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Transmissão Sináptica
Objetivos
Discutir o modelo de Hodgkin-Huxley. Apresentar as bases moleculares para o entendimento da transmissão sináptica. Discutiremos, também, a ação dos anestésicos locais e a produção de potenciais elétricos por eletrócitos.
Materiais
1. Programa HHSim; 2. Coordenadas atômicas; 3. Computador iMac. Modelo de Hodgkin-Huxley
A figura 1 traz o circuito equivalente à membrana durante o potencial de ação, proposto no modelo de Hodgkin-Huxley (Hodgkin & Huxley, 1952). No circuito temos a presença de 3 fontes de potencial, nominalmente ENa, EK e EL, relativas ao Sódio, Potássio e vazamento (leak), respectivamente. Tais potenciais podem ser determinados a partir da equação de Nernst, vista anteriormente. Assim, temos as seguintes equações para as correntes que formam a corrente iônica,
INa = gNa (V - ENa ) , Ik = gk (V - Ek ) e Il = gL (V - EL )
onde V é o potencial da membrana.
Veja no circuito da figura 1, que as condutâncias do Sódio (gNa) e do Potássio (gK) são variáveis e a condutância de vazamento é constante.
Figura 1. Circuito elétrico equivalente a membrana celular, segundo o modelo de Hodgkin-Huxley.
2 Procedimento
Simularemos o potencial de ação. Clique no ícone do HHsim. Clique no clear na tela gráfica. Clique na janela amarela (primeira à esquerda) na opção g_Na e na janela verde na opção g_K, deixe a janela azul na opção blank. As opções g_Na e g_K indicam as condutâncias ao Na e K, respectivamente. As condutâncias são medidas em Siemens (S), e representam o inverso da resistência elétrica. No programa temos as condutâncias em pS (picoSiemens, 10-12 S). Clique em Stim1.
Identifique as fases do potencial de ação, a partir da linha vermelha do gráfico. Use o modelo de Hodgkin-Huxley, descrito na figura 1, e identifique o comportamento das condutâncias, durante o potencial de ação.
Receptor de Acetilcolina
Os neurônios são capazes de enviar mensagens para células pós-sinápticas de forma relativamente rápida, da ordem de milisegundos (ms). Neurônios pré-sinápticos apresentam vesículas com neurotransmissores, que liberam seu conteúdo na fenda sináptica. Os neurotransmissores liberados sofrem rápida difusão, ligando-se a receptores específicos na célula pós-sináptica. A ligação do neurotransmissor ao receptor na célula pós-sináptica promove sua abertura, permitindo a entrada de íons na célula pós-sináptica, conforme ilustrado na figura 2. Os receptores abrem em um tempo de milisegundos, após a liberação do neurotransmissor na fenda sináptica e fecham-se de forma rápida também, após a queda da concentração de neurotransmissor na fenda.
Figura 2. Diagrama esquemático da sinapse química. Modificado a partir da figura disponível em: <http://www.sciencephoto.com/media/415719/enlarge >. Acesso em 15 de
abril de 2015.
Um dos neurotransmissores mais estudados é a acetilcolina, que está envolvida em sinapses do sistema nervoso central e em junções neuromusculares. Receptores de acetilcolina são encontrados em fibras musculares e em neurônios do sistema nervoso central. A estrutura do receptor de acetilcolina tem o formato típico de canais iônicos, como mostrado na figura 3. O receptor de acetilcolina é uma proteína transmembranar composta por 5 cadeias polipeptídicas (pentâmero), sendo duas cadeias alfa, uma beta, gama e delta.
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Figura 3. Receptor de acetilcolina, vista lateral e vista superior. Disponível em: <
http://www.rcsb.org/pdb/101/motm.do?momID=71 >. Acesso em 21 set. 2014.
Na figura 3 vemos em vermelho o neurotransmissor ligado às duas unidades do receptor (cadeias alfa). A ligação da acetilcolina promove mudanças leves na estrutura do receptor, o que leva à formação de um canal no centro. Tal canal possibilita o influxo de íons positivos. No caso da fibra muscular, o influxo de íons de sódio leva à contração muscular. Quando relaxadas as fibras musculares estão constantemente bombeando sódio para o meio extracelular, o que cria uma reserva de sódio. A abertura do canal leva à mudança abrupta do potencial de membrana da fibra muscular, o que causa a contração do músculo.
