UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO FFCLRP - DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENTOMOLOGIA
Filogenia de Grumichellini Morse, 1981
(Trichoptera: Leptoceridae: Triplectidinae) e revisão
taxonômica de Grumichella Müller, 1879
Adolfo Ricardo Calor
Tese apresentada à Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto-USP, como parte das exigências para obtenção do título de Doutor em Ciências - Área: Entomologia
RIBEIRÃO PRETO – SP 2008
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO FFCLRP - DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENTOMOLOGIA
Filogenia de Grumichellini Morse, 1981
(Trichoptera: Leptoceridae: Triplectidinae) e revisão
taxonômica de Grumichella Müller, 1879
Adolfo Ricardo Calor
Orientador: Prof. Dr. Claudio Gilberto Froehlich
Tese apresentada à Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto-USP, como parte das exigências para obtenção do título de Doutor em Ciências - Área: Entomologia
RIBEIRÃO PRETO – SP 2008
FICHA CATALOGRÁFICA
Calor, Adolfo Ricardo
Filogenia de Grumichellini Morse, 1981 (Trichoptera: Leptoceridae: Triplectidinae) e revisão taxonômica de Grumichella Müller, 1879. Ribeirão Preto, 2008.
272 p. + xv; 30cm.
Tese de Doutorado, apresentada à Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras de Ribeirão Preto – USP, Área de concentração: Entomologia
Orientador: Froehlich, Claudio Gilberto
1. Trichoptera. 2. Leptoceridae. 3. Grumichellini. 4. Grumichella. 5. Filogenia. 6. Taxonomia.
SUMÁRIO
RESUMO ...1
ABSTRACT ...2
CAPÍTULO 1. Sistemática de Trichoptera Kirby, 1813 com enfoque em Leptoceridae Leach, 1815 que ocorrem no Brasil ...3
Resumo ... 4 Abstract ... 5 Introdução ... 6 Objetivos gerais ... 7 Objetivos específicos ... 7 Materias e métodos ... 8
Métodos de coleta de tricópteros ... 9
Métodos de preparação de espécimes ... 10
Terminologia morfológica ... 18
Filogenia e classificação da ordem Trichoptera Kirby, 1813 ... 25
Filogenia e classificação da subordem Integripalpia Martynov, 1924 ... 44
Filogenia e classificação da superfamília Leptoceroidea Leach, 1815 ... 46
Filogenia e classificação da família Leptoceridae Leach, 1815 ... 51
Checklist dos Leptoceridae que ocorrem no Brasil ... 56
Chaves taxonômicas dos grupos estudados ... 65
Referências bibliográficas ... 99
CAPÍTULO 2. Filogenia de Grumichellini Morse, 1981 (Trichoptera: Leptoceridae) com a descrição de um novo gênero do sudeste do Peru ... 100
Resumo ... 110 Abstract ... 111 Introdução ... 112 Objetivos gerais ... 114 Objetivos específicos ... 114 Material e métodos ... 115 Metodogia cladística ... 115 Taxonomia ... 116 Resultados filogenéticos ... 122 Comentários taxonômicos ... 135 Agradecimentos ... 135 Referências bibliográficas ... 136 CAPITULO 3. Filogenia e revisão taxonômica de Grumichella Müller, 1879 ... 139
Resumo ... 140 Abstract ... 141 Introdução ... 142 Objetivos gerais ... 144 Objetivos específicos ... 144 Material e métodos ... 145 Metodologia cladística ... 146 Resultados ... 150 Taxonomia ... 151
Filogenia do gênero Grumichella Müller ... 211 i
Discussão ... 229
Conclusões ... 233
Referências bibliográficas ... 234
CONSIDERAÇÕES FINAIS E PROJETOS FUTUROS ... 239
ANEXOS Anexo 1. Calor, A. R. & Froehlich, C. G. (no prelo) Description of the immature stages of Notalina morsei Holzenthal, 1986 (Trichoptera Leptoceridae) and an updated key to larvae of Neotropical Leptoceridae genera. Zootaxa... 243
Anexo 2.
Calor, A. R. & Mariano, R. L. S. (no prelo). The use of UV light pan traps for collecting aquatic insects. Nectopsyche, the Neotropical Trichoptera Newsletter…263
Lista de Quadros
Capítulo 1. ‘Sistemática de Trichoptera com enfoque em Leptoceridae’
Quadro 1. Genitália masculina: nomes das estruturas, abreviações e respectivos
sinônimos ...19
Quadro 2. Genitália feminina: nomes das estruturas, abreviações e respectivos sinônimos ...19
Quadro 3. Venação alar: nomes das estruturas, abreviações e respectivos sinônimos ...20
Quadro 4. Larvas: nomes das estruturas, abreviações e respectivos sinônimos ...21
Quadro 5. Composição de Leptoceroidea a partir de diferentes autores ...47
Quadro 6. Checklist dos Leptoceridae ocorrentes no Brasil ...57
Capítulo 2: ‘Filogenia de Grumichellini e descrição de um novo gênero’ Quadro 1. Caracteres e estados usados nas análises filogenéticas (caracteres 1–15 e 16– 31 provenientes das análises morfológicas dos adultos e de adultos + imaturos, respectivamente). Notas e comentários sobre a codificação dos caracteres foram apresentadas ...123
Quadro 2. Matriz de dados. Caracteres como listados no Quadro 1 ...129
Quadro 3. Número de esporões apicais e pré-apicais nas tíbias (pro, meso e mesotíbia) de alguns dos gêneros de Leptoceridae ...133
Lista de Figuras
Capítulo 1. ‘Sistemática de Trichoptera com enfoque em Leptoceridae’
Figura 1. Leptoceridae adulto: A-genitália masculina; B-genitália feminina ...22 Figura 2. Leptoceridae adulto: A-asas anteriores; B-asas posteriores ...23 Figura 3. Leptoceridae larva geral ...24 Figura 4. Hipótese das relações de parentesco entre os grandes clados de Trichoptera
como descrita no livro de Ross (1956) ...27
Figura 5. Filogenia dos grandes clados de Trichoptera proposta por Weaver (1984)
...28
Figura 6. Filogenia dos grandes clados de Trichoptera (modificada de Weaver, 1984)
com as informações de estratégias alimentares das larvas como descritas por Weaver & Morse (1986) ...30
Figura 7. Filogenia dos grandes clados de Trichoptera (modificada de Weaver, 1984)
com as informações de comportamento de construção de casas/retiros como descritas por Weaver & Morse (1986) ...31
Figura 8. Filogenia dos grandes clados de Trichoptera (modificada de Weaver &
Morse, 1986) com as informações de comportamento de construção de casas/retiros como descritas por Wiggins & Wichard (1989) ...32
Figura 9. Duas hipóteses levantadas por Wichard et al. (1997) para relação dos
membros de Spicipalpia. A-Considerando Annulipalpia como grupo-irmão de Integripalpia. B-Considerando Hydroptilidae como grupo-irmão de Integripalpia. Caracteres analisados: 1. pupação aquática com casa semipermeável, com necessidade de viver em ambiente lótico e frio (caráter 3 de Wichard et al., 1997), 2. pupação aquática com casa permeável, a e b: derivado duas vezes (caráter 4 de Wichard et al., 1997) ...35
Figura 10. Cladograma 'composto' mostrando as relações filogenéticas das famílias de
Trichoptera (modificado de Kjer et al., 2001; 2002) ...38
Figura 11. Topologia resultado da análise combinada de dados moleculares e
morfológicos com pesagem igual dos caracteres (Kjer et al., 2001) ...39
Figura 12. Consenso estrito de 24 topologias obtidas da análise combinada de dados
morfológicos e moleculares envolvendo o total de 117 táxons (Kjer et al., 2002) ...41
Figura 13. Cladograma resultante da análise combinada de dados morfológicos e
moleculares com adição de cinco famílias (não inclusas na análise que gerou a topologia da Figura 12), usando critério de parcimônia e pesagem diferencial dos caracteres (Kjer et al., 2002) ...42
Figura 14. Parte da cladograma 'composto' mostrando as relações filogenéticas das
famílias de Integripalpia (modificado de Kjer et al., 2001 e 2002), a topologia de Limnephiloidea foi baseada em Gall (1994), a de Leptoceroidea em Weaver & Morse (1986) e a de Sericostomatoidea em Scott (1993) ...45
Figura 15. Filogenia de Leptoceridae, mostrando a relação entre as tribos de
Leptocerinae (modificado de Morse, 1981) ...52
Figura 16. Filogenia de Leptoceridae, mostrando a relação entre as tribos de Leptocerinae (modificado de Morse, 1981) ...55
Chave 1: Trichoptera (adultos) Figura 1. Hydroptilidae: mesoscutelo com a porção posterior formando uma área triangular chata, com lados abruptos; mesoscuto sem tubérculos ...66
Figura 2. Hydroptilidae: asas estreitas, com franja de cerdas longas ...66
Figura 3. Ocelos presentes ...67
Figura 4. Ocelos ausentes ...67
