ALBA CENÉLIA MATOS DA SILVA TESE SUBMETIDA À UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO VISANDO A OBTENÇÃO DO GRAU DE DOUTOR EM CIÊNCIAS

ALBA CENÉLIA MATOS DA SILVA

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TESE SUBMETIDA À UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO

DE JANEIRO VISANDO A OBTENÇÃO DO GRAU DE

DOUTOR EM CIÊNCIAS

Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho Universidade Federal do Rio de Janeiro 2010

Livros Grátis

http://www.livrosgratis.com.br

ALBA CENÉLIA MATOS DA SILVA

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TESE SUBMETIDA À UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO

DE JANEIRO VISANDO A OBTENÇÃO DO GRAU DE

DOUTOR EM CIÊNCIAS

ORIENTADORA: Profª. Denise Pires de Carvalho

CO-ORIENTADORA: Profª Andrea Claudia Freitas Ferreira

Rio de Janeiro

2010

SILVA, ALBA CENÉLIA MATOS

Efeitos dos esteróides gonadais femininos e do fitoestrógeno Trifolium pratense sobre a massa corporal e função tireóidea de ratas Wistar ovariectomizadas

Rio de Janeiro, UFRJ, 2010 xviii: 121f

Orientadora: Denise Pires de Carvalho

Co-orientadora: Andrea Claudia Freitas Ferreira

Tese de Doutorado para obtenção do Grau de Doutor em Ciências Biológicas (Fisiologia)

Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho 1 – Trifolium pratense

2 – Função tireóidea 3 – Massa corporal 4 – Reposição hormonal

Este trabalho foi realizado no Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal, do Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho, da Universidade Federal do Rio de Janeiro, sob a orientação da professora Denise Pires de Carvalho, e co-orientação da professora Andrea Claudia Freitas Ferreira, com apoio financeiro das seguintes instituições:

Fundação Carlos Chagas Filho de Amparo à Pesquisa do Estado do Rio de Janeiro;

(FAPERJ);

Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior;

(CAPES);

Programa de Apoio a Núcleos de Excelência;

(PRONEX-MCT);

Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico.

Essa tese é dedicada às pessoas especiais que fazem parte de minha

vida: minhas filhas, meus pais e minhas irmãs.

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus por sempre guiar meus passos e colocar pessoas especiais em meu caminho, tornando essa passagem muito agradável e prazerosa.

Às vezes somos agraciados pela presença de anjos em nossas vidas sendo a minha mãe um desses seres tão maravilhosos, pois sempre procurou do seu modo me incentivar e ajudar na realização desse sonho.

Às minhas filhas, Maria Carolina e Ana Cristina, que são verdadeiras jóias preciosas, por fazerem valer a pena os esforços para a realização de meus projetos.

À minha família por estar sempre presente em minha vida compartilhando todos os momentos alegres e também os tristes. Apoiando-me e dando força nos momentos difíceis.

À amiga Tânia Lemos Mouço, por ser a pessoa que colocou o primeiro tijolo na construção de meu futuro profissional; acreditando em meu potencial e se comprometendo na realização desse meu projeto.

À minha amiga Rosangela de Fátima, outro anjo em minha vida, por sempre ter as palavras certas em momentos tão difíceis.

À minha orientadora, Denise Pires de Carvalho, pessoa a quem muito admiro e respeito pela forma com que nos guia em nosso caminho além do modo como nos faz ver a pesquisa.

À professora Vânia Maria Corrêa da Costa, que colaborou com esta tese, revisando-a com grande competência e sabedoria.

À professora Doris Rosenthal, a pessoa que tornou possível a realização de tantos sonhos, por sua coragem e espírito científico.

À amiga Andrea, por quem guardo imenso carinho, respeito e admiração por sua determinação e empenho em tornar a pesquisa algo muito prazeroso.

À professora Tamar Frankenfeld, pelo apoio e idéias que ajudaram na elaboração final do trabalho.

À amiga Michelle, que sempre procurou com palavras certas e conselhos sábios, estimular-me na realização desse trabalho.

À amiga Daniele, por todo o carinho e apoio nos vários experimentos realizados, sem demonstrar cansaço.

Ao amigo Rodrigo por tornar as idas ao laboratório tão agradáveis e interessantes.

Ao amigo Alexandre Lopes Lourenço, pelo qual tenho enorme carinho e admiração, e que surgiu no momento certo em minha vida fazendo grande diferença no meu caminho.

Aos amigos de trabalho, Monique Leandro, Luciene Cardoso, Maria Glória Ginabreda, Thiago Pantaleão, Renata Lopes, Bruno Moulin, Valmara Pereira, Mônica Mühlbauer, Álvaro Padron, Elaine de Souza, Maria Carolina, William Braga, Anna Lúcia Rocha, Carlos Frederico Gonçalves, Mariana Lopes, Felippe Mousovich, Iracema Araujo que com grande alegria tornaram a realização dessa tese uma tarefa muito agradável.

Aos técnicos Advaldo Nunes, Norma de Araújo e José Humberto, pelo apoio nas várias atividades realizadas ao longo desses anos.

Ao amigo Wagner Nunes, essa pessoa tão especial que faz a diferença na vida de todos os componentes do Laboratório de Fisiologia Endócrina.

Aos funcionários Sandra Brito e Edna Souza, pelos serviços prestados que contribuíram para a realização e finalização desse trabalho.

LISTA DE FIGURAS E TABELAS

Figura 1 – Representação esquemática de um folículo tireóideo. Esquema do

arquivo do Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal.

Figura 2 – Esquema representativo do transporte ativo do iodeto do sangue para

o interior da célula folicular (Adaptado de Kaminsky et al., 1994; Smanik et al., 1996).

Figura 3 - Esquema representativo da biossíntese dos hormônios tireóideos. Tg:

tireoglobulina, TPO: tireoperoxidase, DuOx: enzima oxidase dual; T4: tiroxina; T3: triiodotironina; TSH-R: receptor do hormônio tireotrófico; NIS: cotransportador de Na+ _{e I}-_{, Na}+_/K+_{-ATPase: bomba sódio potássio ATPase (Esquema do arquivo do}

Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal).

Figura 4 – Esquema representativo da secreção dos hormônios tireoideanos. T4:

tiroxina, T3: triiodotironina, TG: tireoglobulina, MIT: monoiodotirosina, DIT: diiodotirosina, NIS: cotransportador de Na+ e I- (Esquema do arquivo do Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal).

