CENTRO TECNOLÓGICO
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA E ENGENHARIA DE
ALIMENTOS
DESENVOLVIMENTO E CARACTERIZAÇÃO DE FILMES
INDICADORES CONTENDO ANTOCIANINAS DO FRUTO DO
JAMBOLÃO (Syzygium cumini)
Barbara Merz
Florianópolis 2019
BARBARA MERZ
DESENVOLVIMENTO E CARACTERIZAÇÃO DE FILMES INDICADORES CONTENDO ANTOCIANINAS DO FRUTO DO JAMBOLÃO (Syzygium cumini)
Trabalho de Conclusão do Curso de Graduação em Engenharia de Alimentos, Departamento de Engenharia Química e de Alimentos do Centro de tecnologia da Universidade Federal de Santa Catarina como requisito para a obtenção do Título de Bacharel em Engenharia de Alimentos.
Orientador: Prof. Dr. Germán Ayala Valencia
Florianópolis 2019
AGRADECIMENTOS
À minha mãe Vera, meu pai Albert, minhas irmãs Tina e Anna e a minha avó Claudia por sempre me apoiarem nas minhas escolhas, serem essenciais pela formação da pessoa que sou hoje e por serem meu porto seguro. Vocês são meus exemplos.
Aos meus amigos Anelise Stangarlin, Carol Cordeiro, Daniel de Oliveira, Jaine Pelicioli, Gabriela Freitas, Maria Emília Gaicoski e Sabrina Mores que sempre me incentivaram durante esta caminhada, obrigada pelos risos e choros. A faculdade não teria sido a mesma sem vocês.
Aos colegas que estiveram presente durante esta jornada.
Ao meu orientador Prof. Dr. Germán Ayala Valencia, a minha coorientadora do coração Eng.ª Cristiane Capello e a Gabriel Coelho Leandro, muito obrigada pela dedicação e paciência, sem vocês este trabalho não seria possível.
A Dra. Kátia Suzana Andrade por toda ajuda durante o curso de engenharia de alimentos, sem você a vida teria sido muito mais difícil.
À Universidade Federal de Santa Catarina e aos professores do Departamento de Engenharia Química e de Alimentos
A todos os membros do LiEB, principalmente a Denise Moritz, por me acolherem tão bem e por me ensinarem muito.
RESUMO
O jambolão (Syzygium cumini) apesar de ser uma árvore originária da Índia é largamente encontrado no Brasil, de norte ao sul. A fruta do jambolão é muitas vezes desperdiçada devido seu sabor adstringente, porém ela é rica em antocianinas que são compostos solúveis em água, capazes de mudar de cor com alterações no pH. Na atualidade, a indústria de embalagens passa por uma revolução, os consumidores não só procuram mais uma embalagem capaz de proteger os alimentos, mas também capaz de transmitir alguma informação, estas embalagens são as chamadas embalagens inteligentes. Atualmente, estão sendo utilizadas antocianinas para produzir embalagens inteligentes, sendo que, estes compostos são principalmente isolados das cascas de uva e da cebola, porém, há outras fontes de antocianinas ainda pouco estudadas, por exemplo, o jambolão. Em vista disso, o objetivo deste trabalho foi produzir e caracterizar filmes inteligente à base de biopolímeros e antocianinas da casca do jambolão capazes de mudar de cor com alterações do pH. Primeiramente, as antocianinas presentes na casca do jambolão foram extraídas utilizando uma mistura de água – ácido clorídrico (37 wt%) na proporção 100:1 (v/v), a 35 °C e 100 rpm por 60 min. Os filmes à base de quitosana, polivinil álcool e antocianinas foram produzidos pela técnica de casting e analisados para o conhecimento das suas principais propriedades físicas e químicas, tais como: umidade, adsorção de água, espessura, ligações químicas através de espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier, hidrofobicidade da superfície, cor e solubilidade. Os resultados revelaram que a presença de antocianinas não alterou a umidade, adsorção de água, hidrofobicidade da superfície, nem a solubilidade dos filmes. A interação entre as antocianinas e as cadeias poliméricas é mediada por meio de ligações de hidrogênio. Finalmente, os filmes contendo antocianinas se mostraram muito eficientes para mudança de cor em uma ampla faixa de pH (2-13).
Palavras-chave: antocianinas; extração acidificada; embalagem inteligente; indústria de alimentos.
ABSTRACT
The jambolan (Syzygium cumini), despite of being a native tree from India, is widely found in Brazil, from north to south. The jambolan fruit is often discarded due to ist astringent taste, however it is rich in anthocyanins which are water-soluble compounds capable of changing color according to changes in pH. Nowadays, the packaging industry is going through a revolution, consumers are not only looking for a package that is able to protect food, but also capable of transmitting some information, these packages are called smart packages.
Currently, smart packaging is produced through the anthocyanins which are mainly isolated from the peel of grapes and onions, but there are other sources of anthocyanins that have not yet been studied, such as the jambolan fruit. Therefore, the objective of this work was to produce and characterize intelligent films based on biopolymers and anthocyanins from the peel of the jambolan fruit which has the capability of changing color with changes in the pH. At first, the anthocyanins present in the peel of the jambolan fruit were extracted using a mixture of water and hydrochloric acid (37 wt%) in the ratio of 100:1 (v / v), at 35 °C and 100 rpm for 60 minutes. The films constituted of chitosan, polyvinyl alcohol and anthocyanins were produced by the casting technique and further analyzed via Fourier transform infrared spectroscopy, surface hydrophobicity, color and solubility in order to obtain their main physical and chemical properties, such as: moisture, water adsorption, thickness and, chemical bonds. The results revealed that the presence of anthocyanins did not change the moisture, water adsorption, surface hydrophobicity and the film solubility. The interaction between anthocyanins and polymer chains is mediated through hydrogen bonds. Finally, films containing anthocyanins proved to be very efficient in the color change over a wide range of pH (2-13).
