UNIVERSIDADE FEDERAL DE RIO GRANDE
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AQUICULTURA
Formação de flocos microbianos em cultivo do camarão-rosa Farfantepenaeus paulensis e do
camarão-branco Litopenaeus vannamei.
Lise Maria Mendes Holanda de Melo Ferreira
FURG
RIO GRANDE, RS.
2008
UNIVERSIDADE FEDERAL DE RIO GRANDE PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AQUICULTURA
Formação de flocos microbianos em cultivo do camarão-rosa Farfantepenaeus paulensis e do
camarão-branco Litopenaeus vannamei.
Lise Maria Mendes Holanda de Melo Ferreira
Dissertação apresentada como parte dos requisitos para obtenção do grau de mestre em Aqüicultura no Programa de Pós-Graduação em Aqüicultura da Universidade Federal do Rio Grande.
Orientador: Prof. Dr. Paulo Cesar Abreu
Co-Orientador: Prof. Dr. Wilson Wasielesky Junior
Rio Grande – RS – Brasil Julho de 2008
Sumário
Resumo...x
Abstract...xii
1. Introdução...1
2. Objetivos...6
3. Material e métodos...7
3.1. Desenho experimental...7
3.2. Coletas de água e parâmetros físico-químicos da água...9
3.2.1. Nutrientes, seston e clorofila a...10
3.3. Comunidade microbiana...10
3.4. Biometrias...11
3.5. Análises estatísticas...11
4. Resultados...12
4.1. Parâmetros físico-químicos da água...12
4.1.1. Temperatura...12
4.1.2. Salinidade...12
4.1.3. Oxigênio dissolvido...12
4.1.4. pH...12
4.1.5. Transparência da água (Disco de Secchi)...15
4.1.6. Sólidos suspensos totais...15
4.1.7. Nutrientes...15
4.1.7.1. Amônia...15
4.1.7.2. Nitrito...18
4.1.7.3. Fosfato...18
4.1.7.4. Relação Nitrogênio: Fóforo...18
4.1.8. Clorofila a...20
4.2. Comunidade microbiana...21
4.2.1. Bactérias livres...21
4.2.2. Bactérias aderidas...23
4.2.3. Flagelados...26
4.2.4. Ciliados...26
4.3. Biometrias...28
5. Discussão...30
5.1. Perspectivas...37
6. Referências bibliográficas...38
Lista de tabelas
1 – Quantidade de ração fornecida em gramas por dia para cada tratamento. Tratamentos LV – Litopenaeus vannamei; FP – Farfantepenaeus paulensis e SC – sem camarão...9 2 – Quantidade de melaço fornecida em gramas por dia para cada tratamento. Tratamentos LV
– Litopenaeus vannamei; FP – Farfantepenaeus paulensis e SC – sem camarão...9 3 – Dados de peso inicial, peso final, ganho de peso em gramas (± DP); sobrevivência (%) e
fator de conversão alimentar (± DP). ...28
Lista de figuras
1 - (A), Sistema de aeração das unidades experimentais; (B), Tanque com água em processo de decloração; (C), Tanque com flocos microbianos já formados...7 2 - Temperatura da água de cultivo em ºC (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...13 3 - Salinidade da água de cultivo (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...13 4 - Oxigênio dissolvido na água de cultivo em mg/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...14 5 - pH da água de cultivo (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...14 6 - Transparência da água de cultivo (disco de Secchi) em cm (média ± DP) ao longo do
período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...16 7 - Sólidos suspensos totais na água de cultivo em g/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...16 8 - Nitrogênio amoniacal total (NAT) na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo
do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...17 9 - Nitrito na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...17 10 - Fosfato na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos...19 11 - Gráficos da Razão N:P nos tratamentos ao longo do período experimental nos
tratamentos LV,FP e SC...19 12 - Clorofila a na água de cultivo em µg/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...20 13 - Gráficos de bactérias livres org/mL (± DP), classificadas pela forma – cocos, bacilos e filamentosas – nos tratamentos ao longo do tempo. (A) Tratamento LV; (B) Tratamento FP e (C) Tratamento SC...22 14 - Gráfico Total de bactérias livres org/mL (média ± DP) ao longo do período
experimental nos tratamentos LV, FP e SC...24
15 - Gráfico do total de bactérias aderidas org/µm2 (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...24 16 - Gráficos de bactérias aderidas org/µm2 (± DP), classificadas pela forma – cocos, bacilos e filamentosas – nos tratamentos ao longo do tempo. (A) Tratamento LV;
(B) Tratamento FP e (C) Tratamento SC...25 17 - Flagelados em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...26 18 - Ciliados menores que 40µm em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...27 19 - Ciliados maiores que 40µm em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC...27 20 - Peso em gramas (média ± DP) ao longo do tempo nos tratamentos LV, FP e SC...29 21 – Fotos de bactérias cocóides presentes no floco microbiano com aumento de 1000x (Foto de L. Godoy)...34
Aos meus pais.
Agradecimentos
Aos meus pais por todo carinho, apoio e confiança na realização de mais um sonho! Meus irmãos e ao meu amado sobrinho, Zé, que nos trouxe muito amor e pelo sorriso mais lindo e cativante. E a toda família, avós, tios, primos... Sem esquecer do meu vovô Holanda (in menorium) pelo exemplo de vida. Amo vocês!
Ao Professor Dr. Paulo Cesar Abreu pela orientação, ensinamentos, atenção e paciência, principalmente nessa reta final. E pela oportunidade de ter aprendido um pouco do que é fazer ciência e o quanto isso pode ser fascinante!
Ao Professor Dr. Wilson Wasielesky (Mano), pela co-orientaçao, conhecimentos e pela sua sempre boa vontade para comigo ‘Piripiri’ durante todo mestrado.
Ao Programa de Pós-Graduação em Aqüicultura da FURG.
A Estação Marinha de Aquacultura (EMA) e Laboratório do fitoplâncton e microorganismos marinhos (Lab. Fito!) principalmente pelo fornecimento dos juvenis de camarão e todo o material e equipamentos necessários para realização deste trabalho.
Ao CNPq pela bolsa de fomento.
A todos os professores, funcionários e alunos da EMA.
Ao Eduardo Ballester, sempre disposto ajudar, valeu pela força!
Aos amigos: Viviana (Banana), João Sampaio, Shei que foram os primeiros amigos aqui no Cassino. A Diana pelo convívio e amizade dentro e fora da EMA.
Ao Leandro, meu amigo e irmão, por estar sempre presente, pelas discussões e ajuda durante o mestrado, mas principalmente pela amizade.
A todos do Laboratório de fitoplâncton (Família Fitoplâncton!) pela amizade, boa convivência, nossos almoços, momentos de descontração e risadas dando mais leveza aos dias.
A Silvia (Mana gaúcha), Aldo e Stella por terem me acolhido, pelo carinho e amizade. Amo vocês!
As amigas do Piauí, a saudade às vezes dói muito! Obrigada pela força mesmo a distância vocês sempre presentes no meu coração. Amo vocês sem fim!
A todos os outros que aqui não cito, mas que contribuíram e sempre serão lembrados.