Figura 5. Palpos maxilares com o quinto segmento de 2 a 3 vezes tão longo como o quarto ...67
Figura 6. Philopotamidae: ocelos geralmente pequenos ...68
Figura 7. Palpos maxilares com menos de 5 segmentos ou com o quinto segmento até 1,5 vezes mais longo que o quarto ...68
Figura 8. Tíbias anteriores com 2 esporões apicais ...68
Figura 9. Tíbias anteriores com 1 esporão apical ou sem esporões ...68
Figura 10. Limnephilidae: mesoscuto ...69
Figura 11. Glossosomatidae: segmento 2 do palpo maxilar globular, com projeção lateral ...69
Figura 12. Palpos maxilares com o segmento terminal alongado e em geral com estriações transversais, ou sem palpos ...70
Figura 13. Segmento terminal dos palpos maxilares subigual aos precedentes, sem estriações transversais ...70
Figura 14. Hydropsychidae: mesoscuto sem tubérculos setosos ...70
Figura 15. Ecnomidae: asas anteriores com R1 bifurcada ...71
Figura 16. Polycentropodidae: mesoscuto com tubérculos pilosos circulares, menores que o mesoscutelo ...71
Figura 17. Calamoceratidae: asas anteriores com uma nervura transversal entre M2 e M3 ...72
Figura 18. Asas posteriores com uma fileira de pelos conspicuamente diferentes ao longo de uma parte da margem anterior ...72
Figura 19. Helicopsychidae: palpos maxilares do macho reduzidos a 2 ou 3 segmentos ...73
Figura 20. Odontoceridae: nervura R2 funde-se com a R1 pouco antes da margem das asas anteriores ...73
Figura 21. Atriplectididae: nervuras R1 e R2 correm separadas até a margem das asas anteriores ...74
Chave 2: Trichoptera (larvas)
Figura 1. Cabeça e tórax: região retrátil evaginada (vista lateral) (modificado de
Holzenthal, 1997). Nota: quando fixado, o tórax pode ficar retraído ...75
Figura 2. Cabeça e tórax: pronoto esclerotizado, mesonoto e metanoto membranosos ...75
Figura 3. Cabeça e tórax: mesonoto com placas esclerotizadas e metanoto com escleritos ...76
Figura 4. Perna anterior modificada em quela ...76
Figura 5. Perna anterior não modificada ...76
Figura 6. Cabeça: labro membranoso em forma de T. Nota: quando fixado, o labro pode ficar retraído ...77
Figura 7. Cabeça: labro arredondado ...77
Figura 8. Cabeça, protórax e mesotórax: lábio em forma de tubo e processo mesopleural ...77
Figura 9. Cabeça, protórax e mesotórax: sem processo mesopleural ...78
Figura 10. Cabeça, protórax e mesotórax: escleritos mesonotais ...78
Figura 11. Cabeça, protórax e mesotórax: mesonoto com placa dorsal desenvolvida ...78
Figura 12. Cabeça e tórax: metanoto com placa dorsal bastante desenvolvida ...79
Figura 13. Cabeça e tórax: metanoto com grau variado de esclerotização ...79
Figura 14. Habitus: abdômen mais largo do que tórax ...80
Figura 15. Habitus: abdômen sem brânquias e com falsas-pernas anais longas ...80
Figura 16. Habitus: abdômen com brânquias ventro-laterais e com falsas-pernas anais longas ...80
Figura 17. Cabeça e parte do protórax: prosterno com corno ...81
Figura 18. Abdômen: unha acessória da falsa-perna anal em forma de pente ...81
Figura 19. Abdômen: unha acessória da falsa-perna anal não modificada ...81
Figura 20. Habitus: pronoto arredondado latero-anteriomente; abdômen geralmente enrolado após fixado ...82
Figura 21. Cabeça e tórax: pronoto prolongado latero-anteriormente ...82
Figura 22. Cabeça: labro com cerca de 16 cerdas ...83
Figura 23. Cabeça: labro com 6 cerdas ...83
Figura 24. Cabeça e abdômen: antenas longas ...83
Figura 25. Habitus: trocantim pequeno e brânquias ramificadas ...84 Figura 26. Cabeça e protórax: trocantim grande e em gancho ...84 Figura 27. Abdômen: tergito abdominal IX esclerosado ...85 Chave 3: Leptoceridae (adultos)
Figura 1. Asas anteriores com célula tiridial muito longa e fina, quase o dobro do
comprimento da célula discoidal ...86
Figura 2. Asas anteriores com célula tiridial e célula discoidal subiguais em
comprimento ...87
Figura 3. Notalina: asas posteriores com veias transversais rs e r-m alinhadas ...87 Figura 4. Triplectides: asas posteriores com veia transversal rs mais apical do que r-m
...88
Figura 5. Amazonatolica hamadae: posteriores sem forquilha III em ambos os sexos
...88
Figura 6. Grumichella: apêndice inferior da genitália masculina com 2º artículo bem
desenvolvido ...89
Figura 7. Atanatolica: apêndice inferior da genitália masculina com 2º artículo pouco
desenvolvido (menos de 1/4 do comprimento da porção apicodorsal do 1º artículo) ...89
Figura 8. Neoathripsodes: asas anteriores com veias anteriores espessadas,
especialmente R2+3, R4+5 e Cu1b; célula discoidal pequena, estreita e quase obliterada pelo espessamento das veias ...90
Figura 9. Oecetis: asas anteriores com veia M aparentemente não ramificada (M3+4 aparentemente como um ramo de Cu1) ...90 Figura 10. Nectopsyche: asas posteriores com Rs atrofiada, asas posteriores com M
atrofiada ...91
Figura 11. Achoropsyche: asas anteriores com veia M peciolada e com 12 pequenas
manchas marrons; asas posteriores com Rs presente ...91
Chave 4: Leptoceridae (larvas)
Figura 1. Triplectidinae: metanoto com 3 a 6 escleritos ...93 Figura 2. Leptocerinae: metanoto sem escleritos (membranoso) ou com pequenas
manchas esclerosadas ...94
Figura 3. Metanoto com 4 a 6 escleritos ...94 Figura 4. Triplectides: pronoto com margem anterior crenulada; tíbia posterior dividida
...95
Figura 5. Notalina: metanoto com 2 escleritos laterais amplos e um esclerito posterior,
transverso e estreito ...95
Figura 6. Amazonatolica hamadae: tíbia posterior ampla, bastante expandida
apicoventralmente ...96 vii
Figura 7. Atanatolica: falsa-perna anal com dentes acessórios mais curtos que o gancho
anal ...96
Figura 8. Grumichella: falsa-perna anal com dentes acessórios e gancho anal do mesmo
comprimento ...97
Figura 9. Oecetis: palpo maxilar usualmente estendendo-se além da margem anterior do
labro ...97
Figura 10. Amphoropsyche: tíbia anterior e tarso com cerda subapical, ventral,
achatada, em forma de cavilha ...98
Figura 11. Triaenodes: tíbia posterior subdividida; esclerito lateral (hump) do segmento
abdominal I oval ou em forma de gota, portando uma longa cerda ...98
Figura 12. Nectopsyche: esclerito lateral (hump) do segmento abdominal I com porção
anterior redonda e estreita, extensão posterior portando cerda ...99
Figura 13. Brachysetodes: esclerito lateral (hump) do segmento abdominal I em forma
de marca de checagem (check-marked) ...99
Capítulo 2: ‘Filogenia de Grumichellini e descrição de um novo gênero’
Figura 1. Oliverflintia manu, gênero novo, espécies nova. Venação alar: A−asa
anterior; B−asa posterior ...121
Figura 2. Oliverflintia manu, gênero novo, espécie nova. Genitália masculina:
A−segmentos abdominais IX e X, vista lateral; B−apêndice inferior, vista ventral; C−segmentos abdominais IX e X, vista dorsal; D−aparato fálico, vista lateral ...122
Figura 3. Cladograma resultante da análise dos caracteres de adultos ...131 Figura 4. Cladograma resultante da análise dos caracteres de adultos e larvas ...136 Capítulo 3: Filogenia e revisão taxonômica de Grumichella
Figura 1. Cabeça de Grumichella flaveola. A–vista anterior; B–vista lateral
(modificado de Holzenthal, 1988; figuras 4A e 4B) ...153
Figura 2. Larva de Grumichella flaveola. A–mandíbula esquerda ampliada; B–garra
tarsal mesotorácica ampliada; C–garra anal; D–habitus em vista lateral; E– esclerito lateral ampliado (modificado de Holzenthal, 1988; figura 52) ...156
Figura 3. Cabeça da pupa de Grumichella flaveola em vista frontal, mandíbula
destacada (modificado de Holzenthal, 1988; figura 53C) ...157
Figura 4. Região posterior do abdômen da pupa de Grumichella flaveola em vista
dorsal (modificado de Holzenthal, 1988; figura 53B) ...157
Figura 5. Genitália masculina de Grumichella aequiunguis. A–genitália em vista
lateral; B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D– genitália em vista dorsal (modificado de Holzenthal, 1988; figura 57) ...160
Figura 6. Casa da larva de Grumichella aequiunguis (modificado de Holzenthal, 1988;