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Funções das embalagens ... 15
Figura 2 - diferentes tipos de indicadores tempo-temperatura ... 17
Figura 3 - Estrutura química geral das antocianinas ... 20
Figura 4 - Estrutura química das seis antocianinas mais comuns ... 21
Figura 5 - Alteração da cor das antocianinas conforme o pH varia ... 22
Figura 6 - Árvore do Jambolão ... 23
Figura 7 - Fruto do jambolão ... 23
Figura 8 - Fluxograma das etapas realizadas neste trabalho ... 27
Figura 9 - Jambolão secando após higienização ... 28
Figura 10 - Espectrofotômetro IV ... 33
Figura 11 - Goniômetro de ângulo de contato ... 34
Figura 12 - Espaço de cor CIELab ... 35
Figura 13 - Extrato de jambolão antes de ser filtrado... 40
Figura 14 - Variação de cor do extrato de antocianinas em diferentes pH ... 40
Figura 15 - Variação colorimétrica do extrato de antocianinas com o pH ... 41
Figura 16 - Filmes obtidos: filme controle sem antocianinas (A); filme com 0,1% de antocianina (B); filme com 0,2% de antocianina (C) e filme com 0,3% de antocianina (D). .. 42
Figura 17 - FTIR de filmes formados de quitosana, PVA e antocianina... 45
Figura 18 - Imagem representativa do ângulo de contato entre a gota de água e o filme: filme controle (A); filme com 0,1% de antocianina (B); filme com 0,2% de antocianina (C) e filme com 0,3% de antocianina (D). ... 47
Figura 19 - Análise dos filmes com diferentes concentrações de antocianina no espaço de cor CIELab ... 48
Figura 20 - Mudança de cor nos filmes assim que a gota de solução tampão em diferentes pH era pingada: filme com 0,3% de antocianina (A); filme com 0,2% de antocianina (B) e filme com 0,1% de antocianina (C) ... 50
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Teor de umidade do jambolão in natura ... 37 Tabela 2: Concentração de antocianinas monoméricas totais obtidas para diferentes massas de pó de jambolão e tempos de extração ... 38 Tabela 3: Teor de umidade (TU) nos filmes e umidade adsorvida (UA) após 24 horas de estocagem em dessecadores com umidade relativa controlada. ... 43 Tabela 4: Espessura dos filmes de diferentes concentrações ... 44 Tabela 5: ângulo de contato obtido para filmes de diferentes concentrações de antocianina .. 46 Tabela 6: Parâmetros L*, a*, b* e ∆E dos filmes contendo antocianinas após a deposição de uma gota de solução tampão em diferentes pH ... 49 Tabela 7: Solubilidade dos filmes contendo quitosana, PVA e antocianina. ... 51
LISTA DE QUADROS
Quadro 1: Classificação das embalagens conforme seu material e rigidez ... 14
Quadro 2: Antioxidantes enzimáticos e não enzimáticos ... 19
Quadro 3: Interpretação da diferença total de cor ( ) ... 36
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS AOAC: Association of Official Analytical Chemists;
DNA: Ácido desoxirribonucleico;
FTIR: Espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier; PVA: Poliacetato de vinila;
QR: Quick response;
RFID: Sistemas de identificação por rádio frequência; TU: Teor de umidade;
SUMÁRIO 1. INTRODUÇÃO ... 11 2. OBJETIVOS ... 12 2.1 Objetivo Geral ... 12 2.2 Objetivos Específicos ... 12 3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ... 13 3.1 EMBALAGENS ... 13 3.1.1 Embalagens Inteligentes ... 14 3.1.1.1 Embalagens Indicadoras ... 15
3.1.1.2 Embalagens Portadoras de dados ... 17
3.1.1.3 Embalagens com sensores ... 18
3.2 COMPOSTOS BIOATIVOS ... 18 3.3 ANTOCIANINAS ... 19 3.3.1 Jambolão ... 22 3.4 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO... 25 4 MATERIAIS E MÉTODOS ... 27 4.1 MATÉRIA PRIMA ... 27
4.2 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE DO JAMBOLÃO ... 28
4.3 EXTRAÇÃO ACIDIFICADA DE ANTOCIANINA ... 29
4.4 DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE ANTOCIANINAS MONOMÉRICAS TOTAIS NO EXTRATO ... 29
4.5 ANÁLISE COLORIMÉTRICA VISUAL ... 30
4.6 PRODUÇÃO DE FILMES CONTENDO ANTOCIANINA ... 30
4.7 ANÁLISE DOS FILMES ... 31
4.7.1 Determinação do teor de umidade e da absorção de umidade nos filmes. ... 31
4.7.2 Determinação da espessura ... 32
4.7.3 Espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR)... 32
4.7.5 Análise Colorimétrica ... 34
4.7.6 Solubilidade ... 36
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ... 37
5.1 TEOR DE UMIDADE ... 37
5.2 CONCENTRAÇÃO DE ANTOCIANINAS MONOMÉRICAS TOTAIS NO EXTRATO ... 38
5.3 ANÁLISE COLORIMÉTRICA VISUAL ... 40
5.4 ANÁLISES NOS FILMES ... 41
5.4.1 Teor de umidade e adsorção de umidade. ... 42
5.4.2 Análise da espessura ... 43
5.4.3 Análise da espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) 44 5.4.4 Ângulo de Contato ... 46
5.4.5 Análise Colorimétrica ... 47
5.4.6 Solubilidade ... 51
6 CONCLUSÃO ... 52
7 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ... 53
1. INTRODUÇÃO
As embalagens normalmente encontradas em supermercados são muito boas em exercer suas funções de acondicionar e proteger os alimentos até que cheguem às mãos dos consumidores, porém atualmente os compradores procuram cada vez mais produtos que facilitem a vida, isso inclui as embalagens alimentícias. Sendo assim, a busca por novas tecnologias na área de embalagens está se tornando cada vez maior, como: embalagens que melhorem a qualidade e a segurança dos alimentos, aumentem a vida útil dos produtos, sejam convenientes e ricas em informações (BUTLER et al., 2008).
Um exemplo de embalagem inteligente é aquela que varia visualmente de cor conforme o pH do alimento é alterado (embalagem indicadora). Essas embalagens são convenientes e capazes de evitar o desperdício do alimento ou uma intoxicação alimentar. A variação da cor se da através da imobilização de um corante ou um composto bioativos na embalagem, como as antocianinas, que mudam de cor com a alteração no pH (ZHAI et al., 2017).
Atualmente, a indústria de alimentos utiliza corantes sintéticos por serem mais baratos e estáveis (LOPES et al., 2007). Os corantes sintéticos também podem ser utilizados para a fabricação de embalagens inteligentes, porém a busca por substitutos naturais, como extratos de plantas e frutas cresce cada vez mais.
O jambolão (Syzygium cumini), um fruto rico em antocianinas, pode ser encontrado em todas as regiões brasileiras, porém é pouco consumido por apresentar um gosto não muito agradável e acaba muitas vezes sendo desperdiçado (BARCIA, 2009). A fim de evitar o desperdício e aproveitar os compostos do jambolão diversas pesquisas vêm sendo realizadas (SARAVANAN; PARI, 2008; SANTOS, 2017; CHHIKARA et al., 2018).
Assim sendo, o presente trabalho de conclusão de curso tem como objetivo obter filmes indicadores sensíveis a variação do pH, utilizando as antocianinas do jambolão.
2. OBJETIVOS
2.1 Objetivo Geral
Produzir e caracterizar filmes inteligentes à base de biopolímeros e antocianinas da casca do jambolão (Syzygium cumini) capazes de mudar de cor com alterações do pH.
2.2 Objetivos Específicos
Extrair e caracterizar os extratos da casca do fruto do jambolão ricos em antocianinas;
Desenvolver filmes à base de biopolímeros contendo antocianinas do jambolão; Caracterizar as principais propriedades físicas dos filmes indicadores;
Estudar a sensibilidade dos filmes indicadores em relação a mudanças no pH;
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
3.1 EMBALAGENS
As embalagens, por serem muito versáteis e apresentarem diversas funções, são imprescindíveis na indústria alimentícia. Segundo Pellegrino, da Associação Brasileira de Embalagem, embalagem é o recipiente ou um meio de acondicionamento, designado a cobrir, empacotar, envasar ou proteger tanto matérias primas quanto produtos acabados. Sendo estas classificadas em primárias, secundárias e terciárias. As embalagens apresentam cinco funções principais: proteger, conservar, informar e conveniência.
A embalagem deve proteger o produto de choques durante o seu transporte, evitar o vazamento de produtos líquidos e, além disso, proteger o produto contra fraudes através do uso de lacres (SLATER; MARTINS; PHILIPPI, 2000).
Para garantir a conservação do produto e aumentar sua vida útil, a embalagem deve servir como barreira contra a umidade, luminosidade, gases e microrganismos. Além disso, a embalagem passa por diversos processamentos, como a esterilização e o envase asséptico, esta deve ser capaz de passar por estes processamentos sem que perca suas funções ou que ocorra a migração de compostos da embalagem para o produto (BARÃO, 2011).
Na embalagem encontram-se todas as informações necessárias tanto para os consumidores quanto para os distribuidores. Como tabela nutricional, ingredientes, alergênicos, instruções de armazenamento e uso, identificação e rastreabilidade do produto, data de validade, entre outros. Essas informações permitem um fácil entendimento do produto (BARÃO, 2011).
Já a conveniência de embalagens está diretamente relacionada com o marketing e tem como função chamar a atenção do consumidor e induzir a compra. Entre essas características está a abertura fácil, tampas dosadoras, o possível aquecimento do alimento na sua própria embalagem, entre outras (JORGE, 2013).
As embalagens podem ser classificadas de acordo com o seu material, espessura e função (Quadro 1). Existem cinco tipos diferentes de materiais que são utilizados para a fabricação de embalagens: metal, polímero, vidro, papel e laminados (JORGE, 2013).
Quadro 1 - Classificação das embalagens conforme seu material e rigidez
Fonte: Adaptado de Jorge (2013) 3.1.1 Embalagens inteligentes
O principal objetivo das embalagens é garantir a segurança e a preservação dos alimentos. No entanto, desde o século XIX muitas mudanças vêm ocorrendo no mercado alimentício, como a venda globalizada, e no modo como as pessoas vivem. As pessoas gastam menos tempo comprando produtos frescos e passam menos tempo cozinhando, preferindo produtos convenientes. Para acompanhar essas tendências, é necessário o desenvolvimento de embalagens capazes de prolongar a vida útil do alimento e que tenham algum sistema de monitoramento capaz de garantir a qualidade e a segurança do produto em tempo real (DAINELLI et al., 2008; ARENAS, 2012).