Figura 5 – Estrutura e vias de ativação e inativação das iodotironinas pelas

enzimas desiodases (adaptado de Bianco et al., 2008).

Figura 6 – Esquema representativo do eixo hipotálamo-hipófise-tireóide (Esquema

do arquivo do Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal).

Figura 7 – Trifolium pratense.

Figura 7A – Esfregaço vaginal de rata nas fases do ciclo estral.

Figura 7B – Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 60

dias sobre o tecido vaginal de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 8A – Esquema representativo da metodologia experimental do estudo 1

por 23 dias de castração.

Figura 8B – Esquema representativo da metodologia experimental do estudo 1

por 74 dias de castração.

Figura 8C – Acompanhamento da massa corporal em experimento-piloto para a

escolha dos melhores tempos de tratamento para o estudo 2.

Figura 9 – Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16 dias

sobre o peso uterino absoluto de ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 10 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre o peso uterino absoluto de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 11 - Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 16 dias

sobre os níveis séricos de T4 de ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 12 - Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 60 dias

sobre os níveis séricos de T4 de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 13 - Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 16 dias

sobre os níveis séricos de T3 de ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 14 - Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 60 dias

sobre os níveis séricos de T3 de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 15 - Efeitos da administração de E2 e Tp associado ou não a E2 por 16 dias

sobre os níveis séricos de TSH de ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 16 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre os níveis séricos de TSH de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 17 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dais sobre os níveis séricos de leptina de ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 18 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre os níveis séricos de leptina de ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 19 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dias sobre o conteúdo tireóideo de radioiodo após 15 minutos de sua administração a ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 20 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre o conteúdo tireóideo de radioiodo após 2 horas de sua administração a ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 21 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre a atividade tireoperoxidase de oxidação do iodeto em ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 22 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dais sobre a atividade desiodase tipo 1 hipofisária em ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 23 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 tireóidea em ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 24 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 hepática em ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 25 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 16

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 renal em ratas ovariectomizadas por 23 dias.

Figura 26 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 hepática em ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 27 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 hipofisária em ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 28 - Efeitos da administração de E2 e TP associado ou não a E2 por 60

dias sobre a atividade desiodase tipo 1 tireóidea em ratas ovariectomizadas por 74 dias.

Figura 29 - Efeitos da administração de E2, PG associado ou não a E2 sobre o

ganho de massa corporal de ratas ovariectomizadas por 6, 9, 11, 13 e 15 dias.

Figura 30 - Efeitos da ovariectomia sobre a massa uterina de ratas wístar em

diferentes tempos de castração (6, 10, 11, 13 e 15 dias).

Figura 31 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

níveis séricos de leptinaem ratas Ovx por 6 dias.

Figura 32 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

níveis séricos de leptinaem ratas Ovx por 15 dias.

Figura 33 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

níveis séricos de estradiolem ratas Ovx por 15 dias.

Figura 34 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

níveis séricos de progesteronaem ratas Ovx por 15 dias.

Figura 35 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

Figura 36 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre os

níveis séricos de T3 de ratas ovariectomizadas por 15 dias.

Figura 37 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 no tecido adiposo marrom (BAT) em ratas Ovx por 6 dias.

Figura 38 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 no tecido adiposo marrom (BAT) em ratas Ovx por 15 dias.

Figura 39 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 na hipófise em ratas Ovx por 6 dias.

Figura 40 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 na hipófise em ratas Ovx por 15 dias.

Figura 41 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 no hipotálamo em ratas Ovx por 6 dias.

Figura 42 - Efeitos da administração de E2, PG, associado ou não a E2 sobre a

atividade desiodase tipo 2 no hipotálamo em ratas Ovx por 15 dias.

Tabela 1: Ganho de massa corporal em ratas ovariectomizadas por 23 dias tratadas com E2, TP ou ambos. Os dados estão comparados ao grupo Sham.

Tabela 2: Ganho de massa corporal de ratas ovariectomizadas por 74 dias tratadas com E2, TP ou ambos. Os dados estão comparados ao grupo Sham.

Tabela 3: Peso absoluto da glândula tireóide em ratas ovariectomizadas por 23 dias tratadas com E2, TP ou ambos. Os dados estão comparados ao grupo Sham.

Tabela 4: Peso absoluto da glândula tireóide em ratas ovariectomizadas por 74 dias tratadas com E2, TP ou ambos. Os dados estão comparados ao grupo Sham.

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A - Absorbância Ac - Anticorpo

AMPc- Adenosina monofosfato cíclico BAT – Tecido adiposo marrom

BSA – Albumina bovina sérica 3,3’-T2 – 3,3’-diiodotironina d - Dia

D1 – Iodotironina desiodase tipo I D2 – Iodotironina desiodase tipo II D3 – Iodotironina desiodase tipo III DIT – Diiodotirosina

DTT – Ditiotreitol

DuOx – enzima oxidase dual E2 - 17 β-estradiol

ER – Receptor de estrogênio

ERE – Elemento de resposta ao estrogênio

FRTL-5 – Linhagem celular imortalizada originária de tireóide de rato Fischer FSH – Hormônio folículo estimulante

HT – Hormônio tireóideo LH – Hormônio luteinizante

MCT – Transportador monocarboxilato MCT-8 – Transportador monocarboxilato 8 MIT – Monoiodotirosina

Na+/K+-ATPase – Sódio potássio adenosina trifosfatase NIS – Co-transportador Na+_/I-

NTCP – Polipeptídeos co-transportadores de taurocolatos de Na+ OATP – Polipeptídeos transportadores de ânion orgânico

Ovx - Ovariectomizada p.c - Peso corporal

PG - Progesterona

PRA – Receptores do tipo A de progesterona PRB – Receptores do tipo B progesterona PTU – Propiltiouracil

RIE – Radioimunoensaio

RNAm – ácido ribonucléico mensageiro

rT3 – 3,3’,5’ triiodotironina reversa (T3 reverso) sc - Subcutâneo

SERMs – Moduladores seletivos do receptor de estrogênio SNC – Sistema nervoso central

T3 – 3,5,3’triiodotironina

T4 – 3,5,3’,5’ tetraiodotironina ou tiroxina TBG – Globulina ligadora de tiroxina TCA – Ácido tricloroacético

Tg - Tireoglobulina Tp – Trifolium pratense TPO – Tireoperoxidase

TR – Receptor de hormônio tireóideo

TRE – Elemento responsivo a hormônio tireóideo TRH – Hormônio liberador de tireotrofina

TSH – Hormônio estimulador da tireóide ou tireotrofina TTR – transtiretina.

