ASPECTOS DA REPRODUÇÃO EQUINA:
INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL E TRANSFERÊNCIA DE EMBRIÕES
SÃO PAULO 2009
Gabriel Fernandes Claudino II
Aspectos da Reprodução Eqüina: Inseminação Artificial e Transferência de Embriões
SÃO PAULO 2009
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Medicina Veterinária das Faculdades MetropolitanasUnidas/FMU.
Orientadora Prof(a). Cynthia Maria
Nome do autor: CLAUDINO II, Gabriel Fernandes
Título: Aspectos da Reprodução Eqüina – Inseminação Artificial e Transferência de Embriões
Data:_____/_____/_____
Banca Examinadora
Prof(a).Dra. Cynthia Maria Carpegiani Teixeira Instituição: Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU
Assinatura:__________________________ Julgamento:_________________
Prof(a). Dra. Carolina Amália de Souza Muniz Instituição: Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU
Assinatura:__________________________ Julgamento:_________________
Prof(a). MSc Aline Machado De Zoppa Instituição: Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU
Assinatura:__________________________ Julgamento:_________________
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Medicina Veterinária das Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU. Orientadora Prof(a). Dra. Cynthia Maria Carpegiani Teixeira.
AGRADECIMENTOS
Agradeço principalmente a Deus por ter me dado muita força e saúde para atingir mais essa conquista em minha vida. Aos meus pais Gabriel e Darcy que se esforçaram ao máximo em todos os momentos de minha vida para que não me falte. A minha namorada Thaylise que sempre me incentivou em todos os momentos da minha vida. Aos meus queridos professores que tanto se dedicaram nesses cinco anos que convivemos junto passando todos os seus conhecimentos e experiência a todos nós. Agradeço a todos do fundo do meu coração por terem acreditado que esse dia chegasse, pela dedicação, paciência, esforço que tiveram comigo nesses últimos anos.
Resumo
Claudino II, G. F.; Reprodução Eqüina ¨ Inseminação Artificial e Transferência de Embriões ¨, Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Medicina Veterinária das Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU. Sob Orientação da professora Cynthia Maria Carpegiani Teixeira, São Paulo 2009.
O conceito de inseminação artificial refere-se ao processo de deposição do sêmen no sistema genital feminino da égua, através de manipulação artificial no momento adequado, visando à fertilização do óvulo. O sêmen é colhido artificialmente, por vários métodos, segundo a espécie diluído ou mesmo usado ¨in natura¨, preservando suas características fundamentais, com o objetivo de inseminar um grande numero de éguas com um ejaculado. Segundo a história, consta que a primeira inseminação artificial em eqüinos foi realizada no Século XIV. A transferência de embriões em eqüinos é uma biotécnica reprodutiva que teve seus estudos iniciados no início da década de 70, sendo que no Brasil as transferências ocorreram na década de 80. Desde então suas técnicas foram aprimoradas e as associações de criadores de cavalos, diferentes raças começaram a aceitar o registro de produtos oriundos desta técnica. Diversos são os fatores que afetam as taxas de sucesso de uma transferência. A seleção da doadora deve levar em consideração o guia de registro da raça, a história reprodutiva da égua, fertilidade e valor potencial do produto. A receptora deve ser avaliada quanto ao seu histórico e exames reprodutivos, tamanho, peso, idade e disponibilidade. Éguas jovens e férteis são as melhores candidatas a receptoras que éguas velhas e/ou subférteis. A sincronização do estro pode ser obtida de diferentes maneiras, sendo o protocolo de aplicação de prostaglandina mais hCG o mais empregado. Inicialmente, acreditava-se que a sincronização da ovulação era um fator crucial para o sucesso da transferência de embrião. A qualidade e tipo de sêmen utilizado e o momento da inseminação da doadora, são fatores que podem afetar a taxa de recuperação embrionária. Recomenda-se a inseminação da doadora de 2 horas antes até 12 horas após a ovulação. Os procedimentos de coleta são feitos por meio de lavagens uterinas. O embrião coletado é medido, avaliado e pode ser transferido imediatamente, resfriado ou congelado. A transferência pode ser realizada de forma cirúrgica ou não-cirúrgica, sendo esta última menos invasiva e dispendiosa, apesar de, historicamente, ter resultado em menores taxas de prenhez em relação à transferência cirúrgica.
Palavras-chaves: Reprodução – Equina – Inseminação Artificial – Transferência de
Abstract
Claudino II, G. F.; Reprodução Equina ¨ Inseminação Artificial e Transferência de Embriões ¨, Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Medicina Veterinária das Faculdades Metropolitanas Unidas/FMU. Sob Orientação da professora Cynthia Maria Carpegiani Teixeira, São Paulo 2009.
The concept of artificial insemination refers to the process of deposition of semen in the female genital system of the mare, through artificial manipulation when appropriate, aiming at the fertilization of the ovum. The semen is collected artificially, by various methods, according to the species diluted or even used “in natura”, preserving its essential characteristics and aiming at the insemination of a large number of mares with semen. According to the story, the first artificial insemination in horses was held at the XIV Century. The embryo transfer in equines is a reproductive biotechnology that had their studies begun in the early 70's, where the transfer occurred in Brazil in the 80s. Since then its techniques were refined and the associations of horse breeders, different breeds began to accept the registration of products from this technique. Several are the factors that affect the success rates of transfer. The selection of the donor should take into account the guide of register of the race, the mare's reproductive history, fertility and potential value of the product. The recipient must be evaluated according to her history and reproductive examination, size, weight, age and availability. Young and fertile mares are better candidates for receiving then old mares and/or subfertile. The synchronization of the estrus can be obtained in different ways, and the protocol for the application of prostaglandin more hCG the most used. Initially, it was believed that the synchronization of the ovulation was a crucial factor for the success of embryo transfer. The quality and kind of semen used and the moment of the donor’s insemination, are factors that can affect the rate of embryo recovery. It is recommended the insemination of the donor from 2 hours before until 12 hours after the ovulation. The procedures for collection are made through uterine lavage. The collected embryo is measured, evaluated and can be transferred immediately, cold or frozen. The transfer can be in a surgical or non-surgical way, being the last one less invasive and expensive, although, historically, have resulted in lower rates of pregnancy in relation to the surgical transference.
Lista de Figuras
Figura 1 Padrão bifásico do FSH e níveis de LH ... 22
Figura 2 Botuteiner ... 25
Figura 3 Botu-Box ... 25
Figura 4 Vagina Artificial ... 27
Figura 5 Colheita de Sêmen ... 28
Figura 6 Coleta de Embriões ... 31
Figura 7 Técnica de Transferência de Embriões ... 31
Figura 8 Esquema do Procedimento de Recuperação Embrionária ... 38
Figura 9 Material Usado na Colheita ... 39
Figura 10 Vesícula Embrionária ... 39
Lista de Quadros
Quadro 1 – Transferência de embriões em eqüinos em 2002 ... 30 Quadro 2 – Circular ABCCH ... 43
Lista de Abreviaturas e Siglas
hCG – Gonadotrofina Coriônica Humana FSH – Hormônio Folículo Estimulante LH – Hormônio Luteínico
GH – Hormônio do Crescimento
ACTH – Hormônio Adrenocorticotrófico PRL – Prolactina
TSH – Hormônio Estimulante da Tireóide P4 – Progesterona
CL – Corpo Lúteo
eCG – Gonadotrofina Coriônica Equina
GnRH – Hormônio Liberador de Gonadotrofina IA – Inseminação Artificial
PGF2α – Prostaglandina
EPE – Extrato Pituitário Equino
ABCCMM – Associação Brasileira dos Criadores da Cavalo Mangalarga Marchador ABQM – Associação Brasileira do Quarto de Milha
SRGCQM – Serviço de Registro Genealógico do Cavalo Quarto de Milha TE – Transferência de Embriões
ABCCC – Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo Crioulo SRG – Serviço de Registro Genealógico
SBBrCA – Stud Book Brasileiro Cavalo Árabe
ABCCA – Associação Brasileira dos Criadores Cavalo Árabe PREMIART – Permissão para Inseminação Artificial
RUTS – Relatório de Uso Transporte de Sêmen SB – Stud Book
Sumário
1. Introdução ... 13 2. Revisão Literatura ... 15 2.1Neuro-Endocrinologia da Reprodução ... 15 2.2 Hipotálamo ... 15 2.3 Hipófise ... 162.4 Classificação e Liberação dos Hormônios ... 17
2.5 Mecanismo de Ação dos Hormônios ... 18
2.6 Inter-Relação Hormonal Hipotálamo, Hipófise e Gônadas ... 19
3. Ciclo Estral ... 21
4. Inseminação Artificial ... 23
4.1 Técnica de Conservação de Sêmen ... 24
4.2 Principais Vantagens da Inseminação Artificial ... 25
4.3 Principais Desvantagens da Inseminação Artificial ... 26
4.4 Técnica de Colheita de Sêmen ... 26
5. Transferência de Embriões ... 29
5.1 Seleção e Manejo de Éguas Doadoras e Receptoras ... 32
6. Sincronização ... 34
7. Colheita de Embriões ... 36
8. Dos Regulamentos das Associações ... 40
8.1 Associação Brasileira dos C. do Cavalo Mangalarga Marchador ... 40
8.2 Associação Brasileira do Quarto de Milha ... 41
8.3 Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo de Hipismo ... 42
8.4 Stud Book Brasileiro do Puro Sangue Inglês ... 44
8.5 Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo Crioulo ... 44
8.6 Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo Árabe ... 45
9. Conclusão ... 48
1 INTRODUÇÃO
O conceito de inseminação artificial refere-se ao processo de deposição do sêmen no sistema genital feminino, através de manipulação artificial, e no momento adequado, visando à fertilização do óvulo. Este sêmen, colhido artificialmente, por diferentes métodos, segundo a espécie diluído ou mesmo usado a fresco preservando suas características fundamentais, de modo que seja possível inseminar um numero máximo de animais com um só ejaculado (BOCHIO; 2006).