figura 59) ...161 viii
Figura 7. Processos anais das pupas de Grumichella aequiunguis (modificado de
Holzenthal, 1988; figura 53F) ...161
Figura 8. Asa anterior do macho de Grumichella flaveola. (modificado de Holzenthal,
1988; figura 56) ...164
Figura 9. Genitália masculina de Grumichella flaveola. A–genitália em vista lateral; B–
apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal (modificado de Holzenthal, 1988; figura 54) ...165
Figura 10. Genitália feminina de Grumichella flaveola. A–genitália em vista lateral; B–
genitália em vista dorsal (modificado de Holzenthal, 1988; figura 55) ...166
Figura 11. Larva de Grumichella flaveola: cabeça e tórax em vista dorsal (modificado
de Holzenthal, 1988; figura 52B) ...166
Figura 12. Casa da larva de Grumichella flaveola (modificado de Holzenthal, 1988;
figura 52C) ...167
Figura 13. Pupa de Grumichella flaveola. A–hook plates ampliados (III, IV, Va, Vp, VI
indicam segmentos abdominais III, IV, V anterior, V posterior e VI, respectivamente); B–abdômen em vista dorsal (modificado de Holzenthal, 1988; figura 53B) ...167
Figura 14. A–membrana de seda da abertura anterior e pedicelo da casa da pupa de
Grumichella flaveola (modificado de Holzenthal, 1988; figura 53D) ...168
Figura 15. Genitália masculina de Grumichella pulchella. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral (modificado de Flint, 1967; figuras 104 e 105) ...170
Figura 16. Genitália masculina de Grumichella rostrata. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral (modificado de Holzenthal, 1988; figura 58) ...172
Figura 17. Casa da larva de Grumichella rostrata (modificado de Holzenthal, 1988;
figura 60) ...173
Figura 18. Genitália masculina de Grumichella boraceiae. A–genitália em vista lateral
(ápice do segundo artículo em vista medial mostrando a curvatura do mesmo); B– apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...177
Figura 19. Asas do macho de Grumichella muelleri. A–asa anterior; B–asa posterior
...180
Figura 20. Genitália masculina de Grumichella muelleri. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...181
Figura 21. Asas da fêmea de Grumichella muelleri. A–asa anterior; B–asa posterior
...182
Figura 22. Genitália feminina de Grumichella muelleri. A–genitália em vista lateral; B–
genitália em vista dorsal ...182
Figura 23. Genitália masculina de Grumichella jureiae. A–genitália em vista lateral; B–
apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...185
Figura 24. Genitália masculina de Grumichella leccii. A–genitália em vista lateral; B–
apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...188
Figura 25. Genitália masculina de Grumichella paprockii. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...192
Figura 26. Genitália masculina de Grumichella carioca. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...196
Figura 27. Genitália masculina de Grumichella cressae. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...199
Figura 28. Genitália masculina de Grumichella trujilloi. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral; D–genitália em vista dorsal ...202
Figura 29. Asas do macho de Grumichella blahniki. A–asa anterior; B–asa posterior
(seta indicando a fusão das veias Cu1a e M3+4) ...205 Figura 30. Genitália masculina de Grumichella blahniki. A–genitália em vista lateral;
B–apêndice inferior em vista ventral; C–edeago em vista lateral (esclerito falotremal em vista dorsal); D–genitália em vista dorsal ...206
Figura 31. Matriz de dados: 22 táxons e 61 caracteres ...217 Figura 32. Topologia 1 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...218
Figura 33. Topologia 2 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...219
Figura 34. Topologia 3 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...219
Figura 35. Topologia 4 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...220
Figura 36. Topologia 5 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...220
Figura 37. Topologia 6 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...221
Figura 38. Topologia 7 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...221
Figura 39. Topologia 8 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...222
Figura 40. Topologia 9 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...222
Figura 41. Topologia 10 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...223
Figura 42. Topologia 11 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...223
Figura 43. Topologia 12 resultante da análise com pesagem igual dos caracteres (barra
indica o gênero Grumichella) ...224
Figura 44. Consenso estrito das 12 topologias resultantes da análise com pesagem igual
dos caracteres (barra indica o gênero Grumichella) ...224
Figura 45. Topologia resultante da análise com pesagem sucessiva (barra indica o
gênero Grumichella) ...225
Figura 46. Topologia resultante da análise com pesagem implícita utilizando valores de
k de 1 a 12 (barra indica o gênero Grumichella) ...227
Figura 47. Topologia resultante da análise com pesagem implícita utilizando valores de
k de 13 a 20, 25, 30, 35, 40, 45, 50, 60, 70, 80, 90, 100, 150, 200, 250, 300, 350, 400, 450, 500, 600, 700, 800, 900, 1000 (barra indica o gênero Grumichella) ...227
Figura 48. Tabela com os valores de ajuste e número de passos das topologias
resultantes das análises com pesagem implícita utilizando os diferentes valores de k ...228
Figura 49. Filogenia de Grumichella com os caracteres dispostos no ramos (estados de
caracteres estão apresentados entre parênteses) ...230
Lista de coleções e abreviações
COLEA – Coleção do Laboratório de Entomologia Aquática, Universidade Federal de
São Carlos, São Carlos, SP, Brasil.
CLBA – Coleção do Laboratório de Biologia Aquática, Universidade Estadual Paulista,
Assis, SP, Brasil.
INPA – Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, Manaus, AM, Brasil. MZSP – Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo, São Paulo, SP, Brasil. MHNJP – Museo de Historia Natural “Javier Prado”, Lima, Peru.
NMNH – National Museum of Natural History, Smithsonian Institution, Washington,
DC, USA.
UFRJ – Coleção do Departamento de Zoologia, Universidade Federal do Rio de
Janeiro, Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
UMSP – Insect Museum, University of Minnesota, St. Paul, MN, USA.
Nota taxonômica
Os nomes de táxons (espécies e grupos de espécies) sugeridos nas páginas desta tese são provisórios e não publicados dentro das regras do Código Internacional de Nomenclatura Zoológica (ICZN, 1999: Artigo 9), excetuando, portanto, os já publicados e referenciados. Os nomes e procedimentos nomenclaturais estabelecidos nesta tese são não válidos perante as regras do código supracitado (ICZN, 1999: artigo 10) e, portanto, não devem ser citados em hipótese alguma.
Agradecimentos
Gostaria de iniciar a minha lista de agradecimentos que apesar de grande, muito provavelmente incompleta, retornando aos idos de 1999 quando uma pessoa me deu a força necessária para que fosse para a sistemática, sem a mesma nenhum dos passos dessa trajetória teria sido dado. Assim, agradeço a biologista Maria Isabel P. A. Balbi, não só pelo empurrão inicial, mas por todos os subseqüentes, pelo apoio maternal, pela (inesquecível) convivência, pela doação de saberes diversos...
Também gostaria de agradecer sinceramente o Prof. Dr. Claudio Froehlich pelos ensinamentos das diversas áreas das ciências biológicas, pela convivência no laboratório e, principalmente, no campo, pelo modelo singular de naturalista e orientador que me permitiu conhecer.
Obviamente que as pessoas do laboratório foram importantíssimas nessa fase, mas qual dos laboratórios? Agradeço aos colegas e amigos do Laboratório de Entomologia Aquática, principalmente os amigos Rodolfo (& Viviana), Guilherme, Luiz (& Milene), Lucas, Kapilé, Humberto e Rafael. Pessoal, vocês deram uma grande força para que esta tese fosse desenvolvida.