Desse modo, surgiram as embalagens ativas e as embalagens inteligentes. As embalagens ativas interagem com o alimento e seu ambiente e aumentam a vida útil do produto. Isso só é possível, pois tem-se a adição de compostos ativos na embalagem, como antioxidantes, substâncias absorvedoras de oxigênio, etileno e umidade (GHAANI et al., 2016; VEMEIREN et al., 1999).
Embalagens inteligentes são embalagens que possuem sensores ou indicadores capazes de perceber mudanças nas propriedades do alimento, como pH e temperatura, ou mudanças na atmosfera que embala o alimento. Esses sensores são responsáveis por informar a qualidade e a segurança do produto tanto aos consumidores quanto aos produtores (KERRY; O’GRADY; HOGAN, 2006).
Na Figura 1 é possível observar que as embalagens ativas são aquelas que interagem com o alimento com o objetivo de proteção e embalagens inteligentes são aquelas que emitem alguma informação (YAM; TAKHISTOV; MILTZ, 2005).
Figura 1 - Funções das embalagens
Fonte: Yam, Takhistov, Miltz (2005)
Na área de embalagens inteligentes existem três tecnologias principais: as embalagens indicadoras, que visam informar o consumidor sobre a qualidade do alimento; as embalagens que são portadoras de dados ou ―data carriers‖ e possuem etiquetas de identificação que permitem a rastreabilidade do produto; e as embalagens que possuem sensores (KERRY; O’GRADY; HOGAN, 2006).
3.1.1.1 Embalagens indicadoras
As embalagens indicadoras têm como objetivo passar alguma informação aos consumidores por meio de alterações visuais, como mudança de cor. Essas informações normalmente estão ligadas a uma substância, podendo ela se encontrar ou não no alimento. Existem três categorias diferentes de indicadores, os indicadores tempo-temperatura, indicadores de frescura e os indicadores de gás (O’GRADY; KERRY, 2008).
Os indicadores tempo-temperatura (Figura 2), que normalmente são pequenas etiquetas coladas na embalagem, são responsáveis por monitorar qualquer mudança de temperatura no alimento, que pode ocorrer durante o transporte ou mesmo já no
supermercado. Uma variação na temperatura, mesmo que curta, pode acelerar o crescimento de microrganismos e a deterioração do alimento (SOARES et al., 2009). Alguns estudos sobre embalagens indicadoras se apresentam a seguir:
Favetto et al. (1988) desenvolveram um indicador tempo temperatura capaz de informar que a temperatura de 70 °C foi alcançada no centro de um produto cárneo, embalado em embalagens hermeticamente seladas, e que nessa temperatura o vírus da febre aftosa está inativado e o consumo da carne é seguro. Em outro estudo, Vaikousi et al. (2008) desenvolveram um indicador tempo temperatura, que variava de cor conforme o pH reduzia, para detectar a presença de Lactobacillus sakei e assim monitorar a qualidade de alimentos refrigerados.
Os indicadores de frescor são responsáveis por monitorar a frescura de um produto durante o seu transporte e o seu armazenamento. Esses dispositivos informam sobre a qualidade do produto em relação a mudanças químicas ou em relação ao crescimento microbiano. O frescor dos alimentos sofre influência do ambiente em que se encontra e do tempo em que fica armazenamento (SIRO, 2012; GHAANI et al., 2016). Por exemplo, Zhai et al. (2017) desenvolveram filmes que continham antocianinas afim de monitorar a frescura de carpas prateadas em tempo real, a medida que o peixe se deteriorava os filmes mudavam de cor.
Por fim, os indicadores de gás são utilizados dentro das embalagens de alimentos na forma de etiqueta e são responsáveis por monitorar mudanças na atmosfera devido à migração de compostos através da embalagem ou crescimento de microrganismos (YAM et al., 2005). Além disso, são largamente utilizados para verificar a eficácia de embalagens ativas e de atmosfera modificada (GHAANI et al., 2016).
Figura 2 - diferentes tipos de indicadores tempo-temperatura
Fonte: Ghaani et al. (2016)
3.1.1.2 Embalagens portadoras de dados
Os portadores de dados são etiquetas que são fixadas nas embalagens e que permitem a comunicação em toda a cadeia de abastecimento, gerando um contato maior do consumidor com o produto e permite a fácil rastreabilidade do produto caso haja necessidade. Exemplos de portadores de dados são os códigos de barra e os sistemas de identificação por rádio frequência (RFID) (YAM; TAKHISTOV; MILTZ, 2005).
O portador de dados mais conhecido é o código de barra, esse dispositivo chegou ao mercado na década de 1970 e auxiliou no controle de estoque e no controle de saída de produto (MANTHOU; VLACHOPOULO, 2001). Primeiramente foram desenvolvidos os códigos de barra de uma dimensão que possuem uma capacidade de armazenamento bastante limitada, contendo em sua memória somente o número de identificação e o número do item (DROBNIK, 2015). Já os códigos de barra de duas dimensões, como o Quick Response (QR), são capazes de conter informações mais complexas como informações nutricionais e instruções específicas (YAM; TAKHISTOV; MILTZ, 2005).
Outro tipo de portador de dados são os sistemas de identificação por rádio frequência, estes permitem o armazenamento de vários códigos diferentes e conseguem transferir informações aos produtores mesmo a uma longa distância (PLESSKY; REINDL, 2010). Os RFID proporcionam segurança e proteção, já que são capazes de rastrear a origem dos alimentos e melhorar a qualidade da rastreabilidade (KUSWANDI et al., 2011).
3.1.1.3 Embalagens com sensores
Sensores são dispositivos utilizados em embalagens alimentícias que são capazes de detectar produtos químicos, patógenos e toxinas em alimentos. Estes podem ser classificados como químicos ou biológicos (KUSWANDI et al., 2011; GHAANI et al., 2016). Enquanto nos sensores químicos a camada de reconhecimento é formada por um composto químico, nos sensores biológicos a camada de reconhecimento é produzida a partir de materiais biológicos como enzimas, anticorpos, antígenos e ácidos nucleicos (WANG, 2006).
Puligundla, Jung e Ko (2011) estudaram sensores aplicados a embalagens que são capazes de monitorar a concentração de CO2, já que elevados níveis de gás CO2 é o principal indicador de deterioração de alimentos embalados.
Pacquit et al. (2006) desenvolveram um sensor capaz de monitorar a deterioração de carne de peixe embalada através da variação de pH. Quando o peixe começa a se decompor este libera aminas voláteis que reduzem o pH. O sensor desenvolvido é capaz de perceber essa variação e automaticamente a embalagem passa a informação ao consumidor.
3.2 COMPOSTOS BIOATIVOS
Segundo Kitts (1994), compostos bioativos são constituintes extranutricionais que normalmente aparecem em pequena quantidade em frutas e vegetais e que podem apresentar um efeito benéfico para a saúde. As reações oxidativas, essencias para o organismo humano, levam a síntese de radicais livres que atuam na produção de energia e na regulação do crescimento celular. Porém, o excesso de radicais livres no organismo leva a peroxidação dos lipídios de membrana e injúria ao DNA, ou seja, estão associados com algumas doenças como a artrite, doenças cardiovasculares, catarata e tumores (BARREIROS; DAVID; DAVID, 2006). Certos compostos bioativos, que apresentam atividade antioxidante, atuam como protetores aos efeitos prejudiciais causados pelo excesso de radicais livres (PINTO, 2018).
Segundo Bianchi e Antunes (1999), antioxidantes são substâncias responsáveis por inibir ou reduzir danos causados pelo excesso de radicais livres no organismo. Podendo ser classificados em antioxidantes enzimáticos, encontrados no organismo, e em antioxidantes não enzimáticos que são obtidos por meio da alimentação (Quadro 2).
Quadro 2 - Antioxidantes enzimáticos e não enzimáticos
Fonte: Adaptado de Bianchi e Antunes (1999).
Os principais antioxidantes são as vitaminas C e E, os compostos fenólicos, como os carotenóides e os flavonóides. Dentro do grupo dos flavonóides estão presentes as antocianinas que são responsáveis pelas cores vermelhas e roxas em frutas e flores (SILVA et al., 2010).