RESUMO

A obesidade é um problema crescente de saúde pública, estando associada a diversas doenças cardiovasculares e ao diabetes mellitus. Uma vez que os hormônios gonadais e tireóideos são importantes reguladores do metabolismo energético, decidimos estudar o efeito dos hormônios gonadais e do fitoestrógeno

Trifolium pratense (Tp) sobre a função tireóidea e o ganho de massa corporal em

ratas ovariectomizadas. No 1º estudo, ratas Wistar foram dividas em cinco grupos: Sham (S), ovariectomizadas (Ovx) e ovariectomizadas tratadas por 16 ou 60 dias com E2 (5,0µg/100g pc, sc), Tp (500mg/kg pc, gavagem) ou Tp+E2. Após 7 e 14

dias da ovariectomia, os tratamentos acima foram iniciados, totalizando 23 e 74 dias de ovariectomia. No 2º estudo, as ratas foram dividas em: Sham (S), ovariectomizadas (Ovx) e ovariectomizadas tratadas por 6 e 15 dias com E2

(0,7µg/100g pc,sc), PG (250µg/100g pc,sc) ou PG+E2. O tratamento foi iniciado

24h após a ovariectomia. Ovariectomia por 23 ou 74 dias aumentou a massa corporal e leptina sérica. Reposição com E2, associada ou não ao Tp, reverteu o

aumento do ganho de massa e da leptinemia. O tratamento com Tp a curto e longo prazo não evitou o ganho excessivo de massa corporal. A leptinemia desses grupos não difere do grupo S. O tratamento com E2 e Tp+E2 levou ao aumento do

peso uterino em relação ao grupo Ovx nos dois períodos, o que não ocorreu nas ratas tratadas com Tp. Não detectamos alteração da função tireóidea (captação de radioiodo, atividade tireoperoxidase e T4 sérico) em quaisquer dos grupos, embora o T3 sérico esteja aumentado nos animais tratados com E2 e Tp+E2 a

curto prazo e Tp+E2 a longo prazo. Encontramos redução do TSH sérico no grupo

Tp+E2 a curto prazo, de acordo com T3 aumentado. Não houve alteração da

atividade desiodase tipo 1 nos tecidos estudados, exceto da tireóide, que está aumentada no grupo Tp a longo prazo. No 2º estudo, aos 6 dias de ovariectomia, não há diferença no ganho de massa corporal e níveis séricos de leptina nos grupos. Houve aumento da massa corporal após 15 dias de castração, efeito revertido pelo tratamento com E2 e/ou PG, havendo redução da leptinemia.

Observamos aumento significativo do estradiol sérico no grupo PG+E2 comparado

ao grupo Ovx por 15 dias; houve diminuição significativa no T4 sérico do grupo E2

comparado ao grupo Ovx pelo tempo de 15 dias; no grupo Ovx e reposto com E2

observamos diminuição significativa na PG comparado ao grupo S por 15 dias, 4enquanto os níveis séricos de T3 (15 dias) e a atividade desiodase tipo 2 (D2) no BAT e hipófise não diferiram nos grupos castrados por 6 e 15 dias. Houve redução da D2 hipotalâmica no grupo PG+E2 após 6 dias de castração comparado ao

grupo E2. Tratamento com TP, E2 e PG parece não interferir de forma significativa

na função tireóidea, sugerindo que os hormônios tireóideos não estão envolvidos na gênese da obesidade após a ovariectomia.

Palavras-chave: fitoestrógenos, hormônios tireóideos, tireotropina, tireoperoxidase, desiodase tipo 1, tireóide e Trifolium pratense.

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Effects of ovarian steroids and phytoestrogen Trifolium pratense on body mass and thyroid function of ovariectomized Wistar rats

Obesity is a public health concern which is related to cardiovascular disease and diabetes mellitus. Since thyroid and gonadal hormones are important regulators of energy metabolism, we decided to study the effect of ovarian hormones and phytoestrogen Trifolium pratense (Tp) on thyroid function and body mass gain on ovariectomized rats. In the 1st study, female Wistar rats were divided into five groups: Sham (S), ovariectomized (Ovx) and ovariectomized treated for 16 or 60 days with E2 (5.0 µg/100g bw,sc), Tp (500mg/kg bw,gavage) or Tp+E2. The above

treatments started 7 and 14 days after of ovariectomy totaling 23 and 74 days of ovariectomy. In the 2nd study, the rats were divided into: Sham (S), ovariectomized (Ovx) and ovariectomized treated for 6 and 14 days with E2 (0.7 µg/100g bw,sc),

PG (250µg/100g bw,sc) or PG+E2. Treatment was initiated 24 hours after

ovariectomy. Ovariectomy for 23 or 74 days led to increased body weight, with increased serum leptin. Replacement with E2, with or without Tp, reversed the

increase in body mass gain and leptin serum levels. Short and long term treatment with Tp did not prevent the excessive weight gain. Nevertheless, leptin levels of these groups did not differ from group S. Treatment with E2 and Tp+E2 led to

increased uterine weight comparing to the Ovx group in both periods, which did not occur in rats treated with Tp. We did not detect any alteration of thyroid function (uptake of radioiodine, thyroid peroxidase activity and serum T4) in all groups but the serum T3 was increased in animals treated with E2 and TP+E2 for short term

and Tp+E2 for long term. Serum TSH was reduced in the Tp+E2 short term group

which is in accordance with the increased T3 levels in this group. There was no change in the type 1 deiodinase activity in the tissues studied, except for the thyroid D1, which was increased in the long term Tp group. In the 2nd study, at 6 days of ovariectomy, there were no differences in body mass gain and serum levels of leptin among the groups. There was an increase in body mass after 15 days of castration, which was reversed by treatment with E2 and/or PG, and there

was also a reduction of serum leptin in these groups. We observed a significant increase in serum estradiol in PG+E2 when compared to the Ovx group and a

significant decrease in serum T4 in the E2 group when compared to the Ovx group.

