UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE FACULDADE DE ODONTOLOGIA
INFLUÊNCIA DA ESPESSURA, COR E PROCESSO DE POLIMENTO NA RUGOSIDADE E ADESÃO DE MICRORGANISMOS EM PLACAS PARA
CONFECÇÃO DE PROTETOR BUCAL: ESTUDO IN VITRO
Niterói 2016
UNIVERSIDADE FEDERAL FLUMINENSE FACULDADE DE ODONTOLOGIA
INFLUÊNCIA DA ESPESSURA, COR E PROCESSO DE POLIMENTO NA RUGOSIDADE E ADESÃO DE MICRORGANISMOS EM PLACAS PARA
CONFECÇÃO DE PROTETOR BUCAL: ESTUDO IN VITRO
MARIANE HEMERLY ALMEIDA
Dissertação apresentada à Faculdade de Odontologia da Universidade Federal Fluminense, como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre, pelo Programa de Pós-Graduação em Odontologia.
Área de Concentração: Clínica Odontológica
Orientador: Profa. Dra. Lívia Azeredo Alves Antunes
Co-orientador: Prof. Dr. Leonardo dos Santos Antunes
Niterói 2016
FICHA CATALOGRÁFICA
A 447 Almeida, Mariane Hemerly
Influência da espessura, cor e processo de polimento na rugosidade e adesão de microrganismos em placas para confecção de protetor caL: estudo in vitro. / Mariane Hemerly Almeida; orientadora: Prof. Dra. Lívia Azeredo Alves Antunes, coorientador: Prof. Dr. Leonardo dos tos – Niterói: [s.n.], 2016
43f.:il.
Inclui tabelas.
Dissertação ( Mestrado em Clínica Odontológica) – Universidade Federal Fluminense, 2016.
Bibliografia: f. 38-41.
1. Materias dentários. 2. Protetores bucais. 3. Microscopia eletrônica de varredura. 4. Técnicas in vitro. I. Antunes, Lívia Azevedo Alves [orien] II. Santos, Leonardo dos [coorien.]. III. Título.
BANCA EXAMINADORA
Profa. Dra. Lívia Azeredo Alves Antunes Instituição: Universidade Federal Fluminense
Decisão: _________________________Assinatura: ________________________ Prof. Dr. Marlus Roberto Rodrigues Cajazeira
Instituição: Universidade Federal Fluminense
Decisão: _________________________Assinatura: ________________________
Profa. Dra. Luciana Pomarico Ribeiro
Instituição: Universidade Federal do Rio de Janeiro
DEDICATÓRIA
Aos meus pais, Douglas e Zélia Cristina, que me ensinaram agir com respeito, simplicidade, dignidade, honestidade e amor ao próximo e as minhas irmãs, Luane e Lays. Tudo que consegui só foi possível graças ao amor, apoio e dedicação que vocês sempre tiveram por mim. E graças à união de todos, os obstáculos foram ultrapassados. vitórias foram conquistadas e alegrias divididas. Agradeço pela paciência e compreensão com minha ausência durante essa jornada. Essa conquista é nossa! Muito obrigada! Amo vocês!
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus por permitir que tudo transcorresse na perfeita harmonia com minha família durante o período de permaneci longe.
Agradeço aos meus orientadores, professora Doutora Lívia Azeredo Alves Antunes e professor doutor Leonardo Antunes, a oportunidade de tê-los como orientadores de projetos, Trabalho de Conclusão de Curso e Mestrado, sou eternamente grata a tudo que me ensinaram. Agradeço pela confiança, amizade, conselhos e paciência. Obrigada!
A Professora Doutora Natália Iório e o Professor Doutor Helvécio Póvoa, que me auxiliaram no Laboratório de Microbiologia Experimental, pelos seus conhecimentos, que me forneceram a base para construção desse trabalho.
Ao Professor Doutor Marlus Cajazeira pela gentileza de ter me ajudado e me guiado no decorrer do estudo. Foi de grande valia!
Ao professor e Doutor Gláucio Serra por ter fornecido esclarecimentos e o rugosímetro, fundamental para o estudo.