Resumo
O objetivo do presente trabalho foi verificar se a formação dos flocos microbianos se dá de forma diferente em cultivos intensivos de Farfantepenaeus paulensis e Litopenaeus vannamei em sistemas heterotróficos sem troca de água (ZEAH). Para isso, procurou-se caracterizar a dinâmica da comunidade microbiana, sua interação com os nutrientes no sistema de cultivo e verificar se o floco microbiano serve como complemento alimentar para estas duas espécies. O experimento consistiu em três tratamentos, com quatro repetições cada: 1) Tratamento SC -sem camarão; 2) Tratamento FP - com o camarão F. paulensis e 3) Tratamento LV- com o camarão L. vannamei. Todos os tratamentos receberam diariamente uma fertilização orgânica a fim de induzir a formação do floco microbiano, mantendo uma razão C:N de 20:1. Tanques de 300 L (200 L de volume útil) foram povoados com juvenis de L. vannamei e F. paulensis (0,06 g e 0,07 g respectivamente) em uma densidade de 300 camarões/m2. Os nutrientes dissolvidos, peso do seston, clorofila a e comunidade microbiana foram analisados através de coletas de água de cada tanque a cada dois dias na primeira semana e depois a cada três dias até o final do período de estudo (35 dias). Os parâmetros de qualidade de água estiveram dentro dos níveis recomendados para o cultivo de camarões peneídeos, não comprometendo seu crescimento e sobrevivência. A presença de espécies distintas de camarões parece influenciar na formação dos flocos microbianos, evidenciado pelos maiores valores de material em suspensão no tratamento LV em comparação com os tratamentos FP e SC. Além disso, observou-se também diferentes concentrações de nutrientes (principalmente fosfato) e distintas relações N:P nos tanques com LV, FP e aqueles sem camarão. Observou-se uma estreita relação entre a quantidade de agregados e a presença de bactérias cocóides aderidas. Estas foram dominantes em LV, onde os valores médios da relação N:P (5,8:1) foram maiores do que nos demais tratamentos.
Isto indica que uma a relação N:P mais elevada deve favorecer as bactérias cocóides produtoras de muco e que estas participam na formação dos flocos microbianos. O ganho de peso e peso final em LV foi duas vezes maior do que FP. O Fator de Conversão Alimentar (FCA) aparente em LV foi menor do que o observado em cultivos em água clara, o que nos permite inferir que a microbiota dos agregados serviu como alimento suplementar para o L. vannamei, o mesmo não acontecendo para F. paulensis
devido, provavelmente, às suas elevadas exigências nutricionais ou por seus hábitos alimentares diferentes de L. vannamei que parece estar melhor adaptado ao consumo de agregados.
Abstract
Main objective of this study was to verify if the microbial flocs formation occurs in different ways in cultures of Farfantepenaeus paulensis and Litopenaeus vannamei reared in heterotrophic systems without water exchange (ZEAH). For this, the microbial community and its interaction with the nutrients in the rearing systems were characterized. It was also verified if the microbial flocs serve as food complement for these two shrimp species. The experiment consisted of three treatments, each one with four replicates: 1) WS treatment - without shrimp, 2) FP treatment - with the shrimp F.
paulensis and 3) LV treatment - with the shrimp L. vannamei. All treatments received a daily organic fertilization in order to induce the microbial flocs formation. The C:N ratios were kept as 20:1 during all experiment. The 300 L tanks, with 200 L of water, were stocked with L. vannamei and F. paulensis juveniles (0.06g and 0.07g, respectively) at a density of 300 shrimps/m2. The dissolved nutrients, weight of seston, chlorophyll a and the microbial community were analyzed in water samples that were taken every two days during the first week and every three days, until the end of the experimental period (35 days). The water quality parameters were within the recommended levels for peneid shrimps cultures, not compromising their growth and survival. Indeed, the presence of different species of shrimp seems to influence the formation of microbial flocs in heterotrophic systems, as indicated by the higher values of suspended matter in the LV in comparison to the FP and WS. Moreover, these treatments presented different concentrations of nutrients (mainly phosphate) and different N:P ratios in the LV, FP and WS tanks. It was observed a close relationship between the quantity of aggregates and the presence of attached coccus bacteria. These bacteria were predominant in the LV, where the mean value of the N:P ratio (5,8:1) was higher than in other treatments. This indicates that the higher N:P ratios promote the growth of mucus producing coccus bacteria, that they participate in the formation of microbial flocs. Shrimp in the LV showed higher weight gain, with final weight twice as big as that of shrimp in the FP tanks. The apparent food conversion ratio (FCR) in the LV was lower than that observed in clear water rearing, what allows us to say that the aggregates microbiota served as a food supplement for L. vannamei but not for F.
paulensis due to, probably, the higher nutritional requirements or different feeding
behavior of F. paulensis in comparison to L. vannamei that seems to be better adapted for the consumption of aggregates.
1. Introdução
Os agregados marinhos, detritos marinhos, flocos microbianos, ou ‘marine snow’ foram definidos por Gilmer (1972) como material amorfo e flocos de detritos, sendo estes abundantes e presentes nas zonas pelágicas de todos os oceanos do mundo.
Já Shanks & Edmondson (1990) definiram o “Marine snow”, ou neve marinha, como detritos, partículas minerais, fitoplâncton e microorganismos fracamente ligados por uma matriz orgânica. Os agregados marinhos têm diversas origens e composição variada, incluindo fitoplâncton (particularmente diatomáceas), estruturas alimentares descartadas por alguns organismos do zooplâncton, pelotas fecais e detritos indefinidos (Alldredge & Silver 1988). Nestes agregados os processos de fotossíntese, decomposição, reciclagem de nutrientes e sedimentação da matéria orgânica particulada (MOP) pela coluna d’água são feitos pelos microorganismos (Simon et al. 2002).
Quanto aos organismos associados aos agregados, ocorre uma sucessão semelhante à de detritos, onde a quantidade e o tipo de microorganismos variam de acordo com a idade da partícula (McCave 1984).
A formação dos flocos microbianos envolve processos físicos, químicos e biológicos. Dentre os fatores físicos estão o cisalhamento (ex. quebra da onda), movimento browniano e diferença de sedimentação das partículas. As diferentes propriedades de cargas elétricas entre partículas é o principal fator químico, enquanto que os fatores biológicos referem-se à produção de exopolímeros transparentes – TEP pelas bactérias e interações tróficas entre os microorganismos. O tamanho e forma dos agregados podem ser alterados não só pelo fluxo de material particulado, mas também pela estrutura trófica, atividade microbiana, efeitos químicos e até mesmo pelas propriedades óticas da coluna d’água (Hietanen 1998).
No processo de agregação, os primeiros momentos são caracterizados pelo crescimento de bactérias principalmente na forma de bacilos (Biddanda 1985), que logo dão lugar a proliferação de outras formas de bactérias que também se utilizam da matéria orgânica dissolvida para seu crescimento. Durante o desenvolvimento das bactérias há a produção de muco aderente que leva ao aumento do tamanho dos flocos pela maior agregação das partículas. Em seguida, ocorre a colonização por protozoários (flagelados, ciliados e formas amebóides), principais predadores das bactérias.