We observed significant decrease in PG levels in Ovx and E2 rats when compared

to the S group, while serum levels of T3 and type 2 deiodinase activity (D2) in BAT and pituitary did not differ among groups ovariectomized for 6 and 15 days. There was a reduction in hypothalamic D2 in the group PG+E2 after 6 days of castration

related to group E2. Treatment with Tp, E2 and PG does not seem to interfere

significantly with thyroid function, suggesting that thyroid hormones are not involved in the genesis of obesity after ovariectomy.

Key-words: phytoestrogens, thyroid hormones, thyrotropin, thyroperoxidase, type 1 iodothyronine deiodinase, thyroid and Trifolium pratense.

SUMÁRIO

Lista de figuras e tabelas ix

Lista de abreviaturas xiii

Resumo xv

Abstract xvi

Sumário xvii

1 - INTRODUÇÃO

1.1 – HORMÔNIOS DA TIREÓIDE

a – Aspectos anatômicos e histológicos da tireóide 1 b - Biossíntese dos hormônios tireóideos 2 c – Metabolismo dos hormônios tireóideos 9 d – Regulação da função tireóidea 15 1.2 - Influência dos estrógenos sobre a função tireóidea 19 1.3 - Efeitos dos fitoestrógenos sobre a função tireóidea e metabolismo

Corporal 23 1.4 - Efeitos do Estrogênio e da Progesterona na massa corporal 25 2 - OBJETIVOS

2.1 – Objetivo geral 34

2.2 – Objetivos específicos do 1º estudo 34 2.3 – Objetivos específicos do 2º estudo 35 3 – METODOLOGIA

3.1 – ESTUDO 1 – Efeito do tratamento crônico com o fitoestrógeno Tp 36 3.2 – ESTUDO 2 – Efeito da ovariectomia e da reposição hormonal

sobre o ganho de massa corporal 41 3.3 – Captação de Radioiodeto – Medida de Função do NIS 43 3.4 - Radioimunoensaio de TSH 43 3.5 - Radioimunoensaio de T3 e T4 44

3.6 - Extração da Tireoperoxidase Murina 44 3.7 - Atividade de Oxidação do Iodeto da Tireoperoxidase 44 3.8 - Atividade das Enzimas Iodotironinas Desiodases Tipo I (D1) e Tipo II (D2) 45 3.8.1 - Processamento dos tecidos 45 3.8.2 - Purificação do 125I-rT3 e 125I-T4 46 3.8.3 - Ensaio de atividade da D1 47 3.8.4 - Ensaio de atividade da D2 48 3.9 - Leptina, Estradiol e Progesterona séricos 48

4.0 – ANÁLISE ESTATÍSTICA 49

5 – RESULTADOS 5.1 – Estudo 1

5.1.1 – Massa corporal, tireóidea e uterina 50 5.1.2 – Concentração sérica hormonal 54 5.1.3 – Biossíntese hormonal tireóidea 59

5.1.4 – Desiodases 61

5.2 – Estudo 2

5.2.1 – Massa corporal e uterina 66 5.2.2 - Concentração sérica hormonal 67

5.2.3 – Desiodases 72

6 - DISCUSSÃO 76

7 - CONCLUSÃO 87

1

11---IIINNNTTTRRROOODDDUUUÇÇÇÃÃÃOOO

a) Aspectos Anatômicos e Histológicos da Tireóide

A glândula tireóide, situada imediatamente abaixo da cartilagem cricóide, é composta por dois lobos unidos por um istmo, estando aderida à traquéia (Larsen et al., 2002).

A unidade morfofuncional da tireóide é o folículo tireóideo, constituído por uma única camada de células epiteliais, os tireócitos (ou células foliculares) que envolvem o colóide, cuja composição majoritária é uma glicoproteína, a tireoglobulina - Tg (Figura 1). A Tg contém os hormônios tireóideos (HT): triiodotironina (T3) e tiroxina (T4), em sua molécula, sendo posteriormente endocitada e hidrolisada para liberação destes hormônios (Capen, 1996; Griffin & Ojeda, 2000).

A tireoglobulina, precursora do T4 e T3, é sintetizada no interior da célula, e a seguir é direcionada para o lúmen onde é armazenada no colóide extracelular. A Tg consiste em uma forma de armazenamento de T4 e T3 no colóide (Bartalina, 1994; Daí et al., 1996; Vassart e Dumont, 1992).

Figura 1: Representação esquemática de um folículo tireóideo aberto. Esquema do arquivo do Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal.

Membrana Basolateral Célula folicular Colóide Membrana apical

Em condições normais, os tireócitos são cubóides, porém podem apresentar-se na forma pavimentosa ou cilíndrica, sendo sua altura um indicativo da intensidade do estímulo recebido pela glândula, pois células mais altas são mais ativas em condições fisiológicas (Ross et al., 1993).

1.1 Hormônios tireóideos

b) Biossíntese dos hormônios tireóideos

Metabolismo do iodo

Os hormônios tireóideos são únicos pelo fato de requererem o elemento iodo para sua síntese, havendo necessidade de uma concentração adequada para que quantidades normais de hormônios tireóideos sejam sintetizadas. A ingestão diária de iodo é bastante variável, dependendo do conteúdo de iodo no solo e na água em diferentes regiões. Além de sua presença na água, o iodo é encontrado em frutos do mar, vagem, agrião, além de estar sendo adicionado ao sal de cozinha a fim de evitar a sua deficiência. O iodo ingerido é absorvido a partir do trato gastrointestinal para o sangue sendo a maior parte normalmente excretada pelos rins ou captada pelas células da glândula tireóide (Larsen et al., 2002; Vassart e Dumont, 1992).

Transporte de iodeto

O transporte ativo do iodeto do sangue para o interior da célula folicular constitui uma etapa importante na formação dos hormônios tireóideos (Figura 2). Da mesma forma que diversos outros tecidos epiteliais, incluindo a glândula mamária, o córion, a glândula salivar e o estômago, a tireóide é capaz de

transportador Na+_/I-_{, NIS (Spitzweg & Morris, 2002). A razão entre o iodeto da}

tireóide e o do soro é um reflexo da presença deste transportador, cuja atividade é controlada principalmente pelo TSH (Bartalina,1994; Vassart e Dumont, 1992).