3.3 ANTOCIANINAS
As antocianinas (do grego, anthos = flor e kianos = azul) são compostos solúveis em água que pertencem a família dos flavonóides e são responsáveis pelas cores vermelho, roxo e azul de frutas, legumes, folhas e raízes (CORTEZ et al., 2017). A coloração das antocianinas é influenciada pelos grupos hidroxila e metoxila na molécula, quanto mais grupos hidroxila a molécula tem a coloração tende ao azul, já o aumento de grupos metoxilas tende a tornar a coloração avermelhada (DELGADO-VARGAS et al., 2000)
Estruturalmente, as antocianinas são derivados glicosilados do sal 2-fenilbenzopirilium, também conhecido como íon flavílium (Figura 3). Devido a sua estrutura,
as antocianinas absorvem luz em torno de 500nm, ocasionando as diferentes cores típicas desses pigmentos (FAVARO et al., 2018).
Figura 3 - Estrutura química geral das antocianinas
Fonte: Khoo et al. (2017)
Atualmente, mais de cem antocianinas são conhecidas, porém seis delas são encontradas em maior abundância e apresentam benefícios na tecnologia de alimentos: a cianidina, normalmente presente na cereja, no jambolão e na uva; delfinidina, pelargonidina, normalmente presente em morangos; malvidina, presente nas uvas e no vinho; petunidina e peonidina, presente na cereja e na jabuticaba. A Figura 4 mostra suas estruturas moleculares (KHOO et al., 2017).
Figura 4 - Estrutura química das seis antocianinas mais comuns
Fonte: Khoo et al. (2017)
Nas indústrias, a utilização de corantes é muito comum, estes concedem aos alimentos um aspecto apetitoso e uniformizam as cores já existentes. Atualmente, as indústrias alimentícias utilizam corantes sintéticos por serem mais baratos e estáveis em diferentes temperaturas e pH do que corantes naturais. Porém, a quantidade de aditivos sintéticos permitidos vem diminuindo cada vez mais (LOPES et al., 2007).
As antocianinas, apesar de serem corantes alimentares ideais e apresentarem benefícios nutricionais a sua falta de estabilidade dificulta o seu uso industrial (SIPAHLI; MOHANLALL; MELLEM, 2017). As antocianinas são influenciadas por fatores como o pH, luz, temperatura, degradação enzimática, estrutura química e presença de oxigênio (MARÇO et al., 2008).
O uso da antocianina na indústria é limitada pela sua sensibilidade ao pH, em pH ácido a antocianina é vermelha e em pH básico a antocianina assume coloração azulada. Além disso, a antocianina degrada rapidamente em temperaturas superiores a 25 °C (LOPES et al., 2007).
Normalmente, a alteração do pH em alimentos, como carne de porco e pescados, indica que este alimento está se deteriorando. A fim de tornar percepção do estado atual do alimento mais fácil, vários estudos têm sido feitos na área de embalagens inteligentes para o
Os frutos do jambolão são levemente arredondados e possuem apenas uma semente que está coberta por uma polpa carnosa e comestível de sabor adstringente, porém doce e agradável ao paladar. Apesar disso, seu sabor não é tão agradável em relação ao sabor de outras mirtáceas encontradas no Brasil, como a jabuticaba e a pitanga (BARCIA, 2009). Os frutos se parecem com azeitonas (Figura 7). Esses são inicialmente brancos, no processo de amadurecimento se tornam vermelhos e por fim pretos (SOARES, 2015).
Figura 6 - Árvore do Jambolão
Fonte: Autora
Figura 7 - Fruto do jambolão
No Brasil a árvore do jambolão frutifica de janeiro a maio. Neste período uma boa parte da safra é desperdiçada, devido a sua alta produção, a curta vida útil in natura, à falta de conhecimento sobre a fruta e o que pode ser feito com ela (BARCIA, 2009).
O fruto, quando maduro, apresenta 88% de umidade, 0,34% de cinzas, 0,30% de lipídios, 0,67% proteínas, 5,91% de acidez, 10,7% de carboidratos totais, 1% de açucares redutores, 0,28% de fibra alimentar e pH de 3,9 (SANTOS, 2017).
Estudos verificaram que o jambolão é amplamente utilizado na medicina popular para o tratamento de doenças como o escorbuto, a diabetes e a diarreia crônica (AQIL et al., 2012). Além disso, a casca, a fruta e a semente, possuem propriedades anti-inflamatórias, anticancerígenas digestivas, diuréticas, antibacterianas e antifúngicas (NASCIMENTO, 2017; SARAVANAN; PARI, 2008).
Saravanan et al. (2008) avaliaram o efeito anti-hiperglicêmico da casca do jambolão em ratos diabéticos e observaram um efeito promissor, a administração oral de chá de casca de jambolão reduziu significativamente os níveis de glicose no sangue e na urina.
Esses efeitos benéficos à saúde estão relacionados à composição química do jambolão rica em compostos bioativos, como os compostos fenólicos, incluindo antocianinas, flavonóis, elagitaninos, proantocianidinas, ácido gálico e elágico (TAVARES et al., 2016).
Nota-se que apesar de todos os benefícios citados acima o jambolão ainda tem sido pouco utilizado na dieta humana e na indústria para a fabricação de produtos com características benéficas a saúde. Porém, os estudos sobre o fruto vêm ganhando cada vez mais força, por exemplo, Santos (2017) avaliou a extração dos compostos bioativos do jambolão a baixas pressões e livre de solventes orgânicos para obtenção de um maior rendimento de extração.
O uso de extratos naturais com altos teores de compostos bioativos é muito vantajoso para as indústrias alimentícias, farmacêutica e cosmética já que estes melhoram a aparência geral e são benéficos a saúde. Portanto, Brito et al. (2017) estudou diferentes técnicas de extração de antocianina e concluiu que etanol a 95% com 1% de HCl (v/v) é a solução mais eficiente para se extrair antocianinas do jambolão e representa uma alternativa mais barata a extração sólido-líquido que utiliza solventes ácidos.
Brito et al. (2017) também avaliou a mudança de coloração dos extratos de antocianina frente a mudança de pH utilizando os parâmetros CIELab e concluiu que os extratos de antocianina são mais estáveis a pH ácidos, de 1,0 a 3,0, onde a cor predominante é a vermelha e o cátion flavílio é a forma predominante das antocianinas. Quando o pH é entre
4 e 6 os extratos de antocianinas se mostraram incolores e quando o pH é acima de 6 os extratos ficam azulados.
Segundo Chhikara et al. (2018) devido as características nutricionais, seus compostos bioativos e seu efeito na saúde o jambolão deve ser pesquisado e estudado intensamente para aumentar a sua utilização em alimentos, nanopartículas e como adsorventes de poluição.
3.4 MÉTODOS DE EXTRAÇÃO
Para se obter uma embalagem inteligente é necessário primeiramente extrair os compostos bioativos que podem ser obtidos de vegetais e plantas. A extração consiste na obtenção de extratos do composto bioativo desejado, existem diversos métodos de extração, sendo o método mais tradicional: extração utilizando solventes orgânicos (ANDREO; JORGE, 2006). Vários fatores interferem na eficiência da extração, como a temperatura, tempo e o pH da extração, além da natureza e concentração do solvente (MORES, 2018).
Assim como a maioria dos compostos bioativos, as antocianinas são compostos polares e hidrossolúveis sendo assim normalmente extraídas utilizando-se solventes polares como: água, etanol, metanol, acetona ou suas misturas aquosas (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009; KAHKONEN; HOPIA; HEINONEN, 2001). Quando a extração é realizada na adição de um ácido têm-se a redução do pH do meio o que torna a extração mais eficiente, pois em pH ácido ocorre o rompimento das membranas celulares dos vegetais ou das frutas facilitando a extração dos compostos. Além disso, outra vantagem da extração em pH ácido é a estabilidade das antocianinas que são mais estáveis em meios ácidos do que básicos (ANDERSEN; MARKHAM, 2005; CHAVES, 2014). Porém, deve-se tomar cuidando ao se realizar extrações onde o solvente é acidificado, segundo Kapasakalidis et al. (2016) as antocianinas degradam em meios fortemente ácidos devido a quebra das ligações glicosídicas.