Subsequentemente, há um decréscimo no número de bactérias pelo controle exercido pelos protozoários, o que pode levar uma mudança na morfologia e redução do tamanho dos agregados uma vez que há uma redução na quantidade de muco produzido (Biddanda & Pomeroy 1988). No entanto, as bactérias também podem contribuir para o processo de desagregação através da produção de exoenzimas, utilizadas na decomposição e assimilação de matéria orgânica particulada (Biddanda & Pomeroy 1988, Verdugo et al. 2004). A fragmentação dos agregados também é influenciada pela natação de organismos do zooplâncton (ex.: crustáceos) e que estes tem um papel significante na dinâmica das partículas na coluna d’água independentemente do consumo ou não dessas partículas (Dilling & Alldredge 2000).
A desagregação dos flocos microbianos pela natação e migração dos animais pode alterar o tamanho das partículas disponíveis para os predadores e colonizadores microbianos e reduzir o fluxo de carbono orgânico particulado pela geração de pequenas partículas, as quais sedimentam devagar e residindo por mais tempo na coluna d’água (Dilling & Alldredge 2000).
A formação e sedimentação de agregados microbianos têm grande importância no contexto das mudanças climáticas devido ao aquecimento global, isto porque o fluxo de carbono biogênico nos oceanos depende da remoção do CO2 dissolvido pelo fitoplâncton, mas sua exportação da zona eufótica para as águas profundas e fundos oceânicos dependem da produção de pelotas fecais pelo zooplâncton e também da sedimentação dos agregados marinhos, num fenômeno conhecido como “Bomba Biológica” (Lalli & Parsons 1993). A alteração do número, tamanho e densidade dos agregados marinhos depende da atividade de diferentes organismos do fitoplâncton, zooplâncton e, principalmente, dos microorganismos que controlam a formação, desagregação, fragmentação e reagrupamento de agregados de sedimentação rápida, sendo responsáveis pela maior ou menor eficiência da “Bomba Biológica” (De La Rocha & Passow 2007).
A questão da origem e destino dos agregados nos oceanos está intimamente ligada às interações tróficas nas teias alimentares macro e microbianas, já que os agregados de bactérias e material particulado inorgânico são mais acessíveis aos consumidores do que as bactérias livres (Pomeroy 1984). Tem sido enfatizada a importância da produção de material extracelular microbiano como fonte de energia e
carbono para os organismos consumidores (Kirchman & Mitchell 1982). Em adição, a transferência direta de macroagregados microbianos na cadeia alimentar pode ser uma via importante para o fluxo de carbono e energia para os níveis tróficos superiores em ambientes aquáticos, a exemplo do que ocorre na “alça microbiana” (Azam et al. 1982;
Biddanda 1986). Onde os nutrientes tornam-se disponíveis para conversão na forma particulada através da fotossíntese ou via transferência pela produção bacteriana para níveis tróficos superiores como protistas e zooplâncton (Verdugo et al. 2004).
Na aqüicultura, os agregados microbianos vêm sendo utilizados como fonte alimentar para os organismos cultivados desde o fim da década de 80. Moriarty (1987) já mostrava a necessidade de estudar a cadeia alimentar microbiana e os agregados em viveiros de cultivo devido a sua importância como fonte alimentar para os organismos cultivados. Avnimelech (1999) também ressaltou a importância do potencial de utilização da proteína microbiana como fonte alimentar para peixes e camarões e, que isso depende da habilidade do organismo cultivado de capturar essas bactérias e digerir a proteína microbiana, destacando a problemática de determinar o tamanho mínimo das partículas que podem ser capturadas por esses organismos cultivados.
Mais recentemente, os agregados microbianos vêm sendo empregados em sistemas de cultivos sem troca de água. Os cultivos heterotróficos sem renovação de água (Zero exchange, aerobic, heterotrophic culture systems -ZEAH) baseiam-se na presença de flocos bacterianos, ou agregados microbianos, formados por biota predominantemente aeróbica e heterotrófica. Esses sistemas de cultivo têm se mostrado como uma nova alternativa para produção super-intensiva de camarões, atendendo aos conceitos de uma aqüicultura responsável e ambientalmente amigável. Devido à recirculação de água, ocorre um aumento da produtividade e diminuição de efluentes, com conseqüente redução do impacto ambiental (Wasielesky et al. 2006).
Os sistemas ZEAH reduzem os riscos de introdução e disseminação de patógenos no ambiente, além de incrementar a dieta dos animais através da produtividade natural presente nos viveiros (McIntosh et al. 2000a, Bratvold & Browdy 2001, Moss et al. 2001, Weirich et al. 2002, Burford et al. 2003). Outro fator de suma importância é a utilização de menores teores de proteína bruta nas rações, sendo esta suprida pela proteína microbiana, acarretando a diminuição dos custos e redução da eutrofização da água de cultivo (Browdy et al. 2001, Moss 2002, Samocha et al. 2004),
ou seja, contribuindo para nutrição dos camarões e para a ciclagem de nutrientes nos tanques de cultivo (McIntosh 2000b).
Para a formação de flocos bacterianos no ambiente de cultivo, são feitas fertilizações orgânicas com altos níveis de carbono, num ambiente fortemente oxigenado (Avnimelech 1999). Samocha et al. 2007, demonstraram que a adição de melaço pode ser usada como ferramenta para prevenir o aumento de nitrogênio amoniacal total e nitrito durante as fases de berçário e engorda de camarão-branco, L.
vannamei, em sistemas de cultivo com troca de água limitada. O balanço de mistura de carbono e nitrogênio com razão C:N de aproximadamente 20:1 são prontamente digeridos pelas bactérias que têm capacidade de síntese protéica a partir de carbono orgânico e amônia (Chamberlain et al. 2001). Estudos recentes mostram que os microorganismos, especialmente as bactérias, têm importante função na formação destes agregados microbianos (Arantes 2007, Azim et al. 2008, Schryver et al. 2008).
Na região sul do Brasil, em função da temperatura mais amena, o cultivo de camarões marinhos esteve direcionado para espécies nativas resistentes a baixa temperatura, como o camarão-rosa Farfantepenaeus paulensis (Poersch et al. 2006). As vantagens de cultivo desta espécie nativa é a disponibilidade de estoque natural, maior taxa de crescimento em baixa temperatura e melhor aceitação no mercado local. Por outro lado, o camarão-branco Litopenaeus vannamei é a espécie mais cultivada no Brasil e no mundo por ser economicamente mais rentável e possuir todo um pacote tecnológico desenvolvido para o cultivo da espécie, como rações específicas, sistemas de cultivo, etc. Porém, a sua sobrevivência e crescimento podem ser limitados pela baixa temperatura no extremo sul do país. O cultivo destas duas espécies em sistemas ZEAH pode ser uma alternativa viável uma vez que os sistemas são montados em estufas, garantindo maior temperatura da água o ano inteiro (McAbee et al. 2003, Wasielesky et al. 2006). Além disso, os agregados microbianos presentes nos sistemas ZEAH podem representar um importante complemento alimentar, reduzindo significativamente o consumo de ração, bem como a quantidade de proteína utilizada neste alimento artificial (Wasielesky et al. 2006, Ballester et al. 2008, submetido).
