Compostos fenólicos e terpenos de Myrcia hiemalis e Myrcia myrtifolia (Myrtaceae)

(1)

INSTITUTO DE QUÍMICA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA

Compostos Fenólicos e Terpenos de Myrcia hiemalis e

Myrcia myrtifolia (Myrtaceae)

PAULO DANIEL SILVA

Salvador

2012

(2)

INSTITUTO DE QUÍMICA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA

Compostos Fenólicos e Terpenos de Myrcia hiemalis e Myrcia

myrtifolia (Myrtaceae)

Paulo Daniel Silva

Orientador: Dr. Frederico Guaré Cruz

Tese apresentada ao Colegiado de Pós-graduação em Química, do Instituto de Química, da Universidade Federal da Bahia, para obtenção do grau de Doutor em Química, área de concentração em Química Orgânica.

Salvador 2012

(3)

Sistema de Bibliotecas – IQ/UFBA

Silva, Paulo Daniel.

Compostos fenólicos e terpenos de Myrcia hiemalis e Myrcia myrtifolia (Myrtaceae) / Paulo Daniel Silva . - 2013.

203 f.. : il. Inclui anexos

Orientador: Prof. Dr. Frederico Guaré Cruz.

Tese (doutorado) - Universidade Federal da Bahia, Instituto de Química, Salvador, 2012.

1. Mirtacea. 2. Fitoquímicos. 3. Flavonoides. 4. Terpenos. I. Cruz, Frederico Guaré. II. Universidade Federal da Bahia. Instituto de Química. III. Título.

CDD – 583.42

(4)

Dedico este trabalho aos meus pais, Victor e Araci,

minha esposa, Verena,

meus irmãos, Márcio e Gisele, e avós, Etel e Eva,

(5)

AGRADECIMENTOS

Ao Prof. Dr. Frederico Guaré Cruz, pela amizade, confiança e orientação.

À Prof. Maria Lenise da Silva Guedes, pela identificação das espécies Myrcia hiemalis e

Myrcia myrtifolia.

À minha esposa, Verena, pelo apoio, amor e compreensão.

À Elisângela, Isley, Edson e Miquéias pela amizade e contribuições a este trabalho.

Aos colegas dos Laboratórios 104 e 119 pela amizade e valorosos ensinamentos.

Aos colegas e amigos do Departamento de Química Orgânica da UFBA, pela excelente convivência e ensinamentos.

Aos amigos e colegas do IFBA, especialmente a Edeilza, Rita Cerqueira, Humberto, Mônica e Walter, pelo apoio e ajuda.

A todos meus amigos que acreditam e confiam em mim.

(6)

SUMÁRIO

LISTA DE TABELAS ...viii

LISTA DE ESQUEMAS ...ix

LISTA DE FIGURAS ...ix

LISTA DE ESPECTROS ...xi

ABREVIATURAS E SÍMBOLOS ...xx RESUMO ...xxii ABSTRACT ...xxiii Capítulo 1 - INTRODUÇÃO ...1 1.1. A Família Myrtaceae ...4 1.1.1. O Gênero Myrcia ...5

1.2. A Química da Família Myrtaceae ...6

1.2.1.A Química do Gênero Myrcia ...18

1.3. Objetivos ...23

Capítulo 2 - PARTE EXPERIMENTAL ...24

2.1. Métodos Cromatográficos ...24

2.2. Reagentes Utilizados ...24

2.3. Especificação dos Equipamentos ...25

2.4. Material Vegetal ...25

2.5. Estudo Fitoquímico das Folhas de M. hiemalis e de M. myrtifolia ...26

2.5.1. Obtenção dos Extratos e das Fases...26

2.5.2. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas de M. hiemalis ...28

2.5.3. Fracionamento da Fase Hexânica das Folhas de M. hiemalis ...34

2.5.4. Fracionamento da Fase Diclorometânica das Folhas de M. myrtifolia ...36

Capítulo 3 - RESULTADOS E DISCUSSÃO ...43

3.1. Constituintes Químicos Isolados ...43

3.2. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M. hiemalis ...47

3.2.1. Substância 1-h ...47

3.2.2. Substância 2-h ...50

3.2.3. Substância 3-h ...52

(7)

3.2.5. Substância 5-h ...58 3.2.6. Substância 6-h ...62 3.2.7. Substância 7-h ...64 3.2.8. Substância 8-h ...67 3.2.9. Substância 9-h ...70 3.2.10. Substância 10-h ...76 3.2.11. Substância 11-h ...77 3.2.12. Substância 12-h ...79

3.3. Identificação e Determinação Estrutural dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M. myrtifolia ...82

3.3.1. Substância 13-m ...82 3.3.2. Substância 14-m ...84 3.3.3. Substância 15-m ...86 3.3.4. Substância 16-m ...89 3.3.5. Substância 17-m ...90 3.3.6. Substância 18-m ...91 3.3.7. Substância 19-m ...92 3.3.8. Substância 20-m ...95 3.3.9. Substância 21-m ...96 3.3.10. Substância 22-m ...98 3.4. Considerações Gerais ...100 4. CONCLUSÃO ...102 5. REFERÊNCIAS ...103 ANEXOS ...115

ANEXO A: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M. hiemalis ...115

A.1. Substância 1-h ...115 A.2. Substância 2-h ...120 A.3. Substância 3-h ...123 A.4. Substância 4-h ...126 A.5. Substância 5-h ...129 A.6. Substância 6-h ...136 A.7. Substância 7-h ...139 A.8. Substância 8-h ...142 A.9. Substância 9-h ...149 A.10. Substância 10-h ...161

(8)

A.11. Substância 11-h ...162

A.12. Substância 12-h ...166

ANEXO B: Espectros de RMN dos Constituintes Químicos Isolados das folhas de M. myrtifolia ...171

B.1. Substância 13-m ...171 B.2. Substância 14-m ...173 B.3. Substância 15-m ...179 B.4. Substância 16-m ...184 B.5. Substância 17-m ...187 B.6. Substância 18-m ...190 B.7. Substância 19-m ...193 B.8. Substância 20-m ...196 B.9. Substância 21-m ...198 B.10. Substância 22-m ...201

(9)

LISTA DE TABELAS

Tabela 1: Alguns constituintes químicos fixos obtidos de

plantas da família Myrtaceae ...8 Tabela 2: Alguns constituintes químicos fixos relatados

para o gênero Myrcia ...18 Tabela 3: Constituintes químicos isolados das folhas de

M. hiemalis e M. myrtifolia ...44

Tabela 4: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,

 (ppm)] da substância 1-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] ...49

 (ppm)] da substâncias 2-h e 3-h e dados da literatura ...54 Tabela 6: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,

 (ppm)] da substância 4-h e dados da literatura [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] ...57

 (ppm)] da substância 5-h e dados da literatura de substâncias similares ...61 Tabela 8: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,

 (ppm)] das substâncias 6-h e 7-h e dados da literatura ...66 Tabela 9: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,

 (ppm)] da substância 8-h e dados da literatura ...69 Tabela 10: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C), CDCl3,

