DETERMINAÇÃO DE ÁCIDOS ORGÂNICOS EM AMOSTRAS DE
ÁGUA CONATA POR ELETROFORESE CAPILAR
Aluno: Lívya Castelo Branco Orientador: Tatiana D.Saint’Pierre
Introdução
O principal resíduo ligado à atividade de extração do petróleo é a água associada ao óleo produzido, seja aquela pré-existente, conhecida como água conata ou aquela introduzida no processo de extração. A água conata pode conter alta salinidade e presença de metais pesados em percentuais variados. Isto a torna um poluente de difícil descarte, agravando-se pela grande quantidade produzida. O controle da acidez do meio também é importante para evitar a corrosão dos tubos durante a extração de petróleo. A eletroforese capilar é uma técnica que possui alta eficiência de separação, pois possibilita separar espécies neutras, positivas ou negativas em uma única análise, tornando-se um método alternativo em relação a outros, como a cromatografia iônica. A cromatografia de troca iônica melhora a separação, porém as colunas são caras e, no caso de amostras salinas, podem ocorrer problemas devido à interferência da alta concentração de cloreto de sódio e perda de sensibilidade causada, principalmente, pela sobrecarga da coluna. Neste trabalho, a eletroforese capilar foi utilizada como técnica analítica para determinação indireta no UV de sete ácidos orgânicos (oxálico, fórmico, málico, succínico, acético, láctico e propanóico).
Materiais e Métodos Experimentais A. Reagentes, materiais, soluções
As soluções aquosas foram preparadas utilizando-se água ultra pura (resistividade
menor que 18 MΩ cm-1
a 25 °C) obtidas através de um sistema de purificação de água Milli-Q
(Millipore, Bedford, EUA).
As soluções padrão de acetato, oxalato, formiato e propionato foram da marca Fluka (Alemanha). Os padrões de malato, succinato e lactato compõem uma mistura para teste da Agilent Technologies (Waldbronn, Alemanha), assim como, a solução tampão para ácidos
orgânicos pH 5,6 a 20 °C e absorção UV (200 a 800 nm).
Soluções tampão de ftalato foram preparadas a partir de hidrogeno ftalato de potássio (C8H5KO4) e de ácido ftálico (C6H4(COOH)2), ambos da Merck (Darmstadt, Alemanha). O
ajuste do pH no valor desejado foi com a solução de hidróxido de sódio 0,1 ou 1,0 mol L-1, da Agilent Technologies. O inversor do FEO utilizado CTAB foi da Aldrich (Alemanha). Todas as soluções utilizadas em eletroforese foram previamente passadas por filtros de membrana de porosidade 0,45 μm da marca Sartorius (Alemanha). Os capilares utilizados para a separação eletroforética tinham 75 µm de d.i., sendo
fabricados pela Agilent Technologies. O corte do capilar no tamanho ideal, a remoção do revestimento de poliamida para abrir a janela de detecção e as extremidades do capilar que ficam em contato com as soluções do eletrólito de corrida que fecham o circuito do sistema foram realizados no laboratório. As soluções foram colocadas em Vials de polipropileno (1 mL) para serem analisadas por CZE. Os pipetadores de volume fixo e de volume ajustável utilizados no preparo das soluções foram da Kacil (Pernambuco, Brasil).
Limpeza do Material
A limpeza dos Vials foi feita da seguinte forma: (i) lavagem com água corrente; (ii) imersão em solução de Extran 10% v/v por um período mínimo de 24 h; (iii) lavagem com água destilada; (iv) imersão em solução aquosa de ácido nítrico 10% v/v, também por um período mínimo de 24 h; (v) lavagem com água destilada e posteriormente com água ultra pura e (vi) secos e mantidos em recipiente fechado.
Preparação das Amostras
Antes das análises, as amostras de água conata foram diluídas com água Milli-Q, no mínimo, na proporção 1:5, filtradas no filtro de membrana de porosidade 0,45 μm e degaseificadas em banho de ultrassom.