Burford et al. (2003), reportaram que mais de 29% do alimento consumido por L. vannamei pode ser proveniente de flocos bacterianos presentes no meio heterotrófico (meio onde predominam organismos heterotróficos mantido, principalmente, por meio
de um balanço de carbono/nitrogênio/fósforo), demonstrando, assim, a viabilidade do sistema. Já Burford et al. (2004), indicam a necessidade de mais pesquisas para determinar maneiras ótimas de produção da biota natural, principalmente dos flocos microbianos, e otimização de sua composição nutricional. Os mesmos autores também sugeriram mais pesquisas para determinar o papel da biota natural em suprir as exigências nutricionais dos camarões.
Estudos conduzidos por Emerenciano et al. (2006) mostraram que a presença dos flocos microbianos não melhorou o desempenho de F. paulensis na fase de berçário, sendo necessário reavaliar o potencial dos flocos microbianos no cultivo desta espécie de camarão. Por outro lado, experimentos em sistema “ZEAH” realizados com L.
vannamei e F. paulensis mostraram uma possível diferenciação na composição, tamanho e abundância dos flocos bacterianos nos dois cultivos, indicando que a presença de camarões de diferentes espécies poderia influir na formação dos flocos microbianos (Wasielesky com. pess. 2006).
2. Objetivos
Geral:
Verificar se a formação dos flocos microbianos se dá de forma diferente em cultivos de Farfantepenaeus paulensis e Litopenaeus vannamei.
Específicos:
1) Caracterizar microscopicamente a formação dos flocos microbianos em cultivos de F. paulensis e de L. vannamei.
2) Verificar a importância da presença de camarões na formação dos flocos microbianos.
3) Verificar a interação entre os nutrientes na água de cultivo e o estabelecimento da comunidade microbiana.
4) Verificar se o floco formado serve como complemento alimentar para estas duas espécies?
3. Material e Métodos
3.1. Desenho Experimental
O experimento foi realizado de 03 de fevereiro a 09 de março de 2007, na Estação Marinha de Aquacultura Prof. Marcos Alberto Marchiori – EMA, localizada na praia do Cassino (32º12’S e 51º50’N), município de Rio Grande, RS, Brasil, pertencente à Universidade Federal do Rio Grande – FURG.
Foram utilizados 12 tanques com capacidade de 310L e volume útil de 200L distribuídos em três tratamentos, com quatro repetições cada, da seguinte maneira: 1) Tratamento SC - sem camarão; 2) Tratamento FP - com o camarão Farfantepenaeus paulensis e 3) Tratamento LV - com o camarão Litopenaeus vannamei; todos os tratamentos tiveram adição de farelo de trigo, melaço e ração para induzir a formação do floco microbiano.
A água utilizada no experimento foi proveniente de duas fontes: (1) Água marinha bombeada da orla da praia do Cassino filtrada em filtro de areia e, posteriormente filtrada com filtro cuno de 5 µm de poro; (2) Água doce proveniente da companhia de abastecimento da cidade de Rio Grande, armazenada em tanques com aeração onde permaneciam por 24 horas para decloração e usada posteriormente para repor a água perdida pelo processo de evaporação. Não houve troca de água para manutenção da qualidade da água durante todo o experimento. O sistema de aeração consistiu em um círculo de mangueira transparente de ½ polegada onde foram colocadas cinco pedras porosas (Fig. 1). Estas mangueiras estavam ligadas a canos pcv que por sua vez eram ligados a um soprador central. A aeração intensa foi utilizada para manter os níveis de oxigênio da água e também para suspensão do material particulado.
A B C
Figura 1: (A), Sistema de aeração das unidades experimentais; (B), Tanque com água em processo de decloração; (C), Tanque com flocos microbianos já formados.
Os náuplios de L. vannamei foram adquiridos do laboratório de produção de larvas e pós-larvas da Aqualíder, situada em Pernambuco – Brasil. Já os náuplios de F.
paulensis foram produzidos no setor de maturação de camarões da EMA. A larvicultura de ambas as espécies de camarões realizadas na EMA até que as larvas atingiram o peso de 0,06 g e 0,07 g para L. vannamei e F. paulensis, respectivamente.
Para contribuir na formação dos flocos microbianos, foi feita inicialmente a inoculação das diatomáceas Thalassiosira weissflogii e Chaetoceros muelleri, na concentração de aproximadamente 2 x 104 células/ml de cada espécie. Quando o cultivo de diatomáceas atingiu a fase exponencial de crescimento, fez-se o povoamento dos tanques com camarões e a indução à formação dos flocos microbianos.
O povoamento dos tanques foi feito com juvenis distribuídos aleatoriamente em uma densidade de estocagem de 300 camarões/m2. A ração (40% de proteína bruta - Ração Supra) foi oferecida com uma taxa de arraçoamento de 10% da biomassa de camarão, dividida em quatro alimentações diárias (08:00, 11:00, 14:00 e 17:00). Para o tratamento sem camarão (SC) foi oferecida a média da quantidade de ração, melaço e farelo de trigo oferecidos aos outros dois tratamentos.
O processo de indução do floco microbiano consistiu na adição de melaço, farelo de trigo e a ração, nas unidades experimentais, de tal forma que o somatório de todos os elementos acrescentados geravam uma razão C:N de 20:1. A indução dos flocos era feita diariamente, adicionando os elementos quatro vezes ao dia, juntamente com a ração. Após as análises de biometria, quando era determinada a biomassa dos camarões, foram feitos os ajustes nos valores de ração, melaço e farelo de trigo a serem oferecidos até a biometria seguinte. Já para o tratamento SC, sem camarão, foi feita a média dos valores de insumos entre o tratamento LV e FP para quantificar a quantidade que seria colocada nos tanques. As tabelas 01 e 02 (abaixo) mostram a quantidade de melaço e ração fornecida por dia ao longo das cinco semanas de experimento, para cada tratamento.
Tabela 01: Quantidade de ração fornecida em gramas por dia para cada tratamento. Tratamentos LV – Litopenaeus vannamei; FP – Farfantepenaeus paulensis e SC – sem camarão.
Inicial 1ª semana 2ª semana 3ª semana 4ª semana 5ª semana
LV 0,84 1,45 2,53 4,22 6,60 9,10
FP 1,00 1,19 1,53 2,61 3,50 4,10
SC 0,93 1,32 2,01 3,41 5,00 6,60
Tabela 02: Quantidade de melaço fornecido em gramas por dia para cada tratamento.
Inicial 1ª semana 2ª semana 3ª semana 4ª semana 5ª semana
LV 2,50 4,30 7,70 12,90 20,30 28,00
FP 2,95 3,60 4,60 7,90 10,70 12,60
SC 2,80 4,00 6,10 10,40 15,30 20,30
A quantidade de farelo de trigo oferecida na primeira semana foi de 0,4g para L.
vannamei e de 0,5g para F. paulensis ao passo que, nas semanas seguintes, foi fixado o valor de 0,5g por dia para todos os tratamentos, já que o farelo de trigo funciona basicamente como substrato para a formação do floco.