A transferência de embriões (TE) é uma importante ferramenta que visa acelerar o melhoramento genético, conferindo maior precisão e rapidez no processo de seleção animal. O primeiro relato envolvendo a TE em eqüinos foi feito por pesquisadores japoneses, em 1972, embora incremento nas pesquisas só ocorresse uma década depois. No Brasil a TE vem sendo realizada desde a segunda metade dos anos 80, ocupando hoje, lugar de destaque no mundo, junto com os Estados Unidos e Argentina (CARMO & ALVARENGA; 2003).
A transferência de embriões (TE) é uma biotécnica reprodutiva que consiste na retirada de um embrião do interior do útero de uma égua doadora e em sua transferência para o útero de uma égua receptora. A receptora se encarregará de levar a gestação a termo e assegurará igualmente a lactação.
A principal finalidade da TE é a obtenção de mais de uma cria ao ano por égua, além disso, permite também que éguas velhas com histórico reprodutivos pobres ou incapazes de produzirem potros por monta natural ou inseminação artificial (IA) bem como éguas de corrida, pólo ou de outros eventos competitivos deixem descendentes sem se afastarem de competições por conta da gestação e cuidados com a prole. Outras vantagens da TE incluem a obtenção de embriões de potras de dois anos, já que nesta fase a gestação é contra-indicada e pode prejudicar o desenvolvimento da potra.
As taxas de sucesso obtidas com a TE variam de acordo com a associação de dois fatores: a taxa de recuperação embrionária e a taxa de prenhez após a transferência do embrião da doadora para a receptora. Fatores que afetam a
recuperação embrionária incluem o dia da coleta, número de ovulações, idade e histórico reprodutivo da doadora e qualidade do sêmen do garanhão. Dentro dos fatores que afetam a taxa de prenhez após a transferência, podemos citar o método de transferência, sincronização da ovulação entre doadora e receptora, qualidade do embrião, histórico reprodutivo e manejo da receptora.
O objetivo deste trabalho é passar as nossos básicas da reprodução eqüina, na inseminação artificial e transferência de embriões, para que com isso possa aprimorar meus conhecimentos a respeito do tema.
2 Revisão de Literatura
O êxito na reprodução eqüina depende de sólido conhecimento da anatomia reprodutiva, fisiologia, endocrinologia, conduta de criação, prevenção de doenças, dos tratamentos como indicados e da manutenção de registros completos e precisos.
2.1 Neuro-Endocrinologia da Reprodução
O sistema neuro-endócrino da reprodução é indispensável para o bom funcionamento reprodutivo tanto nos machos como nas fêmeas. Esse sistema deve manter uma relação direta e harmônica entre os centros hipotalâmicos, hipofisários e gônadais, relação essa que deve estar em funcionamento pleno e sincrônico para que os animais manifestem seu potencial reprodutivo. Qualquer interferência nesse
processo leva a transtornos reprodutivos (MEIRA; 2007). O controle neuro-endócrino ocorre por comunicação celular neuro-endócrina e
endócrina tendo como mensageiro os neurotransmissores, entre eles os hormônios e neurohormônios são essenciais. Outros fatores comos os de crescimento são importantes nas fases de desenvolvimento folicular pré-antral e antral exercendo influencia na inter-relação dos hormônios (MEIRA; 2007).
2.2 Hipotálamo
O hipotálamo é uma glândula neuro-endocrina localizada na base do cérebro abaixo do 3° ventrículo cerebral. Essa região apresenta vasta irrigação e inervação, permitindo contato com hormônios circulantes no organismo, bem como a interação dessa região com informações neuro-endócrinas geradas pelo próprio cérebro ou por estímulos externos (MEIRA; 2007).
O hipotálamo é constituído por neurônios que se encontram agrupados formando núcleos hipotalâmicos especializados, cada um com sua função. Dentre os diversos núcleos, os de maior interesse no processo reprodutivo são: o núcleo arqueado e ventro-medial que constitui o centro tônico de liberação de gonadotrofinas (FSH – hormônio folículo estimulante; LH – hormônio luteinizante), área hipotalâmica anterior e principalmente o núcleo pré-ótico e supra-quiasmático que constituem o centro de liberação pré-ovulatória de gonadotrofinas; núcleo supra-ótico e paraventricular sintetizam a ocitocina (MEIRA; 2007).
2.3 Hipófise
A hipófise também conhecida como glândula pituitária é constituída por dois lobos, o lobo posterior denominado de neurohipofise e o anterior a adenohipofise. Assim como o hipotálamo, localiza-se na base do cérebro, abaixo do 3° ventrículo cerebral. Está alojada em uma depressão denominada sela túrsica localizada no osso diâmetro esfenóide, apresenta intimo contato com o hipotálamo por meio do pedículo hipofisário (MEIRA; 2007).
A adenohipófise possui cinco tipos celulares que se encontram próximo aos vasos sanguíneos e secretam seis hormônios relacionados direta ou indiretamente com os processos reprodutivos. As células somatotróficas (sintetizam a somatotrofina ou hormônio do crescimento - GH); corticotróficas (hormônio adrenocorticotrófico - ACTH); mamotróficas (prolactina - PRL), tireotróficas (hormônio estimulante da tireóide – TSH e as células gonadotróficas que sintetizam e liberam o FSH e LH (MEIRA; 2007).
O sistema de irrigação da adenohipófise é próprio e denominado de sistema porta-hipofisário, permitindo a troca de substâncias hormonais entre adenohipófise e o hipotálamo. Esse sistema é constituído a partir da artéria hipofisária superior, a qual origina o plexo capilar primário localizado na região do pedículo hipofisário e o plexo capilar secundário localizado no corpo da glândula. A comunicação entre esses dois plexos se faz através dos vasos porta hipofisários e a comunicação com o sistema circulatório corporal ocorre a partir do plexo secundário (MEIRA; 2007).
O suprimento sanguíneo da neurohipófise se faz a partir da ramificação da artéria carótida em comunicação com um enovelado de pequenas artérias e veias localizadas na glândula.