 (ppm)] da substância 9-h e dados da literatura de substância similar

[125 MHz (13C), Piridina-d5,  (ppm)] ...75

Tabela 11: Dados de RMN de 1H [300 MHz (1H), CDCl3,  (ppm)] da substância

10-h e dados da literatura (RMN de 1H em DMSO-d6) ...76

 (ppm)] das substâncias 11-h e 12-h e dados da literatura ...81 Tabela 13: Dados de RMN de 1H e 13C [500 MHz (1H) e 125 MHz (13C),

acetona-d6,  (ppm)] da substância 13-m e dados da literatura [75 MHz

(13C), DMSO-d6,  (ppm)] ...83

 (ppm)] das substâncias 14-m e 15-m e dados da literatura ...88

Tabela 15: Dados de RMN de 13C [125 MHz (13C), CDCl3,  (ppm)] das substâncias

(10)

Tabela 16: Dados de RMN de C [125 MHz ( C), CDCl3,  (ppm)] das

substâncias 20-m, 21-m e 22-m e dados da literatura ...99

LISTA DE ESQUEMAS

Esquema 1: Obtenção dos extratos e das fases a partir das folhas de Myrcia hiemalis e de M. myrtifolia ...27

Esquema 2: Fracionamento para isolamento das substâncias 1-h, 4-h e 7-h ...30

Esquema 5: Fracionamento para isolamento da substância 10-h ...33

Esquema 6: Fracionamento para isolamento das substâncias 11-h e 12-h ...35

Esquema 7: Fracionamento para isolamento da substância 13-m ...38

Esquema 8: Fracionamento para isolamento das substâncias 14-m e 15-m ...39

Esquema 9: Fracionamento para isolamento das substâncias 18-m e 19-m ...40

Esquema 10: Fracionamento para isolamento da substância 17-m e 22-m ...41

Esquema 11: Fracionamento para isolamento das substâncias 16-m, 20-m e 21-m ...42

LISTA DE FIGURAS

Figura 1: Distribuição dos Biomas brasileiros ...1

Figura 2: Rota biossintética da flavanona C-metilada (adaptado de SCHRÖDER et al., 1998) ...7

Figura 3: Partes aéreas de (a) Myrcia hiemalis e (b) M. myrtifolia ...25

Figura 4: Vista do local da coleta na Área de Proteção Ambiental da Lagoa do Abaeté – Salvador, BA ...26

Figura 5: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 1-h ...48

Figura 6: Estrutura da 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metóxi-isoflavona (1-h) ...48

Figura 8: Estrutura da 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (2-h) ...51

Figura 10: Estrutura da 6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona (3-h) ...53

(11)

Figura 13: Estrutura parcial da substância 5-h ...59

Figura 15: Estrutura da 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h) ...60

Figura 16: Substâncias encontradas na literatura com estrutura similar a 5-h ...60

Figura 18: Estrutura da 2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (6-h) ...63

Figura 20: Comparação de alguns deslocamentos químicos observados para os isômeros ...65

Figura 21: Estruturas parciais A e B com correlações selecionadas do gHMBC ...67

Figura 22: Correlações selecionadas do gHMBC para o sinal em 1,53 e correlações selecionadas do gCOSY para o sinal em 2,21 ...68

Figura 23: Estrutura do eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (8-h) ...68

Figura 24: Estrutura parcial A com correlações selecionadas do gHMBC ...71

Figura 25: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gHMBC ...72

Figura 26: Estrutura parcial B com correlações selecionadas do gCOSY ...72

Figura 27: Estrutura em conformação de cadeira da substância 9-h ...73

Figura 28: Estrutura do 2,321-tri- hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h) ...74

Figura 29: Estrutura de substância similar a 9-h, o 2,3-di-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo ...74

Figura 30: estrutura do ácido cinâmico (10-h) ...76

Figura 31: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC para a estrutura parcial da substância 11-h ...78

Figura 32: Estrutura do -tocoferol (11-h) ...78

Figura 33: Correlações selecionadas em (a) e (b) do espectro de HMBC da substância 12-h ...80

Figura 34: Estrutura do acetato de geranilgeranila (12-h) ...80

Figura 35: Estrutura da quercetina (13-m) com correlações selecionadas do espectro de gHMBC ...83

Figura 36: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 14-m ...85

Figura 37: Estrutura da 2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona (14-m) ...85

Figura 38: Correlações selecionadas do espectro de gHMBC da substância 15-m ...87

Figura 39: Estrutura da 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m) ...87

Figura 40: Estrutura do ácido betulínico (16-m) ...93

Figura 41: Estrutura do ácido betulônico (17-m) ...93

Figura 42: Estrutura do betulinaldeído (18-m) ...93

(12)

Figura 44: Estrutura do ácido oleanólico (20-m) ...95

Figura 45: Estrutura do ácido ursólico (21-m) ...97

Figura 46: Estrutura do estigmasterol (22-m) ...98

LISTA DE ESPECTROS

E.1: Espectro de RMN de 1H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...115

E.2: Ampliação de  2,1-3,9 do espectro de RMN de 1H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...115

E.3: Ampliações do espectro de RMN de 1H da substância 1-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...116

E.4: Espectro de RMN de 13C da substância 1-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...116

E.5: Espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h ...116

E.6: Ampliação de  0,0-4,5 (1H) do espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h ...117

E.7: Ampliação de  7,2-7,92 (1H) do espectro de gHSQC-TOCSY da substância 1-h ....117

E.8: Espectro de gHMBC da substância 1-h ...118

E.9: Ampliação de  100-180 (13C) do espectro de gHMBC da substância 1-h ...118

E.11: Ampliação de  7,28-7,96 (1H) do espectro de gHMBC da substância 1-h ...119

E.16: Espectro de gHMQC da substância 2-h ...121

(13)

E.25: Ampliação de  2,0-3,8 ( H) do espectro de gHMBC da substância 3-h ...125

E.27: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...126

E.34: Ampliação do espectro de RMN 1H da substância 4-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...130

E.35: Ampliações de (a)  2,18-2,24 e (b)  7,82-7,92 do espectro de RMN 1H da Substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...130

E.36: Ampliação de  7,7-14,0 do espectro de RMN 1H da substância 5-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...131

E.39: Ampliação de  0-65 do espectro de RMN de 13C da substância 5-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...132

(14)

E.51: Ampliação de  0,0-66 do espectro de C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,

 (ppm)] ...137

E.52: Ampliação de  100-196 do espectro de 13C da substância 6-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...138

E.55: Espectro de RMN de 1H da mistura contendo a substância 7-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...139

E.56: Ampliação do espectro de RMN 1H da mistura contendo a substância 7-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...140

E.57: Espectro de RMN de 13C da mistura contendo a substância 7-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...140

E.58: Ampliação de  7,00-7,60 (1H) do espectro de gHMBC da mistura contendo a substância 7-h ...141

E.67: Ampliação do espectro de RMN de 13C da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...145

E.68: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 8-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ....145

(15)

E.73: Espectro de gCOSY da substância 8-h ...148

E.74: Ampliação do espectro de gCOSY da substância 8-h ...148

E.76: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 9-h [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...149

