Calvário (Bosio, J., 1610 apud Cervi, 1997) ou em Caramuru (Pe. Sta Rita Durão, 1781 apud Casal, 1976; Sousa e Meletti, 1997).
Apesar da importância histórica dessas citações, é somente no final do século XVII que surgem as primeiras referências científicas (taxonômicas) a partir de material colecionado proveniente de pesquisas no Novo Mundo.
Segundo Cervi (1997) em 1700, Tournefort propõe dois gêneros de passionárias: Granadilla para as espécies com corona filamentosa e Murucuja para as espécies de corona tubular. Porém, é só em 1735, com a primeira edição do Sistema Naturae (Col. 14. U) de Linneau, que se estabelece o gênero Passiflora.
De Candole publica em 1828 (De Candole, 1828 apud Cervi, 1997) a monografia Prodromus onde é realizada uma síntese dos estudos, referentes a Passifloraceae, até então realizados. Outra obra muito importante é a monografia de Masters, publicada na Flora Brasiliensis de Martius, em 1872. Em 1938, E. P. Killip publica The American Species of Passifloraceae, sendo esta a obra mais completa até esta data.
Estas fontes bibliográficas representam um inventário básico para as passifloras, sendo que a cada instante surgem novas contribuições em diversas áreas de conhecimento enriquecendo o estudo das passifloráceas.
A
Família PassifloraceaeSegundo a classificação de Engler e Cronquist (Engler, 1964 apud MILWARD-DE-AZEVEDO, 2004; Cronquist, 1988), a família Passifloraceae está inclusa na ordem Violales, principalmente pela placentação parietal. O sistema APG (2003), baseado em estudos filogenéticos e moleculares, passa a posicionar a família na ordem Malpighiales A família conta com cerca de 18 gêneros e aproximadamente 630 espécies distribuídas em regiões tropicais e subtropicais de todo o mundo (Deginani, 2001). Judd et al. (1999) sugere que a monofilia em Passifloraceae é suportada pela presença da corona nas flores
.
Sacco (1980) descreve a família Passifloraceae como sendo caracterizada pela ocorrência de pequenas árvores, arbustos ou lianas herbáceas, que se elevam com o auxílio de gavinhas. Entretanto, podem ser encontrados subarbustos sem gavinhas. As folhas alternadas podem ser inteiras ou lobadas, em geral com nectários no pecíolo ou na margem.
As flores são constituídas de uma corona de filamentos e um androginóforo que possui de 5 a 10 estames na base (Feller, 1967). São perfeitas ou unisporangiadas,
actinomorfa, com pedúnculos simples ou aos pares na axila das folhas. As brácteas normalmente estão presentes em número de três, precocemente caducas, variam de lineares a ovaladas.
Escobar (1988) divide a família em duas tribos: Paropsieae (com 6 gêneros e todos com espécies no Velho Mundo: na África e Madagascar) e Passifloreae (com 14 gêneros, cinco presentes no Novo Mundo e 9 no Velho Mundo).
Killip (1938) cita quatro gêneros para o Novo Mundo: Dilkea, Mitostemma,
Tetrastylis e Passiflora. Para ele o gênero Passiflora está constituído por vinte e dois
subgêneros e estes, por sua vez, subdividem-se em seções e/ou séries, em alguns casos definidos de forma muito fraca, principalmente devido ao questionável significado filogenético de muitos dos caracteres utilizados para distinção dos mesmos.
Feuillet e MacDougal (1999) reorganizam a classificação infragenérica refletindo as relações filogenéticas na família, propondo 4 subgêneros: Astrophea,
Deidamioides, Decaloba e Passiflora; acrescentando à análise, o número básico de
cromossomos dos dois últimos subgêneros.
Yochteng e Nadot (2004) correlacionam o posicionamento filogenético das diferentes espécies e o número cromossômico, estabelecendo três Clados: Clado 1 contendo as espécies com x=12 (subgênero Astrophea s.l.); Clado 2 com x=6 (subgênero Plectostemma s.l.); Clado 3 com x=9 (subgênero Granadilla s.l.). Apesar de estabelecer 8 subgêneros (Plectostemma, Granadilla, Astrophea, Deidamioides,
Polyanthea, Dysosmia, Tetrapathea e Tryphostemmatoides) menciona que sua
filogenia, em termos gerais, está de acordo com a nova classificação infragenérica proposta por Feuillet e MacDougal (1999), com a manutenção de 3 subgêneros adicionais (Polyanthea, Tryphostemmatoides e Tetrapathea) e um subgênero separado (Dysosmia) devido ao seu número cromossômico variável. Cabe mencionar que no
trabalho de Feuillet & MacDougal (1999) a tipificação dos subgêneros deixa claro que o subgênero Plectostemma Mast. 1871 deveria ser substituído pelo sinônimo mais antigo, o subgênero Decaloba (DC) Rchb. 1828 e, além disso, que o nome correto do subgênero Granadilla seria o subgênero Passiflora.
Muschner et al. (2003), utilizando três marcadores moleculares, dois deles plastidiais, estabelecem três clados, independentemente do marcador ou do método filogenético utilizado; um incluindo os subgêneros Distephana, Dysosmia,
Dysosmioides, Passiflora e Tacsonioides; um segundo com os subgêneros Adopogyne, Decaloba, Murucuja e Pseudomurucuja, e um terceiro com o subgênero Astrophea,
sendo denominados Clados Passiflora, Decaloba e Astrophea, respectivamente. A monofilia de Passiflora não pôde ser comprovada neste trabalho e as inter-relações entre os clados e entre os gêneros relacionados em cada clado ainda permanecem não resolvidas.
A busca de um sistema natural de classificação para as plantas com flores leva em consideração várias áreas da Botânica, inclusive a embriologia, onde a análise de características embriológicas com importância taxonômica abriu caminho para a solução de disputados problemas taxonômicos (Johri, 1984).