3.2. Coletas de água e medidas de parâmetros físico-químicos da água
Diariamente foram monitorados a salinidade (± 0,01), temperatura (0,1 ºC), pH (±
0,01) e oxigênio dissolvido (± 0,01 mg/L) medidos com o aparelho multiparâmetros YSI 556 MPS (EUA) e a transparência da água com Disco de Secchi. Os nutrientes, peso do seston, clorofila a e comunidade microbiana foram analisados na água coletadas de cada tanque a cada dois dias na primeira semana de experimento e depois a cada três dias até o final do período de estudo.
3.2.1. Nutrientes, Seston e Clorofila a
O teor de amônia foi analisado de acordo com UNESCO (1983) e as análises de
O peso do seston foi determinado por gravimetria a partir da filtragem de alíquotas de até 200 mL de água em filtros de fibra de vidro Whatman GF/F. Os filtros foram colocados para secar por aproximadamente 24h, a 60ºC, e posteriormente pesados em balança analítica (Sartorius MC1, analytic AC 210 S) com precisão de 0,0001 g para determinação do peso final (AOAC 2000).
A clorofila a foi determinada a partir de amostras de 10 a 20 mL da água de cultivo filtrada em filtro de fibra de vidro Whatman GF/F. Os filtros foram colocados em frascos com 10 mL de acetona 90% e deixados no escuro e frio (-18ºC) por 24h, para extração da clorofila a. A concentração do pigmento foi determinada por meio de fluorímetro Turner TD700 (previamente calibrado), de acordo com a metodologia descrita em Welschmeyer (1994).
3.3. Comunidade microbiana
Para análise da formação de floco e comunidade microbiana foram quantificados e classificados (quando possível) os microorganismos presentes em amostras de água (90 mL) coletadas de cada tanque periodicamente e fixadas em formalina 4%.
Para determinação da abundância de bactérias e flagelados, amostras de 100 a 500 µL de água foram filtradas em filtros de membrana de policarbonato (Nuclepore 0,2 µm de poro e 2,5 mm de diâmetro), previamente escurecidos com Irgalan Black. Os microorganismos foram corados com Laranja de Acridina 1%, na concentração de 1 µg/mL (Hobbie et al. 1977). Bactérias e flagelados foram contados no aumento de 1000x em 30 campos escolhidos aleatoriamente, utilizando-se microscópio de epifluorescência, Zeiss Axioplan, equipado com um conjunto de filtros de luz 487709 (BP3450 - 490; FT 510; LP 520) com magnificação final de 1000x.
Para a contagem de ciliados, alíquotas de 1 a 10 mL das amostras foram colocadas na câmara de sedimentação por 12 à 24h para posterior contagem, utilizando microscópio invertido (Zeiss Axiovert), com magnificação final de 200x e 400x, onde foram contados 30 campos escolhidos aleatoriamente (Utermöhl, 1958).
3.4. Biometrias
A biometria inicial foi feita nos camarões de dois tanques de larvicultura da EMA, onde foi realizado o processo de desenvolvimento larval e pós-larval. Para tal,
foram coletados 50 camarões de cada tanque e pesados individualmente para verificar o peso médio e estimar a biomassa dos camarões que seriam colocados nos tanques experimentais. Posteriormente, a cada semana, 10 camarões eram retirados de cada tanque para verificar o seu peso, estimar seu crescimento e sua biomassa. Dois tanques extras, um com cultivo de F. paulensis e outro com L. vannnamei, foram mantidos durante todo período experimental para reposição dos camarões retirados após as biometrias semanais. Estes tanques extras recebiam a mesma proporção de alimento dos tratamentos como também a indução para a formação do floco microbiano. Ao final do experimento todos os camarões foram pesados e quantificados para análise do crescimento final, sobrevivência, taxa de conversão alimentar aparente (TCA) e taxa de crescimento específico (TCE), de acordo com as seguintes fórmulas:
TCA = RF/Bf – Bi
Onde, TCA = Fator de conversão alimentar aparente, RF = quantidade de ração fornecida, Bi = Biomassa inicial, Bf = Biomassa final.
A taxa de crescimento específico (TCE) dos camarões expressa em %/dia foi determinada de acordo com a fórmula sugerida por Bagenal & Tesch (1978).
Onde: Wf = peso final dos camarões; Wi = peso inicial dos camarões; t = tempo em dias.
3.5. Análises Estatísticas
Os dados coletados foram submetidos ao teste de normalidade e de homocedasticidade, caso fossem normais e homocedásticos, os dados eram submetidos a teste-t (α=0,05). Os dados não-normais foram submetidos à análise não paramétrica, através do teste de Kruskal-Wallis (α=0,05) para parâmetros de qualidade de água, e análise não paramétrica (Kolmogorov- Smirnov α=0,05) para os dados das biometrias (Sokal & Rohlf 1969).
4. Resultados
4.1. Parâmetros Físico-químicos da água.
4.1.1. Temperatura
A temperatura média da água nos tratamentos foi de 23,8 ± 2,56 ºC, sendo que a maior temperatura registrada foi de 32ºC (início do experimento) e a mínima de 18,8 ºC (Figura 2). Não houve diferença significativa entre os tratamentos (p>0,05).
4.1.2. Salinidade
A média da salinidade nos tratamentos foi de 35,6 ± 2,89. O valor máximo de salinidade encontrado ao longo do experimento foi de 41,7 e o mínimo de 29,4. Não houve diferença significativa (p>0,05) entre os tratamentos para salinidade. Na Figura 3 pode ser observado que a salinidade se manteve bastante estável ao longo do tempo nos três tratamentos, porém a partir do 20º dia a salinidade diminuiu devido às chuvas nesse período.
4.1.3. Oxigênio Dissolvido
O oxigênio dissolvido (OD) apresentou as mesmas oscilações em todos os tratamentos ao longo do tempo (Figura 4), não havendo diferença significativa entre eles (p>0,05). O valor médio de OD entre os três tratamentos foi de 6,6 ± 1,16 mg/L, apresentando concentração máxima de 9,8 mg/L e mínima de 4,1 mg/L.
4.1.4. pH
O pH também apresentou tendência similar entre os tratamentos ao longo do tempo, com exceção dos últimos dias de experimento quando o pH dos tratamentos tendeu a diminuir e se diferenciar, com menores valores no tratamento LV, que diferiu significativamente (p<0,05) de FP e SC (Figura 5). A média dos tratamentos foi de 7,9
± 0,1 com o máximo de 8,2 e o mínimo de 7,5.
0 5 10 15 20 25 30 35
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35
Dias
Temperatura ºC
LV FP SC
Figura 2: Temperatura da água de cultivo em ºC (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35
Dias
Salinidade
LV FP SC
Figura 3: Salinidade da água de cultivo (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
0 2 4 6 8 10 12
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35
Dias
OD mg/L
LV FP SC
Figura 4: Oxigênio dissolvido na água de cultivo em mg/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
7,0 7,4 7,8 8,2 8,6 9,0
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35
Dias
pH
LV FP SC
Figura 5: pH da água de cultivo (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
4.1.5. Transparência da água (Disco de Secchi)
O tratamento SC apresentou maiores valores de transparência (Figura 6), sendo significativamente diferente (p<0,05) dos tratamentos LV e FP. O valor médio de transparência da água nos tratamentos foi de 21,0 ± 6,12 cm. O valor máximo de transparência encontrado ao longo do experimento nos tratamentos foi de 36 cm (transparência total) no tratamento SC e o mínimo de 8 cm no tratamento LV.