2.4 Classificação e Liberação dos Hormônios
O hipotálamo sintetiza como a ocitocina e fatores liberadores e a adenohipófise o FSH, LH e prolactina citados anteriormente. Os ovários sintetizam o estrógeno e outros fatores intrafoliculares por meio dos folículos ovarianos e a progesterona (P4) pelo corpo lúteo (CL). Outras glândulas como a pineal que secretam a melatonina e a adrenal os glicocorticóides, P4 e estradiol são importantes no processo reprodutivo. No útero observa-se a produção de prostaglandina e na placenta, o estrógeno, prosgestágeno, relaxina e lactogênico placentário, cada um com funções especificas durante o ciclo reprodutivo. No caso da égua e da mulher gestante detecta-se respectivamente, a secreção de gonadotrofina coriônica eqüina (eCG) e gonadotrofina coriônica humana (hCG) (MEIRA; 2007).
Quanto ao modo de ação, são classificados em hormônios de ação primária aqueles que atuam de forma direta estimulando o sistema reprodutivo (ex. FSH e LH) que contribuem no desenvolvimento folicular e ovulação, e de ação secundária ou metabólica como o GH, essencial para o desenvolvimento corporal e o TSH importante na manutenção do metabolismo celular (MEIRA; 2007).
A ocitocina sintetizada nos núcleos hipotalâmicos supra-ótico e paraventricular, sendo transportada para a neurohipófise por meio dos axônios dos neurônios que partem desses núcleos e terminam com a porção sináptica nos vasos da neurohipófise. Na sua porção terminal, os neurônios armazenam esse hormônio que é liberado na corrente circulatória sempre que necessário frente a estímulos específicos, por exemplo: o reflexo da mamada, o reflexo de Ferguson, o estimulo cervical, levam a liberação de ocitocina (MEIRA; 2007).
A síntese do GnRH ocorre em neurônios específicos, localizados em maior número no centro pré-ovulatório de GnRH, especialmente nos núcleos hipotalâmicos pré-ótico e supra-quiasmático. Os neurônios de GnRH com corpo celular nos centros
pré-ovulatório e tônico, terminam com suas sinapses nos vasos do plexo primário que compõe o sistema porta hipofisário da adenohipófise. O neuropeptídeo GnRH oferece comunicação entre sistema nervoso e endócrino, e em resposta a estímulos neurais, são liberados em forma de pulsos no sistema porta hipofisário, promovendo assim, a síntese e liberação de gonadotrofinas da adenohipófise. A freqüência dos pulsos de GnRH sofre influência pelas fases do ciclo estral (estrogênico ou progesterônico) e estão diretamente correlacionados aos pulsos de LH. No entanto, a liberação de FSH não apresenta correlação aos pulsos de GnRH (MEIRA; 2007).
Os hormônios glicoprotéicos são moléculas formadas por seqüencias de aminoácidos compostos por duas cadeias polipeptídeas, consistindo em sub-unidade α e β. As cadeias α e β encontram-se ligadas entre si por pontes de hidrogênio. No FSH e LH a sub-unidade α é determinada pelo mesmo gene e é comum a todas as espécies animais, porem a sub-unidade β é especifica a cada espécie e a cada hormônio glicoprotéico, esta sub-unidade determina a especificidade do hormônio e sua interação ao receptor. A ativina e inibina são hormônios glicoprotéicos encontrados nos folículos ovarianos e estão envolvidos na dinâmica do desenvolvimento folicular (MEIRA; 2007).
Os esteróides são primariamente produzidos pelas gônadas, porem a adrenal e a placenta também secretam estes hormônios. São derivados do colesterol e sintetizados a partir de um núcleo básico comum a todos os esteróides, denominado núcleo pentanopridrofenantreno. Por ser de natureza lipídica, são insolúveis em água e para serem transportados através da corrente circulatória devem estar ligadas a proteína plasmática. O conjugado se torna hidrossolúvel e não possui ações biológicas, necessitando que essa união seja desfeita para exercer sua ação (MEIRA; 2007).
2.5 Mecanismos de Ação dos Hormônios
A secreção e liberação de gonadotrofinas hipofisárias se faz pela ligação do GnRH em receptores de proteína-G, localizadas na membrana das células gonadotróficas. Com a ativação de proteína-G, inicia-se processos bioquímicos
intra-celulares envolvendo a fosfolipase-C, inositol difosfato, trifosfato, diacilglicerol e proteína Kinase-C que levam a fosforilação de proteínas finalizando com síntese e liberação de gonadotrofinas (FSH,LH) (MEIRA; 2007).
O FSH e LH liberados na corrente circulatória são transportados até os ovários onde atuam em células foliculares ou luteínicas. O mecanismo de ação também se faz por ativação de receptores de proteína-G na membrana dessas células. Neste caso, envolve ativação da enzima adenilciclase tendo o AMPc como segundo mensageiro, bem como a ativação da proteína kinase-A que leva a fosforilação de proteínas induzindo a resposta celular, resultando na síntese de esteróides (MEIRA; 2007).
Ao chegarem à célula alvo, os esteróides se dissociam da proteína carreadora e por serem lipossolúveis atravessam a membrana celular por difusão chegando até o núcleo. No núcleo se ligam e ativam receptores nucleares específicos, estimulando a transcrição gênica para síntese de RNAm, este nos ribossomos ira induzir a síntese de outras proteínas específicas, as quais influenciam no processo reprodutivos, por exemplo: síntese protéica pelas glândulas endometriais (MEIRA; 2007).
2.6 Inter-relações Hormonal Hipotálamo, Hipófise e Gônadas
A regulação endócrina do ciclo estral envolve os sistemas hipotálamo, hipófise e gônadas. Como mencionado anteriormente, as gonadotrofinas liberadas estimulam o crescimento folicular e ovulação. Tanto o FSH quanto o LH hipofisário contribuem para o desenvolvimento folicular e estimulam a síntese de estradiol pelo folículo. Outros hormônios são sintetizados pelo folículo, entre eles a inibina que juntamente com o estradiol agem sobre a adenohipófise reduzindo a liberação de FSH (efeito negativo) (MEIRA; 2007).
Após o desvio folicular observa-se o aumento na concentração de estradiol plasmático, que por sua vez atua sobre a adenohipófise e hipotálamo ocasionando retro-alimentação positiva sobre a liberação de LH, especialmente nos centros pré-ovulatórios de LH (MEIRA; 2007).
O GnRH secretado chega à adenohipófise por meio do sistema porta hipofisário, onde estimula a síntese e liberação de LH em forma de pulsos. Desta forma, a concentração de LH circulante se eleva de forma lenta no caso da égua, o que acelera o processo de desenvolvimento e maturação folicular culminando com a ovulação (MEIRA; 2007).
Após a ovulação, a concentração plasmática de P4 aumenta gradativamente para atingir valores máximos até o 5° ou 6° dia do diestro, permanecendo elevada e com pequenas variações durante a fase lútea. A P4 também modifica o padrão de síntese de gonadotrofinas por reduzir a sensibilidade da adenohipófise ao GnRH, tendo como resultado a diminuição da concentração de LH circulante. Esse efeito é denominado de retro-alimentação negativa da P4 e dura enquanto o corpo lúteo estiver ativo, com a sua luteólise novo estro pode ser observado (MEIRA; 2007).
3. Ciclo Estral
O ciclo estral é tipicamente definido como início com a ovulação (dia 0) e término no dia anterior a próxima ovulação. A média de intervalo entre as ovulações, para a maioria das éguas, é de 12 dias, mas pode oscilar entre 18 e 24 dias. Intervalo muito curto ou muito extenso pode ser considerada uma anormalidade (LEY; 2006).
A fase estral( fase folicular ) pode durar de 3 a 7 dias e é dominada por um ou mais folículos pré-ovulatórios grandes > 30mm diâmetro, por estradiol-17β(estrógeno) e por sinais comportamentais de cio ou receptividade ao garanhão (LEY; 2006).
A progesterona durante o estro é tipicamente menor de 1ng/mL no sangue periférico.
O diâmetro folicular, na ovulação varia de 30 a 70 mm, mais comum ao redor de 40 a 45 mm.