O Gênero Passiflora
Passiflora é o mais importante gênero da família Passifloraceae composto por
aproximadamente 460 espécies e desse total cerca de 90% são originárias da América e 150 espécies ocorrem no Brasil. O centro de distribuição geográfica do gênero é a região centro-norte do Brasil. (Sousa e Meletti, 1997).
O gênero Passiflora apresenta-se com as mesmas características da família, diferindo dos demais gêneros pela presença de cinco estames, cinco pétalas (com
exceção Passiflora suberosa L. que não possui pétalas), cinco sépalas, androginóforo ereto com estames de extremidade livre e com três estigmas (Feller, 1967). São plantas herbáceas ou lenhosas, ervas ou arbustos com a base do caule cilíndrica ou quadrangular, angulosa, suberificada, glabra ou pilosa.
No RS são encontradas as seguintes espécies nativas: Passiflora actinia Hook.; P. amethystina Mik; P. caerulea L.; P. capsularis L.; P. edulis Sims.; P.
eichleriana Mast.; P. elegans Mast.; P. foetida L. var. nigelliflora (Hook.) Mast.; P. misera H.B.K.; P. morifolia Mast.; P. organensis Gardn.; P. suberosa L.; P. tenuifila
Kill.e P. tricuspis Mast.(Mondin, 2001). Além disso, P. alata Dryand. é uma espécie amplamente encontrada no RS; segundo Mondin (2001), é classificada como subespontânea e não como nativa.
Importância do Gênero
Várias espécies de Passiflora são cultivadas pelas propriedades alimentícias, ornamentais e medicinais (Hoehne, 1922; Killip 1938; Sacco, 1980). Os frutos podem ser consumidos “in natura” ou industrializados, produzindo sucos, doces e sorvetes.
O suco das Passifloras, ou popularmente, o maracujá, destaca-se entre os produzidos com frutas tropicais, não só pelo gosto agradável como também pelo valor nutricional, sendo este rico em vitamina C e vitaminas de complexo B.
No Brasil, o cultivo do maracujá adquire importância econômica a partir da década de 1970, onde passa a ser cultivado em 652 municípios de 23 Estados (Cunha e Cardoso, 1998).
A área brasileira plantada equivale há 37.252 ha com uma produção média de 13,441 kg/ha (IBGE, 2004). Dessa forma o maracujá passa a ser um dos mais
importantes cultivos intermediários em termos de fruteiras, sendo superado apenas pelos citros, caju, banana, manga e abacaxi (Cunha e Cardoso, 1998).
Entre as propriedades medicinais destacam-se as atividades calmantes da Passiflorina, um sedativo natural encontrado nos frutos e nas folhas. De acordo com Simões et al (1995) o maracujazeiro apresenta outras propriedades medicinais como febrífugo, vermífugo, antiinflamatório e diurético, no entanto, somente a atividade sedativa é indicada na legislação (RDC nº 89). Espécies silvestres ou cultivadas são tradicionalmente conhecidas no âmbito da medicina popular, sendo que a maior parte dos estudos são realizados com P. alata Dryand, P. edulis Sims. e P. incarnata L. Na Farmacopéia Brasileira, 2º ed. (1959) e 3º ed. (1977), encontra-se descrita a espécie P.
alata Dryand. e na RDC n° 89, a indicação de uso da espécie P. incarnata L.
A ação vermífuga é eficaz pelo fato de quase todas as partes da passiflora possuírem glicosídios cianogênicos. A cianogênese é um fenômeno que ocorre em mais de 100 famílias de plantas, algumas não correlatas às passifloráceas como, por exemplo, Rosaceae, Fabaceae, Euphorbiaceae, Bignoniaceae, Asteraceae, Caricaceae, entre outras (Lewis, 1977; Alonso, 1998; Teixeira et al., 1994; Gupta, 1995; Seigler., 2002). Estudos realizados por Seigler (2002) com Carica papaya e Passiflora edulis registraram a presença de glicosídeos cianogênicos nas folhas, pecíolo e frutos imaturos.
No entanto, o fruto maduro possui uma quantidade muito baixa desta substância, sem significância toxicológica para o consumo humano, assim como o produto industrializado, onde o processamento dos frutos acaba por formar ácido cianídrico que é liberado na atmosfera sem causar danos à saúde (Teixeira et al., 1994).
Devido ao crescente interesse econômico deste gênero, começam a surgir vários estudos de melhoramento genético visando o aumento de produtividade e a resistência a doenças. O projeto Banco Ativo de Germoplasma de Frutas Tropicais e
Subtropicais abriga doze subprojetos de germoplasma, sendo um deles o de Passiflora, sediado na Embrapa Mandioca e Fruticultura, em Cruz das Almas, Bahia (Cunha e Cardoso, 1998).
A Espécie em Estudo
P. suberosa L., pertence ao subgênero Decaloba (DC.) Rchb., sendo conhecida
popularmente como maracujá-de-cortiça, é uma espécie nativa no RS, no entanto pode ser encontrada desde os Estados Unidos, excetuando-se as Guianas, até a Argentina e sul do Brasil. No RS ocorre na Serra do Sudeste, Depressão Central e Planície Costeira onde se desenvolve preferencialmente em bordas de matas, florestas alteradas e áreas de restinga litorânea (Sacco, 1980).
Caracteriza-se como uma liana glabra ou pubescente de caule espessamente suberificado nas porções inferiores, com estípulas lineares subuladas, folhas com grande polimorfismo, variando em forma e tamanho, de inteiras até profundamente trilobadas. Pecíolo biglandular, de glândulas subsésseis. Gavinhas axilares.
As flores, de coloração amarelo-esverdeada, são perfeitas, axilares, solitárias ou aos pares, desprovidas de pétalas e medem de 0,8 a 3,0 cm de diâmetro (Sacco, 1980). Gineceu com três estigmas e ovário ovóide a sub-globoso. Androginóforo formado por cinco estames com anteras de abertura rimosa (Sacco, 1962). Fruto globoso a ovóide, de cor púrpura escuro ou preta quando maduro.