E.84: Espectro de DEPT 135º da substância 9-h [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...153

E.86: Ampliação de  0,7-2,5 do espectro de gHMQC da substância 9-h ...154

E.88: Ampliações de  2,96-4,0 do espectro de gHMQC da substância 9-h ...155

E.89: Ampliações de  1,68-2,44 do espectro de gHMQC da substância 9-h ...155

E.92: Ampliação de  0,7-2,48 do espectro de gHMBC da substância 9-h ...157

E.95: Ampliações de  0,4-2,7 do espectro de gHMBC da substância 9-h...158

E.96: Ampliações de  0,7-3,8 do espectro de gHMBC da substância 9-h ...159

E.99: Espectro de gCOSY da substância 9-h ...160 E.100: Espectro de RMN de 1H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e Acetona-d6,

(16)

 (ppm)] ...161 E.101: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 10-h [300 MHz, CDCl3 e

Acetona-d6,  (ppm)] ...161

E.103: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 11-h [300 MHz, CDCl3,

 (ppm)] ...162 E.104: Espectro de RMN de 13C da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...163

E.105: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...163

E.106: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...163

E.107: Ampliação de  72-148 do espectro de RMN de 13C da substância 11-h

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...164

E.108: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 11-h [75 MHz, CDCl3,

 (ppm)] ...164 E.109: Ampliação de  0,0-2,8 (1H) do espectro espectro de gHMQC da

substância 11-h ...165 E.110: Espectro de gHMBC da substância 11-h ...165 E.111: Espectro de RMN de 1H da substância 12-h [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...166

E.112: Ampliação de  10,6-25,2 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...166

E.113: Ampliação de  27-40,4 do espectro de RMN de 13C da substância 12-h

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...167

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...168

E.117: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,

 (ppm)] ...169 E.118: Espectro de RMN de DEPT 90º da substância 12-h [75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ....169

E.119: Espectro de gHMBC da substância 12-h ...170 E.120: Ampliação de  0,0-130 (13C) do espectro de gHMBC da substância 12-h ...170 E.121: Espectro de RMN de 1H da substância 13-m [500 MHz, Acetona-d6,  (ppm)] ...171

(17)

Acetona-d6,  (ppm)] ...171

E.123: Espectro de RMN de 13C da substância 13-m [125 MHz, Acetona-d6,  (ppm)] ...172

E.124: Ampliação do espectro de RMN de 13C da substância 13-m [125 MHz, Acetona-d6,  (ppm)] ...172

E.125: Espectro de gHSQC da substância 13-m ...172

E.126: Espectro de gHMBC da substância 13-m ...173

E.127: Espectro de RMN de 1H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...173

E.128: Ampliação de  1,0-4,0 do espectro de RMN de 1H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...174

E.129: Ampliação de  6,8-14 do espectro de RMN de 1H da substância 14-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...174

E.130: Espectro de RMN de 13C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...175

E.131: Ampliação de  6-58 espectro de RMN de 13C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...175

E.132: Ampliação de  87-211 (13C) espectro de RMN de 13C da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...176

E.133: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 14-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...176

E.134: Espectro de gHMQC da substância 14-m ...177

E.135: Ampliação de  0,0-45 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m ...177

E.136: Ampliação de  50-118 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m ...178

E.137: Ampliação de  161-220 (13C) do espectro de gHMBC da substância 14-m ...178

E.141: Ampliações de  0,88-2,18 e  3,05-6,04 do espectro de RMN de 1H da substância 15-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...180

E.144: Espectro de gHMQC da substância 15-m ...182

(18)

E.146: Ampliação de  1,9-6,0 ( H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ...183

E.147: Ampliação de  1,9-6,0 (1H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ...183

E.148: Ampliação de  0,96-2,06 (1H) do espectro de gHMBC da substância 15-m ...184

E.153: Ampliação de 13-35 do espectro de RMN de 13C da substância 16-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...186

E.154: Ampliação  35-58 do espectro de RMN de 13C da substância 16-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...186

E.157: Ampliação do espectro de RMN de 1H da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...188

E.159: Ampliação de  14-57 do espectro de RMN de 13C da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...189

E.160: Ampliação de  109,8-220 do espectro de RMN de 13C da substância 17-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...189

E.161: Espectro de DEPT 135º da substância 17-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...189

E.163: Ampliação de 0,1-2,4 do espectro de RMN de 1H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...190

E.164: Ampliações de 14-59 do espectro de RMN de 1H da substância 18-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...191

(19)

 (ppm)] ...192 E.169: Espectro de RMN de 1H da substância 19-m [500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...193

E.170: Ampliação de  3,3-5,35 do espectro de RMN de 1H da substância 19-m

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...193

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...194

E.173: Ampliação de 12-62 do espectro de RMN de 13C da substância 19-m

[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...195

E.174: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 19-m [75 MHz, CDCl3,

 (ppm)] ...195 E.175: Espectro de RMN de 1H da substância 20-m [300 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...196

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...196

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...197

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...197

[75 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...198

E.181: Espectro de RMN de 1H da mistura das substâncias 20-m e 21-m [500 MHz,

CDCl3,  (ppm)] ...198

E.182: Espectro de RMN de 13C da mistura das substâncias 20-m e 21-m

[125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...199

E.183: Ampliação de 120-186 do espectro de RMN de 13C da mistura das

substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...199

E.184: Ampliação de 14-43 do espectro de RMN de 13C da mistura das

Substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...200

E.185: Ampliação de -81 do espectro de RMN de 13C da mistura das

substâncias 20-m e 21-m [125 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...200

E.187: Ampliação de 0,64-1,36 do espectro de RMN de 1H da substância 22-m

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...201

(20)

[500 MHz, CDCl3,  (ppm)] ...202

E.190: Espectro de RMN de DEPT 135º da substância 22-m [125 MHz, CDCl3,

(21)

ABREVIATURAS E SÍMBOLOS

AcOEt – acetato de etila

Acetona-d6 – acetona deuterada

CC – cromatografia em coluna

CCDC – cromatografia em camada delgada comparativa CCDP – cromatografia em camada delgada preparativa CDCl3 – clorofórmio deuterado

CD3OD – metanol deuterado

CIM – concentração inibitória mínima CoA – Coenzima A

COSY – Correlation Spectroscopy (1H–1H) (correlação espectroscópica homonuclear 1H–

1_H)

d – dubleto

 – deslocamento químico em partes por milhão DCM – diclorometano

dd – duplo dubleto

ddd – duplo duplo dubleto

DEPT – Distortionless Enhancement by Polarization Transfer (intensificação do sinal sem distorção por transferência de polarização)

DMSO – dimetilsulfóxido

DMSO-d6 – dimetilsulfóxido deuterado

dqd – duplo quarteto de dubletos dt – duplo tripleto

gCOSY – Gradient Correlation Spectroscopy (1H–1H) (correlação espectroscópica homonuclear 1H–1H, com gradiente de campo)