A estrutura cristalográfica do receptor de acetilcolina está disponível na base de dados PDB (código de acesso: 2BG9). Tal estrutura é um interessante tópico de estudo. Esse receptor pertence à raia elétrica (Torpedo marmorata) (figura 4). Esses animais apresentam órgãos elétricos capazes de gerar descargas da ordem de centenas de Volts. Os órgãos especializados da raia elétrica são constituídos de fibras musculares modificadas, que apresentam um formato achatado e empilham-se uns sobre os outros. A pequena diferença de potencial, construída devido à alta densidade de receptores de
4 acetilcolina num dos lados da fibra muscular modificada, somam-se como pilhas em série, o que leva à produção de uma descarga elétrica de centenas de Volts, capaz de atordoar uma presa ou predador.
Figura 4. Foto da raia elétrica (Torpedo marmorata). Disponível em: <
http://www.fishbase.org/Photos/PicturesSummary.php?StartRow=0&ID=5132&what=speci es&TotRec=6 >. Acesso em 15 de abril de 2015.
A figura 5 mostra um diagrama esquemático do órgão elétrico, com empilhamento de eletrócitos, a fibra muscular modificada. Só temos inervação de um lado do eletrócito. No repouso o potencial de membrana em ambos os lados do eletrócito é de aproximadamente – 85 mV. A chegada do potencial de ação ao terminal axonal, leva à despolarização. Devido à alta densidade de receptores de acetilcolina do lado inervado, este passa para um potencial de + 65 mV, e o lado não inervado, continua com potencial de – 85 mV. Assim, temos uma diferença de potencial entre os dois lados do eletrócito de 150 mV.
Figura 5. Diagrama esquemático do órgão elétrico com empilhamento de eletrócitos, modificado de BOGDANOV, K; Biology in Physics. Is Life Matter? San Diego: Academic
Press. 2000. 237 p.
Vamos olhar com um pouco mais de detalhe o processo de despolarização do eletrócito. Na figura 6 temos o eletrócito nas situações de repouso e excitado. Na excitação temos uma diferença de potencial de 150 mV entre os dois lados do eletrócito.
5 O empilhamento das células leva essas a uma situação onde estão de fases opostas próximas. Tal configuração possibilita a soma do potencial, como destacado na figura 6B, com 3 eletrócitos em série. Fenômeno análogo à disposição de pilhas em série, que tem como resultado a soma dos potenciais de cada pilha.
Figura 6. Diagrama esquemático mostrando o eletrócito em repouso 6A (esquerda) e excitado 6A (direita). Na figura 6B temos 3 eletrócitos em série. Disponível em: <
http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1095643397004145 >. Acesso em 15 de abril de 2015.
Procedimento
Carregue as coordenadas atômicas receptorACh.pdb no programa VMD. Modifique a visualização para NewCatoons, e o modo de colorir para Chain.
6 Qual a estrutura quaternária do receptor de acetilcolina?___________________
Identifique na estrutura a região do receptor que está em contato com a bicamada fosfolipídica.
Gere uma figura do receptor de acetilcolina. Acetilcolinesterase
Na transmissão sináptica mediada pelo neurotransmissor acetilcolina, temos que a fenda sináptica é inundada pelo neurotransmissor. Para que possa ser reabsorvida pelo neurônio pré-sináptico, a acetilcolina tem que ser clivada. Tal reação de clivagem é catalisada para enzima acetilcolinesterase. Devido ao seu papel na clivagem de acetilcolina, esta enzima tem sido alvo para o desenvolvimento de fármacos contra o mal de Alzheimer, visto que o aumento da disponibilidade de acetilcolina, pode aumentar o impulso nervoso.
Procedimento
Usaremos o programa MVD (Molegro Virtual Docker) (THOMSEN & CHRISTENSEN, 2006) para visualização da estrutura da acetilcolinesterase. Este programa é usado para simulações computacionais de docking. Uma ferramenta usada no desenvolvimento de fármacos. O MVD pode ser usado para o estudo dos detalhes estruturais da interação entre um fármaco e a proteína.
1) Abra o programa MVD. Arraste o arquivo acetilcolinaesterase.pdb (CHEUNG.et al., 2013), que está na pasta Pratica6 para a tela gráfica do MVD. Você terá uma janela com informações sobre o conteúdo do arquivo PDB. O MVD indica a presença de co-fatores (Cofactor), moléculas de água (Waters), proteína (Protein) e ligantes (Ligands).
2) Clique: Preparation. Na opção: Assign All Below, escolha: Always. Isto corrigirá eventuais erros na estrutura cristalográfica, como por exemplo, ausência de átomos de hidrogênio. Você terá a estrutura no terminal gráfico.