A égua ovula 24 a 48 horas antes dos sinais de comportamento do cio desaparecer. Isso é um evento fisiológico muito importante de se lembrar, muitas éguas são cobertas ou inseminadas após a ovulação simplesmente porque ainda demonstram sinais de cio. Se a inseminação ou cobertura ocorrer depois de 12 a 14 horas da ovulação, o ovulo será muito velho para ser prontamente fertilizado ou se fertilizado, falhará ao desenvolver um embrião viável (LEY; 2006).
Durante o período intermediário de 1 a 4 dias após a ovulação, o estrógeno diminui e antes de o corpo lúteo começar produzir quantidades significantes de progesterona, a égua demonstra sinais equívocos de cio ou receptividade ao garanhão (LEY; 2006).
A fase de diestro(fase luteínica) dura 13 a17 dias e é dominada por um corpo lúteo, pela progesterona e por sinais comportamentais indicando ausência de receptividade à aprovação do garanhão (LEY; 2006).
O corpo lúteo em desenvolvimento, após a ovulação primaria, tipicamente tem vida útil de até 85 dias. Se o endométrio não liberar a prostaglandina ele continuará a produção de progesterona e não sofrerá regressão (LEY; 2006).
Acredita-se que o reconhecimento materno da gestação na égua que ovula e é adequadamente coberta ou inseminada resulte de o embrião, com livre movimentação, produzir e secretar estrógeno que suprime a liberação endometrial de prostaglandina. Isso deve ocorrer entre os dias 12 e 14 após a ovulação produtiva (LEY; 2006).
A égua que falha em conceber ou que não foi coberta ou exposta a um garanhão ou que apresentou morte embrionária precoce (antes de 12 a 14 dias), o endométrio secreta prostaglandina que, pela circulação sistêmica, afeta o corpo lúteo e induz à sua regressão (luteólise). A produção de progesterona declina em 4 a 40 horas seguintes e a égua começa a mostrar sinais de receptividade conforme entre em seu próximo ciclo estral (LEY; 2006).
Na Figura 1, podemos observar o padrão bifásico entre o FSH e LH, com suas respectivas curvas e bicos entre o intervalo de um cio e outro.
Figura 1. Padrão bifásico do FSH e níveis de LH Fonte: Allen, 1982.
4. Inseminação Artificial
O conceito de inseminação artificial refere-se ao processo de deposição do sêmen no sistema genital feminino, através de manipulação artificial, e no momento adequado, visando à fertilização do óvulo. Este sêmen, colhido artificialmente, por diferentes métodos, segundo a espécie diluído ou mesmo usado ¨in natura¨, preservando suas características fundamentais, de modo que seja possível inseminar um número máximo de animais com um só ejaculado (BOCHIO; 2006).
Segundo a história, consta que a primeira inseminação artificial em eqüinos foi realizada no Século XIV, por um xeique Árabe, desejando obter um produto do garanhão do xeique inimigo, excitou o animal com algodão embebido com secreções de uma égua em cio, transferiu o sêmen colhido, também em algodão para o interior da vagina de outra égua em cio, assim obtendo um produto.
A introdução da inseminação artificial com sêmen congelado é um temo polêmico dentro da eqüinocultura brasileira, devido ao fato de muitas associações não aceitarem, ate o momento a introdução dessa tecnologia, por pensarem que a
Estágio do ciclo (dias)
Con ce n tra çõe s p las m át icas d e FSH e L H (n g/m l)
mesma traz falhas e se presta para a fraude no controle de registro genealógico (BOCHIO; 2006).
Esse problema foi solucionado com a introdução da técnica de tipificação sanguínea, na qual se compara o tipo sanguíneo de um animal com o de seus pais, comprovando cientificamente o parentesco e eliminando o problema de fraude.
Atualmente todas as raças de eqüinos que se utilizam desta técnica exigem a verificação de parentesco para que possa ser efetuado o registro de um animal no Serviço de Registro Genealógico, o que é controlado e regulamentado pelo Ministério da Agricultura visando preservar a veracidade das informações constantes nos pedigrees (BOCHIO; 2006).
A utilização da técnica de inseminação artificial é aceita, atualmente pela grande maioria das Associações de Registro, a recente regulamentação da utilização do sêmen congelado por importantes raças como o Quarto de Milha, Árabe, Mangalarga, etc; tem despertado grande interesse em muitas equipes de pesquisa de todo o mundo, visando o desenvolvimento desta técnica (SQUIRES et al, 1999).
4.1 - Técnicas de Conservação do Sêmen
Quando nos referimos à utilização da inseminação artificial, normalmente há uma diferenciação relativa ao tipo de técnica utilizada na conservação do sêmen a ser utilizado e ao tempo decorrido entre a colheita e sua utilização.
Inseminação com sêmen fresco – consiste na utilização do sêmen, normalmente acrescido de diluentes apropriados, em um período de até duas horas.
Inseminação com sêmen refrigerado – nesta técnica, o sêmen devidamente é diluído com diluentes ricos em açucares, lipídeos e antibióticos, sendo mantido a uma temperatura de aproximadamente 5°C e podem ser utilizadas por um período de ate 48 horas após a colheita sem comprometer sua capacidade fecundante e, conseqüentemente, os resultados obtidos.
Inseminação com sêmen congelado – o sêmen deve passar pelo mesmo processo que na refrigeração, porem faz a utilização de diluente próprio para o congelamento, com isso possa proteger a integridade da membrana tanto no processo de congelamento como no descongelamento, sendo que após o sêmen ter sido congelado com sucesso, pode ser armazenado por anos, ficando conservado em temperatura de – 196°C em tanques de nitrogênio líquido.
Citados por (BOCHIO; 2006).
Nas figuras 2 e 3 podemos observar dois meios de transporte para sêmen refrigerado, sendo que a figura 2 mantém o sêmen por 36 horas a 5°C, já na figura 3 mantém o sêmen por 24 horas a 15°C.
Figura 2: Botutainer ( 36 horas a 5°C ) Figura 3: Botu-Box ( 24 horas a 15°C )
Fonte: http://www.biotechbotucatu.com.br/por/prod_cont.htm Acesso em 15/06/2009.
4.2 - Principais Vantagens da Inseminação Artificial
São inúmeras as vantagens na utilização da inseminação artificial, entre elas podemos citar:
Redução dos riscos de disseminação de doenças sexualmente transmissíveis, pois o contato sexual direto entre garanhões e éguas reprodutoras é evitado.
Aumento dos índices de fertilidade, devido a um maior controle sobre a qualidade do sêmen utilizado e também sobre a sanidade reprodutiva das éguas, resultando no acréscimo da eficiência reprodutiva.
Acelerar o processo de melhoramento genético das raças. Em um período normal de estação de monta, através da monta natural, um garanhão poderia cobrir um número máximo de 80 éguas, enquanto através da inseminação artificial poderia fecundar um número muito maior, chegando até 300 éguas.
Reduz a possibilidade de injúrias para a égua e o garanhão.
Permite o uso de garanhões que tenham desenvolvido hábitos deficientes de cobertura ou que apresentem lesões limitantes (claudicações).
Permite a identificação de problemas reprodutivos.
Permite o uso de éguas impossibilitadas para a monta natural ou capacidade de manter a gestação.
Permite o uso de garanhões que apresentem sêmen de qualidade inferior ou animais que já tenham ido a óbito.
Um garanhão de alto valor zootécnico, com qualidades devidamentes comprovadas pode, dessa maneira, disseminar seus caracteres desejáveis muito rapidamente, constituindo uma grande vantagem no que diz respeito a melhoramento genético (BOCHIO; 2006).
4.3 - Principais Desvantagens da Inseminação Artificial
Dentre as desvantagens da utilização da inseminação artificial podemos citar: Aumento nos custos nos trabalhos relacionados ao manejo reprodutivo
Obrigatoriedade de médico veterinário responsável para conduzir os trabalhos.
Mão de obra adequada e de qualidade.
4.4 - Técnica de Colheita de Sêmen
Há diferentes métodos para a colheita de sêmen de garanhões, entre eles, a utilização de um preservativo de látex especial, a colheita por manipulação do pênis com auxilio de compressas aquecidas e a manipulação medicamentosa, mas o método mais difundido e utilizado é a vagina artificial. A vagina artificial que é um artefato que simula as condições anatômicas normais da vagina de uma égua, para a colheita de sêmen dos garanhões, havendo diversos modelos. A seleção do modelo mais adequado pode depender da aceitação ou preferência de determinados garanhões, do custo ou da disponibilidade no mercado (BOCHIO 2006).