GESNAT – Grupo de Estudo de Substâncias Naturais Orgânicas (UFBA)

gHMBC – Gradient Heteronuclear Multiple Bond Correlation (correlação heteronuclear de múltiplas ligações, com gradiente de campo)

gHMQC – Gradient Heteronuclear Multiple Quantum Coherence (coerência heteronuclear múltiplo-quântica, com gradiente de campo)

gHSQC – Gradient Heteronuclear Single Quantum Correlation (coerência heteronuclear de quantum-simples, com gradiente de campo)

(22)

gHSQCTOCSY – Gradient Heteronuclear Single Quantum Coherence – Total Correlation

Spectroscopy (coerência heteronuclear de quantum-simples – espectroscopia total de

correlação, com gradiente de campo) Hex – hexano

HMBC – Heteronuclear Multiple Bond Correlation (correlação heteronuclear de múltiplas ligações)

HMQC – Heteronuclear Multiple Quantum Coherence (Coerência heteronuclear múltiplo-quântica)

Hz – Hertz

IDH – índice de deficiência de hidrogênio

J – constante de acoplamento (Hz)

m – multipleto MeOH – metanol

NOE – Nuclear Overhauser Effect (efeito Overhauser nuclear)

NOESY – Nuclear Overhauser Effect Spectroscopy (espectroscopia de efeito Overhauser nuclear)

Piridina-d5 – piridina deuterada

ppt – precipitado

ppm – partes por milhão q – quarteto

qui – quinteto

RMN – ressonância magnética nuclear s – singleto

sl – singleto largo sxt – sexteto sep - septeto t - tripleto

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RESUMO

Neste trabalho é descrita a investigação dos constituintes químicos não-voláteis das fases hexânica e diclorometânica obtidas das folhas de Myrcia hiemalis e da fase diclorometânica obtida das folhas de Myrcia myrtifolia. O fracionamento da fase diclorometânica de M. hiemalis resultou no isolamento de dez compostos: 7-hidróxi-5-metóxi-isoflavona (1-h), 5-hidróxi-7-metoxiflavanona (2-h), 6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavanona (3-h), 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona (4-h), 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4,6’-dimetoxichalcona (5-h), 2’-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’,6’-dimetoxichalcona (6-h), 2’,6’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-4’-metoxichalcona (7-h), eudesm-4(15)-eno-7,11-diol (8-h), 2,3,21-tri-hidroxitaraxastan-28,20-olídeo (9-h) e ácido cinâmico (10-h). Da fase hexânica de M. hiemalis foram isoladas duas substâncias, -tocoferol (11-h) e acetato de geranilgeranila (12-(11-h), enquanto que da fase diclorometânica de M.

myrtifolia foram isoladas dez substâncias, quercetina (13-m),

2’-hidróxi-2,3’-dimetil-4’,6’-dimetoxipropiofenona (14-m), 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxibutirofenona (15-m), ácido betulínico (16-m), ácido betulônico (17-m), betulinaldeído (18-m), betulona (19-m), ácido oleanólico (20-m), ácido ursólico (21-m) e estigmasterol (22-m). Não foram encontrados relatos na literatura sobre o isolamento dos compostos 5-h, 7-h e 9-h. Os constituintes químicos das fases foram isolados e purificados por sucessivas colunas cromatográficas e cromatografia em camada delgada preparativa, bem como, foram utilizadas técnicas de filtração e recristalização. As estruturas das substâncias foram determinadas através das análises de diversas técnicas de RMN de 1H e 13C.

Palavras-Chave: Myrcia hiemalis; M. myrtifolia; Myrtaceae; estudo fitoquímico; flavonoides; terpenos.

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ABSTRACT

This work describes the investigation of non-volatile chemical constituents of dichloromethane and hexane phases obtained from leaves of Myrcia hiemalis and dichloromethane phase obtained from leaves of Myrcia myrtifolia. The fractionation of dichloromethane phase of Myrcia hiemalis resulted in the isolation of ten compounds: 7-hydroxy-6,8-dimethyl-5-methoxyisoflavone (1-h), 5-hydroxy-6,8-dimethyl-7-methoxyflavanone (2-h), 6,8-dimethyl-5,7-di5-hydroxy-6,8-dimethyl-7-methoxyflavanone (3-h), 2,7-dihydroxy-6,8-dimethyl-5-methoxyflavanone (4-h), 2’,4’-dihydroxy-3’,5’-dimethyl-4,6’-dimethoxychalcone (5-h), 2’-hydroxy-3’,5’-dimethyl-4’,6’-dimethoxychalcone (6-h), 2’,6’-dihydroxy-3’,5’-dimethyl-4’-methoxychalcone (7-h), eudesm-4(15)-ene-7,11-diol (8-h), 2,321 -trihydroxytaraxastan-28,20-olide (9) and cinnamic acid (10). Hexane phase of M. hiemalis two substances were isolated, -tocoferol (11-h) and geranylgeranyl acetate (12-h), while the dichloromethane phase of M. myrtifolia ten substances were isolated, quercetin (13-m), 2’-hydroxy-2,3’-dimethyl-4’,6’-dimethoxypropiophenone (14-m), 2’-hydroxy-3’-methyl-4’,6’-dimethoxybutyrophenone (15-m), betulinic acid (16-m), betulonic acid (17-m), betulinaldehyde (18-m), betulone (19-m), oleanolic acid (20-m), ursolic acid (21-m) and stigmasterol (22-m). There were no reports in the literature about the isolation of compounds 5-h, 7-h and 9-h. The chemical constituents of the phases were isolated and purified by successive column chromatography and preparative thin-layer chromatography, as well were used techniques filtration and recrystallization. The structures of the substances were determined by analyses of various techniques of 1H and 13C NMR.

Keywords: Myrcia hiemalis; M. myrtifolia; Myrtaceae; phytochemical studies; terpenes; flavonoids.

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1. INTRODUÇÃO

O Brasil possui seis biomas terrestres, a Amazônia, a Caatinga, o Cerrado, a Mata Atlântica, o Pampa e o Pantanal (Figura 1), abrigando diversos ecossistemas, com uma flora contendo milhares de espécies de plantas nativas, das quais muitas são endêmicas.

Entretanto, segundo dados do Ministério do Meio Ambiente (MMA, 2011a,b; MMA, 2010a,b,c), a supressão acumulada da vegetação nativa até 2002 pela ação do homem, tendo como referência a área total original, foi de 75,62% na Mata Atlântica, 52,76% no Pampa, 43,7% na Caatinga, 43,6% no Cerrado e 12,35% no Pantanal e, apesar das políticas ambientais e as ações de conscientização que vem sendo instituídas, estes índices chegaram em 2008 a 75,88%, 53,96%, 45,4 %, 47,8% e 15,18%, respectivamente. A Amazônia Legal é o maior bioma brasileiro, abrangendo cerca da metade do território nacional e em 2003, o percentual de desmatamento, em relação ao seu tamanho original, foi de 16,3% e chegou em 2011 a 17,14% (INPE, 2011).

