Cassio de Oliveira Ramos
Larvicultura de Crassostrea gigas em sistema de recirculação (RAS)
Tese submetida ao Programa de Pós-Graduação em Aquicultura da Universidade Federal de Santa Catarina para a obtenção do Grau de Doutor em Aquicultura.
Orientador: Claudio Manoel Rodrigues de Melo
Florianópolis Março/2018
Dedico este trabalho a minha família, colegas de trabalho e a todos os maricultores.
AGRADECIMENTOS
Gostaria de iniciar esta minha dedicatória ao meu orientador, professor, mentor e amigo Claudio Melo, que durante anos contribuiu na minha formação acadêmica e sempre me apoiou e se dedicou aos meus projetos e mesmo nas intempéries ocorridas nunca deixou de acreditar na realização do meu experimento;
À minha esposa Katina, pessoa com quem amo partilhar а vida. Obrigado pelo carinho, paciência, ajuda, conselhos е por sua capacidade de me trazer paz na correria destes últimos anos;
Aоs meus pais (César e Rosa) е a toda minha família que com muito carinho е apoio, não mediram esforços para que eu chegasse até esta etapa da minha vida;
Ao mestre Chico da Silva, pela paciência, confiança, broncas (o ixtepô!!), conversas e oportunidade de aprendizado, sempre disposto a ajudar, independente da hora ou do cansaço;
Ao grande amigo Carlos Henrique (Dr. Tatu), que sempre passou todo o seu conhecimento e não media esforços para me auxiliar sempre com um sorriso no rosto;
Ao amigo Paulo Takano que foi meu braço direito na hora de realizar e executar os experimentos, sempre disposto e feliz em ajudar;
Ao professor Francisco José Lagrezze pelas conversas e dicas de engenharia;
A professora Katt Regina Lapa, sempre com bom humor e paciência, abraçou o projeto e contribuiu com valiosas orientações para a realização dessa pesquisa;
A todos da família LMM que de alguma forma me auxiliaram, opinaram ou simplesmente descontraíram comigo, em especial a Jaque (pelas maravilhosas microalgas), Duda (com suas dicas e conhecimento na larvicultura), Alex (“meu quebra galho”) e Rico (pelos milhões de pedidos prontamente atendidos);
Aos membros da banca, Prof(s). Marcos Caivano Pedroso de
Albuquerque, Gilberto Caetano Manzoni e a Profa.Katt Regina Lapa
pelas críticas, sugestões e correções desta Tese;
Ao Programa de Pós-graduação em Aquicultura da UFSC, е às pessoas com quem convivi ao longo desses anos;
A todos os professores do Programa de Pós-graduação em Aquicultura que foram partes importantes na minha vida acadêmica е no desenvolvimento desta Tese;
Ao secretário do programa de Pós-graduação em Aquicultura, Carlito Klunk, pela paciência e prestativa disponibilidade;
A todos os alunos que me auxiliaram e me ajudaram em algum momento a realizar este sonho, em especial ao Gabriel Nandi, Thiago Januário e Thalita Gogola;
Aos meus cachorros (Pingo e Gaia) que nestes últimos anos me deram muitas lambidas e alegrias nos momentos mais precisos;
A todos os amigos que contribuíram, direta ou indiretamente, para a finalização deste trabalho, pelo incentivo е pelo apoio constante;
À CAPES pelo auxílio financeiro concedido através da concessão da bolsa de doutorado.
“A persistência é o caminho do êxito.” Charles Chaplin
RESUMO
Sistemas de recirculação de água para larvicultura de organismos aquáticos são dimensionados a fim de garantir melhoria na qualidade da água, por diminuir custos e maximizar a produção em laboratório. Estes utilizam de tanques menores com maior densidade larval. Além disso, a utilização destes sistemas possibilita a instalação de cultivos experimentais em locais afastados da região de captação da água. Apesar de bastante promissores, poucos estudos com larviculturas de moluscos bivalves em sistemas de recirculação de água têm sido realizados. Determinar os principais parâmetros que influenciam no crescimento e sobrevivência de larvas de moluscos bivalves nos sistemas de recirculação de água são essenciais para o desenvolvimento e aprimoramento dos sistemas de cultivo. Com o objetivo de contribuir para o desenvolvimento de tecnologias e aumentar o conhecimento sobre a larvicultura de moluscos em sistema de recirculação, foram desenvolvidos dois trabalhos para determinar a densidade de estocagem ideal para a produção de larvas de Crassostrea gigas em laboratório. O primeiro estudo avaliou o efeito de diferentes densidades de estocagem larval e diferentes taxas de renovação de água na sobrevivência e rendimento larval de C. gigas em sistema de recirculação de água.
Densidades de estocagem inicial de larvas (80, 160 e 320 larvas.mL-1) e
taxas de renovação da água (5, 10 e 20 vezes.dia-1) foram testadas em
tanques de 2,4 L em delineamento inteiramente ao acaso em esquema fatorial. Os parâmetros físico-químicos da água ficaram estáveis em todos os tratamentos durante o período experimental. Nossos resultados demonstraram que a taxa de renovação de água tem influência sobre a densidade de estocagem de larvas de C. gigas em sistema de recirculação de água. É viável a produção de larvas em densidades de 80, 160 e 320
larvas.mL-1 com alta taxa de renovação (10 ou 20 vezes.dia-1). Porém, o
cultivo de larvas com densidades de 160 larvas.mL-1 com uma taxa de
renovação de 20 vezes.dia-1 demonstrou as melhores taxa de
sobrevivência e rendimento larval (100%; 89%, respectivamente) sendo recomendado com o objetivo de otimizar o cultivo larvário e tornar os laboratórios mais eficientes e economicamente viáveis. O segundo estudo avaliou o efeito de diferentes densidades de estocagem larval na sobrevivência e rendimento larval de C. gigas em sistema de recirculação comercial de produção. Dois experimentos foram realizados com
densidades de estocagem inicial de larvas: 50, 100 e 150 larvas.mL-1 (1°
experimento) e 50, 75 e 100 larvas.mL-1 (2° experimento) foram testadas
três repetições por tratamento. Foram analisados o crescimento, sobrevivência e o rendimento larval. Os parâmetros físico-químicos da água ficaram estáveis em todos os tratamentos durante o período experimental. Nossos resultados demonstraram a viabilidade de produção de larvas de C. gigas em sistema de recirculação em densidades larvais
de 50 e 75 larvas.mL-1. Porém, o cultivo de larvas com densidades de 50
larvas.mL-1 demonstrou as melhores taxa de crescimento e rendimento
larval sendo recomendado com o objetivo de otimizar o cultivo larvário e tornar os laboratórios comerciais mais eficientes e economicamente viáveis.
Palavras-chave: Aquicultura; Moluscos bivalves; Larvicultura; Sistema fechado.
ABSTRACT
Larviculture of aquatic organisms in water recirculation systems are being developed to guarantee an improvement in the water quality parameters, reducing costs and maximizing laboratory production through the use of smaller tanks with high larval density. In addition, the use of these systems allows the installation of experimental cultures in regions far from the water uptake. Although very promising, few studies with larviculture of bivalve molluscs in recirculation systems are available. Determining the main parameters that influence growth and survival of bivalve mollusc larvae in recirculation systems is essential for the development and improvement of the culture systems. With the objective of contributing to the development of these technologies and increase knowledge on larval culture of molluscs in a recirculation systems, two studies were developed to determine the ideal stock density for the production of Crassostrea gigas larvae. The first study evaluated the effect of different larval stock densities and different water renewal rates on survival and larval yield of C. gigas in the recirculation system. Three
larval concentrations (80, 160 and 320 larvae.mL-1) and water renewal
rates (5, 10 and 20 times.day-1) were tested in 2.4 L tanks in a completely
randomized design in a factorial scheme. Our results demonstrated that the water renewal rate has an influence on the storage density of C. gigas larvae in a water recirculation system. The physical-chemical parameters of the water were stable in all treatments during the experimental period. In this system, it is possible to produce oyster larvae at densities of 80,
160 and 320 larva.mL-1 with a high renewal rate (10 or 20 times.day-1).