Todaro et al. (2009) realizaram a extração de antocianinas da casca de berinjela para a obtenção de um corante natural de cor vermelha utilizando diferentes tipos de solventes: soluções de ácido tartárico, málico e solução de etanol acidificado. Com o objetivo de determinar o solvente de maior eficiência estes foram testadas em diferentes concentrações de ácidos, temperaturas e tempos de extração. Segundo Todaro et al. (2009), o ácido tartárico apresentou maior rendimento de extração do que o ácido málico, porém o maior rendimento foi obtido com o etanol acidificado que apresentou um rendimento de extração 30% e 80% superior ao do ácido tartárico e ao do ácido málico, respectivamente.
Spagna et al. (2003) também investigaram o uso de ácido tartárico como solvente de extração de antocianinas no lugar do uso de dióxido de enxofre, que é amplamente utilizado no processo industrial de extração. Concluíram que a extração utilizando ácido tartárico é altamente eficiente, simples e barata e poderia substituir o dióxido de enxofre. Além disso, o ácido tartárico é facilmente removido do extrato obtido, diferente do que acontece quando se usa dióxido de enxofre.
Os métodos de extração convencionais, onde se tem o uso de solventes, são normalmente demorados e originam extratos diluídos que devem ser concentrados. Portanto, surgiu a necessidade do desenvolvimento de técnicas alternativas que sejam mais rápidas e/ou mais eficientes (SILVA et al., 2016). Uma destas técnicas é a extração com fluido supercrítico.
Na extração supercrítica utilizam-se solventes supercríticos, estes são solventes que apresentam baixa viscosidade e alta difusividade, são facilmente separados do soluto, apresentam maior poder de solvência do fluido usado na extração e melhoram o rendimento da extração. (ARAÚJO, 2004). A principal diferença deste método para a extração comum é que se pode controlar a densidade do fluido através de alterações na pressão e na temperatura.
4 MATERIAIS E MÉTODOS
Nesta sessão serão detalhadas as principais etapas realizadas durante o
desenvolvimento deste trabalho. A Figura 8 representa um fluxograma geral dessas etapas. Figura 8 - Fluxograma das etapas realizadas neste trabalho
Fonte: autora (2019). 4.1 MATÉRIA-PRIMA
O jambolão utilizado no presente trabalho foi coletado de árvores localizadas no próprio campus universitário da UFSC situado em Florianópolis no estado de Santa Catarina, no mês de janeiro e fevereiro de 2019.
Imediatamente após a colheita, as frutas foram levadas ao laboratório onde foram lavadas com água corrente a fim de remover possíveis sujidades. Logo após a lavagem, retirou-se o excesso de água com papel toalha e deixou-se a matéria-prima secando por aproximadamente 2 h (Figura 9), para então terem suas sementes removidas. Após secos e descaroçados, os jambolões foram acondicionados em sacos plásticos de polietileno e armazenados a -24 °C para então serem liofilizados.
Figura 9 - Jambolão secando após higienização
Fonte: autora (2019)
Visando obter maior área superficial e assim maximizar a eficiência da extração, as frutas liofilizadas foram moídas em um moinho de facas de aço inox (Moinho Multiuso Tecnal TE-631/2). O pó obtido foi acondicionado em um frasco de plástico e armazenado em uma geladeira doméstica até o preparo do extrato.
4.2 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE DO JAMBOLÃO
Para determinar o teor de umidade do fruto do jambolão in natura, foi utilizado o método gravimétrico descrito pela Association of Official Analytical Chemists (AOAC) de 2000, o qual se baseia na perda de água por meio do aquecimento da amostra.
Inicialmente, os cadinhos utilizados na análise foram secos em uma estufa a 105 °C por 24 h. Após esse período, os cadinhos foram transferidos para um dessecador para serem resfriados até atingirem a temperatura ambiente e então foram pesados. Logo em seguida, 4 g de amostra foram pesados, em duplicata, em uma balança analítica (AS 220/C72, Radwag) e depositados sob os cadinhos, os quais foram levados novamente para a estufa a 105 °C por 24 h, tempo suficiente para que as amostras atingissem a massa constante. Para o cálculo do teor de umidade foi utilizada a Equação 1 representada abaixo
Onde é a massa inicial da amostra e é a massa da amostra após o processo de secagem, em gramas. A determinação do teor de umidade do jambolão liofilizado foi realizada da mesma maneira.
4.3 EXTRAÇÃO ACIDIFICADA DE ANTOCIANINAS
A extração das antocianinas a partir do pó de jambolão liofilizado foi baseada na metodologia de Capello et al. (2019), sendo utilizado como solvente uma mistura de água – ácido clorídrico (37 wt%) na proporção 100:1 (v/v). Para realizar a extração, foram preparados 5 balões de Erlenmeyer com 202 mL de solvente e 1,02 g de pó de jambolão cada, estes foram então colocados em um Shaker (TE-424, Tecnal, São Paulo) a 35 °C e 100 rpm por 80 min, em ausência de luz. Realizou-se também a extração nas mesmas condições, porém com apenas 0,34 g de pó de jambolão por Erlenmeyer. As extrações foram realizadas em duplicata.
Após o fim da extração, o extrato obtido foi filtrado com papel filtro para a remoção do pó de jambolão e assim obter um extrato sem sólidos suspensos. O extrato foi acondicionado em um frasco âmbar e guardado em uma geladeira convencional.
4.4 DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE ANTOCIANINAS MONOMÉRICAS
TOTAIS NO EXTRATO
A concentração de antocianinas monoméricas totais no extrato foi determinada por meio do método de pH diferencial segundo a metodologia de Giusti e Wrolstad (2001).
Segundo Giusti e Wrolstad (2001), o método de pH diferencial é baseado na mudança estrutural do pigmento da antocianina devido a alteração do pH do meio, sendo que em pH 4,5 a antocianina é incolor e em pH 1 a antocianina é colorida. Deste modo, apresenta espectros de absorção consideravelmente diferentes para distintos pH e nos fornece precisamente a concentração total de antocianinas no extrato.
Para utilizar o método de pH diferencial preparou-se dois tubos de ensaio, um com 4,5 mL de cloreto de potássio (KCl) e o outro com 4,5 mL de acetato de sódio ( ). Em cada tubo de ensaio adicionou-se 0,5 mL de extrato e deixou-se em repouso por 15 min para que a diluição entrasse em equilíbrio. Para cada amostra a absorbância foi medida em um espectrofotômetro (U-2900, Hitachi) a 520 nm ( ) e a 699 nm.
A concentração de antocianinas monoméricas totais no extrato foi calculada pela seguinte equação: (2) Onde: : absorbância a 520 nm; : absorbância a 699 nm;
: peso molecular da cianidina-3-glicosídeo, 449,2 g/mol; : fator de diluição;
absortividade molar da cianidina-3-glicosídeo, 26.900 L/mol•cm; caminho ótico, 1 cm;
4.5 ANÁLISE COLORIMÉTRICA VISUAL
Nesta análise avaliou-se visualmente a mudança na cor do extrato de antocianina em diferentes pH (1 ao 13).
Diversos autores como Wrolstad, Giusti e Kalt (2016) e Rodriguez-Amaia (2019) relatam como a estrutura das antocianinas é influenciada pela mudança de pH. Quando ocorre uma mudança na estrutura da antocianina ocorre também uma variação na sua pigmentação. Ou seja, conforme o pH varia a cor da antocianina se altera.
Para realizar esta análise preparou-se 12 tubos de ensaio com uma pequena quantidade de extrato. Com o auxílio de um pHmetro e pipetas de vidro adicionou-se em cada tubo de ensaio hidróxido de sódio (NaOH) 1 M até que a amostra atingisse o pH desejado e se observava a mudança de cor.
4.6 PRODUÇÃO DE FILMES CONTENDO ANTOCIANINAS
Para a produção dos filmes contendo quitosana, polivinil álcool (PVA) e antocianinas seguiu-se duas metodologias, a metodologia de Halász e Csóka (2018) e a metodologia de Pereira, Arruda e Stefani (2015).