Fonte: Portal Brasil (http://www.brasil.gov.br/sobre/geografia/biomas-e-vegetacao/biomas-brasileiros)

Figura 1: Distribuição dos biomas brasileiros

A redução dos biomas é um dos principais problemas ambientais e implica na diminuição da biodiversidade. Supõe-se que muitas espécies vegetais que nem foram descritas, catalogadas ou estudadas já não existem mais. Considerando que cada espécie é uma fonte de uma grande quantidade de metabólitos secundários, muitas

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vezes alguns deles sendo produzidos por uma única espécie, conclui-se que com a extinção de muitas espécies, houve grandes perdas em termos de variedade molecular e na possibilidade de entender melhor a interação dos seres vivos com o meio.

Contudo, mesmo com a grande redução dos biomas brasileiros, o país ainda abriga a maior diversidade genética vegetal do mundo, sendo que várias dessas espécies são endêmicas de uma região e ainda não foram investigadas do ponto de vista fitoquímico e/ou farmacológico (SIMÕES e MARIOT, 2003).

Dentre os biomas brasileiros, a Caatinga é o menos conhecido cientificamente e vem sendo tratado com baixa prioridade, não obstante ser um dos mais ameaçados, devido ao uso inadequado e insustentável dos seus solos e recursos naturais. O Estado da Bahia é o que abrange a maior parte deste bioma (54% da área territorial do Estado), entretanto em 2009, restava apenas 53,4% dos 300927 km2 de sua cobertura vegetal original, e apenas 1% está sobre área de proteção ambiental e conservação integral. Nos Municípios baianos de Mucugê, Ruy Barbosa, Sátiro Dias, Tucano e Itaberaba foram onde ocorreram as maiores devastações do bioma Caatinga em 2008-2009, sendo que em Mucugê, em comparação aos Municípios brasileiros, foi onde houve o maior desmatamento deste bioma neste período (MMA, 2011a).

GIULIETTI e colaboradores (2002) relacionaram para a Caatinga a existência de 18 gêneros e de 318 espécies vegetais endêmicas, pertencentes a 42 famílias. Das famílias vegetais mais encontradas neste bioma, destacam-se por apresentarem mais espécies, as Fabaceae, Cactaceae, Euphorbiaceae, Malvaceae, Rutaceae, Caesalpiniaceae, Mimosaceae, Papilionoideae, Poaceae, Bignoniaceae, Annonaceae, Myrtaceae, Sapotaceae, entre outras (GIULIETTI et al., 2004).

No litoral brasileiro há um corredor de vegetação associada ao bioma Mata Atlântica, que é a restinga. A vegetação de restinga no litoral baiano, onde predominam as formações herbáceas e arbustivas, possui características relacionadas ao bioma da região (a Caatinga), que influencia na composição das espécies vegetais dessas restingas. A supressão vegetal crescente das restingas no Estado da Bahia, principalmente na região metropolitana e no norte do Estado, tem como principal motivo a especulação imobiliária, a ocupação indevida nas áreas de preservação, o turismo predatório e a deposição irregular de lixo (BRITTO et al., 1993; MMA, 2012; QUEIROZ, 2007; SILVA, 1999; VIANA et al., 2006).

Diante da destruição desenfreada da vegetação do Estado da Bahia torna necessário que seja feito, o quanto antes, o estudo e a descrição das espécies e que as áreas de proteção ambiental sejam ampliadas, a fim de preservar a diversidade.

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Historicamente, as plantas terrestres, especialmente as superiores, têm sido utilizadas pela população no tratamento de diversas doenças e, desta forma, o conhecimento popular tem auxiliado muito no direcionamento dos estudos das espécies vegetais (CHIN et al., 2006). O estudo químico das plantas tem sido um aliado de extrema importância no desenvolvimento das áreas farmacêutica, química, agrícola, alimentícia, entre outras, bem como, possibilita entender a evolução das espécies e as relações estrutura-atividade. O desenvolvimento das áreas da saúde e agronômica se deve muito à descoberta de novas drogas e ao entendimento da sua ação biológica. Isto se deve ao fato de que a natureza, de um modo geral, é a responsável pela produção da maioria das substâncias orgânicas conhecidas, sendo o reino vegetal o responsável pela maior parcela da diversidade química conhecida e registrada na literatura (HARVEY, 2008; VIEGAS JR et al., 2006).

Com a introdução de novas tecnologias na indústria farmacêutica, foi possível através de métodos computacionais modernos, ampliar a química medicinal. Numa visão moderna, a química medicinal focaliza na compreensão das razões moleculares da ação dos fármacos, da relação entre estrutura química e atividade farmacológica destes, considerando fatores farmacodinâmicos e farmacocinéticos que se traduzam em propriedades que tornem um composto um candidato efetivo a novo fármaco. A utilização da química computacional permite o estudo de modelagem e dinâmica molecular e permite avaliar virtualmente fatores farmacocinéticos e toxicofóricos das substâncias-protótipos como candidatas a novos fármacos inovadores (BARREIRO e FRAGA, 2001; VIEGAS JR et al., 2006).

Entretanto, o planejamento virtual de novos candidatos a fármacos, através da química combinatória, não atingiu o objetivo de ser uma fonte primária expressiva de diversidade química, que asseguraria a descoberta de numerosas moléculas ativas capazes de representarem, efetivamente, novas drogas. A indústria farmacêutica investiu muitos recursos financeiros na pesquisa de novos candidatos a fármacos, através dessas novas tecnologias, e não obteve um aumento proporcional nas descobertas inovadoras (BRAZ-FILHO, 2010; VIEGAS JR et al., 2006).

Diante disso, os produtos naturais continuam sendo a principal fonte de investigação para a obtenção de novos fármacos (HARVEY, 2008). Todavia, a indústria farmacêutica não espera obter novos compostos de uso terapêutico, a partir das substâncias isoladas diretamente dos extratos vegetais, pois estas raramente apresentam características ideais para serem comercializadas. Nos vegetais, os produtos naturais são sintetizados pelos organismos com finalidades específicas, que na maioria das vezes são desconhecidas, porém a probabilidade destes compostos apresentarem alguma atividade biológica é maior do que os compostos sintetizados,

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considerando apenas estudos farmacológicos por métodos computacionais (in silico). Aliado a isso, os avanços nas técnicas de isolamento e purificação dos metabólitos, bem como, o desenvolvimento das técnicas para determinação das estruturas desses compostos, fortaleceu o interesse de pesquisadores e da indústria farmacêutica na área de produtos naturais (BRAZ-FILHO, 2010; HARVEY, 2008; NEWMAN, 2008).

Desta forma, a maioria dos metabólitos secundários que apresentam atividade biológica é utilizada como modelo para o desenvolvimento de novos fármacos. Estes metabólitos são pontos de partida para a utilização de técnicas computacionais que permitem o aperfeiçoamento das características apresentadas, através dos recursos de modelagem molecular. Neste contexto, a investigação dos constituintes químicos das plantas é de extrema importância em busca de substâncias com atividade biológica e que também possam servir de templates para a modelagem de moléculas com atividade biológica e características ideais (HARVEY, 2008; LEE, 2004; McCHESNEY et al., 2007; VIEGAS JR et al., 2006).