However, culture of larvae with densities of 160 larvae.mL-1 with a
renewal rate of 20 times.dia-1 demonstrated the best survival rate and
larval yield (100%, 89%, respectively) being recommended for the purpose to optimize larval cultivation and to make laboratories more efficient and economically viable. The second study evaluated the effect of different larval stoking densities on survival and larval yield of C. gigas in commercial production recirculation system. Two experiments were
carried out with initial stocking densities of 50, 100 and 150 larvae.mL-1
(1st experiment) and 50, 75 and 100 larvae.mL-1 (2nd experiment) were
tested in 250 L tanks in blocks at random with three replicates per treatment. Growth, survival and larval yield were analyzed. The physical-chemical parameters of the water were stable in all treatments during the experimental period. Our results demonstrated the feasibility of production of C. gigas larvae in a recirculation system at larval densities
50 larvae.mL-1 demonstrated the best growth rate and larval yield, being recommended in order to optimize larval cultivation and to make commercial laboratories more efficient and economically viable.
LISTA DE FIGURAS INTRODUÇÃO
Figura 1: Volume da produção mundial pela aquicultura de animais e plantas aquáticas. Produção de moluscos representada pela cor laranja. Adaptado: FAO, 2016. ... 27 Figura 2: Distribuição geográfica da ostra do Pacífico Crassostrea gigas. Países onde a espécie é considerada nativa estão destacados em verde e países onde a espécie foi introduzida em vermelho. Este mapa não indica ampla distribuição nos países, mas meramente onde a espécie é categorizada como introduzida. Fonte: GISD, 2012. ... 30 Figura 3: Ostra do pacífico Crassostrea gigas. A. Adultos; e B. Sementes produzidas em laboratório. Fonte: imagens originais do autor. ... 30 Figura 4: Ciclo de vida da ostra do Pacífico Crassostrea gigas. haf: horas após fertilização; daf: dias após fertilização; maf: meses após fertilização. Adaptado: VOGELER et al., 2016. ... 32 Figura 5: Larva véliger umbonada. a. ânus; ab.c. cílios; ant.ad. músculo adutor anterior; b.g. gânglio; d.div. glândula digestiva; e. esôfago; ey. olho; f. pé; f.r. músculos retratores do pé; g. rudimento branquial; h. coração; int. intestino; m. boca; m.c. cavidade do manto; post.ad. músculo adutor posterior; r. reto; r.v. músculos retratores do vélum; st. estomago; stc. estatocisto; v. vélum. Fonte: GALTSOFF, 1964. ... 32 Figura 6: Produção mundial de Crassostrea gigas em toneladas das últimas décadas. Fonte: FAO FishStat, 2014. ... 33 Figura 7: Ciclo de produção de ostras. A. Cultivo em ambiente natural; B. Produção de sementes em laboratório. Adaptado de FAO (2004). ... 35 Figura 8: Larvicultura de ostras em sistema estático (Closed Aquaculture System, CAS). A. Troca da água nos tanques de 20.000 L; B. Bacias com peneiras de diferentes aberturas de malha utilizadas na seleção larval e balde de 20 L utilizado para o acondicionamento das larvas durante o manejo. Fonte: imagens originais do autor. ... 37
Figura 9: Larvicultura de ostras em sistema de fluxo contínuo (Flow-through Aquaculture System, FAS). A. Tanques de 400 L, com peneira de segurança para evitar perda de larvas; B. Detalhe interno do tanque de 400 L mostrando o “banjo” para contenção de larvas no seu interior. Fonte: Louisiana Sea Grant Oyster Research Laboratory. ... 38 Figura 10: Larvicultura de ostra em sistema de recirculação (Recirculation Aquaculture System, RAS). A. Tanques de larvicultura de 250 L, com “banjos” para contenção de larvas; B. Sistema de tratamento da água (Skimmer, U.V. e filtro de disco). Fonte: imagens originais do autor. ... 42 CAPÍTULO I
Figura 11. Desenho esquemático do sistema de recirculação aquícola. A. Visão geral do sistema RAS; B. Detalhe de um tanque (2,4 L) com filtro tipo “banjo”. Inicialmente a água do sistema é aquecida por meio de um trocador de calor (1) e retorna ao tanque de recebimento (TR); a água então é bombeada por meio de bomba magnética (BM) passando por filtração mecânica (2) e retirada do material particulado (3) por meio de filtro de disco (F) e protein skimmer (PS) para o tanque de distribuição (4; TD); deste tanque, a água é bombeada (BM) para reator de U.V. (5; UV) e é distribuída para as unidades experimentais (6). Paralelamente, a água com adição de microalgas é bombeada dos tanques de alimentação (TM) para as unidades experimentais (7) por meio de bombas peristálticas (BP). Finalmente a água retorna ao tanque de recebimento (8). Um tanque reservatório (R) foi alocado ao lado do sistema. Tanques cinzas escuros indicam os tratamentos. Setas verdes indicam a entrada de água no sistema, setas pretas, a entrada de alimento e setas vermelhas indicam o retorno da água. ... 53 Figura 12. Influência das diferentes combinações de densidade de estocagem (D80; D160; D320) e taxas de recirculação da água (F5; F10; F20) (média ± desvio padrão) sobre a porcentagem (%) de sobrevivência e rendimento de larvas aptas ao assentamento, onde, letras minúsculas representam os efeitos das diferentes renovações sobre as densidades e letras maiúsculas os efeitos da densidade sobre as diferentes renovações de água. Médias seguidas de letras diferentes são estatisticamente diferentes (p < 0,05). ... 57 Figura 13. Dias para o início do assentamento larval (média ± desvio padrão) nas diferentes combinações de densidade de estocagem (D80;
D160; D320) e taxas de recirculação da água (F5; F10; F20). Médias seguidas de letras diferentes são estatisticamente diferentes (p < 0,05) .. 58 CAPÍTULO II
Fig. 14. Desenho esquemático do sistema de recirculação. (A) Visão geral do sistema RAS; (B) Seção transversal. CT1, 2 e 3. Controladores elétricos; FRE. Protein skimmer; TQ1. Tanque de larvicultura de 250 L; TQ2. Tanque de alimentação; TQ3. Tanques do sistema de filtração; TRC. Trocador de calor; Cor amarela representa tubulação de ar; Cor azul representa tubulação de água; Cor verde representa tubulação de microalgas. Software: Revit. Desenho: Thiago Alves Miranda. ... 75 Fig. 15. Crescimento em comprimento larval e taxas médias de crescimento diário em diferentes densidades de estocagens larvais. (A) Crescimento em comprimento larval nas densidades de estocagens
iniciais de 50, 100 e 150 larvas mL-1; (B) Taxas de crescimento diário
nas densidades de estocagens iniciais de 50, 100 e 150 larvas mL-1;
(C) Crescimento em comprimento larval nas densidades de estocagens
iniciais de 50, 75 e 100 larvas mL-1; (D) Taxas de crescimento diário
nas densidades de estocagens iniciais de 50, 75 e 100 larvas mL-1.
Médias seguidas de letras diferentes são estatisticamente diferentes (p < 0,05). Dados indicam média ± desvio diferentes (p < 0,05). Dados indicam média ± desvio padrão (n = 30). ... 79 Fig. 16. Sobrevivência absoluta (Sobrevivência abs), larvas aptas ao assentamento (Larvas aptas assent), sobrevivência larval (%) e rendimento larval (%), em diferentes densidades de estocagens larvais. (A) Sobrevivência absoluta e larvas aptas ao assentamento nas
densidades de estocagens iniciais de 50, 100 e 150 larvas mL-1; (B)
Porcentagem de sobrevivência e rendimento nas densidades de
estocagens iniciais de 50, 100 e 150 larvas mL-1; (C) Sobrevivência
absoluta e larvas aptas ao assentamento nas densidades de estocagens
iniciais de 50, 75 e 100 larvas mL-1; (D) Porcentagem de sobrevivência
e rendimento nas densidades de estocagens iniciais de 50, 75 e 100
larvas mL-1. Médias seguidas de letras diferentes são estatisticamente
LISTA DE TABELAS
INTRODUÇÃO
Tabela 1. Diferenças entre os sistemas de larvicultura de moluscos marinhos. CAS: Closed Aquaculture Systems; FAS: Flow-through Aquaculture Systems; e RAS: Recirculation Aquaculture Systems. ... 40 Tabela 2. Comparação entre os sistemas de larvicultura de moluscos bivalves. CAS: Closed Aquaculture Systems; FAS: Flow-through Aquaculture Systems; e RAS: Recirculation Aquaculture Systems. ... 40 CAPÍTULO I
Tabela 3. Parâmetros físico-químicos (média ± DP) da água dos tanques e dias para o assentamento em RAS com diferentes densidades
de estocagens iniciais (80, 160 e 320 larvas.mL-1) e taxas de
recirculação da água (8,33; 16,6; e 33,3 mL/min-1) durante o período
experimental. ... 59 CAPÍTULO II
Tabela 4. Parâmetros físico-químicos (média ± DP) da água dos tanques e dias para o assentamento em RAS em dois experimentos com diferentes densidades de estocagens iniciais. Experimento n° 1: 50,
100 e 150 larvas mL-1; e experimento n° 2: 50, 75 e 100 larvas mL-1.