O co-transportador NIS, uma glicoproteína integral de membrana, localiza-se na membrana basolateral das células foliculares tireóideas e acopla o transporte de 2 íons Na+ a favor do seu gradiente eletroquímico ao transporte de 1 íon I- _{contra o seu gradiente, ambos em direção ao interior da célula}

folicular – Figura 2 (Kaminsky et al., 1994; Smanik et al., 1996). O gradiente de sódio necessário ao transporte realizado pelo NIS é gerado pela bomba Na+_/K+_{-ATPase, tratando-se portanto de transporte ativo secundário (Larsen et}

al., 2002).

Figura 2: Transporte ativo do iodeto do sangue para o interior da célula folicular.

NIS: co-transportador Na+_/I-_{. Adaptado de Kaminsky et al., 1994; Smanik et al.,}

I

Colóide

NIS

I

Colóide

NIS

Uma vez dentro da célula folicular, o iodeto é transportado através da membrana apical para o colóide pela pendrina, que é um canal de cloreto/iodeto, e possivelmente por outros canais iônicos já descritos, como o CIC5 (Scott et al., 1999; Bidart et al., 2000; van den Hove et al., 2006; Devuyst

et al., 2005; Günther et al., 2003).

O TSH é capaz de aumentar o transporte de iodeto, efeito este que ocorre via aumento da concentração intracelular de AMP cíclico (Dumont et al., 1989; Carrasco, 1993). Após a clonagem do gene do co-transportador NIS, vários estudos in vivo e in vitro mostraram que a exposição ao TSH estimula sua atividade, bem como sua expressão gênica (Saito et al., 1997; Kogai et al., 2000). O TSH não somente estimula a transcrição e a síntese de novo do NIS, mas parece regular também sua distribuição subcelular após a transcrição, uma vez que Riedel et al. (2001) mostraram uma redistribuição da membrana plasmática para compartimentos intracelulares na ausência de TSH, o que leva à perda de capacidade da célula em captar iodeto.

Além disso, o conteúdo de iodo no interior da glândula é capaz de influenciar o transporte de iodeto. Assim, quando temos grande concentração de iodo há menor atividade do transportador e este se torna menos sensível à estimulação pelo TSH (Larsen et al., 2002; Ferreira et al., 2005).

Oxidação do iodeto, organificação do iodo e acoplamento entre

iodotirosinas

Os processos de oxidação e organificação do iodo iniciam a síntese dos hormônios tireóideos. Esses processos são catalisados pela tireoperoxidase

localiza na superfície apical da célula folicular. Essa proteína requer peróxido de hidrogênio como agente oxidante. O H2O2 é produzido pela enzima oxidase

dual (DuOx), uma flavoproteína NADPH-dependente e que também tem sua localização na membrana apical das células foliculares, local onde a síntese hormonal ocorre (Michot et al., 1985; Virion et al., 1984; Dupuy et al., 1999).

A oxidação do iodeto ocorre de maneira muito rápida e o iodeto oxidado é incorporado principalmente à Tg, processo denominado organificação do iodo (Figura 3). A posição 3 do anel aromático da tirosina é iodada, formando MIT, e a seguir, pode haver iodação na posição 5, formando DIT. Em seguida, a TPO catalisa o acoplamento entre essas moléculas, formando tiroxina (ou T4), se o acoplamento ocorrer entre duas moléculas de DIT ou triiodotironina (ou T3), se ocorrer entre um MIT e um DIT. A formação de T3 é favorecida na presença de quantidades maiores de MIT e de baixos níveis de iodo, enquanto a síntese preferencial de T4 ocorrerá em situações nas quais haja mais DIT e maior disponibilidade de iodo (Taurog, 2000).

Figura 3: Oxidação e organificação do iodo. Duox: enzima oxidase dual; TPO: Colóide Colóide Citoplasm a Citoplasm a TPO TPO NADPH NADPH- -OXIDASE OXIDASE

iodeto

H

H

O

O

-O

O

NADPH NADPNADP++ Tg Tg tireoglobulina

T

T

T

T

iodeto

H

H

O

O

-O

O

NADPH NADPNADP++ Tg Tg tireoglobulina

T

T

T

T

DuOx

Secreção hormonal e transporte plasmático

Quando a glândula é estimulada pelo TSH, a Tg armazenada no colóide entra na célula principalmente por um processo de pinocitose, ocorrendo então a fusão de lisossomas às vesículas de endocitose; a seguir várias proteases ácidas e peptidases hidrolisam a Tg, liberando MIT, DIT, T4e T3, dentre outras iodotironinas. As moléculas de MIT, DIT, T4e T3 podem sofrer desiodação no próprio tireócito. T4 e T3 alcançarão a corrente sangüínea pela membrana basal da célula (Figura 4).

Figura 4: Secreção dos hormônios tireóideos. NIS: co-transportador Na+_/I-_{; Tg:}

tireoglobulina; MIT: monoiodotirosina; DIT: diiodotirosina (Esquema do arquivo do Laboratório de Fisiologia Endócrina Doris Rosenthal).

NIS

NIS

I

I

TG

TG

3

3

T

T

e T

e T

NIS

NIS

I

I

TG

TG

3

3

T

T

e T

e T

Ao atingirem a corrente sanguínea, a maior parte do T4 e do T3 combinam-se imediatamente às proteínas plasmáticas: globulina ligadora de tiroxina (TBG), transtiretina (TTR) e albumina, o que torna a depuração dos HTs lenta, prolongando sua meia-vida e auxiliando na manutenção de concentrações estáveis de T4e T3 no plasma (Yen, 2001).

Existem três ou quatro moléculas de T4 em cada molécula de Tg, mas apenas uma em cinco moléculas de Tg contém T3, por isso o principal HT liberado é o T4, cuja concentração no soro é quarenta vezes maior que a do T3 sérico. Apenas 0,03% do T4 total sérico está livre, estando o restante ligado a proteínas carreadoras como a globulina ligadora de tiroxina (TBG) (80%), transtiretina (15%) e albumina (5%), em humanos. Aproximadamente 0,3% do T3 sérico está livre, o restante está ligado a TBG (38%), albumina (35%) e transtiretina (27%), em humanos. São os hormônios livres que entram nas células-alvo, gerando repostas biológicas. O T3 é considerado o HT metabolicamente ativo, pois o receptor nuclear tem afinidade de 10 a 15 vezes maior para o T3 que para o T4 (Kimura, 2008; Yen, 2001).