A Doutora Geovana Ceschim por ter dado início a realização do trabalho.
A Professora Doutora Cátia Fernades do Centro de Microscopia, do Instituto de Química da UFF e ao Laboratório de Ultraestrutura Celular Hertha Meyer da UFRJ, por ter dado o apoio necessário durante a preparação das amostras e análises presente no estudo.
Aos demais professores da minha pós-graduação, pelos ensinamentos. À CAPES pela concessão de bolsa que permitiu a realização desse estudo.
Aos meus amigos de turma de Mestrado, foi extremamente enriquecedor conhecer e conviver com cada um de vocês.
A minha amiga Tamiris Gomes por ter me apoiado e ajudado emocionalmente e também profissionalmente, durante a realização do trabalho.
A toda minha família pelo apoio, torcida e confiança que sempre depositam em mim. Obrigada!
Às demais pessoas que contribuíram direta ou indiretamente na elaboração deste trabalho, o meu muito obrigada!
RESUMO
Almeida MH. Influência da espessura, cor e processo de polimento na rugosidade e adesão de microrganismos em placas para confecção de protetor bucal: Estudo in
vitro. [dissertação]. Niterói: Universidade Federal Fluminense, Faculdade de
Odontologia; 2016.
A rugosidade superficial de materiais odontológicos pode dificultar a limpeza, facilitar a retenção de sujeira e acúmulo de microrganismos. Assim, este estudo objetivou avaliar se espessura, cor e processo de polimento influenciam na rugosidade superficial das placas de Etileno Acetato de Vinila (EVA) e no número de microrganismos aderidos. Placas de EVA, após termoplastificadas, foram cortadas (5 x 5mm) originando 180 corpos-de-prova (CP) divididos em grupos de acordo com: espessura (G1 = 2 mm ; G2 = 3 mm; G3 = 4 mm); cor (G4 = pretas; G5 = brancas); e tipo de polimento (G6 = ScheuTM; G7 = ScheuTM mais soprador de ar; G8 = ErkodentTM; G9 = ErkodentTM mais soprador de ar). A análise da rugosidade foi obtida pela média de 3 leituras em Ra, Rq e Rz (Teste Oneway anova, teste de Tukey, p<0,05). Sete CP de cada grupo (n= 63) foram inoculados com um “pool” de saliva por 2 h para promover a adesão microbiana, e em seguida definidas o número de Unidades Formadoras de Colônia (UFCs) aderidas (teste Oneway anova, p<0,05). A morfologia das superfícies relacionada a adesão dos microrganismos e aos processos de polimento foram avaliadas por Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV). Apenas o parâmetro polimento demonstrou relação estatística para rugosidade e os grupos com menor rugosidade superficial foram G2, G7 e G9. A contagem do número de UFCs não apresentou relação estatística independente do parâmetro avaliado. A MEV caracterizou adesão microbiana e que o tratamento da superfície com broca associada ao soprador de ar quente apresentou maior lisura. Conclui-se que o polimento influenciou na rugosidade sendo o sistema de polimento ScheuTM e ErkodentTM associadas ao soprador de ar os mais efetivos para diminuir a rugosidade superficial, sem influência no número de microrganismos aderidos.
Palavras-chave: Materiais Dentários; Protetores bucais; cor; Microscopia Eletrônica de Varredura; técnicas in vitro
ABSTRACT
Almeida MH. Influence of thickness, color and polishing process on surface roughness and microrganism adhesion of sheets to make mouth protectors: in vitro study.[dissertation]. Niterói: Universidade Federal Fluminense, Faculdade de Odontologia; 2016.