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS ~ - Aproximadamente ” - Polegadas < - Menor que ± - Mais ou menos °C – Graus Celsius - Média ® - Marca registrada % - Porcentagem ‰ - Salinidade
BTU - British Thermal Unit
CAS - Closed Aquaculture System
CO2 - Dióxido de carbono
CV - Cavalo vapor
D80 - densidade larval de 80 larvas por mililitro D160 - densidade larval de 160 larvas por mililitro D320 - densidade larval de 320 larvas por mililitro daf - Dias após a fertilização
e.g. - Por exemplo
EPAGRI/SC – Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural Exp. - Experimento
F5 - Taxa de renovação da água de 5 vezes o volume do tanque ao dia F10 - Taxa de renovação da água de 10 vezes o volume do tanque ao dia F20 - Taxa de renovação da água de 20 vezes o volume do tanque ao dia FAO – Food and Agriculture Organization of the United Nations FAS - Flow-through Aquaculture System
H – Horas
haf - Horas após a fertilização i.e. - Isto é
IPqM - Instituto de Pesquisas da Marinha L - Litros
L.h-1 - Litros por hora
Larva “D” – Segundo estágio das larvas de bivalves
Larvas.ml-1 - Larvas por mililitro
m3.h-1 - Metros cúbicos por hora
mg.L-1 - Miligramas por litro
ml.min-1 - Mililitros por minuto
maf - Meses após a fertilização Mod. - Modelo
mV - Milivolts
OD - Oxigênio dissolvido ORP - Potencial de oxirredução pH - Potencial hidrogeniônico
RAS - Recirculation Aquaculture System U.V. - Ultravioleta
UFSC - Universidade Federal de Santa Catarina W - Watts
L - Microlitro m - Micrômetro
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ... 25 Moluscos bivalves: Aspectos gerais ... 25 Cultivo de moluscos bivalves: Panorama mundial e brasileiro ... 26 ESPÉCIE DE ESTUDO: Crassostrea gigas ... 29 Classificação taxonômica ... 29 Distribuição geográfica ... 29 Habitat e biologia ... 30 Ciclo de vida ... 31 Cultivo ... 33 Pesquisas no Brasil ... 35 SISTEMAS DE LARVICULTURA DE MOLUSCOS BIVALVES .... 36 1.1 OBJETIVOS ... 44 Objetivo Geral ... 45 Objetivos Específicos ... 45 1.2 ESTRUTURA DO TRABALHO ... 45 2.1 CAPÍTULO I ... 47 Efeito da taxa de recirculação da água e densidade larval no cultivo de Crassostrea gigas em sistema de recirculação ... 47 Resumo ... 49 1. Introdução ... 49 2. Material e métodos ... 51 2.1 Sistema Experimental de Recirculação ... 51 2.2 Local de estudo e obtenção de larvas ... 54 2.3 Densidade de estocagem e renovação da água no sistema RAS ... 54 2.4 Sobrevivência, rendimento larval e dias para assentamento ... 54 2.5 Análise estatística ... 55 3. Resultados ... 55 4. Discussão ... 60 5. Conclusões ... 62 6. Agradecimentos ... 62 7. Referências ... 63 2.2 CAPÍTULO II ... 69
Efeito da densidade larval sobre o crescimento e a sobrevivência de Crassostrea gigas em sistema de recirculação ... 69 Resumo ... 71
1.Introdução ... 71
2. Materiais e métodos ... 73 2.1 Sistema de recirculação ... 73 2.2 Obtenção de larvas e condições de cultivo ... 74 2.3 Taxas de crescimento, sobrevivência e rendimento larval ... 76 2.4 Análise estatística ... 76 3. Resultados ... 76 4. Discussão ... 80 5. Conclusão ... 85 6. Agradecimentos ... 85 7. Referências ... 85 3. CONCLUSÕES GERAIS ... 93 4. CONSIDERAÇÕES FINAIS ... 95 REFERÊNCIAS DA INTRODUÇÃO ... 97
1. INTRODUÇÃO
Moluscos bivalves: Aspectos gerais
O Filo Mollusca é um dos mais extensos, diversos e importantes grupos do reino animal: estima-se que existam cerca de 130.000 espécies viventes (PONDER et al., 2004; CHAPMAN, 2009), sendo aproximadamente 50.000 de ambientes marinhos (BRUSCA; BRUSCA, 2003). O Filo Mollusca possui nove classes, sendo duas atualmente extintas (JEREB et al., 2014). Quatro classes principais se destacam: Gastropoda, a mais extensa e diversa, com aproximadamente 40.000 espécies; Bivalvia (e.g., mexilhões, ostras e vieiras), compreende cerca de 7.500 espécies; classe Cephalopoda, constituída por polvos, sépias, lulas e Nautilus, com aproximadamente 800 espécies viventes; Polyplacophora constituída por cerca de 1.000 espécies (RUPPERT et al., 2004; JEREB et al., 2014; GOSLING, 2015).
A classe Bivalvia também chamada de Pelecypoda ou Lamellibranquia, é constituída por três grupos principais conhecidos pela natureza de suas brânquias: i. protobrânquios “primeiras brânquias”, os mais primitivos, possuindo um único par de brânquias bipectinadas póstero-laterais; ii. lameliobrânquios, grupo que se especializou para utilizar as brânquias para a filtração e alimentação.; iii. septibrânquios, indivíduos pequenos e de hábito carnívoros, com brânquias septadas que servem para criar sucção usada na captura do alimento, abrangendo a maioria das espécies de bivalves (RUPPERT; BARNES, 1996). Os septibrânquios habitam todos os continentes do globo terrestre, incluindo os polos, mares, rios, praias arenosas e costões rochosos (GOSLIN, 2004). São animais comprimidos lateralmente e possuem uma concha composta por duas valvas que se articulam dorsalmente e envolvem todo o corpo do animal (GALTSOFF, 1964; RUPPERT et al., 2004).
A cor, a forma e as marcas nas conchas variam consideravelmente entre os diferentes grupos de bivalves. As conchas são basicamente formadas pela deposição contínua do nácar pelo próprio molusco a partir da superfície interna da concha. O nácar é uma substância dura e brilhante composta por camadas de conchiolina, que proporciona alta dureza e rigidez à concha, além de manter a área lisa e livre de corpos estranhos (e.g., grãos de areia) e servir como barreira contra parasitos (GALTSOFF, 1964; GOSLING, 2004; SILVA et al., 2010).
Os bivalves possuem dois músculos adutores (anterior e posterior) que controlam a abertura e fechamento das valvas (GOSLIN, 2015). São animais filtradores e coletam o alimento da água por meio do batimento
ciliar branquial. A movimentação ciliar promove a entrada da água na cavidade do manto e muco, aprisionando partículas orgânicas e microrganismos, que constituem a base da sua alimentação (SEIBERT, 2002).
Cultivo de moluscos bivalves: Panorama mundial e brasileiro Os moluscos bivalves são animais adequados para a aquicultura por serem herbívoros, alimentando-se exclusivamente de microalgas e material particulado provenientes da produção primária do ambiente marinho (NASCIMENTO; PEREIRA, 2004). Além disso, os custos relativamente baixos para instalação dos cultivos, com materiais de fácil obtenção e o rápido retorno do capital fazem desta atividade uma alternativa para a pesca artesanal ou mesmo para manutenção e reposição dos estoques naturais (CHRISTO, 2006).
Apesar dos moluscos bivalves serem cultivados durante centenas de anos, os avanços na tecnologia de cultivo no ambiente elevaram significativamente a produção nos últimos anos (BOSTOCK et al., 2010; LUCAS, 2013). Um exemplo desse avanço é a produção de moluscos em sistemas de cultivo suspensos, que permite cultivar grande quantidade de ostras, utilizando uma área relativamente pequena, explorando o volume da água ao usar a profundidade do local e mantendo os animais cultivados afastados dos predadores naturais (POLI, 2004). Melhorias contínuas nos métodos e técnicas para o cultivo são necessárias para atender a demanda crescente e também para reduzir os custos de produção.