B. Determinação por Eletroforese Capilar
Os experimentos foram realizados em um sistema para eletroforese capilar modelo HP-CE 3D da Agilent Technologies, equipado com detector UV-Vis (Figura 1).
Este equipamento possui um detector espectrofotométrico do tipo de arranjo de diodos que opera na faixa de 190 a 600 nm, um carrossel com 48 posições para posicionamento dos Vials de vidro ou de polipropileno, controlador de temperatura, um sistema automático de injeção de amostra e um programa de aquisição e tratamento de dados desenvolvido pela
Agilent Technologies.
As análises foram conduzidas no capilar de sílica fundida de 60 cm de comprimento total e 75 µm de d.i., e que foi adaptado em um cassete (Figura 2). A detecção foi diretamente no capilar, onde a janela óptica foi feita.
Figura 2. Cassete e capilar para detecção UV
Equipamentos auxiliares
As pesagens foram realizadas em uma balança analítica da marca Toledo modelo AR2140 (São Bernardo do Campo, Brasil). Todas as soluções, antes de serem levadas ao equipamento de CE, eram degaseificadas em banho de ultrassom modelo T50 (Thornton, São Paulo, Brasil). As medições de pH foram realizadas em um pHmetro Metrohn, com eletrodo de membrana de vidro e que era calibrado com soluções-tampão de pH 4,00 e 7,00; ambas da marca Fluka (Alemanha).
Metodologia
O condicionamento dos capilares era realizado previamente às injeções das soluções dos analitos, garantindo assim boas condições de operação, pois como os capilares são feitos de sílica fundida, existem nas paredes grupos silanóis que são ionizados, dependendo da solução utilizada no condicionamento. Quando o capilar era utilizado pela primeira vez, era necessário realizar o condicionamento da seguinte forma:
Passagem de solução 1,0 mol L-1 de NaOH por 10 minutos; Passagem de água Milli-Q por 10 minutos;
Passagem do tampão de separação por 20 minutos.
Entre as corridas, era realizada a passagem do tampão de separação por 4 minutos. No fim de cada dia de trabalho, o capilar foi limpo com a passagem de água Mili-Q durante 5 minutos.
Capilar Janela Óptica
Todas as soluções utilizadas em eletroforese foram previamente passadas por filtros de membrana de porosidade 0,45 μm e degaseificadas em banho de ultrassom.
A avaliação do desempenho da técnica de eletroforese capilar na separação dos ânions dos ácidos orgânicos foi iniciada com a análise de uma solução contendo os padrões (oxalato, formiato, malato, succinato, acetato, lactato e propionato), utilizando como eletrólito o tampão da Agilent com pH 5,6. As condições operacionais foram estabelecidas a partir do manual Agilent. A concentração dos ânions presentes foi de 10 mg L-1, exceto o propionato, cuja concentração foi de 20 mg L-1, pois o pico é de difícil visualização, devido a menor sensibilidade desse ânion nessas condições. A Figura 3 apresenta o eletroferograma de separação dos ânions em questão. Verifica-se uma boa separação entre eles, porém a
resolução entre os picos do acetato e lactato não foi totalmente satisfatória (picos “e” e “f”). A linha base está estável e os formatos dos picos estão bons, podendo ser visualizados como picos positivos, apesar da detecção indireta no UV
Figura 3. Eletroferograma de uma solução contendo os padrões de ânions orgânicos . (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e) Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
Na CE, a escolha do tampão de separação é extremamente importante para que se consiga uma boa resolução entre os picos. Desta forma, após avaliar o desempenho da técnica, foi realizado um estudo com um tampão alternativo, o ftalato, preparado no laboratório. Para isto,
min 4 4.25 4.5 4.75 5 5.25 5.5 5.75 6 6.25 mAU -50 -40 -30 -20 -10 0 10
DAD1 A, Sig=350,20 Ref=200,10 (180411000010.D)
4 .1 5 6 4 .7 5 7 5 .0 1 2 5 .3 9 2 5 .9 2 9 6 .0 7 1 6 .4 0 9
Tempo de migração (min)
A b so rvâ n ci a ( m A U ) a c d e f g
foi realizada a otimização dos diversos parâmetros que influenciam o processo eletroforético. Foram estudados os efeitos da concentração e pH do eletrólito de separação, da concentração do tensoativo CTAB e da voltagem.
