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Publicado on-line em “www.animal.unb.br” em 13/12/2010
Determinação de Endoparasitas
Determinação de Endoparasitas
Determinação de Endoparasitas
Determinação de Endoparasitas
na Pastagem e nos Animais
na Pastagem e nos Animais
na Pastagem e nos Animais
na Pastagem e nos Animais
Concepta McManus1,4, Helder Louvandini2,4, Viviane Verdolin3, Sonia Torres3, Daiana Brito3, Cristiano Barros de Melo3, Luiza Seixas4
1 Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS), Porto Alegre, RS. 2
Centro de Energia Nuclear na Agricultura (CENA/USP), Piracicaba, SP. 3
Universidade de Brasília (UnB), Brasília, DF. 4
CNPq / INCT / Informação Genético Sanitária da Pecuária Brasileira, Universidade de Brasília (UnB) / Universidade Federal de Minas Gerais (UFMG), Belo Horizonte,
MG. INCT: Informação Genético-Sanitária da Pecuária Brasileira
SÉRIE TÉCNICA:
GENÉTICA
2 Conteúdo
Introdução ... 3
Ciclo Evolutivo dos parasitas ... 6
Determinação de Endoparasitas na Pastagem ... 8
Avaliação de parasitas gastrintestinais nas fezes...14
Contagens de OPG ...15
Exames coproparasitológicos ...15
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (OPG descriminado) ... 16
Cálculo da carga patogênica ou estimativa do número de nematódeos parasitas de ruminantes ... 17
Patogenicidade estimada... 18
3 Introdução
• Principais parasitos gastrintestinais ovinos e bovinos pertencem à superfamília Trichostrongylidae e podem ser denominados como tricostrongilídeos.
o Haemonchus spp.
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o Cooperia spp.
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o Nematodirus spp.
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o Strongyloides
o São responsáveis por prejuízos econômicos na ovinocultura de diversos países tropicais e temperados (Baker, 1996).
o Os diferentes gêneros de tricostrongilídeos podem simultaneamente parasitar um mesmo animal e a prevalência de um ou mais gêneros sobre outros está diretamente relacionada com o clima da região, estação do ano, faixa etária do hospedeiro, sexo, genótipo, status fisiológico, nutrição e com o sistema de criação adotado (McClure, 2000).
• As espécies do gênero Haemonchus spp. e Trichostrongylus spp. são as mais comuns.
• Nas diversas regiões do país pode haver maior prevalência de diferentes espécies (Araújo et al., 1998).
Ciclo Evolutivo dos parasitas
• Cada espécie apresenta peculiaridades em relação ao seu ciclo evolutivo;
• De forma geral o ciclo ocorre do seguinte modo:
o Os parasitas adultos vivem no aparelho digestivo dos animais, onde põem grandes quantidades de ovos que são eliminados para o ambiente com as fezes.
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o Desses ovos eclodem larvas que após um período de desenvolvimento e transformação, tornam-se infectantes, isto é aptas a parasitarem um novo hospedeiro.
o Os ovinos ao pastejarem irão ingerir a vegetação contaminada
pelas larvas infectantes, que retomam o desenvolvimento no aparelho digestivo do ruminante, sofrem mudanças e dão origem a fêmeas e machos adultos, os quais darão seqüência ao ciclo evolutivo do parasita (Amarante, 2007).
• Duas fases distintas na vida do parasita:
o Uma fase de vida que ocorre no hospedeiro e vai desde a ingestão da larva infectante até a formação do parasita adulto, o que leva de 14 a 44 dias pós-infecção, dependendo da espécie.
o Uma fase de vida livre que ocorre na pastagem e vai do ovo até larva infectante. Em condições adequadas de umidade e temperatura, as larvas infectantes se formam em sete dias (Oliveira-Sequeira & Amarante, 2001).
• Os nematódeos da espécie Strongyloides papillosus, parasitas do intestino delgado, apresentam aspectos biológicos distintos dos demais nematódeos.
• Estes helmitos infectam os hospedeiros ao penetrarem ativamente na pele.
• Além disso, são transmitidos da mãe para o recém nascido por via transmamária.
