UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA 4ª Semana do Servidor e 5ª Semana Acadêmica
2008 – UFU 30 anos
O USO DE MORINGA OLEIFERA COMO PURIFICADOR NATURAL DE
ALIMENTOS
Luiz Faustino Silva Pereira Neto1
Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia-(EAF-UDI) , Fazenda Sobradinho s/n - Caixa Postal 592 CEP 38400-974, Uberlândia-MG.
lfsp18@hotmail.com Gelder Alves Rosa¹
Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia-(EAF-UDI) gelder_rosa@hotmail.com
Elaine Barbosa de Morais1
Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia-(EAF-UDI) laninhaeafudi@hotmail.com
Ana Carolina Oliveira Mesquita¹
Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia-(EAF-UDI) carolmesquitapink@hotmail.com
Pedro Henrique F. Tomé2
Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia-(EAF-UDI) pedrot@eafudi.com.br
Resumo: A Moringa oleifera é uma hortaliça arbórea não convencional, utilizada como coagulante natural de água no Sudão e na Indonésia. Alguns países africanos estão fazendo plantios de M.
oleifera para purificar a água. A pasta feita das sementes cruas é antibacteriana, as substâncias
ativas são encontradas nos cotilédones das sementes, possuindo três componentes principais: o “ben-oil”, o floculante - que são polipeptídios (proteínas) substancias ainda não claramente identificadas - e a substância antimicrobiana (4-(-L-Rhamnosyloxybenzylisothiocyanate (RI)). Assim como na água, nos alimentos, as bactérias e os fungos são microrganismos de interesse, pois são responsáveis por processos de deterioração e por toxinfecções.
Foram realizadas análises microbiológicas de três amostras de leite bovino não pasteurizado, com os seguintes grupos de microorganismos: bactérias aeróbias mesófilas totais; coliformes totais; coliformes fecais, Staphylococcus aureus e bolores e leveduras. Em seguida adicionou-se 8g/L da pasta obtida através de cotilédones de sementes de M. oleifera devidamente macerados à amostra, por um período de 2 horas. Transcorrido este período, fez-se novamente o exame microbiológico da amostra com os mesmos grupos de microorganismos.
Palavras Chave: Moringa Oleifera, 4-(-L-Rhamnosyloxybenzylisothiocyanate (RI), antibactericida.
1. INTRODUÇÃO
Existe atualmente no processo de industrialização de alimentos inúmeros conservantes químicos que são carcinogênicos e cumulativos no organismo, por isso a importância de se descobrir inibidores bacterianos naturais. Assim como na água, nos alimentos, as bactérias e os fungos são microrganismos de interesse, pois são responsáveis por processos de deterioração e por toxinfecções. Os coliformes podem se diferenciar em dois grupos: coliformes totais e coliformes fecais. A contagem do grupo coliforme e a contagem padrão de bactérias aeróbicas mesófilas são consideradas indicadores, pois avaliam as condições higiênicas no pós-processamento de alimentos, indicando também a possibilidade de ocorrerem outros organismos entéricos. Alguns sorotipos de
Escherichia coli são responsáveis por gastrenterites, especialmente em crianças, idosos e
convalescentes. Staphylococcus aureus são microrganismos patogênicos capazes de produzir enterotoxinas, causando vários tipos de intoxicações. O grupo de bolores e leveduras em alimentos representa perigo pela existência de fungos toxigênicos.
1.1- Moringa oleifera
A Moringa oleifera é uma hortaliça arbórea não convencional, nativa de regiões sub-himalaias no noroeste da Índia, pertencente a família Moringaceae que é composta de um único gênero ( moringa) com um total de quatorze espécies conhecidas, é um arbusto de pequeno porte alcançando no máximo 12m. de altura (imagem 1), de copa aberta usualmente com apenas um tronco central, possui flores que emergem em panículas de cor creme ( figura 2), conhecida por vários nomes de acordo aos seus diferentes usos, também é conhecida por ” baqueta” pela forma de seus frutos ( figura 3) que é um alimento básico em países como Índia e alguns países africanos (RANGEL, 2007), é utilizada como coagulante natural da água no Sudão e na Indonésia (JAHN, 1986). Em alguns países africanos, como Quênia e Nigéria, órgãos responsáveis pelo tratamento da água estão fazendo plantios de M. oleifera para purificar a água. A pasta feita das sementes cruas é antibacteriana, as substâncias ativas são encontradas nos cotilédones das sementes (figura 4), possuindo três componentes principais: o “ben-oil”, o floculante - que são polipeptídios (proteínas) substancias ainda não claramente identificadas - e a substância antimicrobiana(4(LRhamnosyloxybenzylisothiocyanate (RI)) No processo de purificação, a carga bacteriana pode ser reduzida em até 97% em pouco tempo. (SILVA; KERR, 1996).
