Métodos e Técnicas em Parasitologia Clínica

Métodos e Técnicas em

Parasitologia Clínica

Populações que não dispõem de água potável correm alto risco de infecções (Foto OMS).

Habitação rústica infestada de insetos triatomíneos e habitada por pacientes com a Doença de Chagas.

Áreas endêmicas de malária no Brasil

Importância do diagnóstico

Prevalência significativa no mundo (OMS) – NTD

Doenças Tropicais Negligenciadas

Expectativas do diagnóstico

Médico – diagnóstico acurado.

Paciente – conforto na coleta, poucas coletas.

Laboratório – custo x benefício (baixo custo, fácil

Métodos laboratoriais

• Recurso indispensável para o diagnóstico

das infecções

• Estudo dos parasitos

• Epidemiologia

• Relação parasito-hospedeiro

• Critérios de cura

Exame parasitológico do sangue

Hemoscopia

• Doenças parasitárias com estágios no

sangue.

• Malária, filariose, doença de Chagas.

• Parasito vivo ou fixado e corado.

• Mais indicado o uso de material fresco –

método executado imediatamente após coleta de

sangue.

Exame parasitológico do sangue

Coleta do sangue

Punção da polpa digital ou lóbulo da orelha.

Punção venosa.

Exame parasitológico do sangue

Exame direto

•

Gota no centro da lâmina coberta com lamínula.

•

Adicionar salina ou citrato.

•

Avaliação imediata.

•

Visualização de parasitos vivos – movimentação dos

flagelos agitam hemácias.

•

Escassez de parasitos ou pouca mobilidade –

preparação de lâminas fixadas e coradas.

Exame parasitológico do sangue

Preparação de lâminas

Gota espessa

Parasitos escassos.

3 ou 4 gotas de sangue próximas espalhadas de forma

circular.

Gota estendida

Exame parasitológico do sangue

Preparação de lâminas

Corantes

Giemsa – necessário fixação prévia com álcool metílico.

Leishman – não é necessário fixação com álcool

Xenodiagnóstico

•

Diagnóstico de Doença de Chagas.

•

Método introduzido por Brumpt em 1914 é largamente

empregado ainda nos dias atuais no diagnóstico da

doença de Chagas.

Xenodiagnóstico

•

Multiplicação

do

T.

cruzi

no

trato

digestivo

do

triatomíneo permite sua detecção nas fezes dos

insetos alimentados com sangue do paciente ou de

animais suspeitos.

•

Utilização

de

ninfas

de

3

_a

₅

_estádio

_de

desenvolvimento, as quais são criadas em condições

controladas em laboratório, sendo portanto livres do

parasita.

Xenodiagnóstico

1. Ninfas de 3o _{a 5}o _estádio

2. Ninfas em jejum alimentar de 20 a 30 dias.

3. Pequenas caixas cobertas com tela, aplicadas diretamente sobre o hospedeiro por 30 a 60 minutos (humamos, a caixa é aplicada no antebraço).

4. Exame dos insetos para pesquisa do T. cruzi é realizada aos 30 e 60 dias após o repasto sanguíneo.

Exame parasitológico de fezes

1. Exame macroscópico

– verificar a consistência das

fezes, presença de muco, sangue ou vermes adultos.

2. Exame microscópico

- ovos ou larvas de helmintos

- Cistos ou trofozoítos

Exame parasitológico de fezes

1. Métodos

quantitativos

– avaliar intensidade da

parasitemia.

Kato-Katz

Coprotest

2. Métodos qualitativos

– presença de parasitas.

Método direto

Métodos de enriquecimento

– número pequeno de formas

parasitárias eliminadas.

Exame parasitológico de fezes

Escolha do método:

Não existe método único

– capaz de identificar todos os

parasitos.

Métodos gerais:

1. Sedimentação espontânea (Hoffman, Pons e Janner

–

HPJ).