Em 2014, os moluscos foram o segundo grupo animal mais cultivado pela aquicultura, com 104 espécies produzidas comercialmente, totalizando cerca de 16 milhões de toneladas ao ano (Figura 1) gerando aproximadamente US$ 19 bilhões (FAO, 2016). Dentre os principais países produtores destacam-se: China, com uma produção cinco vezes mais alta que a do resto do mundo, totalizando 12 milhões de toneladas ao ano, seguida por Japão (377.000 toneladas), Korea (347.000 toneladas) e pelos países europeus como Espanha, França e Itália (223.000, 155.000 e 110.000 toneladas, respectivamente).
Figura 1: Volume da produção mundial pela aquicultura de animais e plantas aquáticas. Produção de moluscos representada pela cor laranja. Adaptado: FAO, 2016.
O cultivo de moluscos bivalves tem sido realizado com um número relativamente pequeno de espécies com importância comercial quando comparado ao número total de espécies desta classe. Dentre as espécies mais cultivadas destacam-se: as ostras (família Ostreidae); os mexilhões (famílias Mytilidae e Aviculidae); os moluscos de areia denominados internacionalmente como clams e cockles (pertencentes as famílias Mercenaridae e Arcidae, respectivamente); e as vieiras (família Pectinidae) (KINNE, 1976; BORGES, 1989; PILLAY, 1990; MAGALHÃES, 1995). A produção mundial tem aumentado principalmente devido ao cultivo de cinco espécies: i. ostra do Pacífico Crassostrea gigas (Thunberg, 1793); ii. amêijoa japonesa Ruditapes philippinarum (Adams; Reeve, 1850); iii. vieira japonesa Patinopecten yessoensis (Jay, 1857); iv. mexilhão azul Mytilus edulis (Linnaeus, 1758); e v. blood cockle Anadara granosa (Linnaeus, 1758) (FAO, 2002; 2016). Além destas espécies, destacam-se ainda as ostras do gênero Saccostrea, que também possuem importância para o consumo humano (MATTHIESSEN, 2001; SPENCER, 2002).
No Brasil, as principais espécies de moluscos cultivadas são: i. ostra do Pacífico C. gigas, cultivada na região Sul (estado de Santa Catarina); ii. ostras nativas Crassostrea rhizophorae (Guilding, 1828) e a
Crassostrea gasar (Adanson, 1757), cultivadas nas regiões Sul, Sudeste e Nordeste; iii. mexilhão Perna perna (Linnaeus, 1758); e iv. vieira Nodipecten nodosus (Linnaeus, 1758), ambas cultivadas nas regiões Sul e Sudeste do país (OSTRENSKY et al., 2008). De acordo com dados estatísticos do IBGE (2016), o cultivo de moluscos está concentrado no estado de Santa Catarina que foi responsável por 97% da produção nacional no ano de 2015, em um total de 20.438 toneladas produzidas em 2015, representados pelos cultivos de mexilhões (12.534,1t), ostras (2.280,46t) e vieiras (37,2t) (SANTOS et al., 2016).
Santa Catarina destaca-se como líder na produção nacional de moluscos bivalves marinhos graças aos esforços do Laboratório de Moluscos Marinhos (LMM) da Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC) em parceria com o órgão extensionista do estado (Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina – EPAGRI/SC) e produtores locais. Desde o início das estatísticas de produção de ostras C. gigas no estado, observou-se um aumento de 43 toneladas no ano de 1991 para 2.932 toneladas de ostras comercializadas no ano de 2013 (SANTOS; COSTA, 2013). Porém na última estatística realizada, observou uma redução de aproximadamente 7% no volume total produzido no estado, com produção de 2.821 toneladas, ocorrida principalmente pela redução do número total de trabalhadores (5,62%) envolvidos diretamente na cadeia produtiva de moluscos em relação a 2015 (SANTOS et al., 2016). Atuaram diretamente na produção um total de 604 maricultores, que estão organizados em 14 associações municipais e 1 estadual, 3 cooperativas e 2 federações, distribuídos em 12 municípios do litoral, compreendidos entre Palhoça e São Francisco do Sul (SANTOS et al., 2016).
ESPÉCIE DE ESTUDO: Crassostrea gigas Classificação taxonômica Filo: Mollusca Classe: Bivalvia Subclasse: Pteriomorphia Ordem: Ostreida Superfamília: Ostreoidea Família: Ostreidae Subfamília: Crassostreinae Gênero: Crassostrea
Espécie: Crassostrea gigas (Thunberg, 1793)
(WORMS, 2018) Distribuição geográfica
Crassostrea gigas é uma espécie nativa do Japão e Sudeste da Ásia (IMAI, 1982; FAO, 2012), porém devido ao grande potencial para o cultivo pelo seu rápido crescimento e ampla tolerância as condições ambientais, foi introduzida em vários países. Na costa Oeste dos EUA foi introduzida na década de 1920, sendo posteriormente introduzida na França em meados da década de 1960 (POLI et al., 2004). Atualmente, já está difundida em mais de 30 países (Figura 2). Além dos países destacados na Figura 2, introduções desta espécie já foram relatadas em: Equador, Belize, Costa Rica, Porto Rico, Ilhas Virgens Americanas, Brasil, Israel, Filipinas, Malásia, Romênia, Ucrânia, Ilhas Seicheles, Fiji, Polinésia Francesa, Guam, Palau, Samoa e Vanuatu (FAO, 2005). No Brasil, foi introduzida na década de 1970 na região Sudeste e na década seguinte na região Sul (MELO et al., 2010), onde atualmente representa importante fonte de renda para pescadores artesanais.
Figura 2: Distribuição geográfica da ostra do Pacífico Crassostrea gigas. Países onde a espécie é considerada nativa estão destacados em verde e países onde a espécie foi introduzida em vermelho. Este mapa não indica ampla distribuição nos países, mas meramente onde a espécie é categorizada como introduzida. Fonte: GISD, 2012.
Habitat e biologia
A ostra do Pacífico C. gigas (Figura 3) é uma espécie que cresce individualmente ou em grandes densidades em rochas ou substratos macios em áreas intermareais ou marinhas rasas de clima temperado ou subtemperado (HUGHES, 2008). Possui uma valva inferior curvada (que se liga ao substrato) e uma valva superior plana com conchas laminadas e bordas estriadas e pelo menos uma mancha de coloração roxa (FAO, 2005; HUGHES, 2008). A concha é alongada com no máximo 400 mm de altura (com média de 150-200 mm) (ROBINSON et al., 2005) e internamente, possui coloração branca com uma mancha muscular de coloração roxa escura (HUGUES, 2008).
Figura 3: Ostra do pacífico Crassostrea gigas. A. Adultos; e B. Sementes produzidas em laboratório. Fonte: imagens originais do autor.
As larvas são planctônicas durante 20–30 dias antes se fixarem a um substrato e se tornarem sésseis (SHATKIN et al., 1998). A salinidade ótima varia entre 20 e 25‰, entretanto esta espécie pode ocorrer em áreas com salinidades abaixo de 10‰ e acima de 35‰, sendo improvável sua reprodução nestas condições (HELM et al., 2004; FAO, 2012). Podem ser encontradas em uma ampla faixa de temperatura, que varia de -1,8 até 35°C (RUESINK et al., 2006; FAO, 2017).
Ciclo de vida
As ostras são hermafroditas sequenciais, sendo a gônada primária bissexual (GALTSOFF, 1964). A maioria dos juvenis alcança a maturidade sexual antes de atingir os 30 mm de altura, aproximadamente 120 dias após a fixação (VÉLEZ, 1976; NASCIMENTO et al., 1980). Geralmente maturam primeiramente como machos, passando em seguida a produzir oócitos, podendo, eventualmente, voltar a produzir espermatozoides (GALTSOFF, 1964; ANDREWS, 1979).
Em ambiente natural, a desova de C. gigas ocorre principalmente no verão. Nesta época é possível observar animais com mais de 50% do corpo coberto por tecido com capacidade reprodutiva, sendo que ostras adultas podem produzir entre 50 e 200 milhões de ovócitos em uma única desova (SHATKIN et al., 1997; FAO, 2017). Os ovócitos fertilizados se dividem rapidamente e 24 horas após a fecundação ocorre a formação de uma larva ciliada trocófora (Figura 4). Após algumas horas, ocorre a formação de uma larva com formato de “D” (POLI et al., 2004) e, subsequentemente, de uma larva véliger umbonada (HELM et al., 2004) (Figura 5).