3) No terminal do lado esquerdo, você tem a janela Workspace Explorer, onde se vê a indicação do que está mostrado na tela gráfica. Verifique se no Workspace
Explorer o ligante ativo (Active Ligand) é a molécula 1YL_604[A]. Esta é a
estrutura cristalográfica do inibidor da enzima, ou seja, esta é a chave encaixada na fechadura.
4) No Menu superior, clique em View>Docking View. Isto desenhará a posição cristalográfica do inibidor como bastões brancos. Olhe no terminal gráfico e tente identificar a posição do ligante na estrutura.
5) No Menu superior, clique em View>Hydrogen Bond Interactions. Isto desenhará as ligações de hidrogênio que envolvem o ligante. Veja que as ligações de hidrogênio são mostradas com linhas azuis tracejadas. Os átomos da proteína são desenhados no sistema CPK, similar ao usado no programa VMD. Os carbonos estão em cinza claro, os oxigênios em vermelho, os nitrogênios em azul, os hidrogênios em branco e enxofres em amarelo. Identifique os resíduos de aminoácido que participam das ligações de hidrogênio.
7 Este tipo de informação é primordial para identificarmos os detalhes moleculares da interação da chave com a fechadura. É a partir de informações como esta, que podemos montar um “quebra-cabeças” molecular, identificando quais resíduos de aminoácidos são responsáveis pelo encaixe do ligante (fármaco) no sítio ativo (fechadura).
6) No Menu superior, clique em View>Reset View!. Voltamos ao sistema de visualização anterior.
7) No Workspace Explorer, deixe o cursor do mouse sobre a molécula 4M0E [A] (na opção Proteins), com a tecla <Control> do teclado pressionada, clique em 4M0E
[A] e mude para opção Create Backbone Visualization... Depois clique OK.
Teremos a estrutura secundária sobreposta ao modelo na tela gráfica. Desclique
Proteins no Workspace Explorer e você terá uma visão da estrutura com o ligante
no sítio ativo.
8) No Workspace Explorer, deixe o cursor do mouse sobre a molécula 4M0E [A] (na opção Proteins), com a tecla <Control> do teclado pressionada, clique em 4M0E
[A] e mude para opção Create Surface... Depois clique OK. Teremos a superfície
molecular da proteína, com uma coloração indicando a carga parcial, vermelho para negativo, azul para positivo e branco para neutro. Olhe o sítio ativo e identifique a carga majoritária do sítio.
Carga do sítio:______________
9) Vamos preparar uma figura da estrutura mostrada na tela. Selecione uma visão da estrutura. No Menu superior clique em Rendering>High-Quality Render (Raytrace). No novo menu aberto, clique OK. Depois Save as Bitmap e deixe no formato PNG. Escolha a pasta da aula de hoje. Clique em Save.
Anestesia Local
A anestesia local realiza o impedimento da propagação do impulso nervoso. Tal bloqueio determina a perda das sensações, contudo não levam à alteração do nível de consciência. Anestésicos locais funcionam com o bloqueio do canal de sódio dependente de voltagem. A lidocaína (xilocaína) funciona dessa forma. O bloqueio do canal de sódio dependente de voltagem impede o disparo do potencial de ação e, consequentemente, a transmissão do impulso nervoso da célula pré-sináptica para a célula pós-sináptica (figura 7). Praticamente todos os anestésicos locais agem com bloqueio reversível dos canais de sódio dependentes de voltagem. Além da lidocaína, diversas drogas apresentam efeito anestésico, abaixo segue a estrutura molecular de algumas que interferem com o canal de sódio dependente de voltagem.
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Figura 7. Diagrama ilustrando o bloqueio do canal de sódio dependente de voltagem por anestésicos locais.
Referências
CHEUNG J, GARY EN, SHIOMI K, ROSENBERRY TL. Structures of human acetylcholinesterase bound to dihydrotanshinone I and territrem B show peripheral site flexibility. ACS Med Chem Lett. 2013; 4(11):1091-6.
HODGKIN, A. L; HUXLEY, A. F. A quantitative description of membrane current and its application to conduction and excitation in nerve. Journal of Physiology, 1952; 117 (4): 500-544.
PURVES, W. K., SADAVA, D., ORIANS, G. H. HELLER, H. G. Vida. A Ciência da Biologia, 6a ed. Artmed editora.2002.
THOMSEN R., CHRISTENSEN M.H. MolDock: a new technique for highaccuracy molecular docking. J. Med. Chem., 2006, 49, 3315-21.