Transporte através da membrana e mecanismo de ação dos hormônios tireódeos

Os efeitos dos HTs em nível genômico são mediados por receptores nucleares, intimamente associados com a cromatina: os HTs entram na célula, o T4 é convertido a T3 pelas desiodases intracelulares, o T3 direciona-se ao núcleo e se liga aos seus receptores (TRs), regulando positiva ou negativamente a transcrição de genes-alvos e, consequentemente, a síntese

Existem várias isoformas de TRs. O TRβ2 é abundante na hipófise anterior e nos núcleos arqueado, paraventricular e ventromedial do hipotálamo. Já o TRα1 é mais abundante no músculo cardíaco e esquelético, e no tecido adiposo marrom, enquanto o TRα2 (que não liga T3) é muito expresso no cérebro. O TRβ1 é mais homogeneamente distribuído, sendo mais elevado no cérebro adulto, fígado e rim. A regulação do RNAm dos TRs depende da isoforma e do tipo celular em que se encontra. Na hipófise murina, o T3 diminui o RNAm do TRβ2, diminui modestamente o RNAm do TRα1, e aumenta ligeiramente o RNAm do TRβ1 (Yen, 2001).

Existem atualmente vários estudos sobre os efeitos não-genômicos de T3 e T4, que envolvem ação rápida (segundos a minutos) e ativação de vias de sinalização intracelular, mas sua importância fisiológica ainda não é bem entendida (Yen, 2001). Essas ações independentes do receptor nuclear têm sido descritas na membrana plasmática, no citoplasma, no citoesqueleto e em várias organelas (Davis & Davis, 1996).

O transporte de T3 através da membrana plasmática e nuclear tem sido assunto de grande interesse nos últimos anos. O T3 é lipofílico, e é geralmente dito que pode atravessar as membranas por difusão passiva; entretanto, existem algumas evidências da existência de transportadores, havendo sítios de alta afinidade para ligação do HT na membrana plasmática de células diferentes. Este sistema de transporte para T3 e T4 é saturável e dependente de energia, mas as duas iodotironinas não competem pela mesma “entrada”. Parecem estar envolvidos neste transporte polipeptídios co-transportadores de taurocolatos de Na+ (NTCP) e membros da família de polipeptídios

transportadores de ânion orgânico (OATP), que são capazes de transportar HT para dentro do hepatócito (Friesema et al., 1999).

Um transportador para aminoácidos aromáticos já foi clonado e pertence à família dos transportadores de monocarboxilatos (MCT). O transportador monocarboxilato 8 (MCT8) foi caracterizado como um transportador de HT muito ativo e específico, altamente expresso no fígado e cérebro, mas também amplamente distribuído em outros tecidos (Friesema et al., 2003; Friesema et

al., 2005).

Proteínas que ligam T3 e T4 estão presentes no citosol e no núcleo da célula e parecem ser importantes para prevenir um contínuo metabolismo desiodativo e a ocupação total do receptor de T3. A concentração intracelular de T3 livre pode ser estimada pela afinidade de ligação dessas proteínas, o que sugere um gradiente de hormônio livre através da membrana plasmática (50:1), bem mais baixo que a taxa nuclear/citosólica (250:1) no fígado, rim, coração e cérebro (Ichikawa & Hashizume, 1991; Larsen et al., 2002).

Os processos que regulam o efluxo dos HTs das células são menos entendidos, mas parecem envolver um mecanismo sensível a verapamil, sendo então dependente de Ca2+ _{(Larsen et al., 2002).}

c) Metabolismo dos hormônios tireóideos

O T4, principal produto secretado pela glândula tireóide, sofre alteração metabólica nos tecidos periféricos dando origem ao T3, considerado até recentemente o único hormônio tireóideo com atividade biológica; porém estudos recentes têm demonstrado que outras iodotironinas, como é o caso do

biológica (Horst et al, 1989; O’Reilly & Murphy, 1992; Goglia et al, 1994; Moreno et al, 1997; Goglia, 2005).

A monodesiodação do T4, retirada de um átomo de iodo, pode ocorrer no anel interno ou externo, dando origem a rT3 e T3, respectivamente. A conversão do T4 a T3 é catalisada pelas enzimas D1 e D2 através da desiodação do anel externo (5’-desiodação), sendo conhecida como via bioativadora. A reação de inativação tanto do T4 como do T3 é catalisada pelas enzimas D1 e D3 através da desiodação do anel interno (5-desiodação), sendo considerada a via bioinativadora – Figura 5 (Kohrle, 1996; Visser, 1996; Bianco et al, 2002).

Figura 5: Vias de ativação e inativação do T4 pelas enzimas desiodases (Gereben et

al., 2008).

A D1 e a D2 catalisam a desiodação do anel externo das iodotironinas, podendo ser diferenciadas pela sua sensibilidade ao propiltiouracil (PTU), pois a D1 é inibida por este composto, enquanto a D2 não o é (Gereben et al., 2008). As três desiodases constituem uma família de proteínas contendo selenocisteína em seu sítio catalítico, e a presença da selenocisteína parece ser crítica para a atividade enzimática, uma vez que a atividade D1 está reduzida no fígado e rins quando há deficiência severa de selênio (Beckett et

al., 1987; Kohrle, 1996).

Outras formas de metabolismo do hormônio tireóideo incluem inativação por desaminação ou descarboxilação. Glicuronidação e sulfatação hepáticas resultam em uma molécula mais hidrofílica que é excretada na bile, reabsorvida no intestino, desiodada no rim e excretada na urina como conjugado (Visser, 1996). CH2- CH - COOH NH₂ 3’ 5’ 5 3 O HO I I I I 3,5,3`,5` - tetraiodotironina (tiroxina, T4) CH2- CH - COOH NH2 5’ O HO I I I CH2- CH - COOH NH2 5 O HO I I I 3,3`,5` - triiodotironina (T3 reverso) 3,5,3` - triiodotironina (T3) Ativação (D1), D2 (D1), D3 Inativação

Iodotironina Desiodase Tipo 1 (D1)

A isoenzima D1 tanto catalisa a desiodação do anel externo quanto do anel interno do T4, podendo gerar T3 ou rT3, respectivamente. O pH exerce grande influência neste processo de desiodação, porém como demonstrado por Bianco et al. (2002), a sulfatação das iodotironinas acarreta um aumento na rapidez da desiodação e preferência pelo anel interno, o que demonstra a importância da sulfatação na inativação desses compostos. A D1 é responsável pela geração de uma fração significativa do T3 plasmático. A D1 está amplamente distribuída pelo corpo, sendo sua localização mais provável a membrana plasmática, o que além de facilitar o acesso do T4 circulante à enzima, facilitaria a passagem do T3 formado para o plasma.