Estudos fitoquímicos realizados com as folhas de P. suberosa indicam a presença de saponinas e alcalóides terciários, entre eles o harmano ou passiflorina, substância sedativa. No entanto, não foram registrados importantes atividades farmacológicas, somente a ação virucída (Gupta, 1995).
Na medicina popular, a folha é utilizada para candidíase bucal, limpeza do sangue e febrífugo (Sacco, 1980).
Alguns estudos foram realizados sobre a biologia floral de P. suberosa, visando uma maior compreensão ecológica do processo de polinização e interação com o polinizador. Foram obtidos dados importantes como: movimento das peças florais, horário de antese e fechamento das flores, tipo de sistema reprodutivo, produção de néctar, disponibilidade e morfologia do pólen, receptividade do estigma, visitantes florais e viabilidade da semente (Acioli, 1999 e 2003; Koschnitzke e Sazima, 1997).
Objetivos
Várias espécies de Passiflora possuem semelhanças entre si ou mesmo um alto grau de polimorfismo vegetativo (principalmente nas folhas), dificultando a classificação ou a identificação de espécies.
Os estudos, até agora realizados, contribuíram para o conhecimento embriológico e anatômico da família Passifloraceae, abordando temas como a anatomia da folha e fruto, a esporogênese e a gametogênese (Garcia et al., 2002 e 2003; Souza e Pereira, 2000; Souza et al., 2002).
Tendo em vista o escasso conhecimento embriológico da família Passifloraceae, o número restrito de espécies estudadas, o presente trabalho tem por objetivos:
Identificar e descrever os estágios do desenvolvimento das anteras de P.
suberosa L., bem como a diferenciação das camadas parietais das mesmas;
Caracterizar os processos de esporogênese e gametogênese da espécie em estudo.
Materiais e Métodos
Coleta
O material a ser analisado foi obtido através de coletas que se realizaram, entre os meses de setembro a julho (floração) nos anos de 2004 e 2005, no Campus do Vale da UFRGS, em Porto Alegre e no município de Viamão.
Microscopia Óptica
Logo após a coleta, o material botânico para análise em microscopia óptica foi fixado em glutaraldeído 1% e formaldeído 4% (McDowell e Trump, 1976) em tampão fosfato de sódio 0,1M, pH 7,2 e submetido a vácuo por, pelo menos, duas horas. A desidratação foi realizada em série etílica (Johansen, 1940) com passagem em solução álcool etílico: clorofórmio (3:1, 1:1, 1:3) para a retirada das ceras epicuticulares que dificultam a adesão do material à resina plástica, retornando em seguida para o álcool etílico 100% e sendo incluído em hidroxietilmetacrilato (Gerrits e Smid, 1983).
Foram obtidas secções de 1,5 a 3,0 µm de espessura, em micrótomo de rotação Zeiss Mikron equipado com navalha de vidro de 8 mm e, de 3µm a 5µm, em micrótomo de guias Leitz 1400 equipado com navalha de aço. O material foi corado com Azul de Toluidina O 0,05%, em tampão benzoato, pH 4,4 (Feder e O´Brien, 1968).
Os testes histoquímicos para a determinação dos constituintes celulares foram realizados através de corantes e/ou reagentes específicos de uso corrente em anatomia vegetal. Para identificação de proteínas totais foi utilizado Coomassie Blue R-250 em solução acética 7% (Southworth, 1973); Alcian Blue 8GX em solução acética 3% para ácidos polissacarídicos (Lillie, 1965); Ácido Peiôdico/ Shiff para polissacarídeos insolúveis (O’Brien e McCully, 1981); reação de IKI para identificação de amido (Johansen, 1940); Vermelho de Rutênio para ácidos pécticos (Jensen, 1962); Sudan III para lipídios totais (O’Brien e McCully, 1981); Calcofluor White, 0,01% em solução aquosa (Pacini, Franchi e Ripaccioli, 1999) e Cloreto de Zinco Iodado (Johansen, 1940) para celulose; Azul de Anilina para identificação de calose (Martin, 1959).
As observações de reação fluorescente (Azul de anilina e Calcofluor White) foram microscópio óptico Leica DMR HC, as demais observações foram realizadas em microscópio óptico Olympus CH30. As fotomicrografias foram realizadas em microscópio Olympus CH30 e Leica DMR HC.
Microscopia Eletrônica de Varredura.
O material botânico, após a fixação em FAA 50 (Johansen, 1940), foi desidratado em álcool etílico e transferido a dimetoximetano (Gersterberger e Leins, 1978), onde permaneceu por 12 horas. A seguir processado em secador de ponto crítico Balzers CPD 030. Sob microscópio estereoscópio o material foi colocado em suportes
de alumínio, com o auxílio de fita adesiva, e posteriormente recoberto com ouro, na espessura de 15nm, com auxílio de um aparelho metalizador tipo “sputtering” Balzers SCD 050. As eletromicrografias foram realizadas em Microscópio Eletrônico de Varredura (MEV) Jeol JMS 5800, sob 20kV e registradas em película NEOPAN SS 120 da marca Fuji.
Resultados
Ontogenia dos estratos parietais
Em seção transversal, o primórdio da antera apresenta uma forma elíptica constituída de uma protoderme uniestratificada que reveste um meristema fundamental homogêneo (fig. 1). O meristema fundamental, em continuidade, sofre divisões anticlinais, periclinais e oblíquas acarretando no aumento de suas dimensões e adquirindo um formato alongado. Enquanto isso, a protoderme divide-se anticlinalmente acompanhando o crescimento do tecido interno (fig. 2).
Nesta fase, observa-se o desenvolvimento de células procambiais no centro do primórdio. Essas células destacam-se das demais por apresentarem menores dimensões e citoplasma denso (fig. 2). Subseqüentemente, divisões celulares das camadas subdérmica e central alteram a morfologia do primórdio, tornando-o trapezoidal em seção transversal, determinando a diferenciação dos esporângios (Fig. 3).