Agora, gostaria de agradecer o pessoal do meu primeiro laboratório de sistemática, onde tudo começou (e se estende até praticamente agora). À Bel, ao Charles Morphy, à Rafaela, à Sahra, ao gde. Renato, aos Drs. Maria Virginia, Jaqueline, Eliana e Douglas e ao professor Dr. Dalton Amorim. Muitíssimo obrigado!
Mais recentemente, recebi apoio do Lab. Entomologia Aquática da UFSCAR, principalmente dos Drs. Susana Trivinho-Strixino, Alaíde Gessner e Fabio Roque e dos pós-graduandos Márcia Suriano, Tadeu Siqueira, Priscila Kleine, Márcia de Paula. Gostaria de agradecer especialmente Tadeu e Kapilé pelas ótimas saídas de campo e o Ricardo Degani pelas ilustrações da casa de Notalina. Ainda preciso mencionar o apoio do pessoal da CETESB, principalmente da Dra Mônica Kuhlmann, pelo apreço à taxonomia e por tornar factível a aplicabilidade dos nossos dados.
Foi indispensável para a conclusão desta tese, o apoio dos tricopterólogos Henrique Paprocki, Ralph Holzenthal, Roger Blahnik, Oliver Flint, Elisa Angrisano, Fernando Muñoz, Gisele Almeida, Ana Maria Pes e Paola Rueda, alguns pela leitura de manuscritos, outros pela doação ou empréstimo de material ou literatura e todos pelo coleguismo que se estabeleceu desde meu início no estudo dos tricos.
A estrutura conceitual fornecida por alguns personagens de minha vida, como os Profs. Oglandir, Aurea, Maria Calor, Zeca, Joana, Serjão, Celeste, Mazza, Max e, por fim, os Drs. Froehlich, Holzenthal, Amorim, Camargo, Zucchi, Zucoloto, Fabio Roque, Fernando Marques, Domínguez... foram fundamentais para que se chegasse aqui.
xv As saídas de campo não foram tantas quanto se desejava, mas foram eficazes e prazerosas graças ao apoio do ‘Aquatic Entomological Team’, do Dr. Sidnei Mateus (o grande adestrador de vespas e similares), do Dr. Henrique Paprocki (PUC-MG), da Dra Helena Cabette, Laura e Karina (UNEMAT), do Diego (UFAC) e pessoal de campo do PNSD.
Agradeço a todos os pesquisadores que forneceram material para meus estudos, especialmente, Dr. Holzenthal (IMSP), Dr. Pitágoras Bispo e Elisa (UNESP), Dra. Ana Maria Pes (INPA), Dra. Susana Trivinho-Strixino e Márcia de Paula (UFSCar), o pessoal do Lab. Diptera (FFCLRP) e a Dra. Helena Cabette (UNEMAT),
Meu crescimento profissional durante este período foi bastante impactado pela atividade docente, pois tive a felicidade de compreender o meu futuro como pesquisador/professor. Assim, agradeço Froehlich, Camargo, Amorim e Noll pelo apoio e, sobretudo, aos meus alunos de Zoo da UNESP de Rio Preto, que entenderam a proposta e, acredito eu, mais ensinaram que aprenderam.
Gostaria de agradecer ao Dr. Carlos Garófalo que me apoiou em diversas ocasiões que foram passos importantes dessa construção. Agradeço também a Renata Andrade, que tornou parte disto possível. E o que falar da Miriam, do Carlos e da Bel, o tanto que eu os incomodei, obrigadão!
Com tanto coleguismo, óbvio que surgiram amigos, os quais foram imprescindíveis em diversos pontos. Agradeço ao Sidnei Mateus, ao Henrique Paprocki, ao Morphy e, não teria como não citar novamente os feras do lab., Rodolfo (ex-Silva, agora o Mariano), o Guilherme Abbad (sou seu fã), o gde Luiz (cara ‘de Pinho’), Lucas (fala mano), Miojão e o Kapilé. Também preciso agradecer aos amigos outgroup à entomologia, responsáveis pela lucidez extra-uspiana. Sou imensamente grato ao trio Cesar, Edvania e João Pedro, ao Vitti e a Ká e a toda equipe tcharles skurrega da grande Populina por todos os momentos e/ou discussões (des)comprometidos com o que quer seja.
Apoios financeiros vieram do CNPQ (bolsa de doutoramento e bolsa SWE), da CAPES-PROAP e da FAPESP (BIOTA 03/10517-9) e, a estes, eu sou bastante grato.
Por fim e não menos importante, gostaria de sintetizar meus agradecimentos às pessoas que deram apoio e estrutura emocional para que tudo acontecesse. Sou imensamente grato aos Calorosos, tanto aos de sangue como aos de adoção. Ao grande Antonio Calor e a Calorosa, exemplos para toda vida, pois serei plenamente satisfeito se conseguir concluir apenas parte de seus empreendimentos paternais. Aos fantásticos irmãos Junior, Gustavo, Leninha e Cris pela amizade e companheirismo, sem esquecer as empreitadas nas beiras dos córregos, que com certeza enviesaram minhas escolhas (que bom!). À minha esposa Amanda, a pessoa que consegue me compreender até quando já desisti (até 5ºF below), obrigado por tudo, mesmo! Finalmente, gostaria de deixar meus agradecimentos à próxima geração de ‘anjinhos do Calor’: Anna Letice, Alexandre, Bárbara e o Netão...senão for a deriva, teremos muito sucesso adiante!
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RESUMO
A filogenia dos gêneros inclusos em Grumichellini Morse, 1981, assim como a revisão taxonômica de Grumichella Müller, 1879 constituem o foco desta tese. A tribo Grumichellini apresenta, até o momento, 25 espécies descritas, com ocorrência nas regiões Neotropical e Australiana, nos gêneros Grumichella Müller, 1879, Atanatolica Mosely, 1936, Triplexa Mosely, 1953, Gracilipsodes Sykora, 1967 e Amazonatolica Holzenthal & Pes, 2004. Um sexto gênero, Oliverflintia gen. n., é aqui proposto e a filogenia dos membros de Grumichellini é revisada e proposta como (Triplexa (Gracilipsodes ((Grumichella, Amazonatolica) (Atanatolica, Oliverflintia, gen. n.)))) (ver Capítulo 2).
O gênero neotropical Grumichella Müller, 1879 (= Leptocellodes Ulmer, 1955) contém quatro espécies na literatura: G. rostrata Thienemann, 1905, G. pulchella (Banks) Holzenthal, 1988, G. flaveola (Ulmer) Holzenthal, 1988 e G. aequiunguis Flint, 1983. No trabalho de revisão taxonômica, a morfologia dessas espécies é re-analisada e mais nove espécies são propostas (ver Capítulo 3) com ocorrência no Sudeste do Brasil, Peru e Venezuela. A filogenia de Grumichella é inferida como (G. aequiunguis ((G. boraceiae (G. leccii, G. carioca) (G. rostrata ((G. flaveola, G. pulchella) (G. muelleri, G. paprockii)) (G. jureiae (G. trujilloi (G. cressae, G. blahniki)))), assim como a monofilia do gênero é corroborada.
Em síntese, este estudo objetivou ampliar o conhecimento sobre os gêneros inclusos em Grumichellini Morse, 1981, principalmente das espécies de Grumichella, através da revisão taxonômica e da proposição das relações filogenéticas dos táxons analisados. Também foi proposto um novo gênero de Grumichellini.
A fim de facilitar a leitura e manter a organização da forma que será submetida para publicação, a tese segue o padrão de capítulos, como referenciado no ‘Sumário’.
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ABSTRACT
The phylogeny of the genera of Grumichellini Morse, 1981, and the taxonomic review of Grumichella Müller, 1879 are the focus of this thesis. The tribe Grumichellini has until this moment 25 described species from Neotropical and Australian regions. These species compose the genera Grumichella Müller, 1879, Atanatolica Mosely, 1936, Triplexa Mosely, 1953, Gracilipsodes Sykora, 1967 and Amazonatolica Holzenthal & Pes, 2004. An additional genus, Oliverflintia n. gen., is proposed and the phylogeny of Grumichellini is revisited and proposed as (Triplexa (Gracilipsodes ((Grumichella, Amazonatolica) (Atanatolica, Oliverflintia, gen. n.)))) (see Chapter 2).
The Neotropical genus Grumichella Müller, 1879 (= Leptocellodes Ulmer, 1955) have four described species: G. rostrata Thienemann, 1905, G. pulchella (Banks) Holzenthal, 1988, G. flaveola (Ulmer) Holzenthal, 1988 and G. aequiunguis Flint, 1983. In this revision, the morphology of described species is re-analized and other additional nine species are proposed (see Chapter 3) from Southeastern Brazil, Peru and Venezuela. The phylogeny of Grumichella is inferred as (G. aequiunguis ((G. boraceiae (G. leccii, G. carioca) (G. rostrata ((G. flaveola, G. pulchella) (G. muelleri, G. paprockii)) (G. jureiae (G. trujilloi (G. cressae, G. blahniki)))), and the monophyly of genus is corroborated.