A partir da quantificação da concentração de antocianinas no extrato foram preparadas soluções contendo três diferentes concentrações de antocianinas: 0,1%, 0,2% e
0,3% (m/m), com volume final ajustado via adição de água acidificada. A todas as concentrações, adicionou-se 1% (m/v) de quitosana e a solução foi imediatamente posta para agitar em um agitador mecânico (RW20, IKA) por 30 min. Em seguida, a solução extrato/quitosana foi filtrada a vácuo para retirada de impurezas.
Já a solução de PVA foi preparada segundo a metodologia de Pereira, Arruda e Stefani (2015), no qual 1 g de PVA foi adicionada a 100 mL de água destilada a 70 °C sob agitação magnética constante até sua total diluição. Após a diluição completa a solução foi resfriada até atingir a temperatura ambiente.
Para obter a solução formadora de filme, misturou-se a solução de extrato/quitosana com a solução de PVA na seguinte proporção 70:30 (v/v), respectivamente. Por fim, pesou-se 30 g da solução formadora de filme em placas de Petri de plástico, estas foram postas a secar em uma capela a temperatura ambiente por 48 h. Após secos, os filmes foram retirados das placas de Petri sendo armazenados em sacos plásticos e acondicionados em um dessecador por sete dias. Foram preparados também filmes controle, sem antocianina. Todos os filmes foram produzidos em duplicata.
4.7 ANÁLISE DOS FILMES
Após 7 dias de acondicionamento em dessecador, com umidade relativa controlada de 58% (NaBr), os filmes passaram por diversas análises: umidade, adsorção de água, colorimetria, espessura, ângulo de contato, espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR) e solubilidade. Estas análises foram realizadas com o objetivo de caracterizar as principais propriedades físicas e químicas dos filmes indicadores obtidos e estudar a sensibilidade dos filmes em relação a mudanças no pH.
4.7.1 Determinação do teor de umidade e da adsorção de umidade nos filmes
O teor de umidade dos filmes foi determinado através do método gravimétrico descrito pela AOAC de 2000.
Para realizar esta análise, os filmes em suas diferentes concentrações foram cortados ao meio, onde uma metade foi picada em pequenos pedaços e utilizada e a outra metade foi reservada para futuras análises.
Os cadinhos necessários para a análise foram colocados em uma estufa a 105 °C por 24 h para serem aquecidos. Após esse período, os cadinhos foram postos a resfriar em dessecadores contendo sílica gel até atingirem a temperatura ambiente e então foram pesados com o auxílio de uma balança analítica. Os filmes previamente picados foram colocados nos cadinhos já tarados na balança e pesados, obtendo-se assim a massa inicial de cada amostra.
Os cadinhos contendo as amostras foram levados novamente para a estufa a 105 °C por 24 h, tempo suficiente para que as amostras atingissem a massa constante. Por fim, os cadinhos contendo as amostras já secas foram resfriados em dessecadores e pesados novamente e assim obteve-se a massa final de cada amostra. Para o cálculo do teor de umidade foi utilizada a Equação 1.
Para a análise de adsorção de umidade os cadinhos contendo a amostra seca foram acondicionados em um dessecador com 58 % de umidade por 24 h. Após este período os cadinhos contendo a amostra foram novamente pesados. Para o cálculo de adsorção de umidade foi utilizada a Equação 3.
(
) (3)
Onde é a massa inicial seca e é a massa final hidratada obtida após 24 h no dessecador.
4.7.2 Determinação da espessura
A espessura dos filmes foi determinada por meio do uso de um micrômetro eletrônico (Mitutoyo, precisão de três casas decimais). Foram feitas 10 medidas em pontos aleatórios em cada filme e obteve-se a média.
4.7.3 Espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR)
A espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier utiliza um feixe de luz que é formado por diversos comprimentos de onda. Está análise é capaz de identificar a presença de grupos funcionais na amostra e suas ligações químicas.
Para realizar a análise, cortou-se de cada filme um pequeno quadrado de aproximadamente 1 . Os filmes foram então levados para a Central de Análises do
Departamento de Engenharia Química e de Alimentos onde foram analisados no espectrofotômetro (IV Agilent Technologies, Cary 600 Series FTIR Spechtrometer) (Figura 10) com comprimento de onda entre 4000 a 400 .
Figura 10 - Espectrofotômetro IV
Fonte: Central de Análises EQA/UFSC 4.7.4 Análise do ângulo de contato
A análise do ângulo de contato, também chamada de ângulo de umectância, foi realizada por meio do uso de um goniômetro de ângulo de contato modelo Ramé-Hart 250 (Figura 11), equipado com uma câmara fotográfica que por meio de um software (DROPimage Advanced) permite analisar o formato da gota de água e seu ângulo com a superfície analisada.
Primeiramente, os filmes foram cortados em pequenos pedaços quadrados de 1 e colados com fita dupla face em lâminas de vidro. Após o posicionamento da lâmina de vidro no equipamento, gotejou-se uma gota de água de aproximadamente 4 μL na lâmina com o auxílio de uma seringa. Assim que a gota encosta no filme, o software analisa a imagem da gota proveniente da câmera e mede seu ângulo de contato com o filme em função do tempo. Todas as comparações entre os filmes foram realizadas no tempo de 5 s após a gota de água ter encostado na superfície de cada filme.
Esta análise é realizada com o objetivo de se determinar qual a influência da antocianina na superfície do filme, se está torna o filme mais hidrofóbico ou hidrofílico.
Figura 11 - Goniômetro de ângulo de contato
Fonte: autora (2019) 4.7.5 Análise Colorimétrica
A variação da cor em determinados pH nem sempre é perceptível a olho nu. Para obter resultados precisos que expressem corretamente a cor de cada filme obtido e em diferentes pH faz-se a análise colorimétrica dos filmes no espaço de cor CIELab conforme a metodologia de Cárdenas-Pérez et al. (2017).
Para tirar as fotos dos filmes em diferentes pH pingou-se em cada filme duas gotas de soluções tampão variando de pH 1 até pH 13. As fotos foram tiradas com uma máquina fotográfica profissional (Nikon D5500) em uma caixa de luz com fundo preto e lâmpada fluorescente branca.
As imagens obtidas foram tratadas utilizando o programa ImageJ e o plugin conversor de espaço de cor que converte os pixels da imagem RGB em coordenadas L*, a* e b*. Onde L* representa a luminosidade, a* as cores vermelho e verde e b* as cores amarelo e azul conforme representada na Figura 12.
Figura 12 - Espaço de cor CIELab
Fonte: Konika Minolta
A diferença de cor no filme de acordo com o pH foi calculada através da Equação 4 descrita por Arzate-Vázquez et al. (2011).
√ (4) Onde: diferença de cor; : dado por : dado por ; : dado por ;
foram obtidos através da leitura da imagem de uma placa de Petri transparente e vazia.
De acordo com Mokrzycki e Tatol (2012) o valor de é interpretado conforme mostrado no quadro abaixo (Quadro 3).
Quadro 3 - Interpretação da diferença total de cor ( )
Fonte: adaptado de Mokrzycki e Tatol (2012). 4.7.6 Solubilidade
Para a realização da análise de solubilidade adaptou-se a metodologia descrita por Halász e Csóka (2018). Primeiramente realizou-se o preparo das amostras, no qual os filmes de diferentes concentrações e o controle foram cortados em pequenos círculos e pesados com auxílio de uma balança analítica. Como a umidade de cada filme era conhecida, foi possível calcular a massa em base seca.
As amostras foram submersas em 50 mL de água destilada e colocadas no shaker à 25 °C e 100 rpm por 24 h. Após este tempo, as amostras foram postas a secar em uma estufa a 105 °C e em seguida pesadas. A solubilidade de cada amostra foi calculada usando a Equação 5 apresentada abaixo.
(
) (5)
Onde é a massa inicial da amostra em base seca e é a massa da amostra após o processo de secagem, em gramas.
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO 5.1 TEOR DE UMIDADE
Na Tabela 1 são apresentados os teores de umidade médio ± desvio padrão obtidos para a fruta de jambolão in natura (Syzygium cumini) e para o jambolão após o processo de liofilização e moagem.