Como resultado desse desenvolvimento a antera apresenta uma depressão na face ventral, resultante das divisões anticlinais nas camadas dérmica e subdérmica da face dorsal oposta (Fig. 3). O feixe procambial já está individualizado e o tecido conectival apresenta vacúolos evidentes (Fig. 3 e 4). Na região dos flancos das tecas, as células da camada subdérmica (iniciais esporogênicas), que mantêm ainda o aspecto meristemático, dividem-se projetando a delimitação dos esporângios nas futuras lojas da
antera. Como resultado desta primeira divisão periclinal, surge a camada parietal primária e as iniciais arquesporiais do esporângio.
Entre os esporângios diferencia-se um septo, com células alongadas no sentido radial (derivadas da camada subdérmica), em contato com células do conectivo (derivadas da camada central) (Fig. 5).
A camada parietal primária (fig. 6) sofre uma divisão periclinal, originando a camada parietal secundária externa e interna (fig. 7-8). A camada parietal secundária externa, que se encontra voltada para a epiderme, divide-se periclinalmente originando, futuramente, o endotécio e a camada média externa (fig. 10-11). A camada parietal secundária interna, adjacente ao tecido esporogênico, também se divide periclinalmente, dando origem a uma camada média interna e ao tapete (fig. 9-11). O tapete interno é formado a partir de células da camada subdérmica (fig. 8). O tipo de formação dos estratos parietais da antera é do tipo básico.
Microsporângio
A antera de Passiflora suberosa L. é tetrasporangiada (fig. 12), composta pelos seguintes estratos parietais: epiderme, endotécio, camadas médias e tapete (fig. 13).
A epiderme é formada por uma camada celular, com células uninucleadas e vacuoladas, de seção quadrangular no início do desenvolvimento e elípticas, na maturidade, sendo que nos estádios intermediários podem ser encontradas células de contorno retangular, elíptico e/ou quadrangular (fig. 14). A epiderme possui uma fina cutícula com pequenas papilas que são abundantes em toda a antera, exceto na face dorsal do órgão, onde estão ausentes (fig. 15-16). No dorso e no dorso-lateral da antera, são encontrados alguns estômatos do tipo anomocítico (fig. 15-17-18)
O endotécio possui células uninucleadas, de formato retangular no momento da formação dos estratos parietais; entretanto, com o início da meiose, assume a forma quadrangular a qual permanece até o final do desenvolvimento (fig. 19). No momento da divisão do tecido esporogênico, a camada de endotécio apresenta um espessamento celulósico de forma helicoidal nas paredes internas da célula, persistindo até a deiscência da antera (fig. 19-20). Este espessamento não é encontrado em três ou mais células na linha de deiscência, local onde as duas tecas se encontram (fig. 21).
A camada média é formada por células de seção retangular, uninucleadas, localizadas entre o endotécio e o tapete (fig. 13). Eventualmente, no início do desenvolvimento parietal, podem ser encontradas três camadas descontínuas de células.
No final da esporogênese, no estádio de tétrade, as células da camada média começam a sofrer uma compressão, que se intensifica durante a gametogênese. No microsporângio maduro, são encontradas poucas células ou apenas resquícios da camada média (fig. 22).
O tapete é do tipo secretor, composto por células de formato quadrangular e/ou retangular. Logo após a formação dos estratos parietais, o tapete apresenta células uninucleadas, porém, posteriormente podem ser encontradas células bi e/ou trinucleadas, raramente multinucleadas (fig. 23-24). O tapete é geralmente constituído por uma camada de células. Entretanto, no início do desenvolvimento, pode apresentar duas camadas de células (fig. 24) que posteriormente formam uma única, que se mantém durante a maturação do microsporângio (fig. 23).
Durante o ciclo meiótico, as células do tapete perdem sua conformação regular e passam a apresentar-se de forma e tamanho variados (fig. 25, seta). Nessa fase, as células estão em plena atividade metabólica sendo encontrados vários nucléolos e grandes vacúolos contendo ácidos pécticos (fig. 25). A degeneração do tapete começa
após a dissolução da calose nas tétrades, tornando evidente a perda da delimitação entre as paredes anticlinais das células do tapete, porém, mantendo o núcleo íntegro e visível. No microsporângio maduro, encontram-se apenas resquícios das células do tapete, pois o conteúdo celular foi totalmente integrado ao fluído locular (fig. 26).
Microsporogênese e Microgametogênese
As células-mãe de micrósporos (CMM) são formadas a partir da diferenciação do tecido esporogênico (fig. 27-28). Comparadas com as demais células do microsporângio, são grandes e possuem um formato poligonal com citoplasma denso.
Durante a prófase I ocorre à deposição gradual de calose nas paredes das CMM, sendo inicialmente mais acentuada nos vértices das células (fig. 29-30) e posteriormente, acaba por envolver todo o meiócito (fig. 31-32). Em seqüência ocorre a dissolução parcial da lamela média gerando espaços intercelulares. Entre os meiócitos podem ser visualizados cordões citoplasmáticos denominados de canais citomíticos (fig. 32).
O término da meiose I resulta em uma díade envolta por calose (fig. 33). Na segunda fase da meiose, forma-se uma tétrade com deposição de calose entre os micrósporos, o que isola as células filhas (fig. 35-36-37). A formação das tétrades é do tipo simultâneo. As tétrades são, na maioria, tetraédricas (fig. 37-39) sendo encontradas algumas de padrão isobilateral (fig. 38).
Durante o processo de dissolução da calose e, conseqüentemente, do isolamento dos micrósporos, ocorre a degeneração das células do tapete e a liberação do conteúdo celular para o interior do lóculo. Foi observado um sincronismo nas células dos meiócitos de um mesmo lóculo durante a meiose, porém esse sincronismo não se repete nas células de lóculos diferentes em uma mesma antera.