Figura 2- Flores de Moringa oleifera.
Figura 3- Frutos de Moringa oleifera.
2. MATERIAL E MÉTODOS
Foram realizadas análises microbiológicas de três amostras de leite bovino não pasteurizado, com os seguintes grupos de microorganismos: bactérias aeróbias mesófilas totais; coliformes totais; coliformes fecais, Staphylococcus aureus e bolores e leveduras. As análises microbiológicas foram realizadas no Laboratório de Microbiologia da Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia (EAFUDI). Em seguida adicionou-se 8g/L da pasta obtida através de cotilédones de sementes de M. oleifera devidamente macerados às amostras, por um período de 2 horas. Transcorrido este período, fez-se novamente o exame microbiológico das amostras com os mesmos grupos de microorganismos e mesmo método.
2.1- Staphylococcus aureus
Inoculação de diluições na superfície de placas de Agar Baird-Parker encubadas invertidas a 35 ± 1 °C/48 h para contagem de Staphylococcus aureus, cuja composição evidencia a habilidade desse microrganismo de crescer na presença de 0,01 a 0,05% de telurito de potássio em combinação com 0,2 a 0,5 % de cloreto de lítio e 0,12 a 1,26% de glicina, o Staphylococcus aureus reduz anaeróbia e aerobiamente o telurito de potássio, produzindo colônias negras. O ágar Baird-Parker suplementado com solução de gema de ovo possibilita a verificação das atividades proteolítica e lipolítica do Staphylococcus aureus, por meio do aparecimento de um halo de transparência e um de precipitação ao redor da colônia, respectivamente. Inoculou-se sobre a superfície seca do ágar Baird-Parker, 0,1 mL de cada diluição selecionada, com o auxílio de alça de espalhou-se o inóculo cuidadosamente por toda a superfície do meio, até sua completa absorção. Para confirmação utilizou-se a prova da catalase, com auxílio da Pipeta de Pasteur, retirou-se uma alíquota do cultivo e transferiu-se para uma lâmina ou placa de vidro contendo uma gota de peróxido de hidrogênio a 3%. Misturou-se o inóculo ao peróxido e observar a reação. A não formação de borbulhas indica prova negativa para catalase, a formação de borbulhas indica prova positiva para catalase, sendo que Staphylococcus aureus são catalase positiva.
2.2- Grupo coliforme 2.2.1- Prova presuntiva
Inoculação da amostra em caldo lauril sulfato de sódio, em que a presença de coliformes é evidenciada pela formação de gás nos tubos de Durhan, produzido pela fermentação da lactose contida no meio.
O caldo lauril sulfato de sódio apresenta, em sua composição, uma mistura de fosfatos que lhe confere um poder tamponante, impedindo a sua acidificação. A seletividade do meio se deve à presença do lauril sulfato de sódio, um agente surfactante aniônico que atua na membrana citoplasmática de microrganismos Gram positivos, inibindo o seu crescimento.
2.2.2- Prova confirmativa para coliformes totais
A confirmação da presença de coliformes totais é feita por meio da inoculação dos tubos positivos para a fermentação de lactose em caldo verde brilhante bile lactose 2% e posterior incubação a 36 +/- 1ºC. A presença de gás nos tubos de Durhan do caldo verde brilhante evidencia a fermentação da lactose presente no meio.
O caldo verde brilhante bile lactose 2% apresenta, em sua composição, bile bovina e um corante derivado do trifenilmetano (verde brilhante), responsáveis pela inibição dos microrganismos Gram positivos.
A confirmação da presença de coliformes termotolerantes é feita por meio da inoculação em caldo EC, com incubação em temperatura seletiva de 45 +/- 0,2ºC a partir dos tubos positivos obtidos na prova presuntiva. A presença de gás nos tubos de Durhan evidencia a fermentação da lactose presente no meio.
O caldo EC apresenta em sua composição uma mistura de fosfatos que lhe confere um poder tamponante, impedindo a sua acidificação. A seletividade do meio se deve à presença de sais biliares, responsáveis pela inibição dos microrganismos Gram positivos.
2.3- Contagem padrão de microrganismos mesófilos aeróbios
Semeadura das diluições em Ágar padrão para contagem (PCA); para contagem seguida de incubação invertida em temperatura de 36 -/+ 1ºC por 48 horas.