The surface roughness of dental materials can make cleaning difficult, thus facilitating retention of food debris and accumulation of microorganisms. Therefore, this study was aimed to assess whether thickness, colour and polishing process have influence on both surface roughness of plates made of ethylene vinyl acetate (EVA) and amount of microorganisms adhered to them. After thermoplastification, the EVA sheets were cut (5 x 5 mm) to yield a total of 180 samples, which were then divided into nine groups according to thickness (G1 = 2 mm; G2 = 3 mm, and G3 = 4 mm), colour (G4 = black and G5 = white) and type of polishing (G6 = ScheuTM, G7 = ScheuTM plus hot-air burner, G8 = ErkodentTM, and G9 = ErkodentTM plus hot-air burner). Analysis of roughness was performed by using the mean value of three readings for parameters Ra, Rq and Rz (one-way ANOVA test and Tukey’s test, P < 0.05). Seven samples of each group (n = 63) were inoculated with saliva for two hours in order to promote microbial adhesion and then the number of colony forming units (CFUs) was determined (one-way ANOVA test, P < 0.05). The surface morphology related to microbial adhesion and polishing process was assessed by means of scanning electronic microscopy (SEM). Only the polishing parameter was found to be statistically related to roughness, with groups G2, G7 and G9. The CFU counting was not found to be statistically independently of parameter assessed. SEM analysis showed microbial adhesion and the treatment of the surface using drill associated with the hot air blower promote more smoother. It was concluded that both Scheu and Erkodent systems, in association with hot-air burner, were effective in decreasing the surface roughness without influencing the amount of adhered microorganisms.
Keywords: Dental materials, mouth protectors, color, Bacterial Adhesion, Scanning, Electron, Microscopy; in Vitro Techniques
LISTA DE QUADROS
Quadro 1: Distribuição dos grupos (dissertação)---20
Quadro 1: Descrição do tipo de polimento (Artigo) ---42
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Relação entre as médias da rugosidade (Ra, Rq e Rz) e desvio padrão dos grupos experimentais de acordo com a espessura e cor. ---44
Tabela 2: Relação entre as médias da rugosidade (Ra, Rq e Rz) e desvio padrão dos grupos experimentais de acordo com o polimento. ---45
Tabela 3: Média e desvio padrão de adesão de microrganismo e relação com espessura, cor e polimento. ---46
LISTA DE FIGURAS DA METODOLOGIA.
Figura 1: Placa de EVA. ---19
Figura 2: Plastificadora a pressão Bioplast. Scheu-Dental.---20
Figura 3: Corpos-de-prova em EVA.---21
Figura 4: Broca de polimento ScheuTM (Broca DIMO-PRO).---21
Figura 5: Broca de polimento ErkodentTM (Broca Lisko-S).---21
Figura 6: Soprador de ar quente (Dremel). ---21
Figura 7: Descrição do tipo de polimento.---22
Figura 8: Rugosimetro portátil digital. ---23
Figura 9: Aferição das medidas em Ra, Rq e Rz. ---23
Figura 10: CPs fixados nas placas e esterilizadas por UV.---25
Figura 11: CPs sendo incubados. ---25
Figura 12: Tubos estéries com CPs. ---25
Figura 13: Meios de BHI que foram inoculados e incubados. ---26
Figura 14: Câmera de ponto crítico.---27
Figura 15: Metalizador.---28
LISTA DE FIGURAS DO ARTIGO PRODUZIDO.
Figura 1: Análise da morfologia superficial da adesão de microrganismos: Fotomicrografia de superfície com presença de colônias bacterianas com aspecto filamentar.---47
Figura 2: Análise da morfologia superficial da placa de EVA sem tratamento de superfície: fotomicrografia apresenta de superfície lisa. ---47
Figura 3: Análise da morfologia superficial do CP com tratamento da superfície utilizando o sistema de polimento por brocas: fotomicrografia apresenta de superfície altamente porosa. ---48
Figura 4: : Análise da morfologia superficial do CP com tratamento da superfície utilizando o sistema de polimento por brocas associado ao soprador de ar quente: fotomicrografia apresenta superfície sem muitas irregularidades. ---48
LISTA DE ABREVIACOES E SIGLAS
EVA – Etileno vinil acetato/ ethylene vinyl acetate MEV – Microscopia eletrônica de varredura SEM – Scannig Electron Microscopy
UFC – Unidade Formadora de Colônia CFU – Colony Forming Units
CP – Corpos-de-prova GT – Grupo teste G – Grupo / Group Mm – Milímetros Ml – Mililitros. µL – Microlitro. Min – Minuto.