Ao serem liberados da tétrade, os micrósporos permanecem no fluído locular onde aumentam de volume e desenvolvem pequenos vacúolos que se fundem em um único, chegando a ocupar a maior parte da célula, deslocando o núcleo para uma posição parietal (fig. 40-41).
Nesse estádio de desenvolvimento, o núcleo entra em mitose citocinética, sendo esta assimétrica, gerando duas células de tamanho desigual. A célula maior, denominada vegetativa, é esférica e central, ocupando quase todo o interior do grão de polen. Enquanto a célula menor, chamada de generativa, possui o formato lenticular, permanecendo na periferia, contígua à parede do grão de pólen (fig. 42).
A célula generativa é pressionada pelo citoplasma da célula vegetativa, afastando-a da intina. Neste momento, a célula generativa torna-se arredondada e, após ser totalmente englobada, assume seu formato lenticular (fig. 43).
O grão de pólen é liberado na forma bicelular e não foi registrada sincronia nos gametófitos de um mesmo lóculo durante a mitose, assim como, nas células de lóculos diferentes em uma mesma antera.
Durante a esporogênese e gametogênese ocorre à presença de grãos de amido na epiderme, endotécio, camada média e células do conectivo, sendo que alguns poucos grãos persistem até o final do desenvolvimento da antera (fig. 44). O citoplasma da célula vegetativa reage positivamente ao vermelho de rutênio (fig. 47), sugerindo a presença de polissacarídeos ácidos (ácidos pécticos), também são encontrados alguns grânulos que reagem positivamente ao Lugol (fig. 45) e ao PAS (fig. 46), indicando a presença de carboidratos (reserva de amido).
Os grãos de pólen são subprolatos, estefanocolpados, com 12 colpos (fig. 49-50) que se coalescem nos pólos (fig. 49-50). Um pouco antes da dissolução da calose os micrósporos já possuem a primexina que apresenta pequenas interrupções nas regiões
das futuras aberturas (fig. 37). A primexina reage positivamente ao vermelho de rutênio e ao Coomassie Blue indicando sua natureza péctica/ protéica. A esporoderme apresenta-se estratificada em exina e intina (fig 53). A exina subdivide-se em sexina e nexina, cuja principal composição é a esporopolenina (fig. 54-57). Quanto à estrutura, a nexina pode ser separada em dois estratos: a nexina 1, mais externa e espessa, e a nexina 2, mais interna e delgada (fig. 55-56). Não se encontra deposição de nexina 2 sobre o oncus da intina (fig. 55). A sexina é reticulada, semitectada (fig. 51-52), com poucas báculas no interior dos lumes do retículo tanto na região do mesocolpo como do pseudopérculo. (fig. 51-52). A sexina e a nexina 1 coram-se com Azul de Toluidina O, assumindo a cor verde claro e não são coradas pela Fucsina Básica. A parte externa da sexina reage positivamente ao Coomassie Blue, determinando a presença de proteínas e ao Sudan III, indicando lipídios na superfície do pólen (fig. 48). A nexina 2 é cora-se pela Fucsina Básica e pelo Azul de Toluidina O, adquirindo uma coloração verde escura (fig. 56).
Na seqüência, encontra-se a intina, camada mais interna que permanece em contato com a plasmalema do gametófito (fig. 54). Reage positivamente ao PAS e cora-se com Alcian Blue, atestando sua natureza péctica (fig.57). A parte interna da intina reage positivamente ao teste de identificação de proteínas com Coomassie Blue (fig 58). Os teste do Cloreto de Zinco Iodado e Calcofluor não foram conclusivos quanto à presença ou ausência de celulose.
Ontogenia do Rudimento Seminal
Os rudimentos seminais de Passiflora suberosa L., que emergem das zonas placentárias (fig. 59), apresentam uma estrutura trizonada, constituída por uma camada dérmica, uma subdérmica e uma central (fig. 60). Na camada dérmica predomina o
padrão de divisão anticlinal de suas células, o mesmo ocorrendo na camada subdérmica. Entretanto, algumas células desta camada podem se dividir de forma periclinal e/ou oblíqua. Na camada central, não há um padrão regular de divisão, podendo ocorrer em todos os sentidos acompanhando a expansão do órgão.
Os dois tegumentos são formados a partir da camada dérmica por divisões periclinais e oblíquas (fig. 61). O tegumento interno é formado por duas camadas de células que se desenvolvem simultaneamente, O tegumento externo, formado por duas camadas de células, eventualmente três, inicia seu desenvolvimento inicialmente na porção mais distal do rudimento, com relação à placenta, seguido, posteriormente, pelo desenvolvimento da face mais próxima à placenta. Ao final de sua diferenciação os tegumentos se equivalem em suas dimensões (fig. 62), formando dois anéis ao redor do nucelo. A micrópila é formada pela participação dos dois tegumentos (fig. 64).
Pode-se notar, desde o início do desenvolvimento do rudimento seminal, a curvatura anátropa, devido ao crescimento assimétrico dos tegumentos do rudimento (fig. 62).
O rudimento seminal possui um nucelo do tipo crassinucelado, onde a célula inicial arquesporial divide-se periclinalmente formando uma célula parietal primária e uma célula esporogênica (fig. 61). Tanto a parietal primária quanto as células nucelares contíguas sofrem divisões celulares, incrementando o número de células entre a epiderme nucelar e a célula esporogênica. A epiderme nucelar é uniestratificada.
Megasporogênese e Megagametogênese
A célula esporogênica diferencia-se em célula–mãe de megásporo (CMMe), destacando-se das demais células pelo tamanho maior e por um núcleo volumoso e evidente. (fig. 66). A CMMe cresce e torna-se alongada no sentido do eixo maior do nucelo. Durante a meiose I, forma-se uma díade com células do mesmo tamanho com
deposição de calose na parede transversal (fig. 67). A meiose II é assincrônica, pois ocorre primeiro a divisão do meiócito micropilar e posteriormente o calazal (fig. 68). A meiose II resulta numa tétrade linear cujas células são aproximadamente do mesmo tamanho (fig. 69), sendo o megásporo calazal um pouco maior que os demais. A citocinese é acompanhada pela deposição de calose nas paredes transversais. Somente o megásporo calazal é funcional, enquanto os demais se degeneram (fig.70).