4.1.6. Sólidos suspensos totais
A média dos valores de sólidos suspensos totais (SST) nos tratamentos foi de 0,36 ± 0,05 g/L. O valor máximo foi de 0,94 g/L no tratamento LV e o mínimo de 0,14 g/L, no tratamento SC. Houve diferença significativa (p<0,05), com menores valores para o tratamento SC em comparação com os tratamentos LV e FP. Os três tratamentos descreveram a mesma tendência até a metade do experimento, depois o tratamento LV aumentou a concentração de SST. O tratamento FP manteve uma estabilidade nos valores de SST ao longo do tempo. Já o tratamento SC, após o 13º dia diminuiu e, posteriormente, aumentou aproximando-se do tratamento FP.
4.1.7. Nutrientes 4.1.7.1. Amônia
A média dos valores de amônia (N-NH3 + N-NH4) dos tratamentos foi de 8,0 ± 20,0 µM. Ao início do experimento, os valores de nitrogênio amoniacal total (NAT) estavam abaixo dos níveis de detecção da metodologia utilizada. O valor máximo encontrado foi um pico de 76,43 µM no tratamento SC, os outros valores mantiveram- se abaixo de 35 µM, com o valor mínimo de 1,07 µM no tratamento FP no último dia (Figura 7). Não houve diferença significativa entre os tratamentos (p> 0,05).
0 5 10 15 20 25 30 35 40
1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33
Dias
Secchi cm
LV FP SC
Figura 6: Transparência da água de cultivo (disco de Secchi) em cm (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
0,00 0,20 0,40 0,60 0,80 1,00 1,20
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34
Dias
SST g/L
LV FP SC
Figura 7: Sólidos suspensos totais na água de cultivo em g/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
-20 0 20 40 60 80 100
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34 Dias
NAT µM
LV FP SC
Figura 8: Nitrogênio amoniacal total (NAT) na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
-1,0 0,0 1,0 2,0 3,0 4,0 5,0 6,0
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34
Dias NO2 µM
LV FP SC
Figura 9: Nitrito na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
4.1.7.2. Nitrito
A média dos valores de nitrito (N-NO2) nos tratamentos foi de 0,62 ± 0,77 µM, não havendo diferença significativa entre eles (p>0,05). O valor máximo registrado foi de 5,38 µM e o mínimo de 0,31 µM no tratamento SC. A partir do 22º dia de experimento o nível de nitrito aumentou gradativamente no tratamento SC com um pico médio de 2,82 µM ao final do experimento. Os outros valores mantiveram-se abaixo de 1 µM (Figura 8).
4.1.7.3. Fosfato
A média dos valores de fosfato (P-PO43-) nos tratamentos foi de 2,75 ± 4,74 µM.
No primeiro dia, a concentração de fosfato no tratamento LV estava abaixo do nível de detecção do método, já para os tratamentos FP e SC o valor foi de 0,25 µM. O valor máximo de fosfato foi de 18,22 µM no tratamento FP seguido de 16,42 µM no tratamento SC no último dia de experimento. Até o 25º dia de estudo os níveis de fosfato se mantiveram abaixo de 2 µM e logo após esse período pode ser observado um aumento na concentração deste elemento nos tratamentos FP e SC, atingindo um máximo de 18,22 µM e mais tarde (no 31º dia) no tratamento LV, chegando a 6,45 µM ao final do experimento neste tratamento (figura 9). A concentração de fosfato de LV diferiu significativamente (p<0,05) dos tratamentos FP e SC.
4.1.7.4. Relação Nitrogênio: Fósforo
A média dos valores da razão nitrogênio: fósforo (razão N:P) foi 5,80 (± 7,0), 4,77 (± 6,10) e 8,45 (± 17,2) para os tratamentos LV, FP e SC, respectivamente. Porém desconsiderando o valor do pico do 10º dia (64,6), a média da razão N:P no tratamento SC seria de 3,77 (± 3,3). A partir do 22º dia, a razão N:P nos tratamentos FP e SC tenderam a zerar, enquanto que o tratamento LV, se manteve em torno de 5, e caiu nos últimos três dias. Já no tratamento SC, entre o 28º e 31º dias de experimento, a relação N:P estava abaixo de um e, logo após, seus valores elevaram para 2,2 até o 35º dia de experimento. Não houve diferença significativa entre os tratamentos (p>0,05).
0 5 10 15 20 25
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34
Dias PO43- µM
LV FP SC
Figura 10: Fosfato na água de cultivo em µM (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos.
0 10 20 30 40 50 60 70
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34
Dias
Razão N:P
LV FP SC
Figura 11: Gráficos da Razão N:P nos tratamentos ao longo do período experimental nos tratamentos LV,FP e SC.
4.1.8. Clorofila a
A média de clorofila a encontrada nos tratamentos foi de 114,8 ± 97,8 µg/L. O valor máximo registrado foi de 323 µg/L no tratamento FP no 28º dia de experimento e o valor mínimo encontrado foi de 3 µg/L no tratamento SC no 8º dia de experimento. A figura 12 mostra que no início do período experimental os valores de clorofila foram semelhantes entre os tratamentos decrescendo até o 10º dia, indicando que as diatomáceas inoculadas (Thalassiosira weissflogii e Chaetoceros muelleri) estavam em senescência. Logo após, a concentração de clorofila a nos tratamentos LV e FP aumentaram ao longo do tempo, mas somente as diatomáceas da espécie Thalassiosira weissflogii permaneceram até o final do período experimental juntamente com outras espécies provenientes da água captada da orla da praia. Porém, no último dia a clorofila a tendeu a cair novamente. Não houve diferença significativa entre os tratamentos LV e FP (p>0,05), apesar de FP ter mantido os níveis de clorofila mais altos. No tratamento SC os níveis de clorofila a estiveram sempre abaixo dos outros tratamentos, havendo diferença significativa entre eles (p<0,05). As diatomáceas, que não foram inoculadas, mas estavam presentes nas amostras coletadas eram do gênero Amphora e Cylindrotheca, principalmente nos tratamentos LV e FP. Outra possibilidade para o aumento dos níveis de clorofila a é a presença de colônias de cianobactérias, mais abundantes no tratamento FP do que no LV.
-100 0 100 200 300 400 500
1 4 6 8 10 13 16 19 22 25 28 31 34
Dias
Clorofila a µg/L
LV FP SC
Figura 12 Clorofila a na água de cultivo em µg/L (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
4.2. Comunidade Microbiana 4.2.1. Bactérias Livres
O valor médio do total de bactérias livres foi de 0,58 ± 0,72 x 106 org/mL. O valor máximo foi de 4,24 x 106 org/mL no tratamento LV e o valor mínimo de 0,19 x 106 org/mL, no tratamento SC (início do experimento). Os três tratamentos apresentaram o mesmo comportamento ao longo do tempo. A partir do 15º dia no tratamento LV o número de organismos permaneceu mais alto em relação aos tratamentos FP e SC. Não houve diferença significativa (p>0,05) entre os tratamentos (Fig. 13), mas LV sempre foi mais alto.