Otimização da concentração do tampão de separação
O eletrólito escolhido foi o ftalato devido à natureza ácida dos analitos. Com pKa2 = 5,4, o ácido ftálico está adequado para ser utilizado em uma região de 3,4 a 7,4 (pKa2 ± 2), pois o ideal é que o eletrólito tenha uma boa capacidade tamponante durante a corrida. Porém, antes da otimização, foi realizado um estudo para conhecer a melhor opção de trabalho: (I) 15 mmol L-1 ácido ftálico; (II) 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio ou (III) 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio. Em todas as corridas a
concentração dos ácidos orgânicos foi mantida em 20 mg L-1, a concentração do tensoativo CTAB, como modificador do FEO, em 1,0 mmol L-1, o pH fixado em 5,6 e o capilar de sílica fundida utilizado com 60 cm de comprimento total e 75 µm de d.i. A Figura 4 apresenta os eletroferogramas característicos obtidos neste estudo.
Observa-se, na Figura 4, que na condição I, os perfis de pico do acetato (e) e do propionato (g) não ficaram bem definidos, dificultando sua integração. Verifica-se que a melhor separação entre os sete ânions é na condição II. Na condição III, não há uma boa separação entre os ânions acetato (e) e lactato (f), além disso, não é possível visualizar o pico referente ao propionato (g). Desta forma, escolheu-se realizar as separações utilizando-se a solução composta por ácido ftálico e hidrogenoftalato de potássio.
Figura 4. Eletroferogramas da separação dos ânions dos ácidos orgânicos. Tensoativo 1,0 mmol L-1 CTAB e pH 5,6. I = 50 mbar/5 s, V = - 10 kV, T = 25 °C e detecção indireta com λ = 350/20 nm e λref. = 230/20 nm. Variação da composição do eletrólito (I) 15 mmol L-1 ácido
ftálico, (II) 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio e (III)15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio. Picos: (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e) Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
Verificada que a melhor condição para a separação é a utilização de ácido ftálico e hidrogenoftalato de potássio, foi realizado um estudo para avaliar a influência da
min 9 10 11 12 13 14 15 mAU 200 210 220 230 240 250 260 270 280 290
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (210911000002.D)
1 0 .0 0 2 1 0 .4 0 9 1 1 .2 2 1 1 2 .0 2 7 1 3 .3 2 0 1 3 .7 5 4 1 4 .8 3 2 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (210911000004.D)
1 0 .0 6 4 1 1 .3 7 8 1 2 .4 1 7 1 3 .3 6 5 1 5 .0 7 1 1 5 .6 7 1 1 6 .8 5 4 min 10 11 12 13 14 mAU -20 -10 0 10 20
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (210911000005.D)
9 .8 6 6 1 0 .4 4 7 1 1 .3 0 1 1 2 .2 3 4 1 3 .5 3 2 1 3 .8 2 2 A b s o rvâ n ci a ( m A U ) b I II III
Tempo de migração (min) b c a d e f g a c d e f g a b c d e f
concentração do tampão de separação. Fixando o pH do tampão em 5,6 e a concentração do tensoativo CTAB em 1,0 mmol L-1, variou-se a concentração da solução tampão dentro de uma faixa de 5 a 20 mmol L-1. A Figura 5 mostra os eletroferogramas obtidos. De acordo com os resultados, escolheu-se a concentração de 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1
hidrogenoftalato de potássio (condição III) para a solução tampão, pois apresentou uma boa resolução dos picos dos sete ânions.