O megásporo funcional gradativamente aumenta de volume, diferenciando-se diretamente em célula-mãe de megagametófito. Nesse primeiro momento, o núcleo central sofre uma mitose sem que ocorra citocinese originando um megagametófito binucleado com um grande vacúolo central (fig. 71).
No segundo ciclo mitótico também não ocorre a citocinese, originando um megagametófito tetranucleado. Nessa fase, a extremidade micropilar apresenta-se arredondada e, a calazal, afilada (fig. 72).
A terceira e última divisão mitótica origina um megagametófito octonucleado. Nessa fase ocorre a citocinese resultando em um megagametófito formado por duas sinérgides, uma oosfera, uma célula média e três antípodas (fig. 73-74).
O aparelho oosférico (fig. 75) encontra-se na extremidade micropilar em um arranjo levemente triangular, sendo formado pelas duas sinérgides que se encontram lado a lado e pela oosfera localizada um pouco mais abaixo e entre as sinérgides. As três células deste conjunto possuem vacúolos grandes e núcleos evidentes, com uma polarização distinta, isto é, as sinérgides possuem o núcleo voltado para a porção micropilar e o vacúolo para a porção calazal e a oosfera, o inverso. As paredes celulares das sinérgides, próximas ao canal micropilar, apresentam um espessamento péctico e especializado que se denomina aparelho fibrilar (fig.76).
A célula média caracteriza-se pela presença de dois núcleos polares e um grande vacúolo central. Os núcleos proeminentes posicionam-se, na lateral mediana do ginófito, de onde migram para a porção micropilar (fig. 77).
Na porção calazal, situam-se três antípodas em um arranjo triangular. São células normalmente efêmeras. Entretanto, no saco embrionário maduro, podem ser encontradas uma ou até mesmo duas antípodas, sendo que, na maioria dos casos, todas são degenerantes (fig. 78).
Não houve registro de mais de um megagametófito desenvolvendo-se no mesmo rudimento seminal.
DISCUSSÃO
Estratos Parietais
O androceu de Passiflora suberosa L. é formado por cinco estames, assim como as demais espécies do gênero (Feller, 1967; Sacco, 1980; Judd, et al. 1999). Cada estame é constituído por um filete e uma antera. As anteras são tetrasporangiadas como na maioria das angiospermas (Davis, 1966; Johri et al, 1992).
Segundo García et al. (2002), o tipo de formação dos estratos parietais do microsporângio de P. suberosa L é do tipo dicotiledôneo, classificação proposta por Davis, 1966; entretanto, no presente estudo observo-se que a camada parietal secundária externa e interna sofrem uma divisão periclinal, a primeira origina o endotécio e a camada média externa, enquanto que a segunda forma a camada média interna e o tapete. De acordo com Davis (1966), este tipo de formação parietal é denominado do tipo Básico.
A epiderme permanece integra até a maturação da antera, não ocorrendo nenhum tipo de compressão ou degeneração como o observado em Cannabinaceae,
Moraceae e Ulmaceae (Bhandari, 1984). A epiderme descrita nesse estudo possui estômatos nas laterais e no dorso da antera, que são de grande importância durante o processo dessecativo da antera deiscente. Os estômatos são mais comuns em monodicotiledôneas, especialmente em cereais, porém, podem estar presentes em algumas dicotiledôneas como em Brassicaceae, Fabaceae e Rosaceae ou estar completamente ausentes em outras espécies (Lersten, 2004). Estes estômatos podem ser funcionais ou semifuncionais (permanentemente abertos); em ambos os casos, participam do mecanismo de perda da água da antera e trocas gasosas (Schmid, 1976).
O endotécio, geralmente é uniestratificado, apresentando espessamentos de parede de formato anelar, em forma de U, helicoidal e reticulado (Maheshwari, 1950, Mariath, Santos e Bittencourt, 2003). Estes espessamentos são comuns nas angiospermas, podendo ser reduzidos em plantas aquáticas, como em Utricularia e
Wolffia ou ausentes em anteras com deiscência poricida (Maheshwari, 1950). O estudo
realizado por Garcia et al. (2002), com seis espécies do gênero Passiflora descreve o endotécio como uniestratificado e com espessamento de parede em formato anelar, o mesmo padrão é encontrado em P. suberosa L. no presente trabalho.
A camada média está localizada próxima ao endotécio, geralmente constituída de uma até três camadas de células (excepcionalmente mais camadas). Normalmente são efêmeras, podendo persistir por mais tempo ou até a deiscência da antera como em
Nigella damascena e Lilium (Bhandari, 1984). Para o gênero Passiflora é citada a
existência de duas a três camadas médias efêmeras (Johri, et al, 1992; Garcia et al., 2002) o que concorda com os dados obtidos para P. suberosa L.
O tapete constitui a camada parietal mais interna, estando em contato direto com o tecido esporogênico. Normalmente formado por uma camada, sendo que em alguns casos como em Pyrostegia, Tecoma, Magnolia e Buckleya entre outras, possuem
duas camadas de células que podem ser binucleadas ou multinucleadas (Maheshwari, 1950; Bhandari, 1984). De acordo com Johri et al (1992) o tapete bisseriado poder ser encontrado em Passiflora calcarata e Passiflora foetida. Na espécie estudada neste trabalho, o tapete é formado por uma camada de células que, em determinados locais do esporângio, podem se dividir periclinalmente formando regiões com mais de uma camada de células, entretanto, não formam uma camada contínua, descaracterizando um tipo de tapete bisseriado.