CFU/ml – Colony Forming Units per milliliters Mm/s – Milímetros por segundo.
Mg/dl - Miligramas por decilitro. BHI – Brain Heart Infusion. UV - Ultra violeta.
pH - Potencial Hidrogeniônico. RPM – Rotação por minuto. kV - Kilovolt.
HTz – Hertz.
K – Ampliação de 1000 vezes.
Ra – Parâmetro de medição da rugosidade superficial. Rq - Parâmetro de medição da rugosidade superficial. Rz - Parâmetro de medição da rugosidade superficial.
LISTA DE SÍMBOLOS TM - Trade Mark ® - Registrado Ltda – Limitada. % - Porcentagem
CO2 - Dióxido de Carbono OC – Grau Celsius
SUMÁRIO
1.
INTRODUCÃO ---162.
METODOLOGIA ---192.1 Avaliação da rugosidade superficial de placas de EVA---19
2.1.1 Preparo dos corpos-de-prova ---19
2.1.2 Aferição da rugosidade superficial---22
2.2 Avaliação de microrganismos aderidos em placas de EVA---23
2.2.1 Voluntários e coleta das amostras de saliva ---23
2.2.2 Caracterização da amostra de saliva ---24
2.2.3 Quantificação e caracterização dos microrganismos presentes no biofilme----24
2.3. Avaliação morfológica superficial das placas de EVA com microrganismos---26
2.4. Avaliação morfológica superficial das placas de EVA após diferentes processos de polimento---28
2.5. Análise dos dados---29
2.5.1 Análise quantitativa---29 2.5.2 Análise qualitativa---29 3. ARTIGO PRODUZIDO---30 4. CONCLUSÃO---49 5. REFERÊNCIAS---50 6. ANEXO 1 ---53 7. APÊNDICE 1 ---54
16 1. INTRODUCÃO
A atividade física tem uma variedade de benefícios para o bem-estar pessoal, porém elas aumentam o risco de lesões orofaciais e / ou dentárias1. Estudos mostram que a prevalência de traumatismos em atletas varia de 9,8 % a 34,6% 2, 3, 4, 5 e que as principais causas são quedas e colisões com pessoas ou objetos 6, 7.
Adotar métodos preventivos contra as lesões orofaciais em esporte de alto impacto é essencial, uma vez que a lesão durante as atividades esportivas, dependendo da sua gravidade, pode excluir o atleta de competições importantes, com consequências pessoais e profissionais 8. A maioria dessas lesões podem ser prevenidas usando dispositivos de proteção, como protetores bucais, capacetes e máscaras protetoras 9.
O protetor bucal é um dispositivo utilizado a fim de proteger contra lesões orofaciais, durante atividades desportivas. Este dispositivo age na absorção de impacto dissipando a energia entre a mandíbula e maxila, reduzindo assim a gravidade dos ferimentos relacionados ao deslocamento da mandíbula, ao deslocamento da cabeça do côndilo, e trauma na articulação temporomandibular, além de prevenir injúrias dento-alveolares 10.
Há diversos tipos de protetores bucais, porém, recomenda-se o uso dos protetores confeccionados pelo cirurgião dentista, o individualizado, que proporcionam um elevado grau de conforto e mantem-se de forma segura na cavidade bucal durante a prática desportiva, oferecendo ao usuário capacidade de falar e respirar facilmente11, 12. Além disso, esse dispositivo de proteção bucal deve ser fabricado com material de fácil manipulação, flexível, inodoro e sem sabor 10.
O copolímero de etileno vinil acetato (EVA), é o material mais aplicado para a confecção de protetores personalizados10. Materiais como borracha de silicone, borracha natural, resina acrílica macia, e poliuretano são menos utilizados. O látex de borracha foi um material popular usado no início, que tem menor capacidade de absorção de choque, menor dureza, e menor resistência à tração do que o EVA ou poliuretano10. O EVA possui propriedades termoplásticas e garante a absorção e dissipação de forças de impacto13. Além
17 disso, a sua natureza não tóxica, sua elasticidade e facilidade de manipulação o tornam eminentemente aceitável como um material de proteção bucal 14.