• Com isso, os animais com poucos dias de vida já podem apresentar infecções patentes por S. papillosus.
• Na maioria das vezes as infecções por esses nematódeos são leves e não requerem tratamento com anti-helmítico.
• No caso de Trichuris e Skrjabinema, a forma infectante para o hospedeiro é o ovo larvado ( Amarante, 2007).
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Figura 1. Ciclo de evolutivo de nematóides de ovinos.
Figura 1. Ciclo de vida de nematóides de caprinos e ovinos. (Fonte: EMBRAPA Meio-Norte, Sistemas de produção 1).
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Material usado na coleta do capim
O capim pode ser coletado no pré-pastejo e/ou pós- pastejo.
• Pode-se colher várias amostras no piquete que serão agrupadas em uma:
o utilizando um quadrado de 1,50m2, o cortes ao nível do solo,
o feito em quatro ponto de cada piquete aleatoriamente,
o em seguida colocado em uma lona onde o capim é misturado para ser retirada uma amostra.
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• No Laboratório cada amostra deve colocada dentro de um balde contendo 4 litros de água onde foi adicionado 0,5 ml de detergente neutro (ExtranR MA 02 Neutro – Merck S.A.).
• Permanecendo por quatro horas.
• Após o tempo determinado a amostra deve ser colocada em outra balde contendo a mesma quantidade de água e detergente neutro permanecendo por mais três horas.
• Depois deste processo de lavagem o capim deverá ser retirado da balde para ser colocado em estufa à 60ºC por 72 horas para determinar a matéria seca do capim, o que permitiu calcular o número de L3 por grama de matéria seca (L3/g MS).
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• O conteúdo do primeiro balde foi misturada a do segundo ficando em repouso por um período de 24 horas.
• Após este período retira o sobrenadante com auxilio de um sifão
• O conteúdo restante é transferido para uma proveta de um litro onde permane por mais 24 horas.
• Após esse período é retirado o sobrenadante .
• Conteúdo restante transferido para um cálice cônico, contendo sobre ele uma peneira e dentro da peneira um lenço de papel,
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(SOFTY’S®, lenços duplos de 14,8 x 21,5 cm cada, Melhoramentos Papéis Ltda.).
• Conteúdo colocado de forma que a parte deposita no cálice ficasse em contato com a peneira também contendo parte da amostra, permitindo assim que o transporte das larvas até o fundo do cálice, ficando em repouso por mais 12 horas.
• Ao passar o tempo a peneira é retirada.
• Sobrenadante sifonado, deixando uma pequena quantidade no fundo do cálice.
• Transferida para um tubo cônico graduado com capacidade de 15 ml , e com tampa de rosca, identificado mantido sob refrigeração (4ºC) até o momento de serem analisadas.
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• As L3 extraídas do capim são mortas e coradas com lugol. • Examinadas microscópio óptico, identificada de acordo com
Keith (1953).
Necropsia parasitológica
• Após abate, sistema digestório separado:
o ligaduras duplas nos diferentes segmentos anatômicos (abomaso, duodeno, jejuno, íleo, ceco, cólon e reto;
o conteúdos removidos e as mucosas raspadas.
• Material obtido
o lavado em tamis (0,297mm e tyler 48);
o parte sólida retida, fixada em solução de formol 10% a 80oC.
• Digestão da mucosa abomasal
o metodologia preconizada por WOOD et al. (1995);
o órgão imerso em solução de pepsina 1% e ácido clorídrico 3% a 37oC durante cinco horas;
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o colheita, contagem e identificação genérica dos parasitos presentes em cada órgão efetuadas em microscópio estereoscópio.
o diagnóstico específico realizado por meio de microscopia de luz comum (UENO & GONÇALES, 1998).
Necropsia parasitológica
Avaliação de parasitas gastrintestinais nas fezes
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Coleta de fezes direta no reto do animal. Os procedimentos que envolviam as análises fecais estão de acordo com Ueno e Gonçalves (1994).
Contagens de OPG
As contagens de OPG podem ser realizadas pela Técnica de Gordon e Whitlock, modificada.