Após a assepsia do pênis do garanhão devemos iniciar a colheita que pode ser feita com uma égua em cio, onde o garanhão ira subir na mesma e o veterinário desviando o pênis para a vagina assim realizando a colheita. Essa técnica é muito arriscada, pois pode provocar escoriações tanto no garanhão como na égua, não sendo muita segura para o veterinário.
A técnica mais usada e correta é a utilização de um manequim para realizar a colheita onde o garanhão ira subir no manequim em vez de subir na égua, sendo uma técnica mais segura para o garanhão, para a égua e para o médico veterinário, Porém nem todas as propriedades possuem esse manequim para que possa realizar a colheita de sêmen, então temos que ser o mais cautelosos na colheita, visando o bem estar dos animais (BOCHIO; 2006).
Na figura 2 podemos observar a imagem de uma vagina artificial pronta para a coleta de sêmen em um garanhão. Na figura 3 temos a imagem de uma coleta de sêmen em um garanhão com a utilização da vagina artificial, com a utilização de um manequim para a coleta.
Figura 3. Vagina artificial
Figura 5. Colheita de sêmen
Fonte: Arquivo Pessoal, CLAUDINO II; 2009.
5. Transferências de Embriões
A transferência de embriões é um ramo da biotecnologia aplicada para a maioria das espécies domésticas, objetivando principalmente aumentar o numero de produtos nascidos de fêmeas geneticamente superiores.
Na espécie eqüina houve um grande avanço desta biotécnica e hoje a maioria absoluta das associações de raças permitem o registro de produtos nascidos de transferências de embriões, cada uma com suas peculiaridades, o que permitiu uma grande expansão da técnica no Brasil. Os estudos com superovulação apresentam pequena evolução no tocante a resposta ovulatória e índice de embriões recuperados, porem permitem triplicar o número de embriões colhidos por égua doadora (MEIRA, 2007).
No Brasil, a transferência de embriões em eqüinos, teve inicio em 1986, com as primeiras publicações feitas por Fleury et al. (1987) e Henry & Meira (1987). Os índices de recuperação embrionária variam de 48,3 a 83,3% (Farinasso et al., 1989; Pastorello et al., 1996). Esses trabalhos utilizaram, exclusivamente ciclos estrais de doadoras com crescimento folicular ocorrido naturalmente ou induzido por prostaglandina, portanto, em sua maioria com apenas uma ovulação detectada ( citados por MEIRA; 2007).
Na figura 4 temos uma imagem da colheita de embriões com a utilização de um cateter de 4 vias, já na figura 5 temos a imagem da implantação do embrião no útero de uma receptora.
As razões para a aplicação comercial da transferência de embriões compreendem:
Obter potros de éguas reprodutivamente fora de serviço. Obter vários potros de uma única égua doadora a cada ano.
Obter potros de éguas doadoras durante seus anos de atividade atlética. Obter potros de éguas jovens de primeira cobrição ou inseminação
(potrancas).
Obter potros de éguas com problemas físicos adquiridos.
O quadro 1 apresentação a situação mundial, referente a técnica de transferência de embriões no mundo, onde podemos observar que o Brasil esta em 3° lugar na técnica.
Região Coletas
Embriões Viáveis
Transferências
A Fresco Congelados Estocados África do Sul 59 48 47 Argentina * 5.000 2.500 2.500 Austrália 40 30 30 Brasil 4.600 3.020 3.000 20 20 Canadá 119 75 62 11 11 Estados Unidos * 10.000 5.000 5.000 200 150 Europa 115 74 71 3 Nova Zelândia 20 15 15 Total 19.953 10.762 10.725 234 181
Quadro 1. Transferência de embriões em eqüinos em 2002. Fonte: Viana, 2004.
Figura 6. Colheita de Embriões
Fonte: (http://www.abqm.com.br/SecaoTecnica/transferencia_embriao.htm) Acesso em 03/04/2009.
Figura 7. Técnica Transferência de Embriões
5.1 Seleção e Manejo de Éguas Doadoras e Receptoras
No momento da seleção da égua doadora, vários fatores devem ser levados em consideração, a saber: histórico reprodutivo, idade, potencial genético, conformação da vulva e condição uterina. Em geral as éguas velhas apresentam baixa fertilidade e quando em programas de transferência de embriões, os índices de recuperação embrionária também são baixos, refletindo a dificuldade durante o processo de fecundação ou desenvolvimento e manutenção embrionária intra-uterina. As éguas velhas com histórico de obtenção de prenhez e perda embrionária posterior são melhores doadoras que aquelas repetidoras de cio (Squires & Seidel, 1995), normalmente por apresentarem endometrite crônica degenerativa, o que dificulta a manutenção e desenvolvimento embrionário adequado, culminando em perda embrionária, porem apresentando boa fertilidade (MEIRA; 2007).
A escolha da receptora é de extrema importância para o sucesso de um programa de transferência de embriões. Portanto, vários fatores dever ser considerados no momento da seleção de receptoras, como: porte, produção de leite, habilidade materna, idade (3 a 10 anos), condições uterinas e vulvares, bem como as exigências das associações de raças. De acordo com Squires & Seidel (1995) a melhor égua receptora é aquela que já produziu, outros fatores como a ciclagem normal também são importantes, pois permitirá maior sucesso no momento da sincronização da ovulação doadora/receptora, a menos que se pretenda utilizar éguas acíclicas tratadas hormonalmente como receptoras (MEIRA; 2007).
Previamente ao inicio de um programa de transferência de embriões deve ser realizado um completo exame ginecológico nas éguas doadoras e receptoras, incluindo exame do trato genital por meio da palpação e ultra-sonografia trans-retral, vaginocospia, exame microbiológico, citologia e se possível histológico (biopsia) do útero, a fim de detectar possíveis anormalidades ovarianas ou uterinas. Tais procedimentos permitirão ao técnico a tomada de decisões quanto ao uso ou descarte de determinada receptora e trará subsídios com respeito à condição uterina e ovariana da égua doadora, permitindo desta forma, a opção por um determinado tratamento desde que a anormalidade diagnosticada seja por causas adquiridas.
Uma vez tratada, a égua doadora poderá ser utilizada para a colheita de embriões (MEIRA; 2007).
A ultra-sonografia trans-retal é um procedimento não invasivo recomendado no momento da seleção das receptoras, bem como no ato da transferência, cujo objetivo é avaliar as características uterinas e ovarianas, especialmente o corpo lúteo. Assim, anormalidades podem ser observadas por meio do exame ultrasonografia, permitindo o descarte da receptora. Considerando que a qualidade da receptora é a chave para o sucesso da técnica de transferência de embriões, tais procedimentos objetivam atingir altos índices de prenhez pós inovulação (MEIRA; 2007).
Uma vez em cio, tanto a égua doadora quanto a receptora devem ser submetidas à avaliação trans-retal diária por meio da palpação retal ou ultra-sonografia, cujo objetivo é avaliar o desenvolvimento folicular e realizar o processo de inseminação artificial da doadora previamente à ovulação. Ocorrida a ovulação, recomenda-se que a colheita de embriões seja realizada nos dias 7 ou 8 pós-ovulação; os dias 6 e 9 também são utilizados pelos técnicos, porem em menor freqüência. Quando o objetivo da colheita é a congelamento de embrião, o controle de desenvolvimento folicular deve ser realizado com intervalos menores que 24 horas e o lavado uterino realizado no dia 6 pós-ovulação (MEIRA et al., 1993).
6. Sincronização
Os estros e ovulações entre doadoras e receptoras, podem ser sincronizados, desde que as éguas estejam ciclando regularmente. A utilização da prostaglandina é uma pratica comum na sincronização do cio em éguas, porem a resposta a este agente luteolítico depende da presença de corpo lúteo funcional( Loy et al., 1979). Hyland & Bristol (1979), trabalhando com prostaglandina e fluprostenol, obtiveram índices de 80 a 92% de sincronização de estro no 4° e 6° dia pós-aplicação, respectivamente. O intervalo entre aplicações da prostaglandina ou seus análogos e a manifestação do estro ocorre geralmente após 3 a 6 dias, e a ovulação entre 9 a 10 dias(Imel et al., 1981; Squires et al., 1985). Caso haja um folículo em crescimento dominante e dependendo do diâmetro desse folículo, a ovulação pode ocorrer em intervalos menores pós-aplicação da prostaglandina (MEIRA; 2007).
Muitos estudos foram delineados com o intuito de verificar a eficácia dos prosgestágenos exógenos na sincronização do estro e ovulação na égua. Progestágenos associados a aplicação de estradiol, também foram testados na expectativa de melhorar o grau de sincronização da ovulação(Bristol et al.,1983; Palmer, 1985; Bergfelt, 1998; Bergfet et al., 1999). Contrariamente a utilização da prostaglandina, os progestágenos são administrados por um longo período (15 dias), permitindo um prolongamento da fase progesterônica do ciclo. O tratamento com progestágenos pode ser reduzido para 9 a 10 dias, se associado a aplicação de prostaglandina no 9° ou 10° dia de tratamento (Squires et al., 1985; Bergfelt et al., 1999) citado por (MEIRA; 2007). A resposta a sincronização de cio é mais efetiva do que a de sincronização da ovulação, devido a maior facilidade de controle da meia vida do corpo lúteo que do desenvolvimento folicular (Squires, et al., 1985). Os tratamentos mencionados podem ser associados a gonadotrofina coriônica humana (hCG) ou fator liberador de gonadotrofina (GnRH), objetivando-se um melhor índice de sincronização das ovulações entre doadoras e receptoras. No entanto, alguns autores admitem que aplicações sucessivas de hCG induzem a formação de anticorpos, reduzindo a sua eficiência na resposta ovulatória (DUCHAMP et al.; 1987).
Das diversas possibilidades para sincronizar a ovulação da égua, o uso de análogos da prostaglandina associados a aplicação de hCG ou GnRH (Deslorelina) é a pratica mais utilizada em programas de transferência de embriões em eqüinos (MEIRA; 2007).
7. Colheita de Embriões
Existem dois métodos de colheita de embriões, o cirúrgico e o não cirúrgico. O método cirúrgico foi descrito por Allen & Rowson (1975), deve ser utilizado somente quando o objetivo for a obtenção de embriões em estágios iniciais de desenvolvimento, pois a sua realização consiste na lavagem do oviduto. O método não cirúrgico (via transcervical) foi descrito primeiramente por pesquisadores japoneses (Oguri & Tustsumi, 1972), que utilizaram um cateter de três vias, similar ao preconizado por Rowson & Dowling (1949) para colheita de embriões em bovino.
A colheita não cirúrgica de embriões é realizada somente a partir do 6° dia pós-ovulação, pois os embriões na égua migram ao útero com 5 ou 6 dias de idade (Orguri & Tustsumi, 1972). Para a lavagem uterina podem ser utilizados cateteres de 2 ou 3 vias, com sistemas aberto ou fechado. Inicialmente, foi utilizada a colheita não cirúrgica unilateral, por meio do posicionamento do cateter no corno uterino ipsilateral a ovulação, inflando-se o balonete com 30 a 50 mL de ar (Orguri & Tsutsumi, 1972; Vogelsang et al., 1979). O procedimento mais utilizado e recomendado na rotina de colheita de embrião é a colheita bilateral simultânea posicionando o cateter no corpo uterino, imediatamente após a região cranial da cérvix, onde o balonete é inflado com 50 a 80 mL de ar. Em ambos os casos, procedem-se a infusão e retirada do meio por gravidade. A solução salina fosfatada tamponada de Dulbecco(PBS) é o meio recomendado para a colheita e transferência de embriões. Entretanto no Brasil um grande número de profissionais, utilizam o ringer com lactato de sódio em programas de transferência de embriões eqüino. O volume utilizado por colheita na espécie eqüina varia de 200 mL (Vogelsang et al., 1979) a cinco litros de meio (Squires, et., 1982), dependendo do método de colheita, do técnico executor, do porte e status reprodutivo da doadora. O percentual de recuperação do meio infundido gira em torno de 93 a 98% (Imel, 1981; Iuliano, 1983), citado por (MEIRA; 2007).
Em um segundo estudo, Squires et al.,(1982), observaram distribuição equitativa dos embriões entre os diferentes lavados uterinos (31%, 36% e 32%) e
Meira et al., (1991) verificaram percentuais de recuperação de 53.5, 23,3, 16,3 e 7%, do primeiro ou quarto lavado uterino, respectivamente. Em baixos percentuais é possível obter embriões em torno de 60 a 70%, ou seja, 0,6 a 0,7 embriões recuperados por colheita em éguas com ovulação única. No caso de éguas tratadas com EPE ou FSH, é possível triplicar ou quadruplicar o número de embriões obtidos por colheita, porem com grande variabilidade, o percentual de recuperação embrionária por ovulação foi de 54,3% (Squires & Seidel, 1995), 35,3% a 67,6% (Scoggin et al., 2002) e 0 a 75% (Carmo, 2003), variabilidade similar também ocorre para éguas não tratadas, que tiveram apenas uma ovulação.
Na figura 6, podemos observar as estruturas anatômicas no sistema reprodutivo das éguas e a colheita de embriões com a utilização de um cateter de 3 vias. O procedimento é bem simples, faz a introdução do cateter na vagina, após a passagem pela cervix, inflar o caff, soro sobre pressão, massagear o útero e depois abrir a outra saída que possui o copo coletor na extremidade. Na figura 7 podemos observar os matérias usados na colheita de embriões como copo coletor, cateter de 3 vias e soro fisiológico. Na figura 8 com auxilio de uma lupa podemos observar 3 embriões com 8 dias.
Figura 8: Figura esquemática do procedimento de recuperação embrionária. Fonte: Squires, 1993.
Figura 9: Material Usado na Coleta
Fonte: (http://www.abqm.com.br/SecaoTecnica/transferencia_embriao.htm) Acesso em 03/04/2009.
Figura 10: Vesícula Embrionária
8. Dos Regulamentos das Associações
A técnica de inseminação artificial e transferência de embriões é praticamente permitida por todas as associações. Cada associação possui um regulamento que deve ser seguido rigorosamente pelos criadores para terem a permissão da utilização das técnicas em seus produtos.
8.1 Associações Brasileiras dos Criadores do Cavalo Mangalarga
Marchador
As cobrições e inseminação artificial poderão ser realizadas em qualquer época do ano com matrizes e reprodutores genotipados.
Será permitida a inseminação artificial e transferência de embriões como método reprodutivo artificial.
A inseminação artificial e a transferência de embrião só serão admitidas, se feitas a partir de 15 de dezembro de 1994 e a sua aprovação não referenda eventuais utilizações no passado.
A ABCCMM poderá cobrar emolumento específico pela comunicação de cobrição por métodos reprodutivos artificiais.
Poderá ser utilizado o sêmen, embrião "in natura" -a fresco-, resfriado ou congelado.
O criador interessado em utilizar seu garanhão ou matriz em métodos artificiais de reprodução deverá inscrevê-lo no Serviço de Registro Genealógico do Cavalo Mangalarga Marchador, como doador.
A égua receptora de embrião deverá estar devidamente registrada em livro da ABCCMM.
Os produtos resultantes de métodos artificiais de reprodução serão submetidos a teste para qualificação de paternidade e maternidade, por meio de prova de DNA, ou de prova de maior valor científico.
Os serviços de inseminação artificial e os de transferência de embrião serão realizados por médico veterinário previamente inscrito na ABCCMM.
A inscrição do médico veterinário na ABCCMMM será feita mediante apresentação de seu "Curriculum Vitae" e de sua inscrição no respectivo Conselho Regional de Medicina Veterinária.
O criador ficará obrigado a enviar à ABCCMM comunicação de cobrição assinada por ele e pelo médico veterinário responsável pelos metodos de inseminação artificial e de transferência de embriões realizados em seu criatório, podendo, opcionalmente, ser enviada carta oficial, em caso de éguas hospedadas em centrais ou em outros criatórios.
8.2 Associação Brasileiras do Quarto de Milha
Quando o criador pretender utilizar-se da transferência de embriões, deverá informar previamente o Serviço de Registro Genealógico do Cavalo Quarto de Milha – SRGCQM, através de formulário próprio, o nome da égua doadora, o nome do reprodutor, o nome do medico veterinário responsável e o pagamento das taxas estabelecidas.
A partir do ano hípico 2008, toda receptora devera ter registro no SRGCQM, no mínimo com ½ sangue para sua melhor identificação.
O SRGCQM permitirá o registro de mais de um produto por ano, por égua doadora, sendo aceito aquele cujo registros forem solicitados em primeiro lugar.
Quando o produto é desenvolvido por TE, esse fato constará no seu certificado de registro.
O criador que pretender utilizar-se da TE deverá apresentar exame biológico dos animais envolvidos, antes da transferência efetiva.
Para que o produto seja registrado, os criadores alem de cumprir as demais normas de registro, deverá confirmar a progênie do produto através de testes biológicos específicos, onde os resultados ficarão arquivados.
É permitida também a utilização de IA com sêmen resfriado ou congelado, objetivando o registro genealógico dos produtos.
A associação fornecerá formulário de colheita de sêmen, que deverá ser devidamente preenchida pelo proprietário e medico veterinário responsável. Quando tratar-se de sêmen importado deverá, alem das normas
estabelecidas por este regulamento, também atender as regras determinadas pela portaria vigente, estabelecidas pelo MAPA.
No caso de óbito do reprodutor, seu sêmen resfriado ou congelado somente poderá ser utilizado nesse ano hípico.
8.3 Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo de Hipismo
As cobrições deverão ser realizadas em qualquer época do ano e se verificarão através do método de cobrições controladas conforme segue: - período oficial de monta (ideal) – de 1 de Setembro a 28 de fevereiro; - período secundário de monta – de 1 de março a 31 de agosto.
O criador ou Haras deverá comunicar as cobrições controladas das éguas de sua propriedade ou das que estiverem sob sua responsabilidade, 120 dias ( cento e vinte ) dias após o término dos períodos de monta, ou seja: entrega até 30 de junho: para as cobrições efetuadas no período oficial de monta; entrega até 3l de dezembro: para as cobrições efetuadas no período secundário de monta.
O formulário utilizado para a cobrição de éguas próprias e de terceiros será a “Comunicação de Cobrições”, em folhas separadas para “próprias” e de “ terceiros”.
É também permitida a coleta de sêmen e o uso da Inseminação Artificial como processo de reprodução, na criação do Cavalo Brasileiro de Hipismo, obedecidas as normas do Ministério da Agricultura para inseminação artificial de eqüinos, e regidas pelo Stud Book Brasileiro do Cavalo de Hipismo referentes à autorização de Postos Oficiais para Coleta e Inseminação Artificial, regida esta prática por regulamento específico.
Será também permitida a transferência de embriões, desde que seja regida pelas normas do Ministério da Agricultura, nos Postos Oficiais autorizados pelo Stud Book Brasileiro do Cavalo de Hipismo, regida esta prática por regulamento específico.
No quadro 2 podemos observar uma circular da Associação Brasileira do Criadores do Cavalo de Hipismo, que mostra os números em relação as estações de monta da temporada 2005/2006 e 2006/2007.
2005/2006 2006/2007
Éguas servidas na estação monta 891 870
Monta natural 533 517
Inseminações artificiais 154 138
Transferências de Embriões 204 215
Transferência de Embriões sêmen congelado 93 106
Transferência de Embriões a fresco 111 109
Garanhões utilizados 6.0 5.1
Quadro 2. Circular Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo de Hipismo Fonte: (http://www.abcch.com.br) Acesso em 10/04/2009.
8.4 Stud Book Brasileiro do Puro Sangue Inglês
As padreações das reprodutoras só poderão ser efetuadas por contato sexual direto, não se admitindo a inseminação artificial, podemos, porém ser autorizado em caráter excepcional pelo Stud Book Brasileiro, em virtude de comprovado impedimento físico do reprodutor, o uso de reforço imediato com o sêmen fresco colhido durante a cobertura. Este procedimento, quando autorizado, será realizado exclusivamente por médico veterinário autorizado previamente pelo Stud Book Brasileiro
A comprovação de paternidade de produtos se formalizará mediante a utilização de tipagem sangüínea, cujo material será colhido por técnico do Stud Book Brasileiro, e cuja análise se realizará por laboratório designado pelo Stud Book Brasileiro e credenciado pelo Ministério da Agricultura e do Abastecimento (MA) segundo as normas que regem a matéria.
Nenhuma reprodutora poderá ser servida durante o mesmo estro (cio), por mais de um reprodutor.
O Stud Book Brasileiro não permite a técnica de transferência de embriões.
8.5 Associação Brasileira dos Criadores Cavalo Crioulo
Será permitido o uso da Inseminação Artificial - IA somente quando, por iniciativa do criador interessado, for caracterizada a impossibilidade física adquirida de saltar do garanhão, através de laudo técnico emitido por profissional competente no assunto, expressamente aprovado pelo CDT. O CDT poderá indicar o nome de um segundo profissional, para que, a
expensas do criador interessado, emita novo laudo técnico.
O CDT, com base nos mesmos critérios e procedimentos adotados para machos, poderá autorizar a IA de fêmea com impossibilidade física adquirida, de ser saltada.
A IA será procedida somente com sêmen fresco, não sendo admitido uso de sêmen congelado e/ou transportado.
A autorização para utilização de IA será limitada exclusivamente à fecundação de éguas pertencentes ao proprietário do garanhão.
A autorização da IA será por prazo determinado para cada caso, ao final do qual deverá ser novamente submetido ao CDT.
O sócio criador, ou proprietário, que pretende utilizar a Transferência de Embrião deverá seguir as seguintes normas regulamentares:
Informar a ABCCC, assim como solicitar autorização.
O procedimento técnico deverá estar rigorosamente enquadrado nas normas estabelecidas pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.
As éguas aptas à solicitação, serão as que tiverem performance morfológica , e, ou funcional em eventos nível A da ABCCC, e as que constarem no Registro de Mérito. O CDT decidirá sobre a autorização destas, e de outras em caráter especial, que será anual, temporária e individualizada.
Cada égua autorizada como doadora, somente poderá registrar um( 01) produto por ano resultante de transferência. Deverá constar no Pedido de Inscrição e no Certificado, Produto de Transferência de Embrião. Só serão aceitas inscrições de produtos resultantes de transferência de embrião enquanto os pais estiverem vivos.
A Égua doadora e a receptora deverão estar no mesmo local, não sendo permitido o transporte do embrião a ser implantado.
A égua receptora deverá ser Crioula Registrada.
O SRG designará um Inspetor Técnico para fiscalizar as referidas práticas. Os custos correrão por conta do Criador solicitante.
Qualquer irregularidade no cumprimento das normas estabelecidas para a transferência de embrião, tanto das exigências do MAPA, como as do Regulamento do SRG - ABCCC, serão impedidos de inscrição os produtos resultantes.
A ABCCC cobrará taxa especial, para a inscrição de doadoras e produtos resultantes.
Não será permitido o congelamento, e, por conseguinte, armazenagem de embriões.
Não será permitida a comercialização de embriões, somente de produtos resultantes.
8.6 Associação Brasileira dos Criadores do Cavalo Árabe
Para que um reprodutor Puro Sangue Árabe ou Anglo Árabe possa ter seu sêmen transportado e utilizado em um programa de inseminação artificial: o animal deve estar registrado no SBBrCA ou entidade por ele reconhecido; ter sido previamente tipificado pelo SBBrCA ou entidade internacional por ele
reconhecida, com resultado do exame já constante no arquivo permanente de tipificação sanguinea da raça; ter sido solicitado por seu proprietário uma autorização, de validade anual, para o uso, coleta, manuseio e transporte de sêmen através de formulário oficial ¨ Permissão para Inseminação Artificial ¨ - PREMIART que devera ser preenchida, assinada e protocolada no SBBrCA; terem sido cadastrados junto ao SBBrCA, o Haras, ou local de coleta, e o veterinário responsável técnico pelo manuseio do sêmen.