Figura 5. Eletroferogramas da separação dos ânions dos ácidos orgânicos. Tensoativo 1,0 mmol L-1 CTAB e pH 5,6. I = 50 mbar/5 s, V = - 10 kV, T = 25 °C e detecção indireta com λ = 350/20 nm e λref. = 230/20 nm. Variação da concentração do ácido ftálico e hidrogenoftalato
de potássio. (I) 5 mmol L-1, (II) 10 mmol L-1, (III) 15 mmol L-1 e (IV) 20 mmol L-1. Picos: (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e) Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
min 10 10.5 11 11.5 12 12.5 13 13.5 14 14.5 mAU 40 60 80 100 120 140
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (270911000001.D)
1 0 .5 0 1 1 0 .7 9 5 1 1 .4 0 0 1 2 .4 7 0 1 2 .9 3 0 1 3 .6 2 9 min 9 10 11 12 13 14 15 16 mAU -100 -80 -60 -40 -20 0 20 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (270911000003.D)
9 .9 3 0 1 1 .0 9 6 1 2 .1 0 8 1 3 .1 3 6 1 4 .7 4 7 1 5 .2 0 3 1 6 .5 7 6 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -30 -20 -10 0 10 20 30 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (270911000004.D)
1 0 .2 3 6 11 .5 8 3 1 2 .6 9 7 1 3 .7 1 4 1 5 .4 7 4 1 6 .0 5 0 1 7 .3 5 8 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20 30
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (270911000007.D)
1 0 .3 8 0 1 1 .7 0 0 1 3 .0 5 4 1 4 .3 0 7 1 6 .0 4 2 1 6 .3 1 5 Abs or vâ nc ia (mAU)
Tempo de migração (min) a b c d e f a b c d e f g a b c d e f g a b c d e f I II III IV
Otimização da concentração do tensoativo CTAB
Fixando o pH da solução tampão em 5,6 e a concentração em 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, variou-se a concentração do tensoativo CTAB em uma faixa de 0,2 a 1,0 mmol L-1. Os resultados são apresentados na Figura 6, onde se observa que a
concentração de 0,2 mmol L-1 (condição I) para o tensoativo CTAB já permite uma boa separação dos sete picos. Desta forma, escolheu-se esta concentração, pois em qualquer método analítico, o ideal é consumir o mínimo de reagente que garanta uma boa análise.
Figura 6. Eletroferogramas da separação dos ânions dos ácidos orgânicos. Tampão: 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, pH 5,6. I = 50 mbar/5 s, V = - 10 kV, T = 25 °C e detecção indireta com λ = 350/20 nm e λref. = 230/20 nm.
Variação da concentração do tensoativo CTAB (I) 0,2 mmol L-1, (II) 0,5 mmol L-1, (III) 0,8 mmol L-1 e (IV) 1,0 mmol L-1. Picos: (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e) Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20 30
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (280911000001.D)
1 0 .0 5 8 1 1 .4 0 8 1 2 .5 1 0 1 3 .5 8 7 1 5 .2 9 5 1 5 .7 7 1 1 7 .1 2 4 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20 30
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (280911000003.D)
1 0 .0 8 9 1 1 .3 7 0 1 2 .4 6 2 1 3 .4 4 7 1 5 .1 6 1 1 5 .7 3 3 1 6 .9 8 6 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20 30
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (280911000007.D)
1 0 .2 4 4 1 1 .6 1 4 1 2 .7 2 8 1 3 .7 8 5 1 5 .5 6 2 1 6 .1 0 0 1 7 .4 7 4 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -30 -20 -10 0 10 20 30 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (270911000004.D)
1 0 .2 3 6 11 .5 8 3 1 2 .6 9 7 1 3 .7 1 4 1 5 .4 7 4 1 6 .0 5 0 1 7 .3 5 8
Tempo de migração (min)
Abs or vâ nc ia (mAU) a b c d e f g a b c d e f g a b c d e f g a b c d e f g I II III IV
Otimização do pH do tampão de separação
Dentre os parâmetros de otimização, o mais importante é o pH do tampão de separação, pois dependendo do seu valor, as espécies podem estar presentes em solução como cátions, ânions ou como espécies neutras e migrarão de acordo com o pH do meio. Na Tabela 1, estão os valores de pKa dos ácidos orgânicos estudados neste trabalho. Observa-se que, para permitir a separação de todos os ânions dos ácidos orgânicos (oxálico, fórmico, málico, succínico, acético, láctico e propanóico), é necessário que o pH do meio esteja acima de 5,1, pois a partir deste pH, todos os ácidos estarão totalmente dissociados.