A figura 14 mostra os gráficos de bactérias livres (106 org/mL ± DP), classificadas pela forma – cocos, bacilos e filamentosas – nos tratamentos ao longo do período experimental. Na figura 14A, houve uma tendência em aumentar o número de células ao longo do tempo, principalmente de bactérias cocóides com o valor máximo foi de 2,19 x 106 org/mL no dia 30, apresentando um decréscimo no último dia do período de estudo, apresentando menor abundância do que filamentosas.
Na primeira semana de estudo, no tratamento F. paulensis, o número de bactérias livres aumentou em todas as formas alcançando um valor máximo de 1,11 x 106 org/mL de bactérias cocóides e a partir disso foi decrescendo. Já no último dia de experimento apresentou um pequeno crescimento de bactérias na forma de bacilos (0,91 x 106 org/mL), enquanto as formas de cocos e filamentosas se mantiveram constantes com 0,58 x 106 e 0,34 x 106 org/mL, respectivamente(Figura 14B).
O valor mínimo de bactérias no tratamento SC (figura 14C) foi de 0,07 x 106 org/mL de bactérias cocóides, ao início do período experimental. A figura mostra que o número de bactérias tende a aumentar com a predominância de bactérias na forma de filamentosas e de bacilos com 1,71 x 106 e 1,76 x 106 org/mL, respectivamente.
Bactérias livres - L. vannamei
-1,0 0,0 1,0 2,0 3,0
1 7 15 24 27 30 33
Dias 106 org/mL
COCOS BACILOS FILAM
Bactérias livres - F. paulensis
-1,0 0,0 1,0 2,0 3,0
1 7 15 24 27 30 33
Dias 106 org/mL
COCOS BACILOS FILAM
Bactérias livres - Sem camarão
0,0 1,0 2,0 3,0
1 7 15 24 27 30 33
Dias 106 org/mL
COCOS BACILOS FILAM
A
B
C
Figura 13: Gráficos de bactérias livres org/mL (± DP), classificadas pela forma – cocos, bacilos e filamentosas – nos tratamentos ao longo do tempo. (A) Tratamento LV;
4.2.2. Bactérias Aderidas
A média de bactérias aderidas foi de 0,85 ± 0,71 org/µm2. Na figura 15 observamos que o número de bactérias nos tratamentos LV e FP tende a crescer até o 15º dia de estudo. O tratamento LV, permanece alto até o dia 27 e o tratamento FP tende a cair após o dia 15. Já o tratamento SC, que havia mantido certa constância na quantidade de bactérias, apresentou um crescimento ao final do experimento, chegando a 4,25 org/µm2.
A figura 16 mostra que as formas de bactérias – cocos, bacilos e filamentosas – variam diferentemente nos tratamentos ao longo do tempo. Os tratamentos LV e FP têm o predomínio de formas cocóides aderidas. O valor médio de bactérias no tratamento LV foi de 1,01 ± 0,84 org/ µm2. As bactérias cocóides predominaram durante todo estudo, chegando a um pico máximo de 2,76 org/µm2 no 27º dia. As bactérias filamentosas superaram os bacilos até o 15º dia de estudo, quando estes passaram a ser em maior número até o fim do período experimental (Fig. 16 A).
O valor médio de bactérias aderidas no tratamento FP foi de 0,80 ± 0,56 org/µm2. No início do experimento o número de filamentosas era maior do que o de bacilos, porém, no final eles foram semelhantes. As bactérias cocóides foram predominantes nos agregados durante todo experimento, atingindo o máximo de 2,29 org/µm2 no 15º dia (Fig. 16B).
No tratamento SC, o valor médio de bactérias aderidas foi de 0,73 ± 0,58 org/µm2. As três formas de bactérias apresentaram comportamento semelhante até o 27º dia de estudo; após as bactérias cocóides atingiram 2,68 org/µm2, diferenciando-se dos bacilos e filamentosas que alcançaram aproximadamente 0,90 org/µm2 (Fig. 16C).
Total de bactérias livres
0 1 2 3 4 5 6
1 7 15 24 27 30 33
Dias 106 org/mL
LV FP SC
Figura 14: Gráfico Total de bactérias livres org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
Total de bactérias aderidas
0 1 2 3 4 5 6
1 7 15 27 33
Dias
org/µm2
LV FP SC
Figura 15: Gráfico do total de bactérias aderidas org/µm2 (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
Batérias aderidas - L vannam ei
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5
1 7 15 27 33
Dias
org/µm2
COC BAC FIL
Bactérias aderidas - F paulensis
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5
1 7 15 27 33
Dias
org/µm2
COC BAC FIL
Bactérias aderidas - Sem cam arão
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5
1 7 15 27 33
Dias
org/µm2
COC BAC FIL
A
B
C
Figura 16: Gráficos de bactérias aderidas org/µm2 (± DP), classificadas pela forma – cocos, bacilos e filamentosas – nos tratamentos ao longo do tempo. (A) Tratamento LV; (B) Tratamento FP e (C) Tratamento SC.
4.2.3. Flagelados
O número médio de flagelados ao longo do tempo nos tratamentos foi de 71 ± 112 x 103 org/mL, decrescendo ao longo do tempo nos três tratamento; o valor máximo foi de 278 x 103 org/mL no tratamento LV ao início do experimento. E mínimo (10 x 103 org/mL) foi observado no tratamento SC no 15º dia, e a partir disso, mantiveram aproximadamente a mesma quantidade até o final do experimento (Fig. 17).
Flagelados
-100 0 100 200 300 400 500 600 700
1 7 15 27 33
Dias 103 org/mL
LV FP SC
Figura 17: Flagelados em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
4.2.4. Ciliados
O valor médio de ciliados menores que 40µm nos tratamentos foi de 57,1 ± 58,5 org/mL. Na figura 18 podemos observar que os tratamentos LV e FP apresentaram a mesma tendência até o 30º dia de estudo, porém o tratamento LV teve um aumento brusco chegando a 178 org/mL nos últimos 3 dias, enquanto que o tratamento FP manteve-se constante. Já o tratamento SC, apresentava o menor número de organismos (4 org/mL) no primeiro dia, cresceu até o 24 º dia e manteve-se constante até o fim do experimento.
O valor médio de ciliados maiores que 40µm foi de 14,4 ± 23,9 org/mL, com um valor mínimo, ao início do experimento, de aproximadamente 0,1 org/mL nos tratamentos. Ao longo do experimento o número de ciliados aumentou nos três tratamentos atingindo o valor máximo 68,2 org/mL em SC (Figura 19).
Ciliados < 40µm
-50 0 50 100 150 200 250 300
1 7 15 24 27 30 33
Dias
org/mL
LV FP SC
Figura 18: Ciliados menores que 40µm em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
Ciliados > 40µm
-60 -40 -20 0 20 40 60 80 100 120 140
1 7 15 24 27 30 33
Dias
org/mL
LV FP SC
Figura 19: Ciliados maiores que 40µm em org/mL (média ± DP) ao longo do período experimental nos tratamentos LV, FP e SC.