O tapete externo e interno pode apresentar uma origem única de formação ou não. É descrita na literatura a formação do tapete externo a partir de células de origem parietal e do tapete interno derivadas de células do conectivo adjacentes ao tecido esporogênico (Peryasamy e Swamy, 1966; Vijayaraghavan e Ratnaparkhi, 1973; Gupta e Nanda, 1978; Johri, 1984) ou de células do tecido subjacente à camada esporogênica que permanece com propriedades meristemáticas (Bittencourt e Mariath, 1997; Oliveira e Mariath; Bueno, 2001). No caso de P. suberosa L., o tapete externo e interno ocorrem através do desenvolvimento de grupos celulares oriundos da camada subdérmica.
Moço (2002), cita para a família leguminosae, que o número de núcleos do tapete é uma característica taxonômica. Apesar desta característica não ter valor taxonômico em Passiflora, as espécies deste gênero apresentam uma grande variedade quanto ao número de núcleos do tapete. Em P. caerulea, P. foetida, P. chrysophylla e P.
edulis é encontrado um tapete com células binucleadas, em P. suberosa binucleadas ou
trinucleadas e em P. mooreana, P. misera um tapete multinucleado (Souza e Pereira, 2000; Garcia et al., 2002). A espécie em estudo apresenta dados coerentes com os encontrados na literatura, acrescentando que raramente podem ser encontradas células multinucleadas.
O tipo de tapete secretor é aquele em que as células permanecem adjacentes aos demais estratos parietais, circundando o interior do esporângio. Segundo Johri et al (1992) é este o tipo de tapete encontrado na família Passifloraceae, sendo o mesmo tipo presente em P. suberosa L.
Vários autores (Maheshwari, 1950; Peryasamy e Swamy, 1966; Vijayaraghavan e Ratnaparkhi, 1973; Gupta e Nanda, 1978; Bhandari, 1984; Pacini e Franchi, 1991) ressaltam a importância do tapete na formação do fluído locular, nutrição dos micrósporos, formação de precurssores da exina, síntese e liberação de substâncias como calase, trifino e “pollenkit”. Segundo Pacini, Franchi e Hesse (1984) a atividade metabólica das células do tapete inicia-se com a primeira divisão meiótica durante a esporogênese e, após o início da degeneração das paredes do tapete, ocorre a liberação de substâncias para o interior do lóculo. Em P. suberosa L., a dissolução da calose nas tétrades é a sinalização dos primeiros sinais de degeneração das células do tapete.
São observados canais citomíticos entre os meiócitos, os quais auxiliariam na sincronia da divisão meiótica dentro do lóculo ou na antera. Segundo Vasil (1967), por estes canais podem passar plastídios, mitocôndrias, vesículas pinocitóticas, componentes do retículo endoplasmático e fragmentos de cromatina do núcleo.
Johri et al (1992) cita, para a família, que são encontrados os tipos de tétrade tetraédrica e isobilateral, mas não relata em quais espécies ocorrem cada um dos tipos ou se ocorre mais de um padrão em uma espécie. O tipo tetraédrico citado por Souza e Pereira (2000) e Garcia et al. (2002) para P. edulis, P. caerulea, P. foetida, P.
chrysophylla, P. mooreana, P. misera e P. suberosa, sendo o mesmo encontrado neste
A citocinese simultânea é característica da maioria das dicotiledôneas (Davis, 1966), incluindo a família Passifloraceae (Johri et a,l 1992). Este tipo de citocinese também é encontrado na espécie em estudo, caracterizada pela ausência de parede após a meiose I, sendo que a parede só será constituída no final da meiose II quando se encontram formados os quatro micrósporos (Maheshwari, 1950; Mariath, Santos e Bittencourt 2003).
A presença de grãos de amido nos tecidos da antera durante a esporogênese é relatada por vários autores (Moço, 2002; Bittencourt e Mariath, 1997) como uma fonte de reserva utilizada durante a fase de crescimento da antera e desenvolvimento dos micrósporos. No caso de Passiflora suberosa L. também é encontrado este tipo de reserva, sendo que nem toda é consumida ao final do crescimento da antera. O grão de pólen também apresenta reserva de amido, que é utilizada como fonte de energia para a germinação e crescimento do tubo polínico (Moço, 2002) e como uma recompensa ao agente polinizador, que se abastece nutricionalmente deste (Baker e Baker, 1979).
A esporoderme é considerada uma importante parede protetora do grão de pólen na sua jornada entre a antera e o estigma (Heslop-Harrison, 1968). A estratificação da esporoderme tem sido utilizada na distinção taxonômica das espécies, pois apresenta um variado padrão de superfície externa característico em cada táxon (Erdtman 1952).
A terminologia utilizada para denominar os estratos da esporoderme segue a proposta de Erdtman (1952) e Knox (1984).
A primexina é o primeiro estrato a ser formado e consiste de uma matriz celulósica que serve de molde para a formação de sexina (Knox, 1984; Heslop-Harrison, 1968). Entretanto, Rowley e Dahl (1977) relata a composição mucopolissacarídica ou glicoproteica, afirmação que pode ser confirmada no presente
trabalho pela coloração arroxeada com Azul de Toluidina O, que destaca a presença de ácidos pécticos e pela coloração azul do teste com Coomassie Blue, que evidencia proteínas.
A esporoderme pode ser dividida, basicamente em dois estratos: a exina, camada externa formada principalmente por esporopolenina; e a intina, camada interna polissacarídica (Erdtman,1952 e Knox, 1984). A exina está estratificada em sexina, porção ornamentada; e nexina, camada basal. Esta última está subdividida em nexina 1, mais externa e constituída de esporopolenina; e nexina 2, mais interna e formada por esporopolenina e polissacarídeos (Knox, 1984; Shivana, 2003).
Na superfície da exina de P. suberosa L. são encontrados proteínas e lipídios, que fazem parte do pollenkitt. Estas substancias são produzidas pelo tapete e depositadas, posteriormente, sobre a superfície do grão de pólen (Heslop-Harrison, 1976). As proteínas auxiliam no reconhecimento pólen-estigma e funcionam no controle e manutenção das espécies, previnindo o cruzamento entre espécies diferentes (Heslop-Harrison, 1973).