Tabela 1: Valores dos pKa dos ácidos orgânicos estudados neste trabalho.
Ácido pka1 pka2
oxálico 1,25 4,27 fórmico 3,75 málico 3,46 5,10 succínico 4,19 acético 4,75 láctico 3,85 propanóico 4,87
Desta forma, variou-se o pH do tampão de separação em uma faixa de 5,2 a 6,0, mantendo constante a concentração da solução em 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, e 1,0 mmol L-1 de CTAB. Verifica-se pela Figura 7, que no pH = 5,2 e pH = 5,4, os ânions malato e propionato não são visualizados. Uma justificativa seria que os ácidos málico e propanóico possuem os maiores pKa entre os outros, como pode ser observado na Tabela 1. Desta forma, em pH mais baixo, as concentrações desses ânions livres em solução não são suficientes para serem detectadas. No pH = 6,0, a resolução dos picos não é satisfatória, além do ânion oxalato não ser visualizado. Escolheu-se realizar as separações em pH = 5,6, pois há uma boa separação dos sete ânions dos ácidos orgânicos. O pH = 5,8, também fornece uma resolução satisfatória, porém, quanto maior o pH, maior o risco do aumento de corrente durante a corrida e, consequentemente, da temperatura.
Figura 7. Eletroferogramas da separação dos ânions dos ácidos orgânicos. Tampão: 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, contendo 0,2 mmol L-1 CTAB. I = 50 mbar/5 s, V = - 10 kV, T = 25 °C e detecção indireta com λ = 350/20 nm e λref. = 230/20 nm. Variação do pH do tampão de separação (I) 5,2, (II) 5,4, (III) 5,6, (IV) 5,8 e (V) 6,0. Picos: (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e) Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
min 8 10 12 14 16 mAU 50 60 70 80 90 100 110
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (300911000001.D)
1 0 .0 7 6 1 1 .3 0 9 1 2 .9 1 8 1 4 .5 3 7 1 6 .0 0 9 min 8 10 12 14 16 mAU -20 -10 0 10 20 30 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (300911000003.D)
1 0. 11 6 1 1. 33 3 1 2. 70 5 1 4. 06 7 1 5. 66 2 min 10 11 12 13 14 15 16 17 mAU -20 -10 0 10 20 30
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (280911000001.D)
1 0 .0 5 8 1 1 .4 0 8 1 2 .5 1 0 1 3 .5 8 7 1 5 .2 9 5 1 5 .7 7 1 1 7 .1 2 4 min 8 10 12 14 16 mAU -20 -10 0 10 20 30 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (300911000004.D)
1 0 .2 6 5 1 1 .5 1 3 1 2 .4 7 0 1 3 .1 3 3 1 4 .9 8 7 1 5 .9 8 4 1 6 .7 1 6 min 8 10 12 14 16 mAU -20 -10 0 10 20 30 40
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (300911000005.D)
1 1 .5 6 0 1 2 .4 9 7 1 2 .8 3 5 1 4 .7 2 9 1 6 .0 3 3 1 6 .3 6 6 A b s o rvâ n ci a ( m A U )
Tempo de migração (min)
I V II III IV a b c d e f g a b c d e f g b c d e f g a a b b f f d e d e
Otimização da voltagem
A voltagem é um importante parâmetro na separação eletroforética, pois o seu aumento progressivo durante a corrida pode acarretar em um superaquecimento interno na solução, ocasionando o efeito joule, ou seja, a formação de correntes de convecção dentro do capilar que causa uma mistura das bandas já separadas, resultando na dispersão do pico. Além disso, a voltagem influencia no tempo de corrida e na resolução dos picos. Por isto, realizou-se um estudo entre voltagem aplicada e a corrente derealizou-senvolvida no interior do capilar, em quatro diferentes temperaturas. Os resultados são apresentados na Figura 8, onde se verifica que conforme há um aumento na temperatura, o desvio da linearidade se acentua. A fim de evitar perda da linearidade da curva, escolheu-se trabalhar com a T = 22 °C, pois nesta temperatura é possível realizar corridas com voltagens mais elevadas e tempos de migração reduzidos.