In short, this work aims to improve the knowledge on the genera of Grumichellini Morse, 1981, especially of the species of Grumichella. A taxonomic review and a phylogenetic study of taxa were implemented. Another genus of Grumichellini was proposed too.
In order to make easy the reading and conserve the manuscript framing, the contents of this thesis will be present in chapters, as indicated in the ‘Summary’.
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CAPÍTULO
1
Sistemática de Trichoptera Kirby, 1813 com enfoque em
4 Resumo
Trichoptera compreendem a maior ordem de insetos estritamente aquáticos e constitui a maior proporção da comunidade dos macroinvertebrados bentônicos, com uma fauna mundial em torno de 13.000 espécies descritas (Holzenthal et al., 2007a; 2007b) para os ecossistemas dulcícolas, além de algumas espécies marinhas da família Chathamiidae, encontradas na Nova Zelândia e Austrália (Neboiss, 1991).
Leptoceridae com cerca de 1600 espécies e 47 gêneros é uma das três maiores famílias de Trichoptera, sendo a primeira Hydroptilidae com aproximadamente 1800 espécies, e Hydropsychidae com número de espécies similar a Leptoceridae (Holzenthal et al., 2007b). Leptoceridae ainda se caracteriza por apresentar a maior diversidade ecológica entre os Leptoceroidea. As larvas constróem casas de diferentes substratos (por exemplo: gravetos – Triplectides; areia e sedimentos – Oecetis e Nectopsyche; fragmentos vegetais – Notalina e Triaenodes) encontrados nos corpos d’água, além de casas inteiramente de seda (Grumichella e Amazonatolica). Hábitos alimentares variam de detritívoros, passando por herbívoros e predadores, até parasitas de esponjas de água doce (Ceraclea, que não ocorre no Brasil). Quanto aos hábitats, a diversidade não é menor, há leptocerídeos em todos os continentes, exceto Antarctica, em zonas tropicais e temperadas, vivendo em ambientes lóticos (riachos e rios) e lênticos, além de ambientes higropétreos. No Brasil, há nove genêros descritos de leptocerídeos (Achoropsyche Holzenthal, 1984; Amazonatolica Holzenthal & Pes, 2004; Atanatolica Mosely, 1936; Grumichella Müller, 1879; Nectopsyche Müller, 1879; Neoathripsodes Holzenthal, 1989; Notalina Mosely, 1936; Oecetis McLachlan, 1877 e Triplectides Kolenati, 1859), contudo em dois desses, como supracitado, os imaturos ainda são desconhecidos, sendo que a primeira larva neotropical de Notalina só foi conhecida recentemente (Calor & Froehlich, no prelo).
Neste capítulo se pretende integrar conhecimento taxonômico existente sobre os Leptoceridae, principalmente os que ocorrem no Brasil, a fim de estabelecer um panorama elucidativo da atual situação deste táxon e, conseqüentemente, fornecer a estrutura conceitual para o desenvolvimento dos demais capítulos desta tese.
5 Abstract
Trichoptera are the major order among the aquatic insects and constitute a large proportion of benthic macroinvertebrate community. There are 13.000 described species of caddisflies in the world (Holzenthal et al., 2007a; 2007b) from freshwater ecosystems, and some marine species of Chathamiidae from New Zealand and Australia (Neboiss, 1991).
Leptoceridae have 1600 described species and 47 genera and are among three larger families of Trichoptera. The largest caddisfly family is Hydroptilidae with 1800 species, and Hydropsychidae have a similar number of the species as Leptoceridae (Holzenthal et al., 2007b). Leptoceridae present the biggest ecological diversity among the Leptoceroidea families. Larvae build cases from differents substrates (e.g.: hollowed-out twigs – Triplectides; sand grains and/or plant materials – Oecetis and Nectopsyche; plant fragments – Notalina and Triaenodes) in the aquatic ecosystems, and exclusively from silk (some species of Grumichella and Amazonatolica). Larvae are detritivores, herbivores, predators and parasites of freshwater sponges (Ceraclea, species not occur in Brazil). Leptocerids are distributed on every continent, except Antarctica, in both tropical and temperate zones, occur in lotic (streams and rivers) and lentics systems, and some species are hygropetric. In Brazil, there are nine recorded genera of Leptoceridae (Achoropsyche Holzenthal, 1984; Amazonatolica Holzenthal & Pes, 2004; Atanatolica Mosely, 1936; Grumichella Müller, 1879; Nectopsyche Müller, 1879; Neoathripsodes Holzenthal, 1989; Notalina Mosely, 1936; Oecetis McLachlan, 1877 and Triplectides Kolenati, 1859), however immatures are unknwon in two (Achoropsyche and Neoathripsodes). The first Neotropical larvae of Notalina were only described recently (Calor & Froehlich, no prelo).
The aim of this chapter is integrate the taxonomical knowledge of Leptoceridae, especially of leptocerids that occur in Brazil, to building an elucidative landscape from the actual situation and consequently to frame the conceptual structure to the development of this thesis.
6 Introdução
Este trabalho é parte de um esforço de descrever e compreender a fauna de Trichoptera da região Neotropical, em especial do Brasil. Diversos trabalhos têm sido publicados com descrições de novas espécies e revisões de maiores táxons, entre eles destaque para Holzenthal (1988), que estabeleceu o atual estado da sistemática de Grumichellini, e para Morse (1981) e Morse & Holzenthal (1987), que propuseram as filogenias hoje conhecidas para a família Leptoceridae. No que se refere ao grupo de pesquisa que o autor faz parte (projeto ‘Levantamento e biologia de Insecta e Oligochaeta aquáticos de sistemas lóticos do Estado de São Paulo’, BIOTA-FAPESP), este trabalho é inserido no contexto do levantamento faunístico e compreensão de padrões evolutivos e ecológicos do Estado de São Paulo, mas não restritos a esta unidade política devido à abrangência dos objetivos.
Como estudo taxonômico, este pretende expor primeiramente a situação atual do grupo de estudo, para tanto, se fez necessário um exame da literatura acerca da sistemática da ordem Trichoptera, com ênfase nas publicações sobre os ramos filéticos que levavam aos Leptoceridae. Essa releitura foi importante no estabelececimento dos grupos a serem estudados, assim como no levantamento de caracteres para as análises filogenéticas que serão apresentadas nos capítulos seguintes.
7 Objetivos gerais
• Gerar e integrar conhecimento taxonômico sobre os Leptoceridae, especialmente dos que ocorrem no Brasil, a fim de estabelecer um panorama elucidativo da atual situação deste táxon,
• Fornecer a estrutura conceitual para o desenvolvimento dos demais capítulos.
Objetivos específicos
• Estudar os diferentes gêneros de Leptoceridae, e sempre que possível descrever novos semaforontes ou táxons;
• Atualizar a classificação dos Leptoceridae, com vista a compreender os limites do nosso estudo;
• Apresentar e discutir os diferentes métodos utilizados no estudo dos tricópteros, especialmente dos Leptoceridae;
• Fornecer chaves para identificação dos táxons estudados, tanto para imaturos como para adultos;
• Fornecer uma lista atualizada da ocorrência dos Leptoceridae para o território brasileiro,
8 Materias e métodos
Como todo trabalho revisional que objetiva retratar o estado atual do conhecimento, este tem seu início na exploração da literatura primária, mas, quando trabalhos mais abrangentes ou revisões já haviam sido propostos, esses também foram analisados. Os dados da literatura, sempre que possível foram confrontados com a análise do material biológico.
O material analisado se resume às amostras dos espécimes depositados no Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo (MZSP), na Coleção Entomológica do Instituto de Biologia da Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ), no Insect Museum, University of Minnesota, USA (UMSP) e na Coleção do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA), além do material coletado durante o desenvolvimento do projeto BIOTA-FAPESP “Levantamento e biologia de Insecta e Oligochaeta aquáticos de sistemas lóticos do Estado de São Paulo”, sob supervisão do Prof. Dr. Claudio Gilberto Froehlich (processo 03/10517-9), cujo destino final será principalmente o Museu de Zologia da Universidade de São Paulo.
A identificação dos táxons foi baseada primeiramente nas chaves de Angrisano & Korob (2001), Wiggins (1996), Holzenthal (1988), Paprocki (in prep.), Calor (2007) e Calor & Froehlich (no prelo). No decorrer do trabalho, foi feita uma compilação das chaves supracitadas e, com novas ilustrações, foram elaboradas novas chaves para adultos e larvas de quinto instar até a categoria de família, e no caso de Leptoceridae, até a categoria de gênero. Todas são apresentadas adiante no item Resultados.