A placa de EVA apresenta cores e espessuras diferenciadas. Agentes corantes adicionados as placas de EVA para a constituição de diferentes cores podem influenciar na temperatura crítica a ser alcançada na termoplastificação, uma vez que cores diferentes absorvem calor radiante em diferentes níveis, o qual, por sua vez, pode influenciar o nível de adaptação que é alcançado durante o processo de fabricação 15.
A espessura da placa de EVA está relacionada absorção de energia do choque do impacto e a capacidade de reduzir as forças transmitidas aos dentes16. Em áreas de alto impacto, como, as bordos incisais e as cúspides devem ter espessuras adequadas para cada tipo de esporte, uma vez que a capacidade de absorção de choque é melhorada pelo aumento da espessura14. A rugosidade superficial de materiais odontológicos, que pode ser definida como um conjunto de irregularidades, fundamentalmente saliências e reentrâncias, que caracteriza uma determinada superfície17, é amplamente estudada, observando a quantidade de biofilme dentário aderido sobre uma superfície rugosa em diferentes materiais odontológicos como porcelanas, implantes e materiais restauradores18; 19; 20; 21. Os procedimentos de polimento têm sido estudados para reduzir a rugosidade e observa-se que quando são ignorados ou realizados incorretamente, gera superfícies ásperas e com isso o aumento da rugosidade levando a uma maior adesão bacteriana 18.
A rugosidade influencia diretamente na adesão bacteriana, uma vez que superfície áspera facilita a formação de biofilme, por promover o aumento da área disponível para a adesão e principalmente, porque protege as bactérias dos mecanismos de controle e regulação da microbiota bucal, como fluxo salivar, mastigação, deglutição e procedimentos de higiene bucal 18; 22.
A presença prolongada do biofilme dentário sobre áreas rugosas apresenta implicações clínicas, pois no biofilme maduro é maior a presença de microrganismos patogênico 23, tornando-se a principal causa de doenças orais como inflamação periodontal e cárie dentária 20. A presença de processos infecciosos bucais podem ser determinantes no rendimento esportivo do atleta, afetando negativamente a formação e desempenho 24.
18 Na odontologia desportiva é escassa a literatura sobre o estudo da rugosidade do material que confecciona os protetores bucais. Assim, com base exposto, o objetivo deste trabalho foi avaliar se parâmetros como espessura, cor e polimento, influenciam na rugosidade superficial das placas de EVA e consequentemente no número de microrganismos aderidos. A hipótese testada é de que o processo de polimento influencia na rugosidade, e os demais parâmetros (cor e espessura) não influenciam na rugosidade superficial.
19 2 - METODOLOGIA
A metodologia deste estudo in vitro foi executada em 4 etapas: A) Avaliação da rugosidade superficial de placas de EVA; B) Avaliação de microrganismos aderidos em placas de EVA; C) Avaliação da morfologia superficial das placas de EVA com o microrganismo; D) Avaliação da morfologia superficial das placas de EVA após diferentes processos de polimento.
2.1 Avaliação da Rugosidade superficial de placas de EVA
2.1.1 Preparo das amostras:
Foram utilizadas placas de EVA (Bioplast®. Scheu-Dental.Iserlonh. Germany) (figura 1), sob uma placa de petri lisa em poliestireno descartável de 90x15 mm (CRAL Artigos para Laboratório Ltda, Cotias-SP) coberta por gesso para suporte a termoplatificação em uma plastificadora a pressão (BIOSTAR®.Scheu-Dental. Iserlonh. Germany) (figura 2) seguindo a temperatura, tempo e pressão preconizados pelo fabricante.