Figura 8. Função característica de voltagem x corrente em diferentes temperaturas. Eletrólito: solução tampão de 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, contendo 0,2 mmol L-1 CTAB (pH = 5,6). Equipamento HP-CE 3D.
T = 20 °C T = 22 °C T = 25 °C T = 30 °C
Com o objetivo de reduzir o tempo de análise, foi realizado um estudo variando a voltagem, a T = 22 °C. Observou-se que aumentando a voltagem para 20 kV, o tempo de cada corrida foi reduzido à metade, porém sem comprometer a separação entre os picos dos ânions estudados. A Figura 9 apresenta o eletroferograma obtido na separação dos sete ânions dos ácidos orgânicos após a otimização de todos os parâmetros relacionados à separação eletroforética.
Figura 9. Eletroferograma da separação dos ânions dos ácidos orgânicos. Tampão: 15 mmol L-1 ácido ftálico + 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, contendo 0,2 mmol L-1 CTAB, pH = 5,6. I = 50 mbar/5 s, V = - 20 kV, T = 22 °C e detecção indireta com λ = 350/20 nm e λref. = 230/20 nm. Picos: (a) Oxalato, (b) Formiato, (c) Malato, (d) Succinato, (e)
Acetato, (f) Lactato e (g) Propionato.
min 4.5 5 5.5 6 6.5 7 7.5 mAU -80 -60 -40 -20 0 20 40 60
DAD1 D, Sig=350,20 Ref=230,20 (071011000008.D)
4 .6 2 6 5 .2 2 8 5 .6 9 5 6 .1 1 7 6 .9 2 9 7 .2 2 5 7 .7 4 8 Abs or vâ nc ia (mAU)
Tempo de migração (min)
Resultados e Discussão
Comparação dos resultados de acetato em amostras de água conata obtidos por dois métodos independentes (Eletroforese capilar e Cromatografia iônica)
A CZE é uma técnica de separação que oferece muitas vantagens para a determinação de ânions orgânicos em matrizes aquosas quando comparada a IC, como por exemplo, rapidez e separações altamente eficientes. No trabalho desenvolvido pela pesquisadora Fonseca (2007), observa-se que na determinação dos ácidos orgânicos por IC, os tempos de análise passam de 21 minutos. O pico de acetato, por exemplo, encontra-se no intervalo de tempo de 15 a 16 minutos. Já na CZE, o tempo de migração do acetato fica em torno de 7 minutos. Além disso, na CZE apenas um pequeno volume de amostra e pequenas quantidades de eletrólitos são necessários para realizar uma análise. No caso deste trabalho, os vials
utilizados continham aproximadamente 500 µL de solução. Este consumo baixo de reagentes, minimiza o desperdício e a quantidade de rejeitos produzidos. A Tabela 2 apresenta a
comparação dos resultados obtidos por CZE, utilizando a metodologia desenvolvida com o tampão de ftalato, e IC para as concentrações de acetato em amostras de água conata. Desta forma, a CZE torna-se uma alternativa bem atraente, visto suas vantagens.