Os lipídios da superfície da exina desempenham várias funções, entre elas atrativo para polinizadores (Dobson e Bergströn, 2000), proteção contra desidratação e facilitação da aderência dos grãos de pólen ao corpo do polinizador (Heslop-Harrison, 1976).
Presting (1965) realizou um estudo com 153 espécies da família Passifloraceae entre elas Passiflora suberosa L., a qual foi descrita como possuindo 6 colpos. Tanto no presente trabalho como em estudos mais atuais como Garcia et al. (2002) e Azevedo et
al. (2004), Passiflora suberosa L. é caracterizada por possuir 12 colpos. Segundo
Azevedo et al. (2004) o pólen não possui báculas no interior do lume; entretanto, o presente estudo constatou a presença de uma ou duas báculas nos lumes. As demais
características do pólen conferem com os dados obtidos por esses autores (Presting, 1965; Garcia et al. 2002; Azevedo et al. 2004). A classificação do grão de pólen de
Passiflora suberosa L. segue o padrão sugerido por Erdtman (1952).
Megasporogênese e Megagametogênese
Cada rudimento é formado pelo nucelo, dois tegumentos (interno e externo) e pelo funículo (Rutishauser, 1969). Segundo Bouman (1984) o primórdio do rudimento pode ser bi- ou trizonado, no caso da espécie em estudo é trizonado.
A formação dos tegumentos é uma característica de importância taxonômica bem como a origem dérmica ou subdérmica (Bouman, 1984). De acordo com Davis (1966), a condição bitegumentada é a mais comum entre as dicotiledôneas sendo encontrada em 155 famílias. A espécie em estudo é bitegumentada e tanto o tegumento interno como o externo são originados da camada dérmica, formando um anel ao redor do nucelo, coincidindo com os dados de Souza et al. (2002).
Outra característica taxonômica é a participação destes tegumentos na formação da micrópila. Um estudo realizado por Davis (1966) com 189 famílias, sendo que destas 143 são dicotiledôneas, constatou que em 88 famílias de dicotiledôneas, a micrópila é formada pelo tegumento interno, em 74 por ambos os tegumentos e em 4 pelo tegumento externo. Na família Passifloraceae (Souza et al., 2002; Johri et al, 1992), bem como na espécie em estudo, a micrópila é formada por ambos os tegumentos.
O rudimento seminal de P. suberosa L. é anátropo, sendo este o mais comum entre as angiospermas (Bouman, 1984; Bor, 1978) e característico de 84% das dicotiledôneas (Davis, 1966). Na curvatura anátropa o nucelo gira 180° deixando a micrópila próxima ao hilo (Bouman, 1984). Segundo Johri et al (1992), esta curvatura é
característica da família Passifloraceae, porém, em P. calcarata foi observado a curvatura ortótropa.
O nucelo é o esporângio, o qual se desenvolve no ápice do rudimento seminal. Em alguns rudimentos chamados de tenuinucelados, uma célula subdérmica da região micropilar torna-se uma inicial do arquespório, permanecendo em contato direto com a epiderme nucelar. Nos crassinucelados, a célula inicial do arquespório se divide formando uma parietal primária e uma célula arquesporial. Neste caso, a célula esporogênica não entra em contato com a epiderme nucelar, pois a parietal primária e as células do nucelo incrementaram o número de camadas entre as mesmas (Maheshwari, 1950; Bouman, 1984). É descrito para a família Passifloraceae o tipo crassinucelado (Souza et al., 2002; Johri et al, 1992), sendo o mesmo encontrado em P. suberosa L.
Ao final do processo de esporogênese ocorre à divisão meiótica originando quatro megásporos haplóides. A primeira fase meiótica, que ocorre transversalmente, forma uma díade, e a segunda, que pode acontecer em vários sentidos, forma uma tétrade (Maheshwari, 1950). Coincidindo com os estudos realizados por Souza et al. (2002) e Johri et al (1992) tratando a família como um todo e, em específico as espécies
P. edulis, P. caerulea, P. foetida, P. chrysophylla, P. mooreana, P. misera e P. suberosa, a tétrade existente é do tipo linear.
Foi observada no decorrer do desenvolvimento a deposição de calose entre as células da tétrade o que acaba por isolar determinadas regiões da mesma. Este isolamento ocasiona o rompimento da nutrição das células e, conseqüentemente, as células isoladas degeneram e morrem. Normalmente permanece apenas um megásporo sendo este o que recebeu o aporte nutricional. Segundo Maheshwari (1950), geralmente este megásporo está localizado na porção calazal. Estes dados corroboram com os resultados encontrados na literatura para a família Passifloraceae (Souza et al., 2002;
Garcia et al., 2003; Johri et al, 1992). O padrão encontrado para P. suberosa L. é o mesmo descrito na literatura.
O desenvolvimento do saco embrionário de P. suberosa L. segue o padrão do tipo Poligonun (Souza et al., 2002; Garcia et al., 2003; Johri et a, 1992), sendo este o mais freqüente nas dicotiledôneas (Davis, 1966). Esse tipo é caracterizado por apresentar duas sinérgides e uma oosfera, formando o aparelho oosférico, na porção micropilar, uma célula média com dois núcleos polares e três antípodas localizadas na porção calazal (Maheshwari, 1950; Davis, 1966).
Considerações finais
O estudo da embriologia de Passiflora suberosa L. contribuiu para um conhecimento mais claro e amplo do desenvolvimento do processo de esporogênese e gametogênese desse gênero.
As novas contribuições obtidas foram:
a) a formação da parede do esporângio que é do tipo Básico;
b) o tapete interno que se origina a partir de células da camada subdérmica; c) a presença de tétrades de padrão isobilateral.
Estes dados merecem destaque, pelo ineditismo para a literatura atual da família Passifloraceae e, certamente, serão úteis na comparação com outros táxons na avaliação das propostas taxonômicas vigentes.
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