Após 15 a 21 dias as larvas sofrem modificações morfológicas com a formação de uma mancha ocelar e um pé, sendo então chamadas de larvas pedivéliger ou larva olhada (POLI et al., 2004; HELM et al., 2004). A fase de assentamento em C. gigas se inicia quando as larvas migram do plâncton direcionando-se para o fundo. As larvas, com aproximadamente 240 m, sofrem metamorfose, perdendo os cílios e a movimentação, tornando-se sésseis, iniciando assim a fase bentônica de seu
desenvolvimento (GALTSOFF, 1964; WAKAMATSU, 1973;
GOSLING, 2015; CHRISTO, 2006).
Figura 4: Ciclo de vida da ostra do Pacífico Crassostrea gigas. haf: horas após fertilização; daf: dias após fertilização; maf: meses após fertilização. Adaptado: VOGELER et al., 2016.
Figura 5: Larva véliger umbonada. a. ânus; ab.c. cílios; ant.ad. músculo adutor anterior; b.g. gânglio; d.div. glândula digestiva; e. esôfago; ey. olho; f. pé; f.r. músculos retratores do pé; g. rudimento branquial; h. coração; int. intestino; m. boca; m.c. cavidade do manto; post.ad. músculo adutor posterior; r. reto; r.v. músculos retratores do vélum; st. estomago; stc. estatocisto; v. vélum. Fonte: GALTSOFF, 1964.
Cultivo
As ostras de maior importância econômica pertencem ao gênero Crassostrea, devido ao valor alimentício da “carne” e do uso da concha como matéria prima na fabricação de produtos industriais (e.g., fabricação de blocos de concreto para pavimentos) (DE BRITO; SAIKIA, 2012) e medicinais (e.g., uso do carbonato de cálcio para remédios da osteoporose) (HAMESTER; ROSA; BALZER; BECKER, 2012), além de possuírem alto valor nutritivo devido ao teor de minerais (fósforo, cálcio, ferro e iodo) são ricas em glicogênio, vitaminas (A, B1, B2, C e D) (TACON; METIAN, 2013) e proteínas (WAKAMATSU, 1973). Devido ao rápido crescimento e maturação sexual, Crassostrea gigas vem sendo cultivada em diversas regiões do mundo (MALOUF; BREESE, 1977; AKABOSHI, 1979; FAO, 2016). A produção mundial desta espécie apresentou aumento significativo desde a década de 50 (Figura 6), coincidindo com a sua ampla introdução em outros países e também com a implantação de novas técnicas de cultivo. De acordo com dados do ano de 2014, a produção anual mundial de ostras é de cerca de 4,4 milhões de toneladas, sendo que 14% (616.000 toneladas) é representada pela espécie C. gigas, produzida principalmente na Coreia do Sul, Japão, França, Taiwan e Estados Unidos (FAO, 2010; 2016).
Figura 6: Produção mundial de Crassostrea gigas em toneladas das últimas décadas. Fonte: FAO FishStat, 2014.
O cultivo de ostras pode ser realizado em sistemas de lanternas suspensas (off-bottom), de fundo (bottom) ou em mesas fixas (Figura 7A). Estes sistemas podem ser instalados tanto em regiões entre marés, permitindo que as ostras fiquem expostas ao ar em uma parte do dia, quanto em regiões mais profundas, nas quais os animais permanecem
totalmente imersos em água do cultivo (JOSEPH, 1998; POLI, 2004). Em países como Japão, China, França, Austrália, Canadá e Estados Unidos, são utilizados diferentes tipos de cultivo, desenvolvidos principalmente a partir de técnicas de cultivo na região entre marés (SPENCER, 2002) e cultivos de fundo (QUAYLE; NEWKIRK, 1989). A escolha da metodologia e estratégia de produção é, em geral, feita levando-se em consideração a facilidade de manejo, colheita das ostras e a melhor técnica para diminuir a ação de predadores naturais (SPENCER, 2002).
A obtenção de sementes de C. gigas pode ser realizada por meio de diversas metodologias: i. extração monitorada a partir de estoques naturais; ii. uso de coletores para captação de larvas no ambiente natural; e iii. produção em laboratório. No Brasil, este processo se dá única e exclusivamente pela produção em laboratório e segue quatro etapas: i. seleção dos reprodutores aptos para a desova (i.e., animais maduros); ii. desova; iii. larvicultura; e iv. assentamento (Figura 7B). Ostras aptas para a reprodução são coletadas nos cultivos durante a primavera e transportadas para o laboratório onde são induzidas à desova, que pode ser natural, induzida e/ou por meio da raspagem do tecido reprodutivo com o auxílio de uma lâmina (método conhecido como stripping). Após a fecundação, inicia o desenvolvimento embrionário, quando as células se dividem formando uma larva chamada trocófora. Após aproximadamente 24 horas, ocorre a formação de uma larva com formato “D”, chamada de véliger, período em que se inicia a etapa de larvicultura com duração aproximada entre 15 e 21 dias (Figura 7B).
Sementes de C. gigas permanecem por mais 40 à 90 dias no laboratório até alcançarem o tamanho ideal para iniciar o cultivo intermediário em campo, que pode ser realizado em caixas flutuantes ou lanternas (Figura 7A; B). Esta etapa dura aproximadamente 2-3 meses. Posteriormente, as ostras são transferidas para estruturas definitivas de cultivo (cultivos suspensos, de mesa e/ou de fundo), sendo periodicamente manejadas, até atingirem o tamanho comercial (6 -12 cm) que pode variar entre 7 meses (e.g., Brasil) a 3 anos (e.g., França, EUA) dependendo da região (GOSLING, 2004).
Figura 7: Ciclo de produção de ostras. A. Cultivo em ambiente natural; B. Produção de sementes em laboratório. Adaptado de FAO (2004).
Pesquisas no Brasil
No Brasil, os estudos com a ostra do Pacífico iniciaram-se em 1974, quando o Instituto de Pesquisa da Marinha (IPqM) (Cabo Frio – RJ) importou do Japão um lote de 5.000 sementes para realizar cultivos experimentais. Em Santa Catarina, a introdução deste molusco ocorreu em 1987, com trabalhos desenvolvidos pela Universidade Federal de Santa Catarina (UFSC). Os resultados foram promissores, pois as ostras desta espécie atingiram cerca de 8 cm em 6 meses de cultivo (POLI, 1993). Estes resultados estimularam a implantação do LMM para realizar a reprodução deste molusco no estado. A partir de 1991, ocorreu a implantação de vários cultivos em nível comercial no litoral catarinense, tornando-se uma nova alternativa para os produtores de moluscos marinhos. Desde então, vários estudos têm sido realizados visando o conhecimento sobre as técnicas de cultivo (STREIT et al., 2002; POLI et al., 2004; FERREIRA et al., 2006; TURECK et al., 2016); incidência de parasitoses (SABRY et al., 2005; MACIEL et al., 2010; DA SILVA et al., 2016); qualidade higiênico-sanitária (RAMOS et al., 2010; 2014);
genética (MELO et al., 2015); introdução no ambiente natural (PIE et al., 2006; MELO et al., 2010); toxicologia (BEBIANNO et al., 2017; NOGUEIRA et al., 2017); e rastreabilidade (MATTOS et al., 2014), fortalecendo a produção da espécie no país.
SISTEMAS DE LARVICULTURA DE MOLUSCOS BIVALVES
As técnicas no cultivo de larvas de moluscos bivalves começaram a se desenvolver na década de 60, com os sistemas estáticos de larvicultura (Closed Aquaculture Systems, CAS), utilizados inicialmente para o cultivo de Crassostrea virginica (LOOSANOFF; DAVIS, 1963) e Ostrea edulis (WALNE, 1974), sendo posteriormente difundidos e mundialmente utilizados para diferentes espécies de moluscos que atualmente possui protocolos de produção bem estabelecidos (para revisões, ver CASTAGNA, 1983; UTTING; SPENCER, 1991; ROBERT; GÉRARD, 1999; HELM, 2004; GOSLING, 2015). Larviculturas no sistema estático geralmente são realizadas em tanques com grandes volumes de água (4 à 20 mil litros) (Figura 8A) e utilizam baixa densidade de estocagem inicial de larvas, necessitando de renovações totais da água a cada 24-48 horas (e.g., LOOSANOFF; DAVIS, 1963; BREESE; MALOUF, 1977; IBARRA et al., 1997; ROBERT; GÉRARD, 1999; HELM, 2004; MERINO et al., 2009; LAGOS et al., 2015) (Tabela 2).