Além disso, as atividades da fitoquímica e o conhecimento dos constituintes químicos das espécies vegetais contribuem para o desenvolvimento científico do país e da química, contribuem para a formação de recursos humanos qualificados e para o avanço de outras atividades científicas e tecnológicas (BRAZ-FILHO, 2010). Como exemplo, auxilia no entendimento das relações desses organismos com o meio, bem como, no mapeamento evolutivo.

Os estudos químicos envolvendo espécies da família Myrtaceae, que é amplamente distribuída no Brasil, inclusive no Estado da Bahia, são em sua maioria concentrados no estudo dos óleos essenciais, já que as mirtáceas produzem uma grande variedade destes. Tratando-se do gênero Myrcia (Myrtaceae), existem poucos estudos da sua composição química, sendo a maioria relacionada aos óleos essenciais.

1.1. A Família Myrtaceae

A família Myrtaceae, pertencente a subfamília Myrtoideae que está inserida na ordem Myrtales, compreende mais de 4500 espécies, distribuídas em aproximadamente 140 gêneros (BARROSO et al., 1991; MOHAMMED et al., 2009), sendo a segunda maior família da ordem, após a família Melastomataceae (SOUZA e LORENZI, 2008).

Há dois grandes centros de dispersão das espécies da família Myrtaceae: nas Américas, especialmente na parte da América que possui clima tropical (BARROSO et

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5

1981). Entretanto, apesar de menos freqüentes em regiões de clima temperado (BARROSO et al., 1991), com exceção de parte da Austrália com este clima, as mirtáceas ocorrem em praticamente todo o mundo (JOLY, 1966; WILSON et al., 2001). As mirtáceas são plantas lenhosas, arbustivas ou arbóreas, com folhas inteiras, de disposição alterna ou oposta e às vezes oposta cruzada, com estípulas muito pequenas. As folhas apresentam glândulas oleíferas. As flores são em geral brancas ou às vezes vermelhas. Produzem fruto baciforme ou capsular loculicida (JOLY, 1966). Alguns exemplos mais conhecidos no Brasil são a goiabeira e o araçazeiro (Psidium), a jabuticabeira (Myrciaria), a pitangueira, a grumixameira e a cerejeira-nacional (Eugenia) (JOLY, 1966).

Dentre as mirtáceas cultivadas no Brasil, destacam-se as do gênero

Eucalyptus, com muitas espécies produtoras de madeira, essências importantes, além

de espécies ornamentais, e do gênero Syzygium, representado, entre outras, pelo cravo-da-índia, cujos botões florais são colhidos verdes para o preparo da inigualável especiaria. Outras cultivadas são o jameleiro (Syzygium), jambeiro (Jambosa), jambeiro-vermelho (Eugenia), pimenteira-da-jamaica (Pimenta) e com certa raridade espécies de Myrcia (JOLY, 1966).

As mirtáceas brasileiras caracteristicamente possuem tronco de casca lisa, separando-se todo ano o ritidoma, que se renova com cada estação de crescimento. Florescem no início da primavera (JOLY, 1966).

A família Myrtaceae apresenta muitas espécies que produzem frutos carnosos, muito apreciados pela população. Na medicina popular, espécies dessa família são utilizadas pela população brasileira no tratamento de diversas enfermidades, destacando-se antidiabéticas, reumáticas, antidiarréicas, adstringentes, anti-inflamatórias e no tratamento de úlceras crônicas, hemorragias, febre, cistite e uretrite. Entre as famílias da Classe Angiospermae, em número de espécies utilizadas, para fins medicinais no Brasil, a família Myrtaceae ocupa o terceiro lugar (CRUZ e KAPLAN, 2004).

Diante disso, percebe-se que a família Myrtaceae possui importante papel sócio-econômico no cenário nacional (GRESSLER et al., 2006).

1.1.1. O Gênero Myrcia

O gênero Myrcia é um dos maiores da família Myrtaceae sendo formado por mais de 300 espécies (CRONQUIST, 1981), com mais de 50 catalogadas nos herbários da Bahia.

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As espécies desse gênero apresentam panículas mircióides, constituídas de ramos opostos decussados (em forma de cruz) ou verticilados (inseridas em um só nó caulinar), sendo os inferiores geralmente mais longos, eretos ou patentes. Suas flores geralmente se dispõem em grupos de três em três, todas sésseis ou com pedicelo curto. Apresentam hispânico mais ou menos desenvolvido, formado pela parede do receptáculo floral que pode ser campanulado, afunilado, globoso, anguloso ou liso, prolongado ou não acima do ovário (BARROSO, 1991).

Algumas espécies deste gênero (M. salicifolia, M. citrifolia, M. uniflora, M.

multiflora e M. sphaerocarpa) são popularmente conhecidas como pedra-hume-caá

(planta insulina ou insulina vegetal) e são utilizadas na medicina popular para o tratamento de diabetes.

1.2. A química da família Myrtaceae

A família Myrtaceae é quimicamente muito diversa. As plantas pertencentes a esta família caracterizam-se pela produção de taninos, flavonoides, mono- e sesquiterpenos, triterpenóides, derivados do floroglucinol, cromenos, estilbenoides e outros (AMARAL et al., 2001; AMOR et al., 2007; DAO et al., 2010; FURUYA et al., 1987; HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998; GOTTLIEB et al., 1972; LEE, 1998; LEE et

al., 1997; MAYER, 1990; MUSTAFA et al., 2003; MUSTAFA et al., 2005; RAO e RAO,

1991; SANTOS et al., 1997; SARKER et al., 2001; SIDDIQUI et al., 2000; SLOWING

et al., 1994; SRIVASTAVA et al., 1995; TANAKA et al.,1996; VIEIRA et al., 2004;

YANG et al., 2000; YE et al., 2004; YOSHIDA et al., 1996; WANG e FUGIMOTO, 1993; WESTON et al., 1999; WOLLENWEBER et al., 2000) (Tabela 1, p. 8).

Considerando o grande número de espécies da família Myrtaceae, em torno de 4500, fica evidente que há muito ainda a ser estudado, principalmente em relação aos constituintes químicos fixos.

Os relatos encontrados sobre o estudo químico de espécies de Myrtaceae revelaram duas características químicas importantes, relacionadas aos flavonoides isolados. Uma das características é que, apesar destes compostos serem amplamente distribuídos nas plantas, nesta família muitos desses compostos apresentaram o grupo fenílico, proveniente da via do chiquimato, não substituído (anel A para chalconas e di-hidrochalconas e anel B para os demais), o que sugere que a rota biossintética destes compostos, seja a partir do cinamoil-CoA (Figura 2, p. 7). A maioria dos flavonoides encontrados na natureza apresentam oxigenação no anel proveniente da via do chiquimato, enquanto que não é comum este anel não possuir substituintes.

(31)

7

A outra característica está relacionada a ocorrência de flavonoides C-metilados, no anel proveniente da via do acetato, para isso têm como precursor biossíntético o metilmalonil-CoA (DEWICK, 2001; SCHRÖDER et al., 1998) (Figura 2). Os C-metilados que apresentam um grupo metílico, a rota biossintética envolve a utilização de uma unidade de metilmalonil-CoA e duas de malonil-CoA, enquanto os que apresentam dois grupos metílicos, têm como precursor uma unidade de malonil-CoA e duas de metilmalonil-malonil-CoA. Os flavonoides C-metilados são raros e, portanto, revelam uma característica da química da família Myrtaceae (MUSTAFA et al., 2005; SARKER et al., 2001; WOLLENWEBER, 2000).