4.3. Biometrias
A tabela 03 mostra os dados de sobrevivência, peso inicial e final, ganho de peso, TCA e TCE dos tratamentos LV e FP. As taxas de sobrevivência dos tratamentos LV e FP foram de 94,9% e de 92,4%, respectivamente. O peso inicial (g) dos camarões no tratamento LV foi de 0,06 g e de FP foi de 0,07 g, não havendo diferença significativa entre eles (p>0,05). No tratamento LV o peso final foi maior (1,03 ± 0,37) do que o tratamento FP (0,43 ± 0,17), havendo diferença significativa entre eles (p<0,05). O ganho de peso (Pf – Pi) também foi maior no tratamento LV (0,97 g) do que no tratamento FP (0,36 g). A taxa de conversão alimentar (TCA) foi menor no tratamento LV (1,09) do que no tratamento FP (1,61). Quanto a taxa de crescimento específico – TCE – verificou-se um crescimento mais rápido nos camarões presentes no tratamento LV (8,2%/dia), significativamente maior do que em FP (5,2%/dia). Na Figura 20, podemos observar a variação do peso dos camarões, em gramas, ao longo do período experimental, onde os camarões do tratamento LV começam a crescer quase o dobro dos camarões do tratamento FP a partir do 24º dia de estudo. Houve diferença significativa entre os tratamentos LV e FP na biometria feita no 24º dia de experimento (p<0,05).
Tabela 3: Dados de peso inicial, peso final, ganho de peso em gramas (± DP), sobrevivência (%), Taxa de Conversão Alimentar - TCA (± DP) e Taxa de Crescimento Específico – TCE (± DP).
Letras diferentes = diferença significativa.
LV FP
Sobrevivência (%) 94,9 (±5,6) 92,4 Peso inicial (g) 0,06 (±0,06) 0,07 (±0,07) Peso final (g) 1,03 (±0,37) a 0,43 (±0,17) b
Ganho de Peso (Pf-Pi) 0,97 0,36
TCA 1,09 (±0,15) 1,61 (±0,04)
TCE (%) 8,2(±0,24) a 5,2(±0,19) b
0,00 0,50 1,00 1,50
1 3 10 17 24 31 35
Dias
Pe s o ( g )
LV FP
Figura 20: Peso em gramas (média ± DP) ao longo do tempo nos tratamentos LV, FP e SC.
5. Discussão
A presença de camarões de espécies distintas parece influenciar na formação dos flocos microbianos em ambientes de cultivo heterotrófico intensivo, como evidenciado pelos valores diferenciados de material em suspensão (SST) nos três tratamentos (Fig.
7). Além disso, observou-se também diferentes concentrações de nutrientes (principalmente fosfato) e distintas relações N:P (Figs 10 e 11) nos tanques com Litopenaeus vannamei (LV), Farfantepenaeus paulensis (FP) e aqueles sem camarão (SC). No tratamento SC, os níveis elevados de fosfato deveram-se unicamente à decomposição da ração, que foi colocada diariamente nos tanques. Já no tratamento FP, os camarões parecem não ter absorvido o fósforo proveniente da ração consumida, fazendo com que os valores de fosfato sejam semelhantes aos do tratamento SC. As baixas concentrações de fosfato na água do tratamento LV na maior parte do tempo indicam que o camarão-branco tem maior capacidade de retenção de fósforo em sua biomassa. Por outro lado, os baixos níveis de fosfato medidos até o 25º dia de experimento em todos os tratamentos resultaram, principalmente, da absorção deste elemento pelos microorganismos presentes nos tanques.
A principal fonte de nitrogênio e fósforo nos sistemas de cultivo provém da decomposição da ração não ingerida (lixiviação) e das excretas dos organismos cultivados (Barak et al. 2003). No caso do camarão, a excreção é realizada pelas brânquias, glândulas antenais e fezes. A maior parte do nitrogênio inorgânico é proveniente da excreção do camarão realizada através das brânquias (amônia) e glândulas antenais (uréia). Nas fezes e ração não ingerida além de nitrogênio inorgânico, também é liberado nitrogênio orgânico como aminas primárias dissolvidas, entre outros (Burford & Williams 2001). Com relação ao fósforo, a excreção deste elemento se dá por meio das fezes (fósforo não digerido) ou da urina (fósforo absorvido) sendo que, neste último caso, ocorre a eliminação do fósforo excedente que foi metabolizado, mas não utilizado para o crescimento do camarão (Hardy & Gatlin 2002).
A excreção de fosfato pelos camarões depende não só da quantidade deste elemento, mas também da forma na qual é oferecido nas rações (Hua et al. 2006). Os ingredientes da ração contribuem com quantidades diferentes de fósforo orgânico. As
formas de fósforo orgânico e inorgânico apresentam diferentes ‘dinâmicas’ no sistema de cultivo devido às diferenças de solubilidade na água e de assimilação pelo camarão (Montoya et al. 2000). Por exemplo, a utilização do elemento fitato de fósforo, presente nas sementes de plantas utilizadas como fonte de proteína em rações (ex. soja), não é facilmente digerível pela maioria dos organismos cultivados, havendo a necessidade de adição de uma enzima, a fitase, para melhorar a absorção do fósforo pelo organismo cultivado (Davis et al. 1993; Hardy & Gatlin 2002).
Tem sido reportada uma ampla variação no requerimento de fósforo na dieta para a obtenção do melhor crescimento do camarão. A concentração ideal deste elemento pode variar entre 0,3 e 2% na dieta de diferentes espécies de camarões peneídeos (Hardy & Gatlin 2002). Porém, níveis excedentes de fósforo na dieta podem afetar negativamente a digestibilidade e absorção deste elemento (Rodehutscord et al.
2000; Sugiura et al. 2000). Além disso, verificou-se que a excreção de fósforo em Penaeus monodom aumentou proporcionalmente com o aumento de fósforo na dieta enquanto que os níveis de excreção excederam os níveis de fósforo corporal no camarão alimentado com dietas suplementadas com fósforo acima de 1,5% (Ambasanakr et al.
2006).
A maioria das rações de camarões marinhos no Brasil são produzidas utilizando a farinha de peixe como principal fonte protéica. A farinha de peixe tem grande quantidade de fósforo devido ao carbonato de fósforo presente nos ossos e escamas dos peixes. Cavalli et al. (2004) mostraram que a farinha de peixe não é a melhor fonte de proteína para o camarão-rosa Farfantepenaeus paulensis, tendo esse apresentado a menor taxa de crescimento quando alimentado com esta fonte protéica, em comparação com rações formuladas com farinhas de lula e mexilhão. Abe et al. 2008, em uma dieta com 60% de substituição de farinha de peixe por farelo de soja proporcionou maiores taxa de crescimento específico e peso final para as pós-larvas de F. paulensis. É possível então, que a ração fornecida em nosso estudo (Ração Supra, formulada especificamente para L. vannamei com 1,5 % de P) não seja adequada para F. paulensis no que se refere às concentrações, forma e digestibilidade do fósforo havendo, por isso, maior eliminação deste elemento pela excreção do camarão.
Foi estimado que 13% do fósforo disponibilizado na forma de alimento é incorporado a biomassa de camarões peneídeos, sendo que o resto contribui para