Neste sistema, a cada troca de água, é necessário realizar a seleção das larvas por meio do uso de peneiras com diferentes tamanhos de malha, nas quais as larvas permanecem em pequeno volume de água até retornarem ao tanque de larvicultura (Figura 8B). Além do estresse mecânico ocasionado pelas malhas durante a seleção, a larva fica exposta a mudanças na qualidade da água a cada renovação (e.g., temperatura, oxigênio dissolvido, compostos nitrogenados), níveis de patógenos e ao risco da introdução de contaminantes (HELM, 2004; MERINO et al., 2009). Outras desvantagens do sistema estático incluem: utilização de extenso espaço físico pelos tanques de larvicultura; grande volume de água doce e marinha gastos nas trocas de água diárias; alto custo de energia elétrica para aquecimento e captação da água; alimentação inconstante, sendo o alimento fornecido uma única vez ao dia; baixa densidade larval; e grande tempo gasto com mão de obra especializada durante os manejos (SUPAN, 2014) (Tabela 1).
Figura 8: Larvicultura de ostras em sistema estático (Closed Aquaculture System,
CAS). A. Troca da água nos tanques de 20.000 L; B. Bacias com peneiras de
diferentes aberturas de malha utilizadas na seleção larval e balde de 20 L utilizado para o acondicionamento das larvas durante o manejo. Fonte: imagens originais do autor.
A partir dos anos 90, uma nova tecnologia surgiu com introdução dos sistemas de fluxo contínuo aberto (Flow-through Aquaculture Systems, FAS) para o cultivo das espécies Pinctada margaritifera (SOUTHGATE; ITO, 1998) e Pecten maximus (ROBERT; GÉRARD, 1999; ANDERSEN et al., 2000), sendo posteriormente disseminada para outras espécies de moluscos (e.g., vieiras ROBERT; GÉRARD, 1999; ANDERSEN et al., 2000; SARKIS et al., 2006; MAGNESEN et al., 2006; e ostras RICO-VILA et al., 2006; 2008; REINER, 2011; SUNEJA et al., 2014). Neste sistema a água previamente tratada e esterilizada circula continuamente através dos tanques de larvicultura, permitindo elevar as densidades de cultivo, possibilitando a diminuição do volume dos tanques de larvicultura (Figura 9A) reduzindo assim o espaço físico utilizado. Além disso, é possível reduzir a frequência das trocas de água, aprimorando o controle da qualidade da água e, consequentemente, reduzindo mortalidades causadas por infecções bacterianas, além de reduzir a mão de obra (SOUTHGATE; ITO, 1998; ROBERT; GÉRARD, 1999; ANDERSEN et al., 2000; KING, 2004; TORKILDSEN; MAGNESEN, 2004; SARKIS et al., 2006; MAGNESEN et al., 2006) (Tabela 1).
Desde a década passada os sistemas FAS (MAGNESEN et al., 2006) vem se desenvolvendo para intensificar a produção, nos quais as necessidades alimentares podem ser ajustadas com precisão através da alimentação contínua com utilização de bombas peristálticas e o fluxo de água pode ser reproduzido com exatidão, sendo uma alternativa ao sistema estático (KING, 2004). A duração e a taxa de troca de água podem
ser controladas e a água pode fluir através dos tanques de larvicultura de forma contínua ou por um período específico (fluxo parcial) para atingir a taxa desejada de troca de água. Além disso, este método permite a troca da água sem remover as larvas com a utilização de “banjos” para a contenção larval (Figura 9B). Entretanto, os sistemas de fluxo contínuo são do tipo aberto e, como os sistemas estáticos, necessitam grande volume de água. Assim, a qualidade da água marinha deste sistema ainda não é estável, podendo ser afetada pela variação sazonal ao longo do ano e influenciar diretamente o desenvolvimento e sobrevivência larval (TORKILDSEN; MAGNESEN, 2004; MAGNESEN et al., 2006).
Figura 9: Larvicultura de ostras em sistema de fluxo contínuo (Flow-through
Aquaculture System, FAS). A. Tanques de 400 L, com peneira de segurança para
evitar perda de larvas; B. Detalhe interno do tanque de 400 L mostrando o “banjo” para contenção de larvas no seu interior. Fonte: Louisiana Sea Grant Oyster Research Laboratory.
Mais recentemente, iniciaram-se estudos para viabilizar a produção de moluscos bivalves em sistema de recirculação aquícola (Recirculation Aquaculture Systems, RAS) (Figura 10A). Em princípio, os sistemas RAS podem ser adaptados para cultivar a maioria das espécies na aquicultura, como camarões, peixes, moluscos ou abalones (para revisões, ver STEICKE; JEGATHEESAN, 2009; MURRAY et al., 2014). Nos últimos 25 anos, avanços significativos contribuíram para a compreensão da gestão e na concepção dos sistemas RAS, existindo atualmente muitos cultivos que dependem (total ou parcialmente) dos princípios do RAS (MASSER et al., 1999). Os sistemas de recirculação aquícola começaram a ser desenvolvidos para o cultivo de peixes a partir da década de 1960 (e.g., BURROWS; COMBS, 1968; LIAO; MAYO, 1972; 1974; SPEECE, 1973), com o intuito de produzir peixes para a
gestão da pesca nos EUA, difundindo-se entre os anos de 1970-1980 com a produção comercial (TIMMONS et al., 2002).
Neste sistema, a densidade de estocagem também é alta, entretanto o volume de água utilizado é menor, pois, após o uso, a água é filtrada e reaproveitada nos cultivos larvários. Além disso, é possível obter melhor controle da qualidade da água, pois evita-se a introdução de água do abastecimento do laboratório, evitando oscilações na qualidade da água e possibilitando melhoras na sobrevivência e crescimento larval (MAGNESEN; JACOBESEN, 2012) (Tabela 2).
Sistemas RAS têm demonstrando resultados promissores de crescimento e sobrevivência de moluscos (MERINO et al., 2009; CONGROVE, 2010; MAGNESEN; JACOBSEN, 2012; JOAQUIM et al., 2016; QIU et al., 2017) (Tabela 2). Porém, o uso desse sistema na produção de larvas de moluscos bivalves em laboratório ainda é recente e pouco estudado. Pesquisas com resultados promissores foram realizadas com as espécies Argopecten purpuratus (MERINO et al., 2009), C. virginica (CONGROVE, 2010), P. maximus (MAGNESEN; JACOBSEN, 2010), Venerupis corrugata (JOAQUIM et al., 2016), C. gigas (ASMANI et al., 2016; 2017) e C. angulata (QIU et al., 2017).
O sistema RAS é essencialmente um sistema fechado e, portanto, é necessário tratar a água continuamente para remover os resíduos produzidos pelos animais cultivados (ROSENTHAL et al., 1986). O tratamento da água neste sistema pode ser realizado por meio da utilização de skimmer, filtros mecânicos, filtros biológicos e esterilização da água por meio do uso de sistemas de luz ultravioleta (MARTINS et al., 2010; MURRAY et al., 2014). Vários outros componentes são comumente incorporados no RAS de acordo com as exigências das espécies cultivadas: desinfecção por meio de uso de ozônio, enriquecimento de oxigênio, dosagem de alcalinidade, trocador de calor e desnitrificação (para revisões, ver MARTINS et al., 2010; BADIOLA et al., 2012; MURRAY et al., 2014).
Sistemas de recirculação aquícola oferecem várias vantagens, desde a redução do seu consumo (VERDEGEM et al., 2006) até o fornecimento de melhores oportunidades para a gestão de resíduos e reciclagem de nutrientes (PIEDRAHITA, 2003; MARTINS et al., 2010). Estes sistemas podem ser controlados para se obter melhor higiene e controle de doenças (e.g., SUMMERFELT et al., 2009; TAL et al., 2009; MARTINS et al., 2010). A utilização de RAS contribui para uma produção mais estável e confiável, a um custo reduzido quando comparado aos outros sistemas (i.e., CAS e FAS). Esse sistema pode ser utilizado para isolar um cultivo de contaminantes ambientais, para fins de biossegurança
em espécies geneticamente modificadas, em tratamentos de doenças, e/ou para promover uma técnica de cultivo ambiental tolerável, uma vez que permite um controle seguro das águas residuárias (LOSORDO et al., 1998; MASSER et al., 1999). Outras vantagens de RAS incluem: i. isolamento das ostras e/ou larvas de predadores e contaminação por patógenos; ii. provêm um ambiente de crescimento mais controlado (e.g., salinidade, temperatura e nutrientes); iii. reduz o risco de realização de larviculturas com água de má qualidade; iv. permite que o escalonamento da produção seja mais efetivo e controlado; v. possibilita a instalação dos laboratórios de cultivos comerciais próximos ao mercado consumidor, fornecendo um produto mais fresco e seguro e com menores custos de transporte (LOSORDO et al., 1998; MASSER et al., 1999; SCHNEIDER et al., 2010; MAGNESEN; JACOBSEN, 2012; MURRAY et al., 2014) (Tabela 1). Em termos de segurança do produto, o RAS oferece um alto grau de rastreabilidade do produto (SMITH, 1996; JAHNCKE; SCHWARZ, 2000) e um alto controle da poluição biológica (ZOHAR et al., 2005; MARTINS et al., 2010).