O material tipo das espécies foi analisado segundo comparação morfológica dos espécimes, assim como as séries de espécimes depositados em coleções ou coletados. A obtenção de associações seguras entre estágios imaturos e adultos foi feita através da criação de imaturos em estágio avançado dos leptocerídeos Notalina (ver Anexo 1) e Triplectides, assim como de uma espécie de Phylloicus (Calamoceratidae).
Os métodos de estudo da morfologia de Trichoptera têm início com o clareamento das genitálias masculinas com KOH ou com ácido lático para exames em estereomicroscópio e, no caso das asas, montagem a seco em lâmínulas (metodologias descritas de forma mais detalhada no item ‘Métodos de preparação dos espécimes’). As ilustrações foram primeiramente delineadas em estereomicroscópido com câmara lúcida
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e, em etapa posterior, tanto as modificações como a arte final foram conseguidas com auxílio dos programas de desenho gráfico Adobe Illustrator 10® e Adobe Photoshop CS2®. Estruturas planas, como as asas, por vezes, foram desenhadas a partir de fotos compostas com o programa AutoMontageTM (equipamento multiusuário BIOTA-FAPESP, Laboratório de Diptera, FFCLRP/USP). Em geral, o exame cauteloso, necessário para as ilustrações de descrições das espécies em um trabalho de revisão, providencia uma excelente oportunidade de estudo de morfologia comparada e codificação de caracteres, através de uma abordagem cladística.
Métodos de coleta de tricópteros
O método mais eficiente de coleta de tricópteros adultos é realizado com auxílio de armadilhas luminosas. Os insetos são atraídos por luzes branca, ultravioleta, negra e mista (a ultravioleta e a negra aparentemente têm maior poder de atração) no intervalo entre o fim do período vespertino e o início da noite, próximos a corpos d’água. Algumas vezes, coletas com duração maior foram implementadas na tentativa de colecionar tricópteros completamente noturnos (não crepusculares apenas). Os insetos são capturados com tubos mortíferos contendo acetato de etila ou cianeto de potássio, em anteparo branco. A coleta com cianeto, apesar de perigosa pela alta toxicidade, é mais indicada por manter no tubo mortífero um ambiente com baixa umidade, o que reduz a perda de escamas e, conseqüentemente, do padrão de coloração dos espécimes, caráter diagnóstico importante para diversos táxons, como os Nectopsyche da família Leptoceridae (Holzenthal, 1995; Blahnik & Holzenthal, 2004). Os espécimes são montados em alfinetes entomológicos ou fixados em via úmida (álcool etílico P. A. diluído para 80%), este último procedimento pode provocar danos a caracteres taxonômicos de alguns grupos, especialmente a perda de escamas como já citado. Os procedimentos de coleta, preparação, exame, ilustração e descrição dos espécimes estão sintetizados em Blahnik & Holzenthal (2004) e Holzenthal & Andersen (2004).
Apesar do citado dano aos caracteres taxonômicos, além da armadilha luminosa com anteparo branco, a coleta de adultos por meio de bandejas com álcool, na qual são acopladas lâmpadas brancas e ultravioletas (Calor & Mariano, no prelo), tem sido realizada para maximizar o esforço de coleta nas áreas exploradas (Anexo 2). Em alguns
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locais (e.g. corpos d’água próximos de picos de montanha) onde não há como montar o anteparo e, conseqüentemente, a armadilha luminosa associada, as bandejas têm se mostrado uma saída bastante eficiente.
As coletas diurnas de insetos adultos são realizadas com auxílio de rede entomológica (0,5 mm) na vegetação próxima aos corpos d’água. Outra metodologia de coleta é a armadilha Malaise, que apesar dos problemas referentes ao armazenamento em álcool, pode manter um sistema de coleta mais duradouro e possibilitar amostragens sazonais. Esta metodologia tem sido empregada em áreas como o Parque Estadual de Campos do Jordão (SP), Estação Biológica de Boracéia (SP) e Parque Nacional da Serra do Divisor (AC).
Para a coleta de imaturos, os espécimes foram coletados manualmente, com auxílio de pinças ou através de rede ‘D’, e conservados em álcool etílico 80% ou 96%. Parte do material, principalmente larvas de 5º instar, foi mantida viva e levada ao laboratório para a tentativa de obter adultos e, conseqüentemente, fazer associações diretas de larvas e adultos.
Métodos de preparação de espécimes
A análise dos espécimes, sob estereomicroscópio ou microscópio, requer tratamento prévio para visualização de detalhes do aparato fálico e outras estruturas da genitália. A genitália após tais tratamentos é colocada em lâminas escavadas, placas “syracuse” ou pequenas placas de petri com glicerina e, então pode ser visualizada com auxílio dos equipamentos ópticos.
A primeira metodologia de maceração (hidrólise dos componentes orgânicos) e clareamento descrita abaixo é uma composição das técnicas aprimoradas pela biologista Maria Isabel Protti de Andrade Balbi (Laboratório de Morfologia e Evolução de Diptera, Departamento de Biologia da FFCLRP/USP). Em seguida, outra metodologia de clareamento, atualmente muito utilizada por tricopterólogos, também é descrita e comentada. Esta, por sua vez, foi desenvolvida pela equipe do Dr. Ralph Holzenthal (Insect Museum, University of Minnesota). Ambas serão apresentadas com a estrutura de tópicos, seguindo a formatação comum para procedimentos.
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inicial de retirada (com pincel artístico) das cerdas para que as mesmas não atrapalhem a visualização das veias. Contudo, este método prejudica a compreensão dos padrões de coloração, que podem ser diagnósticos para alguns táxons. Uma síntese desses procedimentos foi feita por Blahnik & Holzenthal (2004) e será descrita e comentada após os métodos de diafanização. A maior parte das técnicas descritas a seguir é empregada no estudo de adultos, mas com pequenas modificações podem ser utilizadas no estudo de imaturos, principalmente para visualização das partes esclerosadas, como mandíbulas das larvas e pupas.
Diafanização com KOH, seguida de montagem em bálsamo-do-Canadá ou preservação em glicerina (Balbi, comunicação pessoal)
O procedimento descrito e, por vezes, comentado a seguir é empregado no estudo dos tricópteros desde há muito tempo (e.g. Betten, 1934; Ross, 1944). Aqui, ele é descrito como de autoria de Balbi, devido às melhorias e adequações que esta fez em algumas etapas do método. No caso, foram utilizadas duas técnicas de armazenamento, a montagem de lâminas permanentes com bálsamo-do-Canadá e a montagem final em microtubos com glicerina. Este último foi mais empregado por permitir a visualização das estruturas em várias posições.
1. Diafanização e montagem do corpo em lâminas com bálsamo-do-Canadá
Espécimes preservados secos (alfinetados): câmara úmida com fenol e depois segue o procedimento dos espécimes preservados em via úmida.
Espécimes preservados em via úmida (álcool 80%):
1.a. Clareamento:
1.a.1. Colocar em KOH 10%: até clarear, o tempo necessário depende do material (tamanho, grau de esclerotização, quantidade de gordura) e da temperatura (três a quatro horas na estufa a 40o C ou chapa aquecedora e dez horas em temperatura ambiente).
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1.a.2. Colocar em ácido acético 10%: banho rápido para neutralização do KOH.
1.b. Desidratação do material:
1.a.1. Colocar em álcool 80% por 30 minutos. 1.b.2. Colocar em álcool absoluto I por 30 minutos. 1.b.3. Colocar em álcool absoluto II por 30 minutos. 1.b.4. Colocar em álcool absoluto III por 30 minutos.
1.c. Caso haja resquício de musculatura, gordura, colocar no fenol por uma noite ou no
óleo-de-cravo de 15 a 30 minutos.
1.c.1. O óleo-de-cravo provoca maior clareamento e enrijecimento do material (aumenta o risco de quebra), mas o material pode ir direto para montagem em bálsamo-do-Canadá.
1.c.2. Caso utilizado o fenol, o material deve ser passado em xilol I por 15 minutos e xilol II por 15 minutos.
1.d. Montagem em bálsamo-do-Canadá
1.d.1. Posicionar o material na lâmina sobre o bálsamo.
1.d.2. Colocar na estufa a 40oC de 1 a 3 dias para tornar o bálsamo um pouco mais consistente. Caso haja necessidade de reposicionamento do material, basta colocar uma gota de xilol para amolecer o bálsamo.