Tabela 1 - Teor de umidade do jambolão in natura
Amostra Teor de Umidade (%)
Jambolão in natura Jambolão liofilizado e em pó
87,73 1,34 17,40 0,85 Fonte: autora (2019)
A liofilização é um processo de secagem que envolve o congelamento, a desidratação e a dessorção da amostra por meio do uso de baixas temperaturas e pressões. Por se tratar de um método de secagem, que tem como objetivo retirar a água da amostra sem afetar sua estrutura, era esperado que a amostra liofilizada apresentasse teor de umidade menor que a amostra in natura (TATTINI Jr; PARRA; MORAES PITOMBO, 2006). Observando a Tabela 1, é possível notar a grande diferença no teor de umidade entre o produto in natura, que possuí toda a água presente no fruto, e o produto liofilizado, que teve sua água retirada pelo processo de secagem.
Outros autores obtiveram resultados bastante parecidos para o jambolão in natura. Lago, Gomes e Silva (2006) obtiveram uma umidade de 87,75 % 0,52 enquanto Barcia (2009) obteve resultados próximos a 82 %. Já Santos (2017), obteve uma umidade de 79 % 0,6. Segundo Barcia (2009) o teor de umidade do jambolão varia entre 74 a 94 %. Sendo assim, o valor encontrado esta dentro do esperado.
Outras frutas ricas em antocianinas apresentam teor de umidade próximo ao teor de umidade do jambolão. Segundo Hirsch et al. (2012) o teor de umidade da amora preta varia entre 84,8 e 90,3 % e segundo Lima et al. (2008) a umidade da jabuticaba varia entre 70,43 e 84,95 %.
Usualmente, a grande quantidade de água presente na amostra interfere na eficiência da extração, pois a água da própria amostra compete com o soluto na presença de um solvente
(PEREIRA; MEIRELES, 2010). Por este motivo, a amostra de jambolão foi liofilizada antes de a extração ser realizada.
5.2 CONCENTRAÇÃO DE ANTOCIANINAS MONOMÉRICAS TOTAIS NO
EXTRATO
Ao realizar a extração da antocianina para a obtenção de 202 mL de extrato, foram utilizadas duas diferentes quantidades de massa de jambolão liofilizado: 0,34 g de pó e outra opção mais concentrada, com o triplo do valor, contendo 1,02 g.
Durante a extração, alíquotas do extrato foram coletadas em 30, 60 e 80 minutos de experimento. As concentrações de antocianinas monoméricas totais de cada alíquota foram determinadas por meio do método de pH diferencial. Os resultados obtidos estão apresentados na Tabela 2.
Tabela 2 - Concentração de antocianinas monoméricas totais obtidas para diferentes massas de pó de jambolão e tempos de extração
Massa de jambolão liofilizado (g)
Tempo (min) Concentração de antocianinas monoméricas totais (mg/L) Concentração de antocianinas monoméricas totais (mg/100 g de jambolão liofilizado) 30 16,78 1,30 1006,95 77,93 0,34 60 17,7 1,65 1062,05 99,20 80 21,04 4,02 1262,44 240,88 30 41,75 2,60 2504,84 155,87 1,02 60 48,76 0,47 2925,65 28,33 80 46,59 3,17 2795,39 189,84 Fonte: autora (2019)
Analisando a Tabela 2 percebe-se que o aumento da massa de jambolão liofilizado utilizado nas extrações levou ao aumento da concentração de antocianinas monoméricas totais presentes no extrato. Este resultado era esperado, já que a quantidade de soluto foi aumentada
e assim aumentou-se a disponibilidade da antocianina, isso pode ser considerado correto até que se atinja a saturação.
Além disso, considerando o desvio padrão, é possível perceber que a extração em 60 minutos foi levemente melhor do que extração em 80 min. A diminuição da eficiência de extração aos 80 min pode estar associada à degradação da antocianina devido à temperatura utilizada, mesmo que esta não foi alta ela é acima da temperatura ambiente e a antocianina é muito sensível. Segundo Todaro et al. (2009) após 80 min de extração a concentração de antocianinas monoméricas totais presentes no extrato varia muito pouco, sendo 60 a 80 min o tempo ideal de extração.
Brito et al. (2017) realizaram a extração de antocianina utilizando etanol 95% e HCl (99:1, v/v) e obtiveram um resultado de 1132,8 mg/100 g. Araújo (2014) utilizou apenas água destilada para extrair a antocianina do jambolão liofilizado e obteve 673,4 29,1 mg de antocianina por 100 g de pó de jambolão. Bezerra (2015) também extraiu apenas com água destilada e obteve 575 mg/100 g. Já Wu et al. (2006) realizaram a extração da antocianina da casca da berinjela in natura utilizando metanol, água e ácido acético (85:15:0,5, v/v) como solvente e obtiveram 85,7 mg de antocianina em 100 g de casca.
Analisando artigos que utilizam jambolão e outras frutas in natura para realizar a extração, fica evidente a maior eficiência da extração quando o fruto é utilizado liofilizado. Isto se da, pois no pó obtido da liofilização os compostos bioativos se encontram mais concentrados do que na fruta in natura devido à retirada da água (ARAÚJO, 2014).
Guimarães et al. (1986) verificaram que a extração de antocianina com água acidificada é mais eficiente do que a extração realizada com compostos alcóolicos. Além disso, a extração com água acidificada é livre de substâncias tóxicas que podem ser transferidas ao alimento, sendo assim mais seguro.
Após analisar os resultados foi decidido continuar os trabalhos utilizando 1,02 g de jambolão liofilizado para a produção de extrato, pois assim um volume menor de extrato é necessário para a produção de filmes de 0,1, 0,2 e 0,3 % de concentração de antocianinas.
A Figura 13 representa o extrato obtido antes de ser filtrado, sendo observado que apresenta coloração vermelha, coloração típica da antocianina em baixos pH (1-2), no qual a antocianina se encontra em sua forma estrutural de cátion flavilium, forma rica em grupos metoxilas que são responsáveis pela coloração avermelhada. É possível notar também o pó de jambolão suspenso na solução.
Figura 13 - Extrato de jambolão antes de ser filtrado
Fonte: autora (2019) 5.3 ANÁLISE COLORIMÉTRICA VISUAL
O resultado obtido para a variação de cor do extrato em diferentes pH (1 a 13) está apresentado abaixo na Figura 14.
Figura 14 - Variação de cor do extrato de antocianinas em diferentes pH
Fonte: autora (2019)
A coloração das antocianinas é influenciada pelos grupos hidroxila e metoxila na molécula, quanto mais grupos hidroxila a molécula tem a coloração tende ao azul, já o aumento de grupos metoxilas tende a tornar a coloração avermelhada (DELGADO-VARGAS et al., 2000). Ou seja, com o aumento do pH a antocianina muda sua estrutura e tem-se um
Figura 16 - Filmes obtidos: filme controle sem antocianinas (A); filme com 0,1% de antocianina (B); filme com 0,2% de antocianina (C) e filme com 0,3% de antocianina (D).
Fonte: autora (2019)
5.4.1 Teor de umidade e adsorção de umidade.
Na Tabela 3 são apresentados os teores de umidade médio ± desvio padrões obtidos para os filmes de diferentes concentrações, controle, 0,1 %, 0,2 % e 0,3 %.
Tabela 3 - Teor de umidade (TU) nos filmes e umidade adsorvida (UA) após 24 h de estocagem em dessecadores com umidade relativa controlada.
Concentração de antocianina TU (%) UA (%) Controle (0 %) 20,55 1,39 22,87 0,13 0,1 % 20,27 2,08 21,68 1,65 0,2 % 21,45 0,68 22,73 0,76 0,3 % 23,31 0,41 21,53 1,42 Fonte: autora (2019)
Analisando os resultados obtidos, é possível concluir que a umidade (TU) não variou. Ou seja, a presença de antocianinas nos filmes não alterou a higroscopicidade dos filmes à base de quitosana e PVA.
Yoshida et al. (2014) produziram filmes utilizando quitosana e antocianinas extraídas da uva. Para estes filmes, Yoshida et al. (2014) também observaram que a adição de antocianinas nos filmes de quitosana não alterou o teor de umidade nos mesmos.