CoAS COOH O 1x malonil-CoA CoAS O _cinamoil-CoA SCoA O O O O CH₃ C H₃ Claisen Alongamento da cadeia

Via acetato, partindo de um grupo cinamoil-CoA

O O H OH OH CH₃ C H₃ O O H OH O CH₃ C H₃ CoAS COOH O CH₃ 2x metilmalonil-CoA ciclização (fechamento estereoespecífico) chalcona sintase chalcona isomerase chalcona flavanona

Figura 2: Rota biossintética da flavanona C-metilada (adaptado de SCHRÖDER et al., 1998)

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Tabela 1: Alguns constituintes químicos fixos obtidos de plantas da família Myrtaceae.

OH O O O O O O OH OH OH O OH OH O O O O HO OH OH OH HO HO OH O OH HO HO CO2H HO syzyginina A O OH O O O O O O HO OH OH OH HO HO OH O O OH HO HO OH syzyginina B

Espécie: Syzygium aromaticum Espécie: Syzygium aromaticum

Referência: TANAKA et al., 1996 Referência: TANAKA et al., 1996

O O O O O O O O HO OH OH OH HO HO OH HO OH O OH OH OH HO telimagrandina HO HO OH HO HO O OH OH HO O O O O O O O HO OH HO O O O R O O HO OH HO O O O O OH O O O OH OH OH OH OH OH OH OH R= -O-glicose eugenioflogina D1

Espécie: Melaleuca leucadendron Espécie: Eugenia uniflora

Referência: YOSHIDA et al., 1996 Referência: LEE et al., 1997

HO HO OH HO HO O OH OH HO O O O O O O O HO OH HO O O O R O O HO OH HO O O O O OH O O O O OH OH OH OH OH OH OH O R= -O-glicose eugenioflogina D2 O HO OH OH OH H O O O O O O O OH HO HO OH HO HO O OH OH OH O OH OH OH 1-O-galoil castalagina

Espécie: Eugenia uniflora Espécie: Eugenia jambos

Referência: LEE et al., 1997 Referência: YANG et al., 2000

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9 OH OH OH O O OH OH OH O OH OH OH O HO HO OH HO HO OH O O O O O O O H O HO OH OH casuarinina OH O O O H CH₃ O CH₃ ácido siríngico

Espécie: Eugenia jambos Espécie: Leptospermum scoparium

Referência: YANG et al., 2000 Referência: WESTON et al., 1999

OH O O O CH₃ O CH₃ C H₃ siringato de metila O H O ácido trans-cinâmico

Espécie: Leptospermum scoparium Espécie: Leptospermum scoparium

Referência: WESTON et al., 1999 Referência: WESTON et al., 1999

O H O OH OH ácido trans-cafeico O H O OH ácido 2-hidróxi-3-fenilpropanóico

Referência: WESTON et al., 1999 Referência: WESTON et al., 1999

C H₃ O CH₃ CH₃ OH OH C H₃ vomifoliol O O O O CH3 C H3 2,6-dimetoxi-p-benzoquinona

Espécie: Eucalyptus globulus Espécie: Eucalyptus globulus

Referência: SANTOS et al., 1997 Referência: SANTOS et al., 1997

O O O CH3 O C H3 O CH₃ C H3 acetato de 3,4,5-trimetoxifenila O O C H₃ O CH₃ O CH₃ O CH₃ acetato de 2,4,6-trimetoxifenila

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10 CH₃ C H₃ O C H₃ OH O O sideroxilina C H3 O C H₃ OH O O 8-desmetil-sideroxilina Espécies: Callistemon coccineus;

Eucalyptus saligna; Eucalyptus tereticornis

Espécies: Eucalyptus saligna; Eucalyptus tereticornis

Referências: WOLLENWEBER et al., 2000;

SARKER et al., 2001; WANG e FUGIMOTO, 1993

Referências: SARKER et al., 2001; WANG e FUGIMOTO, 1993 C H₃ O H OH O O O O CH3 O CH₃ CH3 5,7-di-hidróxi-6-metil-3,8,4’-trimetoxiflavona C H₃ O H OH O O OH CH₃ 6,8-dimetilapigenina

Espécie: Metrosideros robusta Espécies: Callistemon acuminatus;

Callistemon juniperinus; Callistemon rigidus; Callistemon salignus; Syzygium alternifolia

Referência: WOLLENWEBER et al., 2000 Referências: WOLLENWEBER et al., 2000; RAO

e RAO, 1991 O H OH O O OH OH O H quercetina O H OH O O OH galangina

Espécie: Heteropyxis canescens Espécie: Leptospermum scoparium

Referência: MOHAMMED et al., 2009 Referências: WESTON et al., 1999

O H OH O O OH crisina O O O O CH3 C H₃ 5,7-dimetoxiflavona

Referências: MAYER, 1990; WESTON et al., 1999 Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998

(35)

11 O O O O CH₃ C H₃ C H₃ 6-metil-5,7-dimetoxiflavona O OH O O CH₃ C H₃ 5-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavona

Espécie: Leptospermum scoparium Espécies: Leptospermum scoparium;

Leptospermum polygalifolium

Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998 Referências: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH,

1998; MUSTAFA et al., 2003 O OH O O CH₃ C H3 CH₃ 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavona O OH O O CH₃ CH₃ 5-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavona

Espécie: Leptospermum scoparium Espécie: Leptospermum polygalifolium

Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998 Referência: MUSTAFA et al., 2003

O H O O CH3 C H₃ O C H₃ 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavona O H O O CH₃ C H₃ O C H₃ 7-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxi-isoflavona

Espécie: Cleistocalyx operculatus Espécie: Cleistocalyx operculatus

Referência: DAO et al., 2010 Referência: DAO et al., 2010

C H₃ O OH O O OH CH3 C H₃ 5,4’-di-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona (angoforol) O H OH O O pinocembrina

Espécie: Callistemon coccineus Espécie: Leptospermum scoparium

Referência: WOLLENWEBER et al., 2000 Referências: WESTON et al., 1999

C H₃ O H OH O O CH₃ OH 3,5,7-tri-hidróxi-6,8-dimetilflavanona O H OH O O OH pinobanksina

Espécie: Cleistocalyx operculatus Espécie: Leptospermum scoparium

Referência: DAO et al., 2010 Referência: WESTON et al., 1999

(36)

12 O OH O O CH₃ C H₃ OH OH Z-2,3,5-tri-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona O OH O O CH₃ C H₃ OH OH E-2,3,5-tri-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona

Espécie: Leptospermum polygalifolium Espécie: Leptospermum polygalifolium

Referência: MUSTAFA et al., 2003 Referência: MUSTAFA et al., 2003

O OH O O CH₃ OH OH CH₃ Z-2,3,5-tri-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona O OH O O CH₃ OH OH CH₃ Z-2,3,5-tri-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona

Espécie: Leptospermum polygalifolium Espécie: Leptospermum polygalifolium

Referência: MUSTAFA et al., 2003 Referência: MUSTAFA et al., 2003

C H₃ O H O O O CH₃ _OH C H₃ 2,7-di-hidróxi-6,8-dimetil-5-metoxiflavanona O H O OH CH₃ C H₃ O 5,7-di-hidróxi-6,8-dimetilflavanona

Espécie: Cleistocalyx operculatus Espécies: Metrosideros excelsa;

Cleistocalyx operculatus

Referência: DAO et al., 2010 Referências: MAYER, 1990; MUSTAFA et al.,

2005 O O OH CH₃ O C H₃ H O 6-formil-5-hidróxi-8-metil-7-metoxiflavanona O O OH C H₃ O H O C H₃ 8-formil-5-hidróxi-6-metil-7-metoxiflavanona

Referência: DAO et al., 2010 Referência: YE et al., 2004

O H O O CH3 O C H3 7-hidróxi-8-metil-5-metoxiflavanona O H O OH CH3 O 5,7-di-hidróxi-8-metilflavanona

Referência: DAO et al., 2010 Referência: DAO et al., 2010

(37)

13 O O OH CH₃ C H₃ O CH₃ 5-hidróxi-6,8-dimetil-7-metoxiflavanona O O O C H₃ O CH₃ C H₃ 6-metil-5,7-dimetoxiflavanona Espécies: Leptospermum scoparium;

Espécie: Leptospermum scoparium

Referências: MAYER, 1990; DAO et al., 2010 Referências: MAYER, 1990

O O O O CH₃ C H₃ 5,7-dimetoxiflavanona O H O OH O C H3 5,7-di-hidróxi-6-metilflavanona

Referências: MAYER, 1990 Referências: MAYER, 1990

O H O OH C H3 O CH3 H O 3’-formil-4’,6’-di-hidróxi-5’-metil-2’-metoxichalcona O H O OH CH₃ C H₃ O CH₃ OH 4,2’,4’-tri-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona

Referência: YE et al., 2004 Referência: DAO et al., 2010

O H O OH CH₃ C H3 O CH₃ 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona O O OH CH₃ OH CH₃ 2’,6’-di-hidróxi-3’-metil-4’-metoxichalcona Espécies: Syzygium samarangense;

Metrosideros excelsa; Heteropyxis natalensis

Espécie: Metrosideros excelsa

Referências: SRIVASTAVA et al., 1995; MUSTAFA et al., 2005; MOHAMMED et al., 2009

Referência: MUSTAFA et al., 2005

O O OH C H₃ O CH₃ CH₃ 2’-hidróxi-3’-metil-4’,6’-dimetoxichalcona O H O OH C H3 O CH₃ 2’,4’-di-hidróxi-3’-metil-6’-metoxichalcona

Espécie: Metrosideros excelsa Espécies: Metrosideros excelsa

Referência: MUSTAFA et al., 2005 Referências: MUSTAFA et al., 2005; DAO et al.,

2010 Continuação da Tabela 1

(38)

14 O O OH CH3 O CH3 OH CH3 2’-hidróxi-5’-metil-4’,6’-dimetoxichalcona O H O OH CH₃ C H₃ O CH₃ OH 2,2’,4’-tri-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxichalcona

Espécie: Syzygium samarangense Espécie: Cleistocalyx operculatus

Referência: AMOR et al., 2007 Referência: DAO et al., 2010

O H O OH O CH3 C H3 2’,4’-di-hidróxi-3’-metil-6’-metoxi-di-hidrochalcona O H O OH O CH₃ C H₃ CH₃ 2’,4’-di-hidróxi-3’,5’-dimetil-6’-metoxi-di-hidrochalcona

Espécie: Syzygium samarangense Espécie: Syzygium samarangense

Referência: AMOR et al., 2007 Referência: AMOR et al., 2007

O O O CH₃ C H₃ C H₃ C H₃ O OH 2-hidróxi-6,8-dimetil-5,7-dimetoxiflavan-3-ona O CH₃ O OH O O OH O H O H O H noreugenina-7-O--D-glicosídeo

Espécie: Leptospermum scoparium Espécie: Eucalyptus camaldulensis

Referência: HÄBERLEIN e TSCHIERSCH, 1998 Referência: WANG e FUGIMOTO, 1993

C H₃ CH₃ CH3 CH₃ O H CH₃ C H3 CH3 OH eritridiol C H₃ CH3 CH₃ CH₃ CH₃ O H CH3 C H₃ CH3 -amirina

Espécie: Eucalyptus globulus Espécies: Eucalyptus globulus;

Myrcia citrifolia

Referência: SANTOS et al., 1997 Referências: SANTOS et al., 1997; GOTTLIEB et

al., 1972 C H₃ CH3 CH₃ CH3 O CH₃ C H₃ C H₃ O CH3 OH O ácido 3-acetiloleanólico C H₃ CH₃ CH₃ CH3 O H CH3 C H3 CH₃ OH O ácido oleanólico

Espécie: Eucalyptus globulus Espécies: Eucalyptus camaldulensis;

Leptospermum polygalifolium

Referência: SANTOS et al., 1997 Referências: SIDDIQUI et al., 2000; MUSTAFA

et al., 2003 Continuação da Tabela 1

(39)

15 3 CH3 CH3 O H C H3 CH3 OH O O H O H ácido arjunólico CH₃ CH₃ O CH₃ C H₃ CH₃ C H₃ O 3 C H₃ OH O ácido 3-acetilursólico Espécies: Heteropyxis canescens;

Melaleuca alternifolia

Espécie: Melaleuca alternifolia Referências: VIEIRA et al., 2004; MOHAMMED et

al., 2009

Referência: VIEIRA et al., 2004

CH₃ CH₃ O CH₃ C H₃ CH₃ C H₃ O CH₃ C H₃ O O CH₃ 3-acetil-12-ursen-28-oato de metila CH₃ CH₃ O H CH₃ C H₃ CH₃ CH₃ C H₃ OH uvaol

Espécie: Eucalyptus globulus Espécies: Eucalyptus globulus;

Leptospermum scoparium

Referência: SANTOS et al., 1997 Referências: SANTOS et al., 1997; MAYER,

1990 C H3 C H3 O CH3 C H3 CH3 CH₃ C H3 O C H3 O O CH3 O CH3

3-acetil-11-metóxi-12-ursen-28-oato de metila

CH3 CH₃ O CH3 C H3 CH3 CH₃ C H3 O O O CH3 O CH3 3-cis-p-metoxicinamoil-12-ursen-28-oato de metila

CH₃ CH₃ O CH₃ C H₃ CH₃ CH3 C H₃ O O O CH3 O C H₃ 3-trans-p-metoxicinamoil-12-ursen-28-oato de metila CH₃ CH₃ O H CH₃ C H₃ CH₃ CH₃ C H₃ O O CH₃ 3-hidróxi-12-ursen-28-oato de metila