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bálsamo. Para reduzir a perda de trimensionalidade do material, pode-se colocar tiras de papel ou grampos (grampeador de papel) nas laterais do material para evitar o esmagamento do mesmo.
2. Preparação das genitálias e preservação em glicerina
Caso o material esteja seco, coloca-se em câmara úmida com fenol para reduzir o risco de quebra. Caso o material esteja preservado em via úmida (álcool 80%), as genitálias são cortadas com tesoura Vanas ou tesoura de íris (ABC Stainless® L69-S) e, segue o procedimento abaixo:
2.a. Clareamento:
2.a.1. Colocar em KOH 10%: até clarear, o tempo necessário depende do material (tamanho, grau de esclerotização, quantidade de gordura) e da temperatura (três a quatro horas na estufa a 40o C ou chapa aquecedora e dez horas em temperatura ambiente).
2.a.2. Colocar em ácido acético 10%: banho rápido para neutralização do KOH.
2.b. Desidratação do material:
2.b.1. Colocar em álcool 80% por 30 minutos. 2.b.2. Colocar em álcool absoluto I por 30 minutos. 2.b.3. Colocar em álcool absoluto II por 30 minutos. 2.b.4. Colocar em álcool absoluto III por 30 minutos.
2.c. Limpeza: caso haja resquício de musculatura, gordura, colocar no fenol por uma
noite ou no óleo-de-cravo de 15 a 30 minutos. Esta etapa é mais usual para diafanização do corpo.
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2.c.1. O óleo-de-cravo provoca maior clareamento e enrijecimento do material (aumenta o risco de quebra).
2.d. Transferência para a glicerina
2.d.1. Colocar em glicerina + álcool absoluto (1:1) por 30 minutos. 2.d.2. Colocar em glicerina + álcool absoluto (2:1) por 30 minutos. 2.d.3. Colocar em glicerina pura por 30 minutos.
2.d.4. Colocar no microtubo microvial PVC ou vidro com glicerina.
Diafanização com ácido lático (Blahnik et al., 2007)
Um método alternativo à diafanização com KOH ou NaOH, é o clareamento com ácido lático (85%). Este método, além de clarear, everte a endoteca fálica (facilitando a visualização) e preserva a pigmentação cuticular melhor que o KOH (Prather, 2003), assim permite a visualização de estruturas que geralmente não são evidentes por outros métodos. Algumas modificações foram feitas para adequar a técnica aos equipamentos disponíveis e, sempre que necessário, as diferenças com o método original serão comentadas.
3.a. Clareamento com ácido lático:
3.a.1. Colocar as genitálias em ácido lático 85% em pequenos tubos de vidros (geralmente numerados para permitir o um sistema de clareamento em série) e levá-los a placa aquecedora (130 o C) por 30 minutos. Utilizamos um ferro de passar, um banho-maria com termômetro para medir a temperatura e tivemos resultados similares.
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com água destilada. Para isto pode ser utilizada um estilete com ponta bem fina e curvada (pode ser construído com micro-alfinete).
3.b. Transferência para a glicerina ou álcool
3.b.1. Depois de retirado do ácido lático, colocar diretamente em glicerina ou em álcool para estocagem.
Montagem das asas em bálsamo-do-Canadá e a seco
4. Preparação e montagem em bálsamo-do-Canadá (Balbi, comunicação pessoal)
Poucas asas precisam ser diafanizadas, o que remete o início do procedimento para a desidratação, outras, no entanto, além de diafanizadas precisam ter as cerdas removidas para melhor visualização das veias.
4.a. Desidratação:
4.a.1. Colocar em álcool 80% de 15 a 30 minutos (até sair as bolhas de ar). 4.a.2. Colocar em álcool absoluto I por 60 minutos.
4.a.3. Colocar em álcool absoluto II por 60 minutos. 4.a.4. Colocar em xilol I por 15 minutos.
4.a.5. Colocar em xilol II por 15 minutos.
5.b. Montagem em bálsamo-do-Canadá
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5.b.2. Retirar as bolhas de ar. 5.b.3. Colocar a lamínula.
6. Preparação e montagem a seco (Blahnik & Holzenthal, 2004)
Um método mais simples e bastante eficaz para estudos na venação foi descrito por Holzenthal & Blahnik (2004). Este consiste basicamente de separar as asas do restante do corpo, geralmente utilizando duas pinças de ponta fina e montá-las em lamínulas que, posteriormente, serão agregadas ao restante material alfinetado. No caso de muitas cerdas, o procedimento de ‘raspagem’ com pincéis artísticos também é empregado.
6.a. Hidratação (material alfinetado):
6.a.1. Colocar em camara úmida por duas a três horas para evitar maiores danos quando for separar as asas do restante do corpo.
Obs. Material preservado em álcool não passa por esta etapa.
6.b. Remoção das asas:
6.b.1. Remova as asas de um lado do corpo (geralmente direito): com o auxílio de pinças de ponta fina, segure na base da asa com uma pinça e no corpo com a outra, afaste as pinças vagarosamente até a asa se destacar do corpo. Coloque as asas em placas de petri pequenas com água destilada (ou água com um pouco de álcool).
Especial cuidado com as asas com área anal ampla, geralmente frágil.
6.c. Remoção das cerdas alares:
6.c.1. Para retirar as cerdas alares e, consequentemente, facilitar a visualização das veias das asas, utilizam-se dois pincéis artísticos (recomendam-se pincéis macios). Com um pincél a asa é segura, enquanto que com o outro, por meio de movimentos
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leves, as cerdas são retiradas e varridas das asas, já em água.
6.c.2. Transfira as asas desnudas para uma placa com água limpa
6.d. Montagem das asas nas lamínulas:
6.d.1. Ainda dentro da placas com água, as asas são estendidas sobre uma lamínula (diâmetro dependende do tamanho das asas). Parte da água deve ser retirada com um papel absorvente para facilitar este processo.
6.d.2. Após as asas posicionadas (totalmente estendidas) em uma das lamínulas, coloca-se a outra sobre a primeira. O conjunto (duas lamínulas + asas) pode-ser manuseado com auxílio de uma pinça.
6.e. Secagem e estocagem final:
6.e.1. A secagem inicia-se logo após a segunda lamínula ter sido sobreposta a outra. Com um papel absorvente colocado na lateral das duas lamínulas, o excesso de água é retirado.
6.e.2. A secagem final é obtida apenas em alguns dias, mas no primeiro dia, é indicado que se coloque algum pesso sobre as lamínulas contendo as asas. Uma maneira prática é dobrar um pequeno pedaço de papel absorvente em duas partes (pouco maiores que as lamínulas), colocar o conjunto (lamínulas + asas) no meio deste e, em seguida, adicionar algumas moedas (ou outro tipo de material com massa considerada) para que as lamínulas não se soltem.
6.e.3. No dia seguinte ou quando estiver completamente seco, o conjunto deve ser colado nas laterais com auxílio de algum tipo de cola. Holzenthal & Blahnik (2004) citam o uso da cola Gelva, que é solúvel em álcool e, portanto, permite que o processo seja reversível.
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6.e.4. Após seco e colado pelas laterais, o conjunto deve ser colado em um papel de gramatura maior (e.g. 120 g/m2), também dobrado em duas partes. Na parte interna do papel, as lamínulas são coladas com Gelva também. Por este papel será transpassado o alfinete e o conjunto será finalmente armazenado com o restante do espécime. Em caso de espécimes em álcool, uma etiqueta com todos os dados originais e uma referência ao espécime deve ser colocado no alfinete que terá as asas montadas.
Como enfatizado pelos autores, este método proporciona uma montagem de asas bastante fácil, rápida e, quando se trata de espécimes alfinetados, uma maneira bastante eficaz de otimizar o espaço de estocagem. Os resultados são bastante interessantes, tanto para observar a venação em estereomicroscópio, quanto para fotografar.
Terminologia morfológica
A terminologia empregada no texto foi a descrita e ilustrada por Schmid (1980) e implementada por Holzenthal (1988) e Calor et al. (2006) para adultos (Figuras 1 e 2) e Wiggins (1996) para caracteres de larvas (Figura 3). Os nomes das estruturas, abreviações e respectivos sinônimos estão mencionados nos quadros a seguir:
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Quadro 1. Genitália masculina: nomes das estruturas (termos utilizados), abreviações e
respectivos sinônimos ou notas.