Em relação à umidade adsorvida (UA) após 24 h de estocagem em dessecadores com umidade relativa controlada, observou-se que os valores de UA foram bem próximos dos valores de TU, previamente determinados para cada filme. Este resultado permite sugerir que durante a secagem dos filmes, não houve modificação da estrutura dos mesmos, isto é, alterações nas interações entre as cadeias poliméricas e as antocianinas, sendo assim, os filmes adsorveram a mesma quantidade de água quando exposto na umidade relativa de 58%. Uranga et al. (2019) também chegaram na mesma conclusão para filmes produzidos a partir de quitosana e ácido cítrico.
5.4.2 Análise da espessura
A espessura dos filmes de diferentes concentrações de antocianinas (controle, 0,1 %, 0,2 % e 0,3 %) está apresentada na Tabela 4.
Tabela 4 - Espessura dos filmes de diferentes concentrações
Concentração de antocianina no filme Espessura ( )
Controle (0 %) 39,40 9,50
0,1 % 49,50 12,30
0,2 % 43,30 12,50
0,3 % 53,20 10,90
Fonte: autora (2019)
Analisando os resultados obtidos para o controle e para os filmes que possuem antocianina, pode se observar que a antocianina praticamente não altera a espessura dos filmes. O grande desvio padrão encontrado nas medidas pode estar associado ao fato de que a placa de Petri quando é posta a secar não fica totalmente reta, gerando uma diferença de espessura.
O resultado de espessura obtido está de acordo com o resultado descrito por Andretta et al. (2019), que realizaram um estudo onde avaliaram a espessura de filmes produzidos a partir de amido de mandioca e resíduo do mirtilo (rico em antocianina) e também não obtiveram diferença significativa na espessura entre os filmes controle e os adicionados de pigmento.
Mujtaba et al. (2018) avaliou a adição de diferentes compostos, como óleos essenciais, em filmes a base de quitosana e concluiu que a espessura se manteve a mesma para todos os tipos de compostos, em torno de 52 a 71 .
5.4.3 Análise da espectroscopia no infravermelho com transformada de Fourier (FTIR)
A Figura 17 mostra o espectro obtido para os filmes compostos por quitosana, PVA e antocianina em diferentes concentrações.
Figura 17 - FTIR de filmes formados de quitosana, PVA e antocianina.
Fonte: autora (2019)
Analisando os espectros acima, pode-se observar cinco bandas caraterísticas em todos os filmes: uma banda de absorção localizada entre 3000 a 3700 que representa o alongamento da ligação O-H nos filmes (HALÁSZ; CSÓKA, 2018; PERREIRA; ARRUDA; STEFANI, 2015). A banda em 2900 representa a elongação de grupos C-H (VALENCIA, 2017). A banda em 1740 , típica do alongamento dos grupos carbonila (C=O) presentes na quitosana, no PVA e na antocianina (HALÁSZ; CSÓKA, 2018; HE et al. 2007). Outras bandas observadas em 1450 e 1026 estão relacionadas com o alongamento da ligação C=C e C-O-C, respectivamente (Pereira; Arruda; Stefani, 2015; SWER et al. 2018). Não foi observado alterações nos espectros FTIR dos filmes à base de quitosana e PVA com a adição de antocianinas, este resultado permite sugerir que a interação entre as antocianinas e as cadeias poliméricas acontece por meio de ligações de hidrogênio, que não podem ser observadas neste tipo de análise.
5.4.4 Ângulo de Contato
O ângulo de contato formado entre a gota de água e a superfície de cada filme de diferente concentração de antocianina está apresentado na Tabela 5.
Tabela 5 - ângulo de contato obtido para filmes de diferentes concentrações de antocianina Concentração de antocianina no filme Ângulo de contato
Controle (0 %) 110,93 0,61
0,1 % 119,28 2,86
0,2 % 126,30 0,28
0,3 % 115,23 3,67
Fonte: autora (2019)
Observando a Tabela 5 percebe-se um aumento do ângulo de contato com a adição de antocianinas no filme, ou seja, pode-se concluir que a antocianina tende a tornar o filme um pouco mais hidrofóbico. Além disso, é possível afirmar que os resultados obtidos não apresentem importância tecnológica, já que o aumento do ângulo de contato devido à adição de antocianinas foi baixo.
Segundo Wei et al. (2018) o aumento do ângulo de contato ocorre pois, a antocianina interage com os outros compostos presentes no filme, como a quitosana e o PVA.
Segundo Vogler (1998), as superfícies de um filme são consideradas hidrofóbicas quando apresentam ângulos de contato maiores que 65°. Portanto, é possível classificar os filmes obtidos no presente trabalho como superfícies hidrofóbicas. A Figura 19 abaixo representa a gota de água sobre o filme obtida.
Figura 18 - Imagem representativa do ângulo de contato entre a gota de água e o filme: filme controle (A); filme com 0,1% de antocianina (B); filme com 0,2% de antocianina (C) e filme com 0,3% de antocianina (D).
Fonte: autora (2019)
5.4.5 Análise Colorimétrica
A Figura 19 mostra os resultados obtidos para a análise colorimétrica dos filmes com concentração de antocianina, 0 %, 0,1 %, 0,2 % e 0,3 % no espaço de cor CIELab (L*, a* e b*). Onde L* representa a luminosidade, a* as cores vermelho e verde e b* as cores amarelo e azul.
A Tabela 6 abaixo representa a variação dos parâmetros L*, a*, b* após a deposição de uma gota de solução tampão de pH 2 a 13 sobre a superfície de cada filme contendo antocianinas.
Tabela 6 - Parâmetros L*, a*, b* e ∆E dos filmes contendo antocianinas após a deposição de uma gota de solução tampão em diferentes pH
Fonte: autora (2019)
Figura 20 - Mudança de cor nos filmes assim que a gota de solução tampão em diferentes pH era pingada: filme com 0,3% de antocianina (A); filme com 0,2% de antocianina (B) e filme com 0,1% de antocianina (C)
Fonte: autora (2019)
Observando a Tabela 6 acima, a Figura 20 e recorrendo ao espaço de cor CIELab (Figura 12) é possível observar que no pH 2 o filme é rosado, no pH 3 a 6 o filme tende a ser incolor, no pH 7 arroxeado, no pH 8 a 11 ele tende ao verde/azul e no pH 13 ao amarelo. Essa diferença é vista em todos os filmes de diferentes concentrações, porém a diferença de cor é mais visível no filme com maior concentração de extrato. Além disso, é possível notar a diferença significativa obtida entre os valores de L*, a*, b* dos filmes de concentração 0,1 % e 0,2 % em relação ao filme de concentração 0,3 %. Quanto maior a concentração de antocianina mais visível à diferença se torna.
Apenas três resultados apresentaram um valor de (Quadro 3) menor que 5: pH 3, pH 4 e pH 6 no filme de concentração 0,2 %, isto significa que estes 3 apresentam uma diferença de cor nítida porém não tão clara. Já todos os outros resultados obtidos apresentaram um maior que 5, ou seja, a diferença de cor é claramente visível.
Luchese et al. (2017) observaram uma coloração avermelhada em pH ácido e azulada em pH básico, além disso observaram que a medida que o pH aumenta a* tende a diminuir. Os mesmos resultados podem ser observados neste trabalho.
5.4.6 Solubilidade
A capacidade de embalagens se manterem estáveis na presença de água define para quais alimentos a embalagem é apropriada. Caso a embalagem seja solúvel, a mesma não dever ser utilizada para alimentos líquidos ou úmidos.
A Tabela 7 abaixo representa a solubilidade dos filmes em água destilada. Tabela 7 - Solubilidade dos filmes formados por quitosana, PVA e antocianinas
Concentração de antocianina no filme Solubilidade (%)
Controle (0 %) 85,64 9,91
0,1 % 80,08 0,09
0,2 % 80,60 0,53
0,3 % 77,83 5,31
Fonte: autora (2019)
Observando a tabela acima é possível notar que os filmes obtidos são altamente solúveis em água, a alta solubilidade está relacionada aos produtos utilizados para a formação do filme (quitosana, antocianinas e PVA). Além disso, é possível notar que a adição das antocianinas tende a diminuir a solubilidade dos filmes, pois o filme se torna mais hidrofóbico, como foi observado na análise do ângulo de contato. Contudo, esta pequena mudança não apresenta importância do ponto de vista tecnológico.
Devido sua alta solubilidade os filmes são quase 100 % biodegradáveis, o que é ótimo para o meio ambiente e para a indústria atual de embalagens.