Tabela 1: Diferenças entre os sistemas de larvicultura de moluscos marinhos.
CAS: Closed Aquaculture Systems; FAS: Flow-through Aquaculture Systems; e RAS: Recirculation Aquaculture Systems.
A eficiência dos sistemas de recirculação aquícola deve-se ao conhecimento dos componentes de tratamento da água e suas funções dentro do sistema e as características dos organismos cultivados sob diferentes condições. Os processos físicos, químicos e biológicos que determinam a qualidade da água, bem-estar, desempenho e sobrevivência
CAS FAS RAS
Sistema Estático Aberto Fechado
Protocolo Estabelecido Estabelecido A estabelecer Densidade de
estocagem larval Baixa Alta Alta
Qualidade de água Variável Variável Estável
Gasto com água Alta Alta Baixa
Consumo de energia
elétrica Alto Alto Médio
Alimentação Pontual Contínua Contínua
Infecção bacteriana Alta Alta Baixa
Espaço físico Grande Pequeno Pequeno
Manejo Grande Médio Baixo
Mão de obra Pouco
animal são parâmetros essenciais para a manutenção do sistema (MARTINS et al., 2010; BADIOLA et al., 2012). Os componentes do sistema devem ser projetados e integrados visando a redução de custos e mantendo ou melhorando a capacidade de produção em relação aos sistemas tradicionais (LOSORDO et al., 1999).
Um dos grandes problemas atualmente na produção de moluscos no sistema RAS é definir um protocolo biológico adequado para fornecer uma condição satisfatória aos cultivos em termos de: i. temperatura; ii. frequência da alimentação; iii. concentração algácea; iv. manuseio larval; v. densidade de estocagem; vi. fluxo de água. Dentre estes fatores destaca-se a densidade de estocagem e o fluxo da água para que as larvas tenham o melhor desenvolvimento possível. Em trabalhos realizados em sistema de fluxo contínuo, observou-se que diferentes espécies de bivalves possuíam performances diferentes de crescimento quando mantidas na mesma densidade, demonstrando que uma determinada densidade de estocagem para uma espécie de bivalve não é necessariamente aplicável a outra (MAGNESEN et al., 2006; SARKIS et al., 2006; RICO-VILA et al., 2008). De acordo com Liu et al. (2006), o controle da qualidade da água é um dos fatores mais importantes em sistemas com alta densidade de estocagem. Se a qualidade da água for reduzida, pode ocasionar o
aumento dos resíduos metabólicos gerados pelas larvas e
consequentemente proporcionar a redução nas taxas de crescimento e sobrevivência. Assim, o conhecimento do fluxo da água ideal é necessário, já que este parâmetro afeta a capacidade do sistema em suportar uma quantidade maior de larvas, reduzindo os efeitos da densidade e favorecendo o crescimento e a sobrevivência larval (DENG et al., 2013; HELM, 2014; SARKIS et al., 2016).
Em relação ao desenvolvimento de uma nova tecnologia para a produção de larvas de moluscos bivalves (i.e., RAS), é ainda necessário o estabelecimento de um design ideal para viabilizar a implantação em escala comercial que incluam: i. processos de filtração/esterilização da água (e.g., decantadores; filtros mecânicos; skimmer; biofiltros; U.V; ozônio); ii. dimensionamento do sistema (e.g., tanques de cultivo; sistema de aeração/oxigenação; sistema de bombas; tubulações de drenagem e retorno; aquecimento/resfriamento; iluminação; sistema de segurança); iii. operação do sistema (e.g., tratamento em linha; bloco; ou individual dos tanques). Nas recentes publicações em RAS com larvas de moluscos bivalves é possível verificar a existência de diferentes designs (MERINO et al., 2009; CONGROVE, 2010; MAGNESEN; JACOBSEN, 2012; QIU et al., 2015; 2017; ASMANI et al., 2016; 2017; JOAQUIM et al., 2016), com a utilização de diferentes processos de filtração/esterilização da água.
Projetos experimentais desenvolvidos no LMM (dados não publicados), demonstraram que as taxas de nitrogênio amoniacal, nitrito e nitrato não apresentaram sinais analíticos e ficaram abaixo do limite de quantificação
(>0,02 mg L-1) no cultivo em RAS, presumindo-se que a utilização desse
componente traria custos e manutenções adicionais ao sistema. No entanto, uma filtragem mecânica (filtro de disco) e um skimmer demonstraram ser essenciais, pois atuam na remoção de partículas orgânicas em suspensão, proteínas, aminoácidos, gorduras e enzimas, eliminando fatores que podem desencadear o aparecimento de protozoários e bactérias (Figura 10B). Outros problemas relacionados ao design nos cultivos larvais incluem: i. entupimento das telas “banjos” (HELM et al., 2004; RICO-VILLA et al., 2008); ii. perda de larvas por transbordamento dos tanques; iii. utilização da concentração adequada de microalgas; iv. manutenção da qualidade da água; v. determinação de fluxos da aeração adequados para as diferentes fases larvais.
Figura 10: Larvicultura de ostra em sistema de recirculação (Recirculation
Aquaculture System, RAS). A. Tanques de larvicultura de 250 L, com “banjos”
para contenção de larvas; B. Sistema de tratamento da água (Skimmer, U.V. e filtro de disco). Fonte: imagens originais do autor.
Com o incremento da produção de moluscos e a necessidade de tornar os sistemas de cultivos larvais mais eficientes, economicamente viáveis e com menor impacto ambiental, este trabalho visou investigar o uso de sistemas de recirculação aquícola para a produção de larvas de Crassostrea gigas em laboratório. O principal foco deste trabalho foi desenvolver e montar um sistema de recirculação aquícola e avaliar a melhor densidade de estocagem e taxa de renovação de água adequada na produção de larvas de C. gigas visando tornar a produção neste sistema viável.
1.1 OBJETIVOS Objetivo Geral
• Desenvolver e montar um sistema de recirculação de água para produção de larvas de moluscos marinhos em alta densidade de estocagem e determinar a melhor taxa de estocagem e renovação de água para o sistema.
Objetivos Específicos
• Comparar em sistema bifatorial três densidades de cultivo (80,
160 e 320 larvas.mL-1) e três taxas de recirculação de água (5, 10
e 20 vezes.dia-1) para o desenvolvimento larval de Crassostrea
gigas em sistema de recirculação experimental;
• Avaliar diferentes densidades de estocagem em sistema comercial de recirculação de água, verificando a influência sobre o desenvolvimento larval;
• Verificar a qualidade da água no sistema de cultivo de recirculação comercial.
1.2 ESTRUTURA DO TRABALHO
Esta Tese está dividida em três capítulos. O primeiro capítulo é referente à introdução geral e revisão de literatura. Os capítulos II e III são referentes aos artigos científicos e estão formatados de acordo com as normas das revistas para a quais os artigos serão submetidos para publicação. O primeiro capítulo será submetido para a revista Aquaculture Research (Qualis B1) e o segundo para a revista Aquaculture (Qualis A2). Ainda compõem esta tese os itens conclusões gerais, considerações finais e referências bibliográficas da introdução.
2.1 CAPÍTULO I
Efeito da taxa de recirculação da água e densidade larval no cultivo de Crassostrea gigas em sistema de recirculação
Running title: Taxa de recirculação e densidade de estocagem em RAS
Cassio de Oliveira Ramos1*, Francisco Carlos da Silva1, Carlos
Henrique de Araújo de Miranda Gomes1 e Claudio Manoel Rodrigues de
Melo1
1Laboratório de Moluscos Marinhos (LMM), Departamento de Aquicultura, Universidade Federal de Santa Catarina, Beco dos Coroas, 503, 88061-600, Florianópolis, Santa Catarina, Brasil
*Correspondência: ramoscassio@gmail.com
Artigo redigido de acordo com as normas da Revista Aquaculture Research (Qualis B1, Fator de impacto: 1,461).