20 Figura 2: Plastificadora a pressão Bioplast®. Scheu-Dental.Iserlonh.
Em seguida, foram confeccionadas 180 corpos-de-prova (CP) com o EVA no tamanho 5 x 5 mm (figura 3) divididas em 9 grupos com 20 amostras cada de acordo com espessura, cor e tipo de polimento, conforme descrito no quadro 1.
Quadro 1: Distribuição dos grupos GRUPOS CARACTERISTICAS G1 CPs incolores de 2mm G2 CPs incolores de 3mm G3 CPs incolores de 4mm G4 CPs pretas de 3mm G5 CPs brancas de 3mm
G6 CPs incolores de 3mm com polimento ScheuTM
G7 CPs incolores de 3mm + ScheuTM + soprador de ar quente.
G8 CPs incolores de 3mm com polimento ErkodentTM
G9 CPs incolores de 3 mm + ErkodentTM + soprador de ar quente.
Legenda: CP: Corpo de prova; Azul: distribuição de acordo com a espessura; Rosa: distribuição de acordo com a cor; Verde: distribuição de acordo com o tipo de polimento.
21 Figura 3: Corpos-de-prova em EVA
Um único operador realizou o procedimento de polimento ScheuTM (figura 4), ErkodentTM (figura 5), e de ambos sistemas de polimento associados ao soprador de ar quente (figura 6) conforme descrito na figura 7.
Figura 4: Broca de acabamento Scheu TM (Broca DIMO PRO)
Figura 5: Broca de acabamento ErkodentTM (Broca Lisko-S)
22
Figura 7: Descrição do tipo de polimento: G6 - Utilizou a broca DIMO PRO (ScheuTM) acoplada a peça reta e sem pasta para polimento, atritando até revestir toda a superfície estudada; G7 - Após realizado o procedimento descrito para o G6, o soprador de ar quente foi aplicado direcionando o jato de ar por toda a superfície da placa; G8 - Utilizou a broca Lisko-S (ErkodentTM) acoplada a peca reta e sem pasta para polimento, atritando até revestir toda a superfície estudada; G9 - Após realizado o procedimento descrito para G8, o soprador de ar quente foi aplicado direcionando o jato de ar quente por toda a superfície da placa.
2.1.2 Aferição da rugosidade superficial:
Todos os CP (n=180) foram fixados em superfície plana e firme, para a mensuração da rugosidade superficial que foi efetuada utilizando rugosímetro portátil digital SJ-210 (Mitutoyo Sul Americana LTDA, Santo Amaro – SP) (figura 8). Um único avaliador aferiu três medidas em diferentes posições de cada amostra em uma distância de análise de 0.25mm em uma velocidade constante de 0,5mm/s a média da rugosidade superficial (Ra); o desvio médio quadrático (Rq) e somatório dos maiores picos e dos vales mais profundos (Rz) (figura 9).
23 Figura 8: Rugosímetro portátil digital
Figura 9: Aferição das medidas em Ra, Rq e Rz
2.2 Avaliação de microrganismos aderidos em placas de EVA 2.2.1 Voluntários e coleta das amostras de saliva
Esta etapa foi aprovada pelo Comitê de Ética em Pesquisa, sob parecer número 1.233.367 (Anexo 1). Os voluntários assinaram Termo de Consentimento Livre e Esclarecido (Apêndice 1) autorizando sua participação
24 no estudo. Quatro voluntários adultos, com boa saúde bucal, sem história de tratamento com antibióticos durante os últimos 6 meses, sem qualquer doença da glândula salivar ou sistêmica que poderia afetar a secreção salivar ou história de periodontite foram recrutados.
Para o processo de coleta, os voluntários foram instruídos a não consumir alimentos ou bebidas, exceto água durante uma hora antes da coleta de saliva. Durante o período de coleta, os indivíduos permaneceram sentados confortavelmente em um ambiente ventilado e iluminado. O volume de 5 ml de saliva não estimulada foram coletadas de cada voluntário em tubo graduado esterilizado. A saliva produzida nos primeiros 30 segundos foi descartada e, em seguida, foi coletada durante 5 minutos a cada 30 segundos25.
2.2.2 Caracterização da amostra de saliