Universidade Paulista – UNIP
INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL EM CAPRINOS
São Paulo
2003
INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL EM CAPRINOS
Monografia apresentada como exigência
parcial para obtenção do título de
Bacharel em Veterinária, da Faculdade
de Medicina Veterinária da Universidade
Paulista, sob a orientação da Prof. Dra.
Silvia Ferrari.
São Paulo
2003
Muniz, Adriana Paula
Inseminação artificial em caprinos / Adriana Paula Muniz: orientador Prof. Dra. Silvia Ferrari. -- São Paulo, 2003.
45p.
Monografia (Conclusão de Curso) – Faculdade de Medicina Veterinária da Universidade Paulista – UNIP.
Dedico este trabalho com muita honra e amor, ao meu pai, José Pascoal Muniz que sempre me acompanhou, acreditou, investiu e confiou no meu potencial e que em todo momento me fez acreditar que eu seria capaz de realizar meus sonhos a partir do momento em que eu colocasse amor e profissionalismo em tudo que eu fosse fazer, e graças a ele consegui vencer obstáculos e chegar aonde cheguei.
Agradeço à Deus por ter me dado sabedoria e coragem para ir em busca da realização do meu sonho;
À minha coordenadora, Prof. Dra. Silvia Ferrari por suas orientações, profissionalismo e dedicação para realização deste trabalho;
À minha mãe Enilde e minha irmã Danielle por me apoiarem, torcerem por mim e entenderem algumas alterações de humor que tive.
Ao Igor pela paciência, incentivo e compreensão; Ao Júlio Motta que me proporcionou um maior conhecimento na área de criação de caprinos; Aos amigos que acreditaram em mim e torceram pela minha vitória e busca dos meus objetivos; Aos colegas da faculdade os quais me ensinaram muita coisa, ficaram ao meu lado durante esses cinco anos de faculdade e me proporcionaram muitas alegrias
Ás minhas avós Anésia e Idolinda por acreditarem e torcerem por mim.
À Laura pela organização e formatação deste trabalho.
Agradeço a Bibliotecária Maristela (UNIP-Cantareira) por me ajudar na localização de materiais para a realização deste trabalho.
A Tania Maria Chaves e a Tereza, bibliotecárias da Embrapa Caprinos pela atenção e por ter me enviado material necessário
.
Oração do Médico Veterinário
“Senhor!
Perante o altar de minha consciência neste Templo Universal com alma ajoelhada; venho pedir-vos;
A força para doar meus conhecimentos profissionais de Médico Veterinário em prol da salvação e do bem estar da vida animal. A graça de compreender a responsabi-lidade e o privilégio de lutar e proteger a vida animal além de promover o convívio fraterno entre os homens e demais espécies
Peço que corrija minhas atitudes para que não falhe e caso venha acontecer que eu seja humilde de admití-las e seja profissional o suficiente para corrigi-las. Que em primeiro lugar esteja o socorro dos seres indefesos e o alívio de sua dor
Que eu ame, socorra e alivie os animais, nossos menores, como faria ao ser humano.
Afastai do meu coração a cobiça e a mesquinhez. Que eu tenha compaixão, caridade e respeito por tudo que criaste E que eu consiga com o dom que Tu me deste exercer com profissionalismo, competência e humanidade a minha linda profissão de Medico Veterinário, cuidando com amor de uma das obras que Criaste.”
SUMÁRIO
I. INTRODUÇÃO ...1
I- REVISÃO DE LITERATURA ...5
1. História da Inseminação Artificial...5
2. Colheita de sêmen...6 3. Avaliação do sêmen ...9 4. Processamento do sêmen ...13 4.1. Lavagem do sêmen ...13 4.2. Diluição...14 4.3. Envase ...15
4.4. Funções dos diluidores...15
4.5. Resfriamento (I.A. com sêmen fresco) ...15
4.6. Congelação do sêmen...17
5- Sincronização do cio das cabras ...20
5.1. Método natural (efeito macho)...24
5.2. Método nutricional (Flushing alimentar)...25
5.3. Tratamento com ajuste de luz ...25
5.4. Métodos hormonais ...26
6- Técnicas da Inseminação Artificial em cabras ...30
7- Resultados...37
III. CONCLUSÕES ...41
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 Estimulação do reprodutor para efetuar o salto 07 Figura 2 Colheita do sêmen – etapa de ejaculação 07 Figura 3 Reprodução sazonal em cabras 21
Figura 4 Fotoperíodo 22
Figura 5 Aspecto do muco cervical da cabra em estro 23 Figura 6 Sincronização do estro em caprinos 28 Figura 7 Protocolo para indução de cios e inseminação artificial 29
Figura 8 Assepsia da cérvix 31
Figura 9 Posições de contenção da cabra para realização da I.A. 33 Figura 10 Cabra contida para ser inseminada 35 Figura 11 Animais acompanhados durante a formação acadêmica-
rebanho inseminado e matrizes
43 Figura 12 Animal acompanhado durante a formação acadêmica. - macho
reprodutor, doador do sêmen.
I- INTRODUÇÃO
A Inseminação Artificial1 é um ato realizado pelo homem, que tem por finalidade a introdução do sêmen nas vias genitais da fêmea caprina (TRALDI, 1994), in natura, diluído, resfriado ou congelado-descongelado por meio de instrumentos (GONZALES et al, 2002) em condições que permitam que os espermatozóides encontrem o óvulo e o fecunde (TRALDI ,1994).
Segundo WALDRON et al (1999), a recente disponibilidade de sêmen congelado de cabras nos E.U.A fez com que aumentasse ainda mais o interesse da Inseminação Artificial em cabras.
GONÇALVES et al (2001) afirmam que a I.A. é a técnica mais importante para o melhoramento genético de animais, se tornando possível porque poucos reprodutores altamente selecionados produzem espermatozóides suficientes para inseminar milhares de fêmeas por ano.
Segundo BETINI et al (1998), a inseminação é uma biotécnica de reprodução animal que visa o uso intensivo de reprodutores portadores de genes desejáveis.
A Inseminação é uma poderosa ferramenta da genética populacional, responsável pela elevação da produtividade, através da seleção de reprodutores geneticamente superiores, que usados como doadores de sêmen vem acelerando o ganho genético na população caprina (SOLANO et al, 1999).
Segundo HAFEZ (2000), a Inseminação Artificial é praticamente essencial em conjugação com os programas de sincronização do ciclo estral, e já foi proposta como um meio de controle dos sexos, por meio da separação dos espermatozóides portadores de cromossomo X e Y.
Devido a estacionalidade reprodutiva em algumas regiões, nem sempre é possível se obter bons resultados na distribuição de parições, utilizando o cio natural; sendo assim, os criadores podem recorrer à sincronização artificial do estro, desde de que seja economicamente viável (MEDEIROS et al, 1994).
Segundo GONÇALVES et al (2001), a I.A. pode ser programada e realizada em um grande número de fêmeas em período pré-determinado, sendo assim, seu custo pode ser reduzido.
A I.A. caprina é um método bastante prático, global e de grande importância para incrementar o melhoramento genético caprino brasileiro em curto espaço de tempo (NUNES,1984)
A técnica consiste na retirada do sêmen do macho caprino e sua deposição no aparelho genital da cabra. O sêmen quando devidamente processado pode de uma colheita, servir para dezenas de cabras (MIES FILHO, 1987) .
O sêmen caprino deve ser conservado sob refrigeração a 4ºC podendo ser utilizado em um curto espaço de tempo ou ainda, congelado a -196º C em nitrogênio líquido, o que possibilita a sua utilização por um longo período de tempo. A tecnologia sêmen caprino possui uma particularidade com relação ao congelamento devido a problemas gerados pela interação do plasma seminal com fosfolipídeos existentes nos diluentes, comumente utilizados para beneficiamento e criopreservação do material genético (NUNES et al,1982 apud GONZALES et al ,2002).
1 Utilizaremos neste trabalho a abreviação I.A., para nos referirmos ao termo Inseminação
Segundo WALDRON et al (1999) o sucesso de uma I.A. requer que fêmeas ovulem durante períodos curtos, no tempo necessário para efetuar a inseminação.
Segundo TRALDI (1994) a I.A tem uma série de vantagens e certas limitações :
3 Vantagens:
O sêmen poderá ser adquirido em centrais de I.A nas quais os reprodutores sofreram um criterioso processo de seleção baseado na produção de sêmen e em sua descendência, levando a um adequado melhoramento genético do rebanho, a curto prazo;
Permite que o sêmen de um reprodutor possa ser utilizado no rebanho após sua morte, ou o aproveitamento de reprodutores de alta qualidade, inutilizados para a monta natural por defeitos físicos adquiridos;
Diminui ou elimina a presença de reprodutores no rebanho; Previne a transmissão de doenças venéreas;
Multiplica os genótipos dentro do rebanho, a partir do uso do sêmen de diferentes reprodutores selecionados, sem aumentar o número de reprodutores no plantel;
permite que sejam implantados programas de acasalamento durante a contra estação reprodutiva, quando os machos perdem a libido e diminui a qualidade do sêmen, inviabilizando a monta natural;
favorece encurtamento da estação de monta e a reposição de fêmeas jovens de maior valor genético;
favorece a utilização de fêmeas no momento mais adequado à fertilização;
permite o uso de reprodutores de elite e de grande valor, para os pequenos criadores que não poderiam manter mais de um bode no rebanho.
3 Limitações:
requerem infra-estrutura no sentido de se obter bons resultados (manejo, alimentação etc);
o inseminador deve conhecer perfeitamente as técnicas de inseminação que serão utilizadas, a fim de se obter sucesso; este depende de tempo e muito treinamento, além do perfeito conhecimento do aparelho genital da cabra e do momento correto de se efetuar a I.A;
a contaminação das fêmeas, quando o uso de sêmen de um bode não é testado do ponto de vista sanitário;
fertilidade não superior a 70% , quando de cios induzidos por tratamento hormonal;
II- REVISÃO DE LITERATURA
1. História da Inseminação Artificial
O método de Inseminação Artificial é muito antigo, provém das Arábias no ano de 1332 a sua primeira utilização. No Brasil, as primeiras inseminações em caprinos ocorreram em 1954 (MACHADO & SIMPLÍCIO, 1992). Apesar do seu potencial no incremento à produtividade, a inseminação artificial nesta espécie ainda é pouco aplicada no Nordeste do Brasil (MACHADO & SIMPLÍCIO,1995), devido a exigüidade de difusão desta biotecnologia, à falta de informação técnica e apoio aos criadores por parte da deficiência de espírito associativista; custo inicial obrigatório para a implantação de programas de inseminação artificial; deficiência da escrituração zootécnica em muitas propriedades; relutância de muitos criadores em submeter o rebanho a um manejo correto e racional em todas as etapas do seu processo; resultados ainda não totalmente satisfatórios com relação ao uso de sêmen congelado-descongelado e depositado no sistema vaginal da fêmea via transcervical (GONZALES et al 2002).
Segundo MIES FILHO (1987), o incremento da inseminação artificial em caprinos tem sido verificado em alguns países como Alemanha, Holanda, França e Índia, porém, o maior volume de trabalho nesta espécie se faz no Japão, que insemiou cerca de 10% do total e chegou aos 35 mil ventres em 1960. Com o advento da congelação do sêmen, o interesse para ampliação do método em caprinos cresce, o Brasil importou do Canadá em 1983, 643 doses
de sêmen caprino tendo utilizado parte deles para inseminação artificial de cabras leiteiras.
Segundo NUNES (1984), os progressos excelentes neste campo foram obtidos por CORTEEL (1983), na França, trabalhando com caprinos leiteiros da raça Alpina, além de outros resultados promissores conseguidos na Ásia e Venezuela, respectivamente por BONGSO et al (1982) e GONZALES– STAGNARO (1974), apud NUNES (1984). Através de um programa de inseminação artificial, a utilização do teste de progênie em relação a estação experimental e em relação a fazenda, possibilita a seleção de animais com verdadeiros recordes de produção leiteira, e produzindo algumas matrizes até 2.000 kg de leite em período de lactação de 270 dias (CORTEEL et al, 1970 apud NUNES 1984). Esse melhoramento massal e eficaz, do rebanho Alpino Francês, deveu-se ao método de inseminação artificial, com sêmen congelado, onde se atingiu uma taxa de parição superior a 66% e prolificidade 2,3 crias por animal (CORTEEL et al, 1970, 1983; BONGSO et al, 1982 apud NUNES 1984).
2. Colheita de sêmen
Segundo HAFEZ (2000), a correta colheita do sêmen é da maior importância em um programa de Inseminação Artificial. Pode ser feito até três colheitas do sêmen por semana durante os meses de verão e outono (RIBEIRO, 1997).
BETINI et al (1998) afirma que para a colheita de sêmen deve-se fazer inicialmente a tricotomia dos pêlos do prepúcio e fazer higienização onde o
desinfetante (não tóxico) deve ser introduzido no interior do prepúcio por três vezes consecutivas com uma seringa.
Segundo TRALDI (1994), a colheita de sêmen pode ser feita por 2 métodos: através da Vagina Artificial ou pela eletroejaculação. As figuras 1 e 2 a seguir, demonstram as primeiras etapas do processo de I.A.: estimulação e colheita do sêmen.
Figura 1 – estimulação do reprodutor para efetuar o salto. Fonte: Gonzalez et al, 2002, p. 30
Figura 2 – Colheita de sêmen – etapa de ejaculação. Fonte: Gonzalez et al, 2002, p.
O sêmen do bode pode ser colhido com 7 a 8 meses de idade (HAFEZ, 2000).
No método que utiliza Vagina Artificial, segundo HAFEZ (2000), alguns reprodutores podem ser treinados para montar em dispositivos apropriados, estes dispositivos podem ser constituídos de modo a alojar a Vagina Artificial em seu interior. Os manequins mecânicos apresentam vantagens sobre os manequins vivos no sentido de proporcionarem estabilidade e quanto as fêmeas particularmente por permitirem o controle de doenças. Os manequins vivos devem ser contidos para diminuir movimentos laterais e para frente e ainda proporcionar fácil acesso para colheita do sêmen.
Segundo GONÇALVES et al (2001) e HAFEZ (2000) na colheita de sêmen de bodes o método mais utilizado é o da Vagina Artificial; instrumento que simula a condição de pressão e temperatura da vagina natural.
A pressão da vaginal artificial para caprinos deve ser igual a do ar e a água estar em uma temperatura entre 42ºC a 45ºC (GONZALES et al , 2002).
Segundo HAFEZ (2000), nos bodes é possível obter várias ejaculações por dia, antes que as reservas epididimárias sejam gravemente esgotadas de espermatozóides. Isto se deve ao pequeno volume das ejaculações (0,5 ml) e as grandes reservas epididimárias. Para que haja estímulo do bode não é necessário que a fêmea esteja necessariamente no cio devido os bodes terem a libido bem exacerbada.
Segundo GONÇALVES et al, (2001), o ato de colher o sêmen é simples; segura-se a fêmea em estro natural ou induzido, apresentando-a ao macho. Quando este efetuar o salto, segura-se o prepúcio com a mão, desviando o pênis para dentro da Vagina Artificial.
Para cada amostra de sêmen colhido deve-se usar uma vagina artificial esterilizada. A vagina artificial deve ser lubrificada cuidadosamente com lubrificante estéril.No momento da ejaculação a vagina artificial deve ser dirigida para baixo de modo que o sêmen possa escorrer para o tubo de colheita (HAFEZ, 2000).
No método eletroejaculador, segundo GONÇALVES et al (2001) a eletroejaculação é quase que instantânea.
HAFEZ (2000) afirma que o estímulo elétrico é o método preferido apenas quando os reprodutores não podem ser treinados ou recusam servir a vagina artificial. Os bodes respondem excepcionalmente bem à estimulação elétrica, e a resposta é mais rápida do que a do touro. Recomenda-se que os estímulos sejam aplicados a cada sete segundos com aumento de 1 volt. A ejaculação ocorre com 4 a 7 estímulos. O sêmen pode ser colhido com o bode de pé ou deitado de lado sobre uma mesa. A glande do pênis deve se levemente segurada com uma gaze estéril de modo que o apêndice filiforme e
a uretra sejam dirigidos para dentro do tubo de colheita antes da ejaculação para diminuir a perda do sêmen.O volume de ejaculação é levemente superior do que das amostras colhidas com a vagina artificial e a concentração espermática é mais baixa.
Segundo GONZALES et al, (2002) o material ejaculado pode ser usado de 4 maneiras: puro; fresco diluído; refrigerado; congelado-descongelado.
3- Avaliação do sêmen
Segundo TRALDI (1994), para um reprodutor ser selecionado como doador de sêmen e ser utilizado em programas de inseminação artificial, deverá ter seu sêmen avaliado criteriosamente do ponto de vista produtivo, onde este deve ser isento de doenças infecto-contagiosas que podem ser transmitidas através do sêmen.
Segundo BETINI et al, (1998), o sêmen colhido deve ser colocado em banho-maria a 37ºC para que haja preservação dos espermatozóides durante as análises. Os materiais utilizados como lamínulas, lâminas, corantes, pipetas e recipiente devem ser colocados em placa aquecedora a 37ºC, evitando que os espermatozóides passem por variações térmicas.
O normal de sêmen ejaculado pelo bode é pequeno sendo de 0,5 a 2,0ml e é caracterizado por ter uma elevada concentração espermática sendo em torno de 1 a 5 bilhões de espermatozóides, com aspecto cremoso e uma coloração branco-marmórea (TRALDI,1994).
O sêmen deve ser avaliado de acordo com as seguintes características macroscópicas do sêmen:
3 De acordo com o volume: varia de 0,5 a 2,0 ml. (GONÇALVES et al, 2001). A determinação do volume do ejaculado é realizada no laboratório, através da leitura no copo coletor graduado, antes da colocação no banho-maria (BETINI et al,1998);
3 Quanto a cor: deve ser amarelada, desprezando-se o sêmen com coloração avermelhada ou com cor de chocolate, indicando presença de sangue. A análise da cor do sêmen é feita visualmente (BETINI et al, 1998).
3 De acordo com o pH: determinado colocando-se uma gota de sêmen sobre uma fita de papel tornassol (BETINI et al, 1998). O normal do pH é estar em torno de 7,0 (GONZALES et al, 2002);
3 Quanto ao aspecto: Variando de leitoso a cremoso, desprezando-se o sêmen aquoso ou turvo, pois é indicativo de pequeno número de espermatozóides (GONÇALVES et al, 2001)
Também podem ser características microscópicas para análise do sêmen:
3 Através do Turbilhonamento (motilidade massal): Movimento da massa de espermatozóides no plasma seminal. Assemelha-se a ondas do mar e pode receber notas de 0 (sem movimento) a 5 (movimentos muito fortes). Para ser considerado bom deve ser classificado com nota 3 no mínimo (GONZALES et al, 2002). Para fazer a avaliação do turbilhonamento, deve-se colocar uma gota de sêmen recém colhido sobre uma lâmina a 37ºC (BETINI et al.;1998). 3 Quanto a Concentração: Determinada no espectrofotômetro ou no
espermatozóides em cada milímetro de sêmen, onde o valor normal está em torno de 3 bilhões/ml (GONÇALVES et al, 2001).
Segundo BETINI et al (1998), para determinar a concentração espermática, utiliza-se a câmara de Neubauer dupla, em que o sêmen será primeiramente diluído em cloreto de sódio a 3%, na proporção de 1:400, utilizando-se a pipeta de Sahli.
3 Motilidade individual progressiva (MP): Movimento em flecha de cada espermatozóide (GONÇALVES et al 2001).
Segundo GONZALES et al,(2002), a motilidade progressiva deve ser de 70% a 80% no mínimo.
A motilidade progressiva é determinada colocando-se uma gota de sêmen sobre uma lâmina e adicionando-se 25 gotas de citrato de sódio a 3%.O material deverá ser homogeneizado; retira-se uma gota dessa mistura e coloca-se sobre uma lâmina a 37ºC e cobre-a com uma lamínula e no caso da análise de sêmen congelado não utiliza-se a diluição (BETINI et al, 1998).
3 Vigor: Segundo BETINI et al (1998), esta avaliação é realizada a partir da lâmina preparada para motilidade progressiva e classificada numa escala de 0 a 5 pontos, onde os valores mais elevados indicam sêmen de melhor qualidade.
Segundo GONZALES et al (2002), é necessário que o animal apresente no mínimo 3 de vigor para que seja considerado como sêmen bom.
3 Morfologia espermática (ME): Indica a porção de espermatozóides patológicos (sem cauda, com cauda dupla, com dupla cabeça, etc.)dentro da população espermática, não devendo ultrapassar os 15% (GONÇALVES et al, 2001).
Segundo BETINI et al (1998), essa avaliação é feita logo após a colheita, com a preparação de dois esfregaços delgados em lâminas a 37ºC.
3 Índices de sobrevivência: Segundo BETINI et al, (1998), este é outro critério que faz parte da análise do sêmen; determinado em microscópio óptico de contraste de fase em 40x, a partir de esfregaço feito com mistura de uma gota de eosina vermelha a 3%, uma gota de nigrosina a 5% e uma gota de sêmen; homogeneizar a mistura por 30 segundos; colocar uma gota dessa mistura na lâmina, e preparar um esfregaço que após a secagem será levado no microscópio em 40x. Para determinar o valor desses índices, deve-se contar 100 espermatozóides entre corados e brancos, onde os brancos serão os sobreviventes, dividir as células brancas pelo total e multiplicá-las por 100.
4- Processamento do sêmen pa I.A. com sêmen congelado ou resfriado
Segundo TRALDI (1994), após a colheita do sêmen e sua avaliação macroscópica e microscópica, se houver condições favoráveis, seguirá para a fase de processamento do sêmen, composta pelas etapas descritas a seguir.
4.1. Lavagem do sêmen
Segundo BETINI et al (1998) o processo de lavagem constitui na diluição do ejaculado na proporção de 1:9 em solução de citrato de sódio 3% a 37ºC e centrifugação a 500g por 15 minutos à temperatura ambiente, devendo desprezar o sobrenadante, desfazer o precipitado e repetir a lavagem.
Segundo ANDRADE et al (1999) é necessário a retirada do plasma seminal para que não haja prejuízo na viabilidade das células espermáticas e na taxa de fertilidade nas Inseminações artificiais com sêmen congelado, sendo assim o sêmen deverá ser centrifugado de 500 a 600g para se obter precipitado consistente de células espermáticas que permita a eliminação apenas do plasma seminal (BARIL 1995 apud ANDRADE et al 1999); a eliminação do plasma seminal tem como objetivo melhorar a crioconservação do sêmen.
4.2. Diluição:
Segundo GONÇALVES et al (2001), esta fase deve ter concentração final para cada dose, de aproximadamente 200 milhões de espermatozóides por ml.
O citrato-gema de ovo ou Tris é o diluidor de eleição (TRALDI, 1994). A presença de fosfolipídeos no plasma seminal de caprinos compromete a fertilidade do sêmen durante o processo de congelamento pela ação das lisofosfolipases nas quebras das lecitinas por isso se questiona muito o método a ser adotado para criopreservação espermática nesta espécie (BARBOSA et al 1999).
FERRARI et al (1998) afirmam que os espermatozóides da espécie caprina são muito suscetíveis ao choque térmico e por este motivo é necessário níveis adequados de gema de ovo para que haja sucesso na estocagem.
De acordo com SOLANO et al (1999) têm-se utilizado diversas soluções diluidoras no sêmen caprino principalmente na congelação, entre elas o leite
desnatado e tris gema de ovo mas esta última é a que possui a enzima coaguladora que produz efeitos negativos no plasma seminal do bode, por isso, não se indica esta como componente de diluição do sêmen do bode, sendo indicado para esta espécie solução a base de água de coco tendo baixo teor em fosfolipídeos para diluição e congelação do sêmen.
FERRARI et al (1998), no sentido de aumentar a viabilidade do sêmen caprino congelado em diluidor contendo gema de ovo em sua composição afirmam que a concentração de 1,5% de gema de ovo no diluidor à base de tris confere proteção espermática e não produz efeito tóxico aos espermatozóides, sendo assim o diluidor a base de tris é indicado a fim de congelar sêmen.
4.3- Envase:
Segundo BETINI et al (1998), o sêmen diluído deve ser envasado em palhetas de 0,5ml contendo 200 milhões espermatozóides normais a 5ºC lacrando-se sua extremidade livre com álcool polivinílico. As palhetas devem ser identificadas de acordo com cada reprodutor, data e o método de congelamento (vertical ou horizontal).
4.4- Funções dos diluidores
Segundo GONZALES et al (2002), os diluidores atuam como nutrientes, fazem a manutenção do PH do meio, são bactericidas, melhoram o aproveitamento do ejaculado, fazem manutenção da pressão osmótica e permitem a sobrevivência do espermatozóide após o procedimento de resfriamento e criopreservação.
4.5- Resfriamento
Segundo GONÇALVES et al (2001) e MEDEIROS et al (1994), o sêmen caprino pode ser conservado sob refrigeração a 4ºC podendo ser utilizado em um curto espaço de tempo, tendo sua viabilidade máxima de 48hs.
TRALDI (1994), afirma que o sêmen deve ser transportado em garrafa térmica repleta de cubos de gelo, sendo os paillets neles inseridos, envolto em algodão, evitando assim contato direto com o gelo.
Segundo GONÇALVES et al (2001) para a inseminação com sêmen resfriado a diluição é feita com uma parte de sêmen para nove partes do diluente; isto é, para 1,5ml de sêmen, adiciona-se 13,5ml do diluente, quantidade suficiente para inseminar 30 fêmeas; já que se utiliza 0,5ml da solução por inseminação. É muito importante a escolha de um bom diluente, onde este deve ser atóxico para os espermatozóides, ser de baixo custo, preparo fácil e ter PH e pressão osmótica compatíveis com a sobrevivência espermática.
Segundo MORENO et al (2001), o sêmen fresco diluído constitui uma prática em criação caprina que não necessita de pessoal treinado e do material necessário para o processamento do sêmen desta espécie.
GONÇALVES et al (2001) afirmam que o resfriamento do sêmen ocorre de forma progressiva em geladeira onde permanece por 45 minutos dentro de um béquer ou um copo de vidro contendo água até atingir esta temperatura, transportando-se o sêmen para o freezer até atingir a temperatura de 4ºC.
O sêmen fresco e resfriado apresenta fertilidade mais elevada principalmente quando a I.A é transperitoneal (TRALDI, 1994).
Segundo RIBEIRO (1997), o uso da I.A. com sêmen fresco pode padrear 200 fêmeas ou mais.
GONZALES et al (2002) afirmam que o aquecimento da dose inseminante do sêmen resfriado deve ser a 37ºC durante 10 segundos, onde o sêmen fresco deve ser diluído e utilizado na mesma fazenda.
Segundo GONÇALVES et al (2001) os diluentes mais usados para sêmen resfriado são: água de coco (50ml); água biodestilada (25ml); solução de citrato de sódio a 5% (25ml). Para o preparo do diluidor de eleição (a base de gema de ovo), deve-se primeiramente preparar a solução a base de água de coco (100ml); ou seja: utiliza-se 50% de água de coco filtrada, 25% de água biodestilada e 25% de solução de citrato de sódio a 5%. A água biodestilada é utilizada para baixar a osmolaridade para 300 milimols e o citrato de sódio a 5% para elevar o PH para 6,2 a 6,8 por serem estes compatíveis para o sêmen caprino. Após preparada a solução, acrescenta-se 2,5% de gema de ovo à solução a base de água de coco, ou seja, em uma solução de 100ml, retira-se 2,5ml da solução e descarta-se, depois adiciona-se 25ml de gema de ovo à solução.
4.6- Congelação do sêmen
SOLANO et al (1999) relatam que no Brasil existem poucas centrais de congelamento de sêmen caprino devido a alguns fatores limitantes, entre os quais, a insuficiência de técnicas adequadas.
Segundo MEDEIROS et al (1994) a coleta e o processamento do sêmen congelado são feitos por técnicos especializados, em locais apropriados ou em centrais de inseminação.
Os paillets são mantidos no botijão criobiológico em nitrogênio líquido e apenas serão retirados no momento de uso (TRALDI 1994).
Segundo HAFEZ (2000) o sêmen congelado pode ser armazenado por longo tempo quando mantido em nitrogênio líquido a –196ºC, contudo, a falta deste, mesmo que por poucas horas, pode resultar na destruição completa de banco de sêmen.
TRALDI (1994) afirma que para manipulação do “rack” para retirada de um ou mais paillets ou mesmo para averiguação do número de doses existentes, deve ser feita rapidamente, não devendo exceder a 7 segundos, evitando ao máximo a exposição dos paillets ao calor.
Segundo RIBEIRO (1997) com o uso da I.A com sêmen congelado, o número de fêmeas por reprodutor é superior sendo difícil de ser determinado, onde uma única ejaculação pode produzir de 10 até 40 doses de sêmen dependendo da quantidade do mesmo e quantidade de espermatozóides utilizados por dose.
Para GONÇALVES et al (2001) os diluentes mais usados para sêmen congelado são: leite desnatado (20g); glicose (388mg); água biodestilada (200ml); penicilina G sódica (200.000 UI); sulfato de estreptomicina (10mg).
MIES FILHO (1987) afirma que a gema de ovo por ser rica em fosfolipídeos, protege os espermatozóides do choque térmico em temperatura abaixo de 0ºC; portanto, em caso de congelação pode-se utilizar o glicerol pois funciona como crioprotetor.
Segundo GONÇALVES et al (2001) para a congelação do sêmen a primeira diluição é feita na proporção de uma parte de sêmen para 4,5 partes da fração A (sêmen + diluidor I) ou seja, 1ml de sêmen para 4,5ml de fração A;
após a primeira diluição, o sêmen é incubado a 37ºC em banho-maria, sendo então avaliado motilidade individual progressiva e a porcentagem de espermatozóides móveis; onde coloco 1 gota de sêmen diluído e avaliado no microscópico. A segunda diluição é a glicerolização que é feita para o congelamento do sêmen onde é realizada em 3 etapas que constam de adição a cada 5 minutos de uma parcela de fração B (só diluidor II – gicerol); duplicando o volume e reduzindo a primeira diluição pela metade.
CAMPOS et al (2002) afirmam que a água de coco pode ser usada como diluidor do sêmen de caprinos para congelação desde que seja armazenado em nitrogênio líquido.
Segundo BETINI et al (1998) existem 2 tipos de congelação do sêmen caprino:
a) Congelação horizontal: procedimento realizado em uma câmara de congelação, feita com uma caixa de isopor, dotada de suporte de sustentação para conter as palhetas em posição horizontal. Para efetuar-se a congelação, coloca-se 15cm (em altura) de nitrogênio líquido e o suporte contendo as palhetas que devem ser fixadas a 5cm da superfície do nitrogênio, a -70ºC a - 80ºC, permanecendo nesta posição por 15 minutos, depois deveram ser imersas em nitrogênio líquido por 5 minutos a - 196ºC.
b) Congelação vertical: é realizada em aparelho de congelação vertical desenvolvido por Souza e Mies Filho em 1986. Consiste em uma caixa de madeira preenchida com isopor e um suporte para a sustentação das palhetas na posição vertical, esta contem duas partes, uma superior e outra inferior de placas perfuradas de aço
inoxidável que permitem a passagem das palhetas; sob a placa inferior, é colocado uma tela fina de apoio para as palhetas e para facilitar o manuseio, uma estrutura de arame em forma de alça na parte superior. O sêmen é colocado no cilíndro e este é colocado na caixa de congelação, à altura de 5cm da superfície do nitrogênio líquido, por 15 minutos a – 70º a – 80ºC, depois disso o sêmen é imergido no nitrogênio líquido durante 5 minutos.
Em ambos métodos de congelação, decorrido o tempo de imersão, a palheta deverá ser descongelada a 37ºC por 60 segundos para avaliar a motilidade progressiva e as que apresentarem MP menor que 25% serão desprezadas. Depois as palhetas devem ser transferidas para o botijão de estocagem. A descongelação pode ser feita com 30 dias após cada processo de congelação por imersão das palhetas em banho-maria a 37ºC por 60 segundos (BETINI, 1998).
Em ato complementar deve-se avaliar novamente após descongelação a motilidade progressiva individual, a porcentagem de espermatozóides vivos em cada diluente e alterações morfológicas (GONÇALVES et al 2001).
Segundo GONZALES et al (2002) o sêmen congelado é de uso acessível e prático ao produtor que deseja melhorar geneticamente seu rebanho.
5. Sincronização do cio das cabras
Segundo MEDEIROS et al (1994), nas fêmeas a puberdade se estabelece com a ocorrência da primeira ovulação, podendo vir ou não
acompanhada de manifestações clínicas de cio; normalmente no Nordeste do Brasil as fêmeas caprinas atingem puberdade em torno de 7 a 12 meses de idade com peso corporal de 14 a 20kg, entretanto, recomenda-se que as fêmeas sejam usadas em reprodução quando atingirem o peso equivalente a 60 a 75% do peso de uma fêmea adulta de sua raça e/ou tipo. A figura 3 traz um esquema de como ocorre a reprodução sazonal em cabras.
Figura 3 – Reprodução sazonal em cabras: durante a estação de procriação, as ovulações ocorrem com intervalo de 16 dias com acasalamento e gravidez. As cabras em anestro não ovulam.
Fonte: JAINUNDEEN, M.R, WAHID, H.; HAFEZ, E.S.E., 2000, p. 174.
A cabra é um animal poliestral estacional caracterizado por apresentar estros nos períodos em que os dias vão ficando mais curtos, ou seja, nos meses de Janeiro à Julho; isso se deve provavelmente a uma relação entre a duração do dia e a função da glândula pineal que diminui a secreção de melatonina com o aumento da luminosidade. O controle fotoperiódico da reprodução atua via secreção de melatonina pela glândula pineal que culmina estimulando o eixo hipotálamo–hipofisário, desencadeando o ciclo estral; nas condições de luminosidade da região sul do Brasil , o efeito inibitório do fotoperíodo resulta em um anestro fisiológico nos meses de Julho à Dezembro (FONTELLES, 2000). A figura 4, esquematiza o fotoperíodo.
Figura 4 – Fotoperíodo
Fonte: HAFEZ, E.S.E., 2000, p. 338.
MEDEIROS et al (1994) afirmam que a duração média do ciclo estral em caprinos é de 21 dias, onde o estro é o período em que a fêmea aceita o
macho e está apta a ser fecundada; em média o estro tem duração de 36 a 42hs, onde as fêmeas em cio apresentam características como: tornam-se inquietas; montam nas companheiras ou aceitam ser montadas pelo macho ou por outras fêmeas; cauda com movimentos rápidos e laterais; perdem peso; berram freqüentemente; apresentam vulva inchada, avermelhada e vagina úmida.
No início do cio, apresentam secreções mucocristalinas, creme-claro durante o cio e no final, secreção viscosa com aspecto de pús. Já os machos caprinos são relativamente precoces, podendo atingir a puberdade em torno dos 4 a 5 meses de idade e serem colocados para reprodução entre 6 e 8 meses de vida e, para isso, serão submetidos a um rigoroso exame clínico-andrológico levando em conta vários fatores, entre eles: não ser portador de doenças específicas da reprodução; ter boa libido, bem como, ausência de defeitos hereditários. Um reprodutor pode atuar ativamente no rebanho até os 8 anos de idade MEDEIROS et al (1994). Na figura 5 ilustra-se o aspecto do muco cervical da cabra em estro.
Figura 5 – Aspecto do muco cervical da cabra em estro. Fonte: GONZALEZ et al, 2002, p. 18
Para AZEVEDO et al (1999) são inúmeras as evidências que demonstram que a I.A. em caprinos permite atingir elevada fertilidade ao parto; facilitam o manejo reprodutivo tornando factível a implantação da I.A em nível de campo, uma vez que, a fertilidade tem alcançado índices satisfatórios apesar de inferiores aqueles obtidos sob estro natural.
WALDRON et al (1999) afirmam que a sincronização do estro e indução do cio provém de adequados números de fêmeas em estro estando disponíveis para I.A.
MEDEIROS et al (1994) afirmam que a sincronização ou a indução do cio só deve ser praticada em rebanhos manejados. A sincronização é normalmente realizada por via intravaginal ou subcutânea com progestin entre 9 a 16 dias.
De acordo com GONÇALVES et al (2001), os tratamentos hormonais visam induzir e/ou sincronizar o estro e a ovulação nas fêmeas em anestro, ou então, sincronizar o momento do aparecimento do estro nas fêmeas cíclicas. Esses tratamentos utilizam diferentes substâncias e hormônios exógenos, seja para controlar a fase lútea (progestágenos e luteolíticos), seja para induzir ou aumentar a resposta ovariana.
Segundo GONZALES et al (2002), os métodos mais usados para sincronização e indução do cio são:
5.1. Método natural (efeito macho)
Consiste na introdução de machos rufiões em um lote de fêmeas, as quais estejam isoladas de reprodutores no mínimo de 3 a 4 semanas. As fêmeas apresentarão o estro em cadeia no período de 5 a 10 dias, após a sua exposição aos rufiões. Este fenômeno se deve à liberação de uma substância andrógeno dependente-ferormônio. Seguida a sua quimiorrecepção pelas fêmeas pelo sistema olfatório irá iniciar a liberação de LH que atinge um nível máximo cerca de 56hs do contato entre os animais. Neste método , o pico de LH poder ser insuficiente, ocasionando uma baixa taxa ovulatória; ciclos curtos
devido a formação de corpos lúteos de má qualidade. Esse método é utilizado como auxiliar aos demais e pode ser por um período de 7 dias. Segundo MEDEIROS et al (1994) é necessário a ausência do macho no rebanho por um período mínimo de 30 dias, podendo utilizar o uso direto do reprodutor ou uso do rufião e nas fêmeas que entrarem em cio pode-se utilizar I.A ou monta natural.
5.2. Método nutricional (Flushing alimentar)
Consiste no aumento do plano nutricional pelo menos 30 dias antes do início da estação sexual. Pode ser pelo fornecimento de ração concentrada balanceada, na quantidade de 500 a 800g/cabeça/dia. Este procedimento deve ser associado à disponibilidade de volumoso de boa qualidade. Este método não sincroniza os estros mas proporciona um aumento de 20 a 30% na taxa de ovulação portanto pode ser utilizado como método auxiliar aos demais.
5.3. Tratamento com ajuste de luz
O tratamento fotoluminoso de dias longos realizado durante o final de outono e início de inverno , principalmente nas Regiões Sul e Sudeste com duração de 2 a 4 meses e, associado ao efeito macho no início da primavera, permite cerca de 70 a 80% das fêmeas a ele submetidas apresentem cios férteis durante a primavera e parições durante o outono do ano subseqüente. O mecanismo do tratamento está fundamentado na exposição a 16hs de luz e 8hs de escuro por dia com o auxílio de lâmpadas fluorescentes instaladas no galpão que seriam ativadas diariamente por meio de um timer, cerca de 2hs antes do alvorecer e automaticamente desligadas 2hs após o entardecer. Esse
procedimento alongaria o fotoperíodo natural, permitindo uma luminosidade de 200lux no interior do galpão. Transcorridos 60 dias deste tratamento, inicia-se o efeito macho, o qual desencadeia a manifestação dos estros. O tratamento com o ajuste de luz apresenta uma série de vantagens em relação ao hormonal, por conseguinte: a possível formação de anticorpos contra as gonadotrofinas heterólogas, implicando na tardia manifestação de estro, descarga do pique de LH e na ovulação, após sucessivas aplicações dos mesmos, dificultando as inseminações em horários fixos; a possibilidade da ocorrência futura de respostas insatisfatórias de estro e ovulação nas fêmeas. Pode-se utilizar esquemas com implantes de melatonina para fêmeas e os reprodutores, os estros ovulatórios iniciam-se em torno de 15 dias após a exposição das fêmeas ao efeito macho. Segundo RIBEIRO (1997), a melatonina é um hormônio de ocorrência natural, sintetizado e secretado exclusivamente durante a noite, pela glândula pineal. A luz, através da retina, provoca um efeito inibitório sobre a sua secreção. Por sua relação direta com a percepção que o animal tem do fotoperíodo, vem sendo usada como complementação aos programas de indução de cio por luz, fornecida por meio de injeções, alimentação ou implante, sendo este, o que apresenta melhor resultado.
5.4. Métodos hormonais
Segundo GONÇALVES et al (2001) o tratamento para sincronização pode ser feito pela utilização de hormônios progestágenos ou então por hormônios luteolíticos.
Os Progestágenos, aqueles que permitem controlar o momento de aparecimento do estro e da ovulação através de um mecanismo de “bloqueio” (retroalimentação negativa sobre as gonadotrofinas) seguido por um “desbloqueio” (resposta hipofisária algum tempo após o final do tratamento). Os utilizados em cabras são a progesterona, o acetato de fluorogesterona (FGA), o acetato de medroxiprogesterona (MAP) e o norgestomed. Estes são encontrados sob a forma de esponjas vaginais, CIDR ou implantes sub-cutâneos. Os progestágenos sintéticos têm uma atividade de inibição gonadotrófica muito mais elevada que a da progesterona. A administração de um progestágeno exógeno durante o ciclo estral, bloqueia a secreção hipofisária de gonadotrofinas sendo assim bloqueiam o estro e a ovulação. Desde que o tratamento o tratamento progestágeno é utilizado com o objetivo de obter simultaneidade das ovulações, em fêmeas tratadas em diferentes fases do ciclo estral, a duração mínima do tratamento deve ser igual à duração da fase luteal. Um dos métodos é usar esponjas vaginais impregnadas com 60mg de MAP durante 14 dias, onde irei obter fêmeas em estro 72hs após a retirada da esponja. Pode-se também fazer associações de progestágenos e gonadotrofinas onde administro um progestágeno por via vaginal (esponja) ou sub-cutânea (implante), associado a uma injeção de ECG realizada 48hs antes ou no momento da retirada do progestágeno ou então podemos associar progestágeno + luteolítico + gonadotrofina; é introduzida uma esponja vaginal impregnada de 45mg de FGA durante 11 dias, associada a uma injeção de 300 a 700UI de ECG e uma injeção de 50µg de cloprostenol, ambas realizadas 48hs antes da retirada da esponja; esse tratamento é importante porque é o único que permite a realização da I.A em um horário pré-determinado,
facilitando assim a utilização das inseminações e o melhoramento genético do rebanho. Nesse caso, o grau de sincronização da ocorrência do estro é um importante fator de variação da fertilidade de cabras inseminadas.
Os Agentes luteolíticos são utilizados nas fêmeas cíclicas a fim de provocar a destruição do corpo lúteo. Os agentes luteolíticos mais utilizados na cabra são análogos sintéticos de prostaglandina (PGF2α), cloprostenol e dinoprost. O cloprostenol é um análogo especializado na luteólise. Uma única injeção de cloprostenol (125µg) realizada no dia 12º dia do ciclo induz o estro 24 a 72hs após a injeção em 100% das cabras tratadas. No entanto, quando o estádio do ciclo sexual não é conhecido, o tratamento com luteolíticos consiste em duas injeções realizadas de 11 a 14 dias de intervalo de maneira a induzir a luteólise nas fêmeas que não tinham corpo lúteo no momento da primeira injeção e que apresentaram um estro natural nesse intervalo.Também será induzida uma segunda luteólise nas fêmeas que apresentavam corpo lúteo na primeira injeção, administrando duas injeções de dinoprost (8mg) com 11 dias de intervalo, e as cabras entram em estro 52hs após a primeira injeção.
As Figura 6 e 7 apresentam esquemas de tratamento da sincronização através uso do hormônio cloprostenol.
Figura 6 – Sincronização do estro em caprinos. Fonte: GONÇALVES ET AL, 2001, P. 61
Figura 7 - PROTOCOLO PARA INDUÇÃO DE CIOS E INSEMINAÇÃO ARTIFICIAL
Dia
Fonte: RIBEIRO, 1997, P. 166
Nos tratamentos de sincronização do cio da cabra, a estimulação ovariana foi obtida pelo uso do eCG, do GnRH ou preparações com atividade gonadotróficas; o GnRH, muito usado na veterinária,tem uma atividade de 190 vezes superior aos do composto natural; o eCG apresenta dupla atividade (FSH e LH). É necessária uma única injeção para obter os efeitos desejados para sincronização.
+ fêmeas vazias e saudáveis + 170 dias após o ultimo parto + Cabritas – desvirginar 15 dias antes
Colocação da esponja Injeção intramuscular Retirada da esponja Cobertura ou Inseminação Dia O Dia 9 Dia 11 Dia 13 - Cloprostenol (50 a 100 µg) - PMSG (250 a 400 UI) 48 ± 1 hora
6- Técnicas da Inseminação Artificial em cabras
Segundo GONÇALVES et al (2001) a técnica da I.A consiste na retirada do sêmen do macho caprino e sua deposição no aparelho genital da fêmea caprina, sendo muito importante a escolha de um bom reprodutor.
SOLANO et al (1999) e GONZALES et al (2002) afirmam que em caprinos podem ser feitos 4 tipos de inseminação artificial para deposição do sêmen, são elas: a cervical rasa, a profunda , a superficial e a intra-uterina.
Segundo GONZALES et al (2002) na prática de deposição do sêmen o aplicador deve penetrar o mais profundo possível o trajeto cervical (passagem de todos os anéis) e a dose de sêmen deve ser depositada no corpo do útero. Caso não seja possível ultrapassar todos os anéis cervicais, o sêmen deve ser depositado no local da cérvix onde foi permitida a introdução. Em seguida, o aplicador deve ser retirado cuidadosamente e a cabra deve ser mantida com a porção posterior levantada por alguns segundos.
Segundo TRALDI (1994) o melhor momento da I.A quando o cio é natural é aquele com intervalo entre 12 e 18hs após aceitação da monta pelo rufião ou quando o muco vaginal apresenta coloração creme-clara pois se a I.A for feita quando as cabras estiverem com muco cristalino ou pegajoso terão menor chance de serem fecundadas, as cabras marcadas pelo rufião encontradas à tarde devem ser inseminadas na manhã do dia seguinte e as marcadas durante a noite e a madrugada devem ser inseminadas no fim da tarde do mesmo dia, respeitando dessa forma o melhor momento para I.A.
Segundo GONZALES et al (2002) se o estro for induzido hormonalmente pode ser feita uma inseminação em horários pré-determinados ou com a
monitoração do muco cervical, que deve apresentar-se leitoso com estrias esbranquiçadas.
Segundo RIBEIRO (1997) A técnica da I.A deve ser feita da seguinte maneira:
3 Separação dos equipamentos que serão utilizados: Os equipamentos usados para a I.A em caprinos são compostos de espéculo (bico de pato ou fixo ou tubular), fonte de luz, aplicador para palhetas de 0,25 e 0,5 ml, garrafa térmica e botijão contendo nitrogênio líquido. Na figura 8 ilustra-se a etapa de assepsia da cérvix.
Figura 8 - assepsia da cérvix Fonte: GOZALEZ ET AL, 2002, p. 37
3 Posições e forma de contenção da cabra: no momento da I.A é importante que a cabra se encontre devidamente contida, facilitando o trabalho do inseminador (TRALDI, 1994). Há cinco formas para contenção onde o responsável poderá escolher uma delas (RIBEIRO 1997):
1. manter a cabra na plataforma de ordenha, presa pelo canzil onde a cabra permanece em estação, não sendo possível contar com a ação da gravidade, deslocando as vísceras e diminuindo a pressão das mesmas sobre o aparelho reprodutor para ajudar no progresso dos espermatozóides, sendo pouco recomendada; mas por outro lado estressa bem menos a cabra e o auxiliar;
2. O operador se encosta em uma parede e levanta o posterior da cabra, segurando-a pelas canelas, com os jarretes dobrados. Esta posição estressa o animal e é desgastante para o auxiliar, mas é
a mais recomendada, pela posição que o animal fica em relação ao inseminador e ao solo, pelo fato de o sêmen contar com a gravidade e chegar mais facilmente aos cornos uterinos e trompas.
3. Na plataforma de ordenha, o ajudante coloca uma perna dobrada por baixo do ventre da cabra, fazendo com que o posterior fique ligeiramente levantado.
4. Uso de dispositivos de contenção próprios para inseminação e exames ginecológicos, podendo ser um tronco com rampa móvel, que pode ser inclinada, na qual a cabra é apoiada em posição adequada.
5. Com uma “estrutura” de pano, com local específico para a passagem das pernas e do úbere, a cabra é suspensa por uma corda.
Na figura 9, ilustra-se a técnica de contenção descrita acima
Figura 9 – Posições de contenção da cabra para realização da I.A. Fonte: RIBEIRO, 1997, p. 171.
3 Seqüência de Inseminação:
1º.) É necessário escolher um local tranqüilo, limpo e sem outros animais por perto, como gatos e cães, que estressam o animal;
2º.) Verificar o muco da cabra para confirmar se está no momento mais adequado; preparar a cabra limpando a região com papel descartável;
3º.) No caso da I.A ser feita com sêmen congelado deve-se preparar água a 37ºC para descongelar o sêmen; abrir o botijão de nitrogênio e verificar em qual caneco está o sêmen;
4º.) Levantar o caneco sem elevá-lo acima da boca do botijão e retirar a palheta rapidamente conferindo se é a desejada e voltar rapidamente o caneco à posição original;
5º.) Colocar a palheta imediatamente em água a 37ºC ( por 15 segundos quando a palheta é de 0,25ml, ou 30 segundos com palheta a 0,5ml) para sua descongelação; após isso, enxugá-las cuidadosamente com papel toalha; caso a I.A seja feita com sêmen fresco, segue-se direto para montagem do aplicador;
6º.) Introdução da palheta onde deverá ser cortada sua ponta lacrada; 7º.) Encaixar a bainha e fixá-la corretamente com o anel plástico; o
auxiliar deverá colocar a cabra na posição adequada; introduzir o espéculo com a fonte de luz acesa, tentando localizar a entrada da cérvix, tentar ultrapassar seus anéis com aplicador;
8º.) Quanto mais profunda for a penetração da cérvix ,maior será o percentual de resultados positivos(TRALDI 1994).
RIBEIRO (1997) afirma que se a quantidade de muco no fundo da vagina for excessiva, deve-se levantar a parte anterior da cabra e com o próprio espéculo retirar o excesso para facilitar a visualização da cérvix (é preferível verificar isso antes do início da inseminação, para que se ganhe tempo, pois uma vez descongelado, o sêmen deverá permanecer o mínimo de tempo possível dentro do aplicador , sob condições de temperatura adversas à sua sobrevivência).
O ideal é que sejam ultrapassados todos os anéis da cérvix, fazendo a inseminação no corpo do útero (intra-uterina) mas, caso o tempo se prolongue por mais de dois minutos é preferível depositar o sêmen no ponto em que o aplicador tenha alcançado, seja ele em região anterior, média ou posterior da cérvix, evitando assim estressar muito o animal, além do risco de sangramento; caso isso não seja possível devido a uma maior dificuldade em atravessar toda a extensão da cérvix, o sêmen poderá ser nela deixado, neste caso é denominado de inseminação intracervical profunda e na impossibilidade na passagem da pipeta, o sêmen pode ser depositado na abertura da cérvix sendo assim denominado de inseminação cervical superficial (TRALDI 1994).
Segundo RIBEIRO (1997) quando há dificuldade em ultrapassar a cérvix, uma mudança na posição da cabra pode ajudar; após a deposição do sêmen que deve ser feita lentamente, deve-se manter a cabra na posição invertida por mais 2 ou 3 minutos; retirar o equipamento cuidadosamente e voltara a cabra para posição normal, massageando delicadamente o clitóris para ajudar a fecundação.
Na Figura 10 ilustra-se o momento de contenção da cabra para I.A. Figura 10 – Cabra contida para ser inseminada.
Fonte: GONZALEZ ET AL, 202, p. 37.
Os cuidados com a fêmea após a I.A, segundo GONZALES et al (2002) são:
3 Evitar o deslocamento dos animais nos primeiros 30 dias 3 Não efetuar mudanças bruscas de alimentação
3 Cuidado com a deficiência mineral 3 Controle de infestações parasitárias
3 Proporcionar sombreamento 3 Fornecer água à vontade
3 Evitar manejo brusco com animais
3 Evitar aplicação de medicamentos desnecessários
3 Evitar presença de reprodutores, machos rufiões ou cabritos, no lote de fêmeas inseminadas.
Segundo GONÇALVES et al (2001), o diagnóstico precoce de gestação da fêmea pode ser feito através de diferentes métodos:
a) Métodos ultra-sônicos.
b) Efeito doppler onde vejo batimentos cardíacos, pulsação sangüínea e movimentos fetais.
c) Dosagens hormonais onde é mensurado o sulfato de estroma e progesterona, este após I.A é bom método de diagnóstico precoce de gestação na espécie caprina.
d) Palpação reto-abdominal.
e) Radiografia (detecta gestação e o número de fetos).
f) Biópsia vaginal (este não é recomendado para diagnóstico precoce de cabras da raça Saanen).
g) Laparotomia.
h) Palpação Abdominal (para cabras com gestação avançada).
i) Detecção de proteínas específicas da gestação (estas aumentam a partir da terceira semana sendo mais elevada na sétima semana de gestação).
8. Resultados
FONTELLES (2000) afirma que com a aplicação da técnica de manipulação do fotoperiodismo não há diferença entre as taxas de indução ao estro e de gestação (ambas 100%), assim como não há diferença significativa para a taxa de prolificidade, evidenciando não haver prejuízos quanto ao aspecto reprodutivo.
Segundo MORENO et al (2001) a avaliação do efeito dos diluentes, leite desnatado e Fiser, em relação ao sêmen caprino fresco com o objetivo de ser utilizado para I.A demonstrou que o diluente Fiser é mais eficiente em manter a viabilidade espermática, sendo assim, os diluidores devem ser constituídos de gema de ovo ou leite desnatado; e o sobrenadante do sêmen caprino diluído com Fiser apresentou menor concentração de AAT - aspartato amino transferase-, portanto, conclui-se que o diluente Fiser proporciona melhor viabilidade ao sêmen caprino utilizado a fresco, para I.A.
Segundo ANDRADE et al (1999) o leite UHT não é um diluente adequado para se congelar o sêmen caprino, mas há um grande número de técnicos que utilizam sêmen diluído em leite desnatado em pó; a taxa de fertilidade é melhor quando a deposição do sêmen é intrauterina, e é diminuída na medida em que se coloca o sêmen mais superficialmente no genital da fêmea, a fertilidade é numericamente superior quando as inseminações são feitas entre 18 e 36hs do início do cio. O melhor resultado é obtido quando o muco tem aspecto espesso e turvo no momento da I.A.
FERRARI et al (1998) afirmam que após o congelamento é encontrada uma média de 38,2± 7,47% de motilidade retilínea e progressiva e após 4 anos
de estocagem em nitrogênio líquido, a análise da motilidade retilínea e progressiva dos espermatozóides mostrou média de 31,43 ± 13,55% e ao analizar a motilidade retilínea e progressiva do sêmen congelado em diluidor a base de Tris após 1 ano de congelamento, não foi encontrado diferenças significantes em relação à perda da motilidade ao longo do tempo de estocagem; portanto o diluidor a base de Tris contendo baixa quantidade de gema de ovo se mostrou eficiente quanto a preservação dos espermatozóides de caprinos por 4 anos de estocagem em nitrogênio líquido, quando avaliado “in vitro” através da análise da motilidade retilínea e progressiva dos espermatozóides e in vivo através da IA com sêmen congelado.
AZEVEDO et al (1999) afirmam que a eficiência da via vulvar associado ao uso de cloprostenol é avaliada através da proporção de fêmeas responsivas ao tratamento (número de cabras que apresentarem estro por até 6 dias após a aplicação de cloprostenol em relação ao número de cabras expostas aos tratamentos); pelo período transcorrido (horas) entre a aplicação e observação do estro; pelo grau de franqueamento cervical (sítio de deposição do sêmen);pelo número de cabras que não retornaram ao estro até 42 dias após a inseminação, em relação ao número de cabras inseminadas por tratamento; e pelo número de cabras que pariram em relação ao número de cabras inseminadas por tratamento. A resposta em estro das cabras tratadas com cloprostenol por via intra muscular superficial vulvar foi antecipada em relação a produzida no útero em direção aos ovários pelos sistemas linfáticos e sangüíneo; acredita-se que mecanismo similar de drenagem perivascular esteja envolvido no tempo decorrido entre a aplicação do cloprostenol e a luteólise/manifestação do cio. O grau de dano espermático refletido através de
uma maior ou menor concentração de transaminase no plasma seminal/líquido diluidor, é devido à qualidade inerente ao sêmen em resistir ao resfriamento; pode-se pressumir que os espermatozóides da raça Saanen são menos resistentes ao estresse da congelação/descongelação se comparados a outros genótipos.
GONÇALVES et al (2001) afirma que ao administrar duas injeções de agente luteolítico (dinoprost) com 11 dias de intervalo observou-se 94% de cabras em estro onde estas foram cobertas por diferentes bodes a 12 horas de intervalo e obtiveram taxa de 70% de fertilidade e o mesmo acontece quando se administra duas injeções de cloprostenol a 14 dias de intervalo. Com a administração de progestágenos obteve-se 53,3% de fêmeas em estro 72 hs após a retirada da esponja; e as cabras foram inseminadas a cada 12hs de intervalo com sêmen fresco não diluído até o final do estro resultando em 53% de taxa de fertilidade ; e as cabras tratadas no período entre 48 e 90hs após o final do tratamento obtiveram estro em 75% . Com a I.A. trascervical realizada a cada 12hs até o fim do estro, com sêmen fresco não diluído, a taxa de fertilidade é superior a 70%. Com o uso de associações de progestágeno + gonadotrofina + luteolítico, obtém-se taxa de fertilidade próxima de 65% após uma única I.A realizada por via transcervical com sêmen congelado e em um momento pré-determinado ao final do tratamento. Observou-se a necessidade do uso da ECG mesmo em fêmeas cíclicas pois a retirada desta resulta em uma queda do número de cabras prenhez.
Segundo SOLANO et al (1999) os maiores índices de gestação e maior prolificidade ocorreram nos animais que receberam inseminações rasa e
profunda. O percentual maior de crias fêmeas nascidas foi encontrado em cabras inseminadas com sêmen diluído em água de coco.
A variabilidade do momento de ocorrência do estro e do pico pré-ovulatório de LH, em relação à queda de progesterona é maior durante o fenômeno natural do que durante o estro sincronizado. O grau de sincronização do estro e do pico pré-ovulatório não é melhorado em relação ao tratamento padrão qualquer que seja a metodologia empregada, onde essas modificações foram algumas vezes deletérias para a fertilidade. É provável que uma parte importante da variabilidade possa estar ligada a fatores ambientais pois esse fenômeno existe também durante o ciclo natural e que, em adição, não é repetível em um mesmo indivíduo de um tratamento a outro (GONÇALVES et al 2001)
III. CONCLUSÕES
Segundo TRALDI (1994), o principal fator que determina o sucesso da inseminação de cabras é o inseminador, que deverá adquirir prática e um perfeito conhecimento do aparelho genital, já que a qualidade de cuidado necessário poderá comprometer a fertilidade do rebanho e o sucesso da inseminação. No caso da cérvix ser lacerada pela pipeta, o sangue liberado poderá aglutinar e matar rapidamente os espermatozóides, além disso, um animal estressado terá uma descarga hormonal desfavorável à fertilização. O sucesso do inseminador também é medido pelo número de cabras inseminadas que pariram; aqueles inseminadores que conscientemente realizam 40 a 60% das inseminações intrauterinas, obterão um índice de fertilidade maior do que aqueles que dizem obter acima de 65% desse tipo, entretanto, possivelmente estarão lesando a cérvix e nesse caso a fertilidade é expressa pelo número de cabras inseminadas e paridas.
MEDEIROS et al (1994) afirmam que o uso incorreto da I.A. poderá acarretar sérios riscos e levar ao insucesso. Por exemplo, nos problemas resultantes do mal uso do método, como a redução da eficiência reprodutiva do rebanho, difusão em massa de taras genéticas e de doenças da reprodução. A I.A. exige requisitos básicos, entre eles, ter controle sanitário rigoroso e avaliação cuidadosa dos doadores.
Segundo SOLANO et al (1999), o emprego das modernas técnicas biotecnológicas reprodutivas da espécie caprina possui fatores que limitam sua expansão, tais como: a insuficiência de tecnologias adequadas para a congelação e uso de sêmen de I.A; a falta de conhecimento da fisiologia
reprodutiva da espécie; além das limitações da capacidade de investimento da maioria dos caprinocultores.
GONÇALVES et al (2001) afirmam que a eficiência dos tratamentos com progestágenos alcançou o limite biológico, sendo pouco provável que novas melhorias possam ser desenvolvidas.
Os resultados obtidos no Brasil ainda não estão alcançam os níveis divulgados em outros países. Isso indica que são necessários mais estudos e treinamento para viabilizar a técnica, em que custos por parto, que embutem os custos de sêmen, inseminação e a eficiência de inseminação propriamente dita, se manterão elevados até que a técnica se popularize, exista um maior número de inseminadores bem treinados e sêmen a preço acessível. Para melhorar os resultados da inseminação, a anatomia e fisiologia da cabra e do bode devem ser bem conhecidas (RIBEIRO 1997).
CAMPOS et al (2002) afirmam que até o momento atual não se tem o domínio dos protocolos de conservação de sêmen criopreservado que utiliza a água de coco como diluidor do sêmen com o plasma seminal. Devido aos excelentes resultados obtidos com os primeiros estudos utilizando a água de coco in natura, com o objetivo de facilitar sua aplicação no campo, foi procedida a sua estabilização em forma de gel. A estabilização da água de coco tanto em forma líquida, como na forma de gel, facilitaria seu emprego, assim como a sua difusão em trabalhos de I.A, tornando-se fundamental no processamento do sêmen caprino.
GONÇALVES et al (2001) afirmam que para o futuro há perspectivas ligadas a uma intervenção mais tardia na seqüência de eventos que conduzem à ovulação, já que quanto mais próximo da ovulação há um aumento da
probabilidade de diminuição da variabilidade do fenômeno. As injeções de LH, GnRH ou dos antagonistas do GnRH são soluções possíveis.
Figuras 11 e 12 – Animais acompanhados durante a formação acadêmica. Na figura 11 rebanho inseminado e matrizes. Na figura 12 macho reprodutor, doador do sêmen.
IV. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ANDRADE, J. S.; MARQUES JUNIOR, A.P.; Sêmen caprino congelado: efeito de dois diluentes sobre a taxa de fertilidade. Rev. Bras. Reprod. Animal, v. 23, n. 3, p. 363-5, 1999.
AZEVEDO, H.C.; MACHADO, R.; SALLES, H.O. Programa de sincronização de estro com cloprostenol em caprinos: dose efeito após administração IM superficial vulvar. Rev. Cient. Rural, v.4, n. 1, p. 129-39, 1999.
BARBOSA, L.P.; GUIMARÃES, J.D.; ESPESCHI. Avaliação de diferentes diluentes e métodos de congelamento de sêmen em programa de I.A. em cabras alpinas. Rev. Bras. Reprod. Anim., v. 23, n. 3, p. 283-5, 1999. BARIL 1995 apud ANDRADE, J. S.; MARQUES JUNIOR, A.P.; Sêmen caprino
congelado: efeito de dois diluentes sobre a taxa de fertilidade. Rev. Bras.
Reprod. Anim., v. 23, n. 3, p. 363-5, 1999.
BETINI, C.M.; MORAES, G.V.; RIGOLON. Efeito da congelação vertical e horizontal na qualidade do sêmen caprino. Acta Scientiarum, v. 20, n. 3, p. 361-5, 1998.
BONGSO et al, 1982 apud NUNES, J. F.; FELICIANO SILVA, A.E.D.. Tecnologia de sêmen resfriado em caprinos. Rev. Bras. de Reprod.
Anim., v. 8, n. 2, p. 121-7, 1984.
CAMPOS, A.C.N.; NUNES, J.F.; MONTEIRO, A.W.U; DIÓGENES, B.O.P.; PINHEIRO, J.H.T.; GUERRA, F.F.A. A H2O de coco criopreservada proveniente de diferentes variedades e idades de maturação com diluidor do sêmen caprino. Rev. Bras. Reprod. Anim., v. 26, n. 4, out/dez, 2002, p. 331-38.
CORTEEL et al, 1970 apud NUNES, J. F.; FELICIANO SILVA, A.E.D.. Tecnologia de sêmen resfriado em caprinos. Rev. Bras. de Reprod.
Animal, v. 8, n. 2, p. 121-7, 1984.
FERRARI, S.; LEINZ, F.; BARNABÉ, V. H. Inseminação artificial em cabras com sêmen congelado – nota prévia. Brazilian Journal of Veterinary
Research and Animal Science, v. 35, n. 5, p. 223-4, 1998.
FONTELLES, A.L.B. Eficiência reprodutiva de cabra leitera com cio induzido através da manipulação do fotoperiodismo. Rev. Ens. Pós-Universitário e
Formação Permanente – A hora veterinária, ano 20, n. 117, set/ou, 2000,
p. 53-6
GONÇALVES, Paulo B. Dias; FIGUEIREDO, José Ricardo; FREITAS, Vicente José de F. Biotécnica aplicada à reprodução animal. São Paulo: Varela, p. 15-23; 57-65; 111-23, cap. 2, 4 e 7.
GONZALES, Iara M.; SOARES, Adriana T.; GOMES, Maria das Graças G.; SOUSA, Wandrick H. de. Reprodução assistida em caprinos. Paraíba, Set. 2002., p. 11-42.
GONZALES–STAGNARO (1974), apud NUNES, J. F.; FELICIANO SILVA, A.E.D.. Tecnologia de sêmen resfriado em caprinos. Rev. Bras. de
Reprod. Animal, v. 8, n. 2, p. 121-7, 1984.
HAFEZ, S.E. Reprodução animal. 7a. ed. São Paulo: Manole, 2000, p. 335-42; 431-47, cap. 15 e 20.
JAINUDEEN, M.R.; WAHID, H. ; HAFEZ, E.S.E. Reproduction in farm animals. 7th ed. Philadelphia/USA, Chapter, 12, p. 174, march, 2000.
MACHADO & SIMPLÍCIO A. A. Inseminação artificial em caprinos no Brasil: estádio atual. Rev. Bras. Reprod. Animal, v. 19, p. 61-72, 1995.
________. Manual de caprinos e ovinos. Sobral/CE: Embrapa-CNPC, 1992. MEDEIROS, Luís P.; GIRÃO, Raimundo N.; GIRÃO, Eneide S.; PIMENTEL,
José Carlos M. Caprinos: Princípios básicos para sua exploração. Teresina: Embrapa-CPAMN/SPI, 1994, p. 63-78.
MIES FILHO, Antônio. Inseminação artificial. 6a. ed., Porto Alegre: Sulina, 1987, p. 334.
MORENO, F.A.B.; BISPO, C.A.S.; GUERRA, M. Motilidade, vigor e dosagem de aspartato amino transferase no sêmen. Rev. Bras. Reprod. Animal, v. 25, n. 3, p. 434-35, 2001.
NUNES, J. F.; FELICIANO SILVA, A.E.D.. Tecnologia de sêmen resfriado em caprinos. Rev. Bras. de Reprod. Animal, v. 8, n. 2, p. 121-7, 1984.
RIBEIRO, Silvia Doria de Almeida. Criação racional de caprinos. São Paulo:Nobel, 1997, p. 157-72, cap. 7.
SOLANO, R. F.; MARTO, R.; PEREIRA, H.S. Inseminação artificial em cabras: Avaliação da colocação do sêmen. Rev. Bras. Reprod. Animal, v. 23, n. 3, p. 365-67, 1999.
TRALDI, A. de S. Tópicos em reprodução e I.A. em caprinos – Manual
técnico. Texto apostilado, 1994.
WALDRON, D.F.; WILLINGHAN, T.D.; THOMPSO. Effect of concomitant injection of prostaglandin and PHSG on pregnancy rate and prolificacy of artificially inseminate a Spanish goats synchronized with controlled internal drug release devices. Small Ruminant Research, p. 177-9, 1999.