Tabela 2: Comparação dos resultados de acetato em amostras de água conata por dois métodos independentes (CZE e IC).
Concentração de acetato (mg L -1)
Amostra Eletroforese Capilar Cromatografia Iônica
14-o04 5,60 ± 0,09 5,49 15-o02 6,50 ± 0,07 6,38 o103-10 137,43 ± 1,22 138,25 o110-11 315,32 ± 5,04 316 o04/11-12 4,26 ± 0,22 4,1 o105-14 4,63 ± 0,16 4,81 o104-14 4,78 ± 0,05 4,8
Como estas amostras contém alta concentração salina, era necessário diluí-las significante, pois o íon cloreto presente em grande concentração, interfere na visualização dos outros picos. (Figura 10 e Figura 11)
Figura 10: Cloro em alta concentração e 20 ppm dos ácidos orgânicos (oxálico, fórmico, málico, succínico, acético, láctico e propanóico).
Figura 11: Cloro 5x diluído e 20 ppm dos ácidos orgânicos (oxálico, fórmico, málico, succínico, acético, láctico e propanóico).
Visto isto, uma alternativa foi a pré-separação do íon cloreto das amostras com a utilização de filtro de nitrato de prata que tem a capacidade de reter 96,4% do cloreto. Analisando as soluções padrão dos ácidos orgânicos estudados, passadas ou não no filtro, verificou-se que a área de cada um não se alterava, tendo apenas o cloreto retido. Desta forma, os parâmetros analíticos de méritos não mudaram (Figura 12).
Figura 12. 20 ppm dos ácidos orgânicos (oxálico, fórmico, málico, succínico, acético, láctico e propanóico) e 100 ppm de Cloro.
A vantagem do filtro é eliminar grande parte do cloreto, permitindo analisar amostras de água conata sem ter que diluí-las e também diminuir o tempo de análise, pois retendo grande parte do cloreto, diminuo a força iônica da solução (Figura 13 e Figura 14)
Figura 14. Amostra de água conata, não diluída, passada pelo filtro de prata.
Resultados e Discussão
Um estudo sistemático de diversos parâmetros experimentais resultou nas seguintes condições otimizadas para a separação destes ácidos: tampão de 15 mmol L-1 ácido ftálico e 15 mmol L-1 hidrogenoftalato de potássio, contendo 0,2 mmol L-1 CTAB como modificador do fluxo eletro-osmótico, pH 5,6, tempo de injeção hidrodinâmica 5 s a 50 mbar, voltagem aplicada - 20 kV e temperatura 22 °C. O método mostrou-se linear nas concentrações até 50 mg L-1 (oxalato, malato, succinato, acetato), até 30 mg L-1 (formiato), até 20 mg L-1 (lactato) e até 40 mg L-1 (propionato). As curvas analíticas apresentaram comportamento linear, sendo o acetato o analito de maior sensibilidade e o oxalato o de menor sensibilidade. Os limites de detecção variaram de 0,61 a 2,05 mg L-1, e os limites de quantificação de 0,66 a 2,24 mg L-1. Os desvios padrão relativos para o tempo de migração e área do pico variaram de 0,3 a 0,8% e de 0,3 a 5,8%, respectivamente. O método foi aplicado em amostras de água conata e os resultados concordantes com os da técnica de cromatografia iônica. O método desenvolvido foi rápido, sensível e adequado para determinação de ácidos orgânicos em amostras de água conata. A utilização do filtro de prata aperfeiçoa a análise, pois não há necessidade de fazer a diluição das amostras e o tempo de análise diminui.
Referências
1 - C. W. Klampfl. Electrophoresis 28:3362, 2007.
2 - OGP. The International Association of Oil & Gas Producers. In: Report 364 (fev.):36, 2005.