Exame parasitológico de fezes

Maioria dos pedidos não é relatada a suspeita clínica:

> Realização de um dos métodos gerais

Relato de suspeita clínica:

Exame parasitológico de fezes

Melhor exame:

1. Fácil execução 2. Menor tempo

3. Identificação de maior número de parasitos

Qualidade dos exames:

1. Técnica correta

2. Um exame isolado negativo não deve ser conclusivo

CADASTRO DO PACIENTE:

- Número de registro de identificação do paciente gerado pelo LAB - Nome completo do paciente;

- Tipo de convênio; - Idade, sexo;

- Telefone e/ ou endereço do paciente;

- Nome e contato do responsável em caso de menor de idade ou incapacitado; - Nome do solicitante;

- Data e hora do atendimento;

- Horário da coleta, quando aplicável; - Exames solicitados e tipo de amostra;

- Informações adicionais: medicamento em uso

(laxantes, antiácidos, ingestão de meios de contrastes) - Data prevista para entrega do laudo;

DADOS CLÍNICOS

- Origem geográfica do paciente;

- Deslocamento em áreas endêmicas (com datas); - Antecedentes parasitários;

- Tratamento já recebidos;

- Resultados anteriores ( fezes – hemograma ); - Suspeita clínica.

Exame parasitológico de fezes

Coleta e conservação

1. Evacuação deve ser feita em recipiente limpo e seco e as fezes transferidas para recipiente próprio.

2. Fezes sem conservador devem ser enviadas ao laboratório imediatamente.

3. Coleta de amostras múltiplas – dias alternados e utilização de conservador.

Exame parasitológico de fezes

Conservadores:

Formol 10%

MIF (mercurocromo, iodo e formol)

SAF- fixador usado para conservar cistos e trofozoitos.

Coloração

– Lugol

Iodo, iodeto de potássio e água destilada. Utilizada para corar ovos, cistos e larvas.

LAUDO

O laudo deve conter no mínimo: a) identificação do laboratório;

b) endereço e telefone do laboratório; C) identificação do RT;

D) número de registro do RT no respectivo conselho; E) identificação do profissional que liberou o exame;

F) número de registro do laboratório no respectivo conselho; G) nome e registro de identificação do cliente no laboratório; H) data da coleta da amostra;

i) data de emissão do laudo;

J) nome do exame, tipo de amostra e método analítico; K) resultado do exame;

L) limitações técnicas da metodologia e dados para interpretação; M) observações pertinentes.

Resultado - Negativo

No material examinado, não foram encontrados ovos ou larvas de helmintos, nem cistos ou trofozoitos de protozóarios.

Resultado - Positivo

Presença de Ovos de Ascaris lumbricoides Cistos de Giardia duodenalis

Método Empregado: Direto, Lutz ou HPJ, Kato-Katz. Observações: coleta amostra única

três amostras em dias alternados.

CONTROLE DE QUALIDADE

•

Controle Interno da Qualidade:

duplo cego;

amostra aleatória.

• Controle Externo da Qualidade;

Devem ser documentados !!!

Exame parasitológico de fezes

Exame direto a fresco:

1. 2 a 3 gotas de salina em lâmina.

2. Tocar

comum

palito

vários

pontos

das

fezes,

transferindo para a lâmina.

3. Espalhar as fezes na lâmina.

4. Para identificação de cistos de protozoários e larvas de

helmintos corar com lugol.

5. Examinar a lâmina com objetiva de 10X e/ou 40X.

Exame parasitológico de fezes

Sedimentação espontânea (Hoffman, Pons e Janer ou Lutz):

1. 2g de fezes em um frasco Borrel e 5 mL de água, triturar bem. 2. Acrescentar mais 20 mL de água.