Para que uma reprodutora possa ser utilizada em um programa e inseminação artificial é obrigatório que ela tenha sido tipificada pelo SBBrCA, ou entidade internacional por ele reconhecida, com o resultado do exame já constante no arquivo permanente de tipificação sanguinea da raça Árabe. O transporte e uso de cada dose de sêmen resfriado ou congelado devera ser
comunicado ao SBBrCA, através do formulário oficial Relatório de Uso e Transporte de Sêmen – RUTS.
Toda a venda de doses de sêmen devera obrigatoriamente ser comunicada ao SBBrCA, através do formulário de Transferência de Propriedade informando os dados do vendedor, do comprador e o numero de controle do PREMIART.
Em casos de importação e exportação de sêmen deverão ser obedecidos os seguintes procedimentos: ter um PREMIART sêmen para Importação/ Exportação, devera ser preenchida e assinada pelo proprietário e protocolada no SBBrCA, para o ano civil em que o sêmen vir a ser exportado e terem sido cumpridas as exigências do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento.
O método de reprodução através do processo de transferência de embriões poderá ser usado pelos criadores de cavalos da raça Árabe e seus cruzamentos que estejam em perfeita obediência a este regulamento, para reprodutoras doadoras devidamente registradas no Stud Book.
O proprietário de reprodutora doadora devera requerer junto ao SBBrCA uma autorização para cada transferência de embrião. A permissão terá validade de um ano (365 dias) a partir da data da solicitação passando a vigorar em 01 de janeiro de 2008. O criador devera credenciar o Haras junto ao SBBrCA e indicar o medico veterinário responsável pela pratica da técnica; a partir de 01 de setembro de 2007 a genotipagem de reprodutora doadora e do reprodutor devem constar nos arquivos do SBBrCA
Poderão ser registrados no Stud Book, três produtos, por ano civil, por reprodutora doadora
A comunicação de cada transferência de embrião devera ser efetuada em formulário próprio, fornecido pelo SBBrCA, Comunicado de Transferência de Embrião, acompanhado de certificado emitido pelo medico veterinário credenciado para a realização da transferência , nele constante a data do
transplante, o nome e número de registro da égua doadora e do garanhão e a identificação com resenha da receptora.
Não é permitida a comercialização de embrião congelado, sendo o uso exclusivo do proprietário, como uma reserva biológica. A utilização dos embriões congelados somente poderá ser feitas após a morte ou exportação definitiva da doadora dos embriões referidos.
9. Conclusão
A reprodução na espécie eqüina obteve grandes avanços nas últimas três décadas. Com a utilização da IA os criadores podem utilizar machos com problemas físicos adquiridos e de garanhões que já estão mortos, através da utilização do sêmen congelado.
A TE tem permitido a obtenção de um ou mais potros de éguas velhas ou subférteis, éguas competidoras e éguas de alto valor zootécnico. Características biológicas específicas e problemas técnicos constituem limitações ao uso e à expansão da TE em eqüinos quando comparados à espécie bovina que utiliza amplamente esta biotécnica e possui protocolos com bons resultados para a indução de ovulações múltiplas, bipartição e congelação embrionárias.
Fica evidente que se faz necessário o desenvolvimento e otimização de protocolos e alternativas que maximizem a utilização de um dado animal, reduzindo os custos e não restringindo a doadores, apenas animais de elevado valor zootécnico.
Podemos observar através deste trabalho que praticamente todas as Associações hoje em dia, estão permitindo a utilização tanto da IA com da TE nas suas criações, desde que atenda as normas estabelecidas por seus devidos regulamentos.
10. Referências
ALLEN, W.R. & ROWSON, L.E.A. Surgical and non surgical egg transfer in horses.
J. Reprod. Fertil., (Suppl. 23): 525-530, 1975.
ALLEN, W.R. Embryo transfer in the horse. In.: ADAMS, C.E. Mammalian Egg Transfer Boca Raton, Flórida, CRC Press, p. 135-154, 1982.
ALVARENGA, M.A., LANDIM ALVARENGAM, F.C. MEIRA. C. Modifications in the techinique used to recovery equine embryos. Equine Veterinary Journal, v. 15, n. (Suppl.), p. 111-112, 1993.
BERGFELT, D. R., GINTHER, O. J. Follicular populations following inhibition of follicle stimulating hormone with equine follicular fluid during early pregnancy in the mare. Theriogenology, v,26, p.773-47, 1986
BERGFELT, D.R., GINTHER, O. J. Relationships between FSH surges and follicular waves during the estrous cycle in mare. Theriogenology, v. 39, p. 781-96, 1993. BERGFELT, D. R., MEIRA, C., FLEURY, J. J., CASSOLI, P.,D., DALL´AQUA, J., A., ADAMS, G. Ovulation synchronization in mares: Follicle ablation versus a
progesterone plus estradiol regimen. Arquivo da Faculdade de Veterinária da
UFRGS, v. 27, n. (Suppl.), p. 206.1999.
BOCHIO, L; Inseminação Artificial; ABQM
<http://www.abqm.com.br/SecaoTecnica/Inseminação.asp> Acesso em 31/03/2009.
BRISTOL, F.; JOCOBS, K.A.; PAWLYSHYN. V. Synchronization of oestrus on post-partum mares with progesterone and estradiol 17 beta. Theriogenology, v. 19, p779-785, 1983.
CARMO, T. M. Comparação entre Doses Constantes e Decrescentes de Extrato Pituitário Equina na Indução de Superovulação em Éguas. 2003. P. 156.
Tese(Mestrado na Área da Reprodução) – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade Estadual Paulista Julio de Mesquita Filho, Botucatu, SP. CARMO, M.T.; ALVARENGA, M.A. Evoluções da transferência de embriões em equinos no Brasil. Acta Scientiae Veterinariae, v.31, p.280, 2003.
DUCHAMP, G.; BOUR, B.; COMBARNOUS, Y.; PALMER, E. Alternative solutions to hCG induction of ovulation in the mare. J. Reprod. Fertil., (Suppl. 35): 221-228, 1987.
FARINASSO, A., de FARIA, A., da S. MARIANTE., de BEM, A.R. Embryo technology applied to the conservation of equids. Equine Vet. J. supl. 8, p. 84-6, 1989.
FLEURY, J.J.; ALVARENGA, M.A.; FIGUEIREDO COSTA, J.B.; PAPA, F.O. Transferência de embriões em eqüinos – nota prévia. In: CONGRESSO
BRASILEIRO DE REPRODUÇÃO ANIMAL, 7, Belo Horizonte, 1987. Anais... Belo Horizonte, Colégio Brasileiro de Reprodução Animal, 1987. P.40.
FLEURY,J.J; ALVARENGA, M.A. Effects of collection day on embryo recovery and pregnancy rates in a nonsurgical equine embryo transfer program. Theriogenology, v. 51, p. 261, 1999.
FLEURY, J.J.; CASSOLI, P.D. Utilização de éguas em anestro como receptoras em um programa de transferência de embriões. Arquivos da Faculdade de Veterinária
UFRGS, p. 235, 1999. Suplemento 27.
FLEURY, J.J.; PINTO, A.J.; MARQUES, A.; LIMA, C.G.; ARRUDA, R.P. Fatores que afetam a recuperação embrionária e os índices de prenhez após transferência transcervical em eqüinos da raça Mangalarga. Brazilian Journal of Veterinary
Research and Animal Science, v. 38, p. 29-33, 2001.
HYLAND, J.H. & BRISTOL, F. Sichronization of oestrus and timed insemination of mares. J. Repod. Fertil., (Suppl. 27): p.251-255, 1979.
IMEL. K.J.; SQUIRES, E.L.; ELSDEN, R.P.; SHIDELER, R.K. Collection and transfer of equine embryos. J. Am. Vet. Med. Assoc., v. 179, p.987-991, 1981.