2.4- Bolores e leveduras
A verificação da capacidade desses microrganismos se desenvolverem em meios de cultura com pH próximo a 3,5 e temperatura de incubação de 25 -/+ 1ºC. A utilização de meios acidificados a pH 3,5 -/+ 0,1 promove seletivamente o crescimento de fungos, inibindo a maioria das bactérias presentes no alimento. Acidificou-se o Agar em Agar batata dextrose (BDA) até pH 3,5 por meio da adição de 1,5 mL de solução de ácido tartárico 10% para cada 100 mL de meio. A incubação ocorreu em 25ºC/72 h.
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A utilização de sementes de M. oleifera como purificador natural de alimentos, não mostrou resultados significativos na eliminação de microrganismos do grupo coliformes totais, coliformes fecais e microrganismos aeróbios mesofilos totais. Já na eliminação de Staphylococcus aureus houve redução de 55,17% na amostra em que foi adicionada a pasta de cotilédones de M. oleifera. No grupo de bolores e leveduras foram eliminados da amostra 98,18%.
A Tabela a seguir apresenta a distribuição de microrganismos aeróbios mesófilos, coliformes totais, coliformes fecais, Staphylococcus aureus e fungos e leveduras nas amostras de leite com e sem a pasta de cotilédones de M. oleifera.
Tabela 01- Resultados médios das análises microbiológicas nas amostras RESULTADOS
ANÁLISES AMOSTRA PURA AMOSTRA COM M.oleifera
Coliformes totais ≥2400 NMP CT/mL ≥2400 NMP CT/ml
Coliformes termotolerantes
≥2400 NMP CF/mL ≥2400 NMP CF/ml
Staphylococcus aureus 2,9 x 102 UFC/mL 1,3 x 102 UFC/mL
A ação antibactericida da substância 4-(-L-Rhamnosyloxybenzylisothiocyanate (RI)) em
Staphylococcus aureus é de interesse na indústria alimentícia, sendo que se trata de um
microrganismo patogênico apontado em muitos países como o principal responsável por doenças veiculadas a alimentos. A eliminação quase completa da carga de bolores e leveduras torna o alimento sem riscos para a presença de micotoxinas. Toxicologicamente falando não existem motivos para descartar o uso de sementes para a purificação de alimentos, pois, SATTAUR (1987) (apud JAHN et. al. 1986) certificou-se que em uma suspensão de 50 sementes por 100 ml de água não causou efeitos tóxicos em ratos.
3. AGRADECIMENTOS
À Escola Agrotécnica Federal de Uberlândia (EAFUDI) 4. REFERÊNCIAS
BENNETT, R.W.; LANCETTE, G.A. Staphylococcus aureus. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: <http:// www.cfsan.fda.gov>. Acesso em: 06 dez. 2007. BRASIL. Ministério da Agricultura e do Abastecimento. Regulamentos técnicos de identidade e qualidade de leite e produtos lácteos. Ministério da Agricultura e do Abastecimento/ Secretaria de Defesa Animal/ Departamento de Inspeção de Produtos de Origem Animal/ Divisão de Normas Técnicas. Brasília, D.F. Série Regulamentação Técnica de Identidade e Qualidade de Produtos de Origem Animal; n.2. 1997, 77p.
DUERO, G.P.The Antibacterial activity of the leaves of Moringa oleifera. MCU.1984.
HITCHINS, A.D.; FENG, P.; WATKINS W.D.; RIPPEY S.R.; CHANDLER L.A. Escherichia coli and the Coliform bacteria. In: Bacteriological Analytical Manual Online. 2001. Disponível em: http:// www.cfsan.fda.gov.
JAHN, S. A. A.; MUSNAD, H. A.BURGSTALLER, H.The tree that purifies water. Unasylva, 1986.
RANGEL, Maria Salete. Embrapa - Moringa oleifera: um purificador natural de água e complemento alimentar para o nordeste do Brasil. Embrapa- Tabuleiros Costeiros - Aracajú - SE <http://www.jardimdeflores.com.br/floresefolhas/ A10moringa.htm> Acesso em: 06 dez. 2007. SILVA, A. R.; KERR, W. E. Moringa: uma nova hortaliça para o Brasil. Uberlândia. 1996. SILVA, N. ; JUNQUEIRA, V. C. A. ; SIVEIRA, N. F. A. . Manual de métodos de análise microbiológica de alimentos –. 2. ed. São Paulo: VARELA, 2001.317p.