Em humanos, a D1 está presente no fígado, rins, tireóide e hipófise, sendo a atividade no fígado e rins aparentemente de grande importância para a geração de T3 sérico em humanos. Em ratos, a D1 é expressa no fígado, rins, SNC, hipófise, intestino, tireóide e placenta.

Dentre as inúmeras substâncias que estimulam a síntese de D1, os hormônios tireóideos se mostraram os mais potentes, estando bem estabelecido um aumento na atividade e/ou no RNAm para D1 em ratos, camundongos e humanos sob sua influência. A D1 tireóidea parece ter uma modulação diferente, uma vez que neste tecido é o TSH o principal estímulo para a atividade desta enzima. Os hormônios estrogênio, testosterona e os glicocorticóides se mostraram capazes de aumentar a síntese e/ou atividade da D1, enquanto o jejum induz diminuição na expressão de mRNA para D1 (Gereben et al., 2008).

Iodotironina Desiodase Tipo 2 (D2)

Essa isoforma catalisa apenas a remoção do iodo do anel externo do hormônio tireóideo, podendo converter T4 a T3, T3 a 3,5-T2 e rT3 a 3,3’-T2.

Está localizada no retículo endoplasmático, o que explicaria o rápido acesso ao núcleo do T3 gerado pela D2 a partir do T4. Estudos comprovam a presença de D2 em hipófise, cérebro, coração e tecido adiposo marrom de ratos e na tireóide, coração, cérebro, músculo esquelético, placenta, rins e pâncreas humano (Gereben et al., 2008).

Supõe-se que a principal contribuição fisiológica da D2 é regular os níveis intracelulares de T3 nos tecidos onde a deficiência deste hormônio seria mais crítica. Em tecidos que expressam D2, como o sistema nervoso central, o tecido adiposo marrom e a adeno-hipófise, a atividade desta enzima está aumentada no hipotireoidismo. Isso leva ao aumento da conversão local de T4 para T3, o que pode ser visto como um mecanismo adaptativo desses tecidos em resposta à queda dos níveis circulantes dos hormônios tireóideos (Gereben

et al., 2008).

Iodotironina Desiodase Tipo 3 (D3)

Esta é uma enzima inativadora de T4 e T3, formando, a partir destes, rT3 e 3,3’-T2, respectivamente. Acredita-se que ambos sejam biologicamente inativos (Gereben et al., 2008). Essa enzima contribui para a homeostase dos hormônios tireóideos, por proteger os tecidos do excesso desses hormônios.

Sua localização subcelular ainda não está bem definida, mas parece estar associada à fração microssomal. A D3 está presente na pele, cérebro e

placenta de ratos adultos e pode ser encontrada no músculo esquelético, fígado e intestino de ratos neonatos (Gereben et al., 2008).

O T3 é fundamental para o desenvolvimento fetal normal. Entretanto, níveis elevados desse hormônio são prejudiciais para o feto, podendo levar a malformações e morte. Assim, é necessário que durante o desenvolvimento os níveis séricos e intracelulares de T3 sejam mantidos dentro de um limite estreito (Carvalho, 2003). Durante este período, a D2 e a D3 exercem um papel fundamental no controle do T3 sérico, enquanto a D1 parece ser mais importante posteriormente (Gereben et al., 2008; Croteau et al., 1995).

d) Regulação da Função Tireóidea

Eixo Hipotálamo-Hipófise-Tireóide

A tireotrofina ou hormônio estimulador da tireóide (TSH) é um hormônio glicoprotéico sintetizado e secretado por células denominadas tireotrofos, localizadas na adeno-hipófise. O TSH é o principal regulador da função tireóidea. Sua estrutura consiste das subunidades α e β ligadas não-covalentemente. A subunidade α é comum a outros hormônios glicoprotéicos como hormônio luteinizante (LH), hormônio folículo estimulante (FSH) e gonadotrofina coriônica. A subunidade β tem uma sequência específica de aminoácidos, que está relacionada à ligação do TSH com seu receptor e à atividade hormonal, sendo as duas subunidades necessárias para a ação hormonal (Wondisford et al., 1996).

O receptor do TSH pertence à superfamília dos receptores acoplados à proteína G: Gs e Gq (Duprez et al., 1998). Assim, quando o TSH se liga ao seu receptor na membrana das células foliculares, uma série de modificações no metabolismo da célula folicular levam ao estímulo da produção hormonal e também ao crescimento da glândula. Os passos da formação dos hormônios tireóideos estimulados pelo TSH incluem a estimulação do transportador de iodeto (Kaminsky et al., 1994), da síntese de tireoperoxidase (Chazenbalk et

al., 1987), de tireoglobulina (Larsen et al., 2002) e da geração intracelular de

H2O2 (Carvalho et al., 1996). A endocitose do colóide e a secreção dos

O que se observa em indivíduos normais é que um eventual aumento nas concentrações séricas de hormônios tireóideos tem como consequência a inibição da produção de TSH, um padrão clássico de retroalimentação negativa. Na situação oposta, quando há diminuição nas concentrações circulantes de hormônios tireóideos, a inibição da produção de TSH diminui, com consequente aumento na síntese e secreção deste hormônio e estímulo à produção hormonal pela tireóide. Assim, as concentrações de T3 e T4 são restauradas e diminui o estímulo para a liberação de TSH (Larsen et al., 2002).

Existem três hormônios de grande importância no controle da síntese e secreção do TSH: o T3, que têm ação inibitória, o TRH (hormônio liberador de tireotrofina), que apresenta efeito estimulatório, e a somatostatina, que tem ação inibitória. O TRH é um tripeptídeo produzido no hipotálamo. Quando o TRH se liga ao seu receptor nos tireotrofos da adeno-hipófise ocorre estímulo da síntese de ambas as subunidades do TSH, assim como do seu processamento pós-traducional. Estes efeitos parecem ser mediados por cálcio e GMPc (Larsen et al., 2002).