Termos utilizados Abreviação Sinônimos ou notas
Segmento abdominal IX seg IX
Apêndice pré-anal ap pr Apêndice superior (Mosely &
Kimmins, 1953)
Segmento abdominal X seg X Tergo X; placa dorsal
(Mosely & Kimmins, 1953)
Apêndice inferior ap inf Apêndice pós-anal
1º artículo do apêndice inferior 1 art Coxopodito 2º artículo do apêndice inferior 2 art Harpago Apêndice-extra articulando na base do apêndice inferior
ap extra Exclusivo para Triplectidini
Aparato fálico ap fal
Falobase flb
Phallicata pha Pênis (Mosely & Kimmins,
1953); edeago (Nielsen, 1957);
Endoteca end Esclerito falotremal esc fal
Quadro 2. Genitália feminina: nomes das estruturas (termos utilizados), abreviações e
respectivos sinônimos ou notas.
Nome utilizado Abreviação Sinônimos ou notas
Segmento abdominal IX seg IX Segmento abdominal X seg X
Placa do seg. X pl X Placa X
Apêndice do seg. X ap X
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Quadro 3. Venação alar: nomes das estruturas (termos utilizados), abreviações e respectivos
sinônimos ou notas. O símbolo “+” indica fusão das veias.
Termos utilizados Abreviação Sinônimos ou notas
Veia costal C
Veia subcostal Sc
Setor radial Rs
Veias radiais 1, 2, 3, 4 e 5 R1, R2, R3, R4 e R5 Veias medianas 1, 2, 3 e 4 M1, M2, M3 e M4 Veias cubitais 1a, 1b, 2a e 2b Cu1a, Cu1b, Cu2a e Cu2b Veias anais 1, 2, 3 e 4 A1, A2, A3 e A4
Veia transversal sc-r sc-r Veia conectando Sc com R1
Veia transversal r1-r2+3 r1-r2+3 Veia conectando R1 com
R2+3
Veia transversal r r Veia conectando R2+3 com
R4+5
Veia transversal r-m r-m Veia conectando R4+5 com
M1+2
Veia transversal m-cu m-cu Veia conectando M e Cu1
Veia transversal cu cu Veia conectando Cu1 e Cu2
Célula discoidal d Célula discal
Célula tiridial th
Nigma n Mancha opaca entre a R4+5 e
a M1+2
Forquilha I I Situada entre R2 e R3
Forquilha II II Situada entre R4 e R5
Forquilha III III Situada entre as veias M1 e
M2
Forquilha IV IV Situada entre M4 e M5
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Quadro 4. Larvas: nomes das estruturas (termos utilizados), abreviações e respectivos
sinônimos ou notas.
Termos utilizados Abreviação Sinônimos ou notas
Apódema fronto-clipeal ap fcl Apódema ventral ap v Olho o Antena ant Mandíbula md Maxila mx Palpo maxilar p mx Trocantim troc
Tubérculo lateral tub lat lateral hump
Pronoto pro Mesonoto ms
Metanoto mt
Esclerito Sa1 Scl sa1
Esclerito Sa2 Scl sa2
Esclerito Sa3 Scl sa3
Coxa cx Trocanter tr Fêmur fm Tíbia tb Tarso trs Garra tarsal g trs Brânquias brq
Linha lateral l lat
Esclerito dorsal IX IX
Falsa-perna anal f-pa
Gancho anal g f-pa Gancho da falsa-perna anal
Dente acessório da falsa-perna anal
Figura 1. Leptoceridae adulto: A-genitália masculina (Triplectides sp.); B-genitália feminina.
Figura 2. Leptoceridae adulto: A-asas anteriores; B-asas posteriores.
Figura 3. Leptoceridae larva: habitus com ampliações da cabeça (dorsal e ventral) e perna.
25 Filogenia e classificação da ordem Trichoptera Kirby, 1813
Trichoptera Kirby, 1813 compreendem a maior ordem de insetos estritamente aquáticos (Neboiss, 1991) e constitui a maior proporção da comunidade dos macroinvertebrados bentônicos, com uma fauna mundial em torno de 13.000 espécies descritas para os ecossistemas dulcícolas (Holzenthal et al., 2007a; 2007b), além de algumas espécies marinhas da família Chathamiidae, encontradas na Nova Zelândia e Austrália (Neboiss, 1991).
O táxon é um importante componente dos ecossistemas dulcícolas, participando da transferência de energia e nutrientes através de todos os níveis tróficos (Wiggins, 1996). A elevada diferença de susceptibilidade de várias espécies a poluentes e outros tipos de distúrbios ambientais, além das características supracitadas, dá ao grupo grande importância em programas de monitoramento biológico (Ross, 1967; Rosenberg & Resh, 1993; Morse, 1997a). A prática de biomonitoramento com EPT (Ephemeroptera, Plecoptera e Trichoptera) tem sido bastante utilizada em regiões temperadas, onde há grande conhecimento de taxonomia e ecologia desses grupos. A metodologia de biomonitoramento não tem sido muito efetiva na região Neotropical devido, em parte, à ausência de estudos taxonômicos. Para que protocolos de biomonitoramento possam ser implementados, a identificação da fauna desses insetos deve ser realizada a priori.
Para a região Neotropical, foram descritas 2.196 espécies de tricópteros (Flint et al., 1999a), sendo que apenas cerca de 400 espécies com ocorrência registrada para o Brasil (355 em Paprocki et al., 2004). É propagado que haja pelo menos mais de 300 novas espécies a serem descritas, depositadas em museus no Brasil e, principalmente, no exterior (Holzenthal, comunicação pessoal). A previsão está baseada no material armazenado nas coleções, além da simples comparação com outras áreas da região Neotropical (e.g. Costa Rica apresenta 463 espécies descritas).
Na filogenia de Insecta, o posicionamento de Trichoptera tem alta estabilidade como grupo-irmão de Lepidoptera, desde os trabalhos de Tillyard (1935) e Ross (1967), passando por análises filogenéticas como Hennig (1969; 1981), Kristensen (1991), Wheeler et al. (2001) e Kjer (2004), entre tantos outros (para revisão veja Morse, 1997a). O clado Amphiesmenoptera (Trichoptera + Lepidoptera) tem mais de 20 sinapomorfias (21 com dados morfológicos apenas em Kristensen, 1984) e a adição de
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novos dados vem aumentando a lista de homologias. O caráter bastante notável na cladogênese de Amphiesmenoptera é a permeabilidade da parede da casa da pupa, sendo a parede semipermeável uma sinapomorfia de Trichoptera, o que provavelmente capacitou o ancestral de Trichoptera a invadir o ambiente aquático e fez da ordem a primeira e única, entre os Holometabola, apresentar estágio pupal aquático.
Os tricópteros são classificados tradicionalmente em quatro subordens: Protomeropina (=Permotrichoptera, segundo Eskov & Sukatcheva, 1997), Annulipalpia, Spicipalpia e Integripalpia. Protomeropina é composta de táxons fósseis (Permiano) e de posicionamento bastante controverso, algumas vezes, considerados representantes de Amphiesmenoptera stem group outras de grupos mais distantes filogeneticamente (Morse, 1997a).
Segundo Morse (1997a), a vitalidade da discussão filogenética na tricopterologia, especialmente após 1967, é evidente pela alta qualidade e elevado número de publicações, ainda que tenha havido uma contínua divergência de opiniões sobre o posicionamento e a monofilia dos táxons. Entretanto, os nomes e a composição dos táxons (Annulipalpia e Integripalpia) atualmente em discussão remontam aos trabalhos de Ulmer (1912) e, principalmente, de Martynov (1924).
Ulmer (1912) dividiu Trichoptera em três grandes grupos, dois dos quais sendo Integripalpia (como considerado hoje) e Annulipalpia, neste último foram colocados Hydroptilidae e Rhyacophilidae como ramos basais.
A classificação dos Trichoptera feita por Martynov (1924) incluiu 16 famílias, sendo estas dispostas em duas subordens: Annulipalpia e Integripalpia. Annulipalpia continha Rhyacophilidae, Hydroptilidae, Philopotamidae, Stenopsychidae, Polycentropodidae, Psychomiidae, Arctopsychidae e Hydropsychidae, enquanto Integripalpia era composto por Calamoceratidae, Odontoceridae, Molannidae, Leptoceridae, Phryganeidae, Limnephilidae, Beraeidae e Sericostomatidae. Este sistema classificatório foi aceito por vários autores, entre os quais Milne & Milne (1939), Lepneva (1966) e Ulmer (1957).
Ross (1956, 1967) altera a classificação de Martynov principalmente pela transferência de Rhyacophilidae, Glossosomatidae e Hydroptilidae para a subordem Integripalpia, além de reconhecer três superfamílias: Hydropsychoidea, Rhyacophiloidea e Limnephiloidea. Ross (1967) transferiu Rhyacophiloidea (incluindo