• Pesar 2 g (ovinos) ou 4 g (bovinos) de fezes coletadas diretamente do reto do animal;
• Acrescentar 58 mL (ovinos) ou 56 mL (bovinos) de solução hipersaturada de NaCl ás fezes em um recipiente e triturá-las com um bastão;
• Homogeneizar a suspensão fecal, retirar uma pequena quantidade de amostra e preencher as áreas da câmara McMaster.
• Espera-se 1-2 minutos, para realizar a contagem em observação microscópica com ocular de 5x ou 8x e objetiva de 10x, contando os ovos em ambas as áreas.
• O total de ovos encontrados deve ser multiplicado por 100 (ovinos) ou 50 (bovinos) para a obtenção do resultado de OPG (Ueno, 1998).
Exames coproparasitológicos
• Realizada com pool de fezes de todos os animais de mesma espécie do mesmo grupo;
• Técnica de Roberts e O’Sullivan (Ueno, 1998);
• Misturar, manualmente, 20-30 g de fezes frescas (coletadas diretamente do reto do animal) com fezes eqüinas secas e esterilizadas e um pouco de água, de forma que a mistura formasse uma massa úmida;
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• Enchia-se cerca de ¾ da capacidade de um frasco de vidro, de cerca de 150 ml, tampado com uma placa de Petri, deixando uma abertura permitindo a aerização do cultivo;
• Os cultivos devem ser mantidos a temperatura ambiente e umedecidos sempre que havia ressecamento do mesmo, por 7 dias.
Coleta das larvas infectantes:
• Frasco preenchido até a borda com água a 37 ºC, tampava-se o frasco com uma placa de Petri que era invertido bruscamente, deixando sua borda para baixo.
• Coloca mais 5-10 mL na placa de Petri e um pequeno calço colocado abaixo dela para facilitar a retirada da água que continha as larvas, que ocorria cerca de 3 horas após a inversão.
• Após a retirada das larvas com o auxilio de uma pipeta, as larvas devem ser levadas a geladeira por no mínimo 2 a 3 horas antes da realização das leituras.
• As larvas contadas até a centésima unidade, resultado dado em porcentagem.
Correlação entre OPG e larvas infectantes de Strongyloidea (OPG descriminado)
• utilizada para correlacionar a identificação e contagem de larvas cultivadas dos diferentes gêneros da superfamília Strongyloidea com as contagens de OPG de cada um dos gêneros.
• usa, como fator de correção, o numero total de ovos inicialmente obtidos no OPG, utilizando-se a seguinte forma:
Total de OPG de
Strongyloidea x
Percentagem de larvas identificadas por gênero =
OPG de cada gênero
dos ovos de
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Cálculo da carga patogênica ou estimativa do número de nematódeos parasitas de ruminantes
• Estimar o numero aproximado de helmintos adultos em ruminantes, baseado nos resultados de OPG e coprocultura:
1) Cálculo do número de fêmeas
Seguindo a seguinte ovopostura média diária:
Tabela 1. Ovopostura média diária de algumas espécies de nematódeos.
Espécie Quantidade de ovos/dia Haemonchus 5000
Trichostrongylus 200
Cooperia 200
Strongyloides 3000
Oesophagostomum 3000
• Ovinos eliminam cerca de 5% do seu peso vivo em fezes diariamente;
• Bovinos esta quantidade corresponde a 10% do seu peso vivo.
2) Cálculo do número de machos
• Em termos patogênicos corresponde a 70% do número de fêmeas
3) Cálculo do número de parasitas total • Soma do número de machos e fêmeas
Número de
fêmeas =
OPG x quantidade de fezes/dia Postura/fêmeas/dia
18 Patogenicidade estimada
• Considerando que 1 carga patogênica é equivalente a 500 Haemonchus spp. em ovinos e a 1000 em bovinos, os seguintes valores mostram a patogenicidade estimada dos parasitas.
Tabela 2 Patogenicidade estimada entre número de nematódeos adultos nas espécies ovina e bovina.
Espécie Ovinos Bovinos Haemonchus 500 1000 Trichostrongylus 4000 8000 Cooperia 4000 8000 Strongyloides 4000 8000 Oesophagostomum 100 200 Referencias Bibliográficas
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