Resumo
O presente estudo avaliou o efeito da densidade de estocagem larval e da renovação de água na sobrevivência e rendimento larval de Crassostrea gigas em sistema de recirculação (RAS). Diferentes densidades de estocagem inicial de larvas (80, 160 e 320 larvas/mL) e taxas de recirculação da água (8,33; 16,6; e 33,3 mL/min) foram testadas em tanques de 2,4 L em delineamento inteiramente ao acaso em esquema fatorial. Durante o período experimental, os parâmetros físico-químicos da água (°C, PSU, pH, O.D. e condutividade) ficaram estáveis em todos os tratamentos. Nossos resultados demonstram que a produção de larvas de C. gigas é viável nas densidades propostas, entretanto, a taxa de renovação de água exerceu influência sobre a densidade de estocagem de cultivo larval em sistema de recirculação de água. O cultivo de ostras com
densidades de 160 larvas/mLcom taxa de recirculação da água de 33,3
mL/min apresentou melhores taxa de sobrevivência (100%) e rendimento larval (89%), sendo, portanto recomendado com o objetivo de otimizar o cultivo larvário e tornar os laboratórios mais eficientes e economicamente viáveis.
Palavras-chave: aquicultura, ostra do Pacífico, larvicultura, densidade de estocagem, taxa de renovação, qualidade da água.
1. Introdução
A ostra do Pacífico Crassostrea gigas (Thunberg, 1973) é uma das 20 espécies do gênero Crassostrea. Embora seja nativa do Japão e da Coréia, C. gigas é uma espécie robusta que foi introduzida em vários países do mundo, principalmente para fins de aquicultura (Mann, Burreson, & Baker, 1994; Orensanz et al., 2002). Como resultado, C. gigas tornou-se a principal espécie cultivada mundialmente (FAO, 2016), sendo a produção em muitos países diretamente dependente da coleta de juvenis do ambiente natural (Helm, Bourne, & Lavatelli, 2004). Entretanto, a produção de sementes em laboratório se tornou necessária devido à alta variação no recrutamento e/ou falta da captação natural, aliada a crescente demanda de sementes de moluscos de qualidade pelo setor produtivo (Utting & Spencer, 1991; Robert & Gérard, 1999; Spencer, 2008).
Desde o primeiro relato de cultivo larvário in vitro de ostras (Brooks, 1879) até o surgimento de laboratórios modernos de produção, foram mais de cem anos de desenvolvimento (Helm et al., 2004) com um
avanço significativo durante as décadas de 1960 e 1970 com a produção em sistemas estáticos (e.g., Matthiessen & Toneer, 1966; Walne, 1965; 1979; Breese & Malouf, 1975; Dupuy, Windsor, & Sutton, 1977). Posteriormente, ocorreu a popularização da produção de moluscos bivalves em sistemas de fluxo aberto com alta densidade larval como alternativa ao cultivo em sistema estático (e.g., Southgate & Ito, 1998; Andersen, Burnell, & Bergh, 2000; Torkildsen & Magnesen, 2004, King, Janke, Roberts, & Kaspar, 2004; Sarkis, Helm, & Hohn, 2006). A partir da década de 80, estudos visando o uso de sistemas de recirculação aquícola se intensificaram mundialmente para a produção comercial de peixes (Rosenthal, 1980; Verreth & Eding, 1993; Martins et al., 2005). Estes sistemas foram projetados para otimizar a produção, utilizando alta densidade de cultivo e mínimo consumo de água, permitindo maior controle das condições de cultivo (e.g., densidade de cultivo, fluxo da água, alimentação, temperatura, etc.) e melhor gerenciamento de fluxos de resíduos (Badiola, Mendiola, & Bostock, 2012; Ebeling & Timmons, 2012; Murray, Bostock, & Fletcher, 2014).
O uso de sistemas de recirculação aquícola na produção de larvas de moluscos bivalves em laboratório ainda é recente e pouco estudado, com pesquisas em espécies como Venerupis corrugata (Joaquim et al., 2016), Crassostrea virginica (Congrove, 2010; Kuhn, Angier, Barbour, Smith, & Flick, 2013), C. gigas (Asmani et al., 2016, 2017), Crassostrea angulata (Qiu, Liu, Zheng, Zhang, & Qi, 2015; Qiu, Qi, Zheng, & Liu, 2017), Pecten maximus (Magnesen & Jacobsen, 2012) e Argopecten purpuratus (Merino, Uribe, Soria, & Von Brand, 2009). Para que a tecnologia de cultivo de moluscos em sistemas de recirculação seja desenvolvida em escala comercial, uma série de fatores precisam ser melhor investigados para definir um protocolo adequado para fornecer condições satisfatórias aos cultivos em termos de: i. temperatura; ii. frequência da alimentação; iii. Concentração algácea; iv. manuseio larval; v. densidade de estocagem larval; e vi. fluxo de água. Neste sistema a densidade de estocagem é um dos fatores mais importantes a ser considerado (Ibarra, Ramirez, & Garcia, 1997; Liu, Dong, Tang, Zhang, & Xiang, 2006; Deng, Fu, Liang, & Xie, 2013). Ela é altamente dependente da espécie, do tamanho da larva, da qualidade da água, das dimensões do tanque e da dinâmica do fluxo de água (Murray et al., 2014). Quando se excede a densidade ideal de estocagem o crescimento larval diminui devido principalmente aos contatos frequentes entre as larvas, que, além de poder causar danos às larvas, ocasionam alimentação descontínua, já que as larvas se fecham constantemente quando se chocam (Uriarte, Rupp, & Abarca, 2001).
Além da densidade de estocagem, a taxa de recirculação da água também pode afetar diretamente a produtividade final de sementes (Malouf & Breese, 1977; Christophersen, Torkildsen, & van der Meeren, 2006; Sarkis et al., 2006; Deng et al., 2013; Tanyaros, Pattanatong, & Tarangkoon, 2012). A utilização de fluxo contínuo de água a uma velocidade adequada garante que as partículas de alimentos e o oxigênio
sejam distribuídos uniformemente, proporcionando mais estabilidade à
qualidade da água e estimulando a alimentação dos bivalves (Tanyaros et al., 2012). Em larviculturas de moluscos bivalves, a água nos tanques de cultivo é periodicamente substituída a fim de reduzir os compostos produzidos pelas larvas e o acúmulo de matéria orgânica que pode levar a proliferação de bactérias patogênicas (Magnesen & Jacobsen, 2012). Entretanto, a qualidade da água pode sofrer variações ao longo do período de cultivo, aumentando o risco de contaminação e tornando a produção inconsistente (Merino et al., 2009; Congrove, 2010). O uso de sistemas de recirculação aquícola, por sua vez, fornece melhor controle da qualidade da água, já que a entrada de água neste sistema é reduzida, reduzindo assim flutuações em sua qualidade (Martins et al., 2005).
Muitos estudos têm sido realizados considerando o efeito destes dois fatores (i.e., densidade de estocagem larval e taxa de renovação da água) na larvicultura de diversas espécies de moluscos bivalves em sistema estático e/ou de fluxo aberto (e.g., Ruditapes philippinarum, Yan, Zhang & Yang, 2006; Crassostrea virginica, Reiner, 2011; Pinctada maxima, Deng et al., 2013). Entretanto, em sistema de recirculação, estes estudos são raros e analisam unicamente a influência da densidade de estocagem em larvicultura de V. corrugata (Joaquim et al., 2016) e C. gigas (Asmani et al., 2017). Assim, este estudo teve como principal objetivo avaliar o efeito da densidade de estocagem larval e taxas de renovações de água na sobrevivência e rendimento larval de ostras C. gigas cultivadas em sistema de recirculação.
2. Material e métodos
2.1 Sistema Experimental de Recirculação
O sistema de recirculação em aquicultura (RAS) (Figura 11) é constituído de 60 tanques de acrílico cilíndrico-cônico (2,4 L cada), distribuídos em três blocos com 20 tanques cada e entradas de água independentes para cada bloco. Dois reservatórios (1000 L cada) foram utilizados: um para a sedimentação de material particulado existente na água e outro para armazenamento e distribuição da água tratada. Para a