Os hormônios tireóideos têm efeito inibitório sobre a produção de TSH de duas maneiras: uma direta, inibindo a síntese e a secreção deste hormônio na hipófise e uma indireta em que a produção hipotalâmica do TRH é inibida (Figura 6). Comparando-se a adeno-hipófise com outros tecidos, há um predomínio relativo nesta glândula da ligação nuclear do T3 gerado localmente por desiodação do T4 (Wondisford et al., 1996).

Figura 6: Eixo hipotálamo-hipófise-tireóide. TRH: hormônio liberador de tireotrofina; TSH: hormônio estimulador da tireóide.

A somatostatina é um peptídeo inicialmente isolado no hipotálamo mas que também é encontrado em outros tecidos e é capaz de inibir a secreção de TSH diretamente, agindo sobre os tireotrofos, e indiretamente, inibindo a liberação de TRH em nível hipotalâmico (Patel et al., 1986). A ligação da somatostatina ao seu receptor leva à diminuição das concentrações intracelulares de AMPc e de cálcio livre. Os hormônios tireóideos aumentam a secreção de somatostatina e assim reduzem a de TSH (Wass, 1995).

Hipotálamo T₄ T₃

Tireóide

Tireóide

Autorregulação pelo iodo

A função da glândula tireóide é regulada também de acordo com a concentração de iodo disponível. Esta característica adaptativa da tireóide é denominada autorregulação (Pisarev, 1985).

Se forem administradas doses crescentes de iodeto a um indivíduo normal, inicialmente ocorrerá um aumento da formação de hormônios tireóideos. Entretanto, dando-se prosseguimento ao tratamento, poderá ser observada diminuição da síntese hormonal. Isto ocorre devido ao bloqueio relativo da organificação do iodo (efeito Wolff-Chaikoff), em conseqüência dos altos níveis de iodo intra-glandular.

O efeito Wolff-Chaikoff, entretanto, possui uma limitação. Uma vez que, dentre as etapas envolvidas na síntese hormonal que são inibidas está o transporte de iodeto, a concentração intra-tireóidea de iodeto tende a diminuir, retornando aos níveis normais, insuficientes para inibir a organificação. Assim, a inibição da síntese será revertida e a glândula voltará a produzir as mesmas quantidades de hormônios tireóideos que produzia antes do tratamento. Este fenômeno é denominado escape do efeito Wolff-Chaikoff (Larsen et al., 2002).

Parte dos efeitos do iodo sobre a glândula tireóide pode ser revertida por drogas que inibem a sua organificação. Isto sugere que o iodo precise primeiro ser organificado para, só então, apresentar efeito inibitório. Entretanto, nem todos os efeitos são via iodo organificado. A inibição da secreção hormonal e a diminuição do bócio são exemplos de efeitos que continuam ocorrendo mesmo quando se administra bloqueadores da organificação do iodo. Estas ações podem, portanto, ser atribuídas ao próprio iodeto. Isto demonstra que o efeito

várias etapas da síntese e secreção hormonal são afetadas de maneira diferente pelo iodo (Pisarev, 1985).

1.2 – Influência dos estrógenos sobre a função tireóidea

O eixo hipotálamo-hipófise-tireóide parece sofrer modulação pelo estrogênio, uma vez que alguns estudos têm demonstrado a possibilidade tanto de efeitos diretos quanto indiretos. Furlanetto et al. (1999) demonstraram a presença de ERα em cultura de células FRTL-5, o que sugere que o estrogênio pode ter efeitos diretos sobre o tireócito, tendo sido demonstradas ações tanto sobre o aumento do crescimento celular tireóideo como na função tireóidea. A maior prevalência de bócio em mulheres, quando comparada a homens, pode estar relacionada à presença de maiores concentrações de estrogênio. Fukuda et al. (1975) demonstraram que o estrogênio administrado a ratas ovariectomizadas e hipofisectomizadas estimula a captação de radioiodo pela tireóide. Além disso, estudos de nosso laboratório demonstraram alteração do peso relativo da glândula tireóide, da atividade tireoperoxidase e da captação de radioiodo com a administração de estradiol, apesar de não haver alteração do TSH sérico desses animais (Lima et al. 2006).

Ficou também constatada a presença de ER na adeno-hipófise (Stefaneanu et al., 1994) o que reforça a hipótese de modulação da secreção de TSH pelos estrogênios. Farbota et al.,(1987), e Chen & Walfish (1978a e 1978b), não observaram alterações do TSH em ratas castradas por 4 e 2 semanas, respectivamente. Christianson et al. (1981) demonstraram que o

concentrações séricas de TSH. Moreira et al., (1997) observaram diminuição da liberação basal de TSH in vitro em hipófises isoladas de ratas ovariectomizadas; que não foi revertida pela reposição com Eb na dose de 0,7 µg/100g p.c., enquanto uma dose muito elevada de Eb (14 µg/100g p.c.) reduziu a liberação de TSH basal e a estimulada por TRH, o que sugere um efeito inibitório de doses supra-fisiológicas de estrogênio. Um efeito bifásico do estradiol também foi visto por Fisher & D'angelo (1971). Diferentemente, Lisbôa

et al., (1997) demonstraram que a ovariectomia das ratas e a reposição com

Eb na dose de 0,7 µg/100g p.c., destes animais não modificaram o TSH sérico

in vivo, mas com dose suprafisiológica (14 µg/100g p.c.) houve elevação do

TSH sérico.

Christianson et al., (1981) e Lisbôa et al., (1997) não detectaram alterações no T3 e T4 séricos em ratas castradas tratadas ou não com Eb; entretanto, Lisbôa et al., (1997) observaram, nas ovariectomizadas, uma tendência à diminuição do T3 livre. Chen & Walfish (1978a, 1978b) não observaram diferenças nos HTs séricos frente à ovariectomia, mas a reposição com Eb aumentou o T3 e diminuiu o T4, totais e livres.

No estudo de Sosic-Jurjevic et al. (2006) nenhuma diferença significativa foi encontrada nos níveis séricos de TSH e T4 30 dias após ovariectomia, bem como no grupo tratado com dipropionato de estradiol na dose de 0.625 mg/kg p.c. Porém, a concentração sérica total de T3 diminuiu 21% nos animais tratados com doses fisiológicas de estradiol comparado ao grupo ovariectomizado. Dados de nosso laboratório, mostraram que 21 dias de ovariectomia não alterou o TSH e o T4 séricos (Marassi et al., 2007), mas