3. Filtrar a suspensão em cálice utilizando gaze dobrada em quatro e lavar os detritos com mais 20 mL de água.

4. Completar o volume do cálice (200 mL) com água. 5. Deixar a suspensão em repouso de 2 a 24h.

6. Sobrenadante límpido, colher uma amostra do sedimento utilizando pipeta.

7. Corar a lâmina com lugol e examinar em objetivas de 10X e/ou 40X.

Exame parasitológico de fezes

Sedimentação por centrifugação (MIFC)

1. Colher as fezes em MIF. 2. Homogeneizar bem,

3. Filtrar a suspensão em gaze dobrada em quatro.

4. Transferir 1 a 2 mL do filtrado em tubo cônico de centrifugação. 5. Adicionar 4 a 5 mL de éter sulfúrico e agitar vigorosamente

(desengordurar o material).

6. Centrifugar a 1500 rpm por 1 minuto. 7. Descartar o sobrenadante.

8. Adicionar uma gota de lugol ao sedimento e recolher uma parte para análise em lâmina e cobrir com lamínula.

Exame parasitológico de fezes

Exame parasitológico de fezes

Faust

– Centrífugo-Flutuação

1. 10 g de fezes em 20 mL de água (homogeneizar bem). 2. Filtrar em gaze e transferir para um tubo de hemólise. 3. Centrifugar a 2.500 rpm por 1 minuto.

4. Desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em água. (Repetir esta operação até o sobrenadante fique claro)

5. Ressuspender o sedimento em solução de sulfato de zinco a 33%. (densidade = 1,18 g/mL)

Exame parasitológico de fezes

Faust

– Centrífugo-Flutuação

Os cistos e alguns oocistos de protozoários e ovos leves de helmintos ficarão na película superfícial.

Retirar com alça de platina, adicionar uma gota de lugol e analisar em lâmina.

Exame parasitológico de fezes

Baermann-Moraes

1. Colocar 8 a 10 g de fezes em uma gaze dobrada.

2. Colocar sobre um funil fechado com um tubo de borracha. Adicionar água (45°C) ao funil em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.

3. Deixar uma hora em repouso.

4. Recolher 5 a 7 mL de água em tubo e centrifugara 1.000 rpm por 1 minuto.

5. Colher o sedimento sem desprezar o sobrenadante, adicionar o lugol e examinar ao microscópio. (avaliar a presença de larvas)

Exame parasitológico de fezes

Rugai

1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gaze (fazendo uma pequena trouxa).

2. Colocar o material com a abertura para baixo num cálice de sedimentação com água aquecida (45°C).

3. Deixar uma hora em repouso.

4. Colher o sedimento no fundo do cálice, corar com lugol e observar ao microscópio.

Exame parasitológico de fezes

Kato

– Katz

1. Preparar uma solução de verde malaquita (conservar as fezes e clarificar as formas parasitárias).

2. Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24X30mm e deixá-los mergulhados na solução de verde malaquita por pelo menos 24 horas.

3. Comprimir as fezes com um pedaço de tela meiálica. Nesta malha passam ovos de helmintos e detritos menores do que eles.

4. Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com o auxílio de um palito, para o orificio (6mm de diâmetro) de um cartão retangular de plástico, colocado sobre uma lâmina de microscopia.

Exame parasitológico de fezes

Kato

– Katz

5. Após encher completamente o orificio, retirar o cartão, cuidadosamente, deixando as fezes (aproximadamente 42mg) sobre a lâmina de vidro.

6. Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane embebida na solução de verde malaquita, inverter a lâmina, sobre uma folha de papel absorvente e comprimi-la.

7. Aguardar uma a duas horas e examinar ao microscópio.

Exame parasitológico de fezes

Método de Graham (fita gomada)

1. 5 a 6 cm de fita adesiva transparente com tiras de papel nas extremidades para identificação.

2. Colocar a fita sobre o fundo de um tubo de ensaio com o lado adesivo voltado para fora.

3. A porção aderente deve ser encostada várias vezes à mucosa da região perianal, e em seguida colar na lâmina.

4. Examinar a lâmina em microscópio.

Material deve ser colhido de manhã, antes que o paciente se levante ou realize qualquer tipo de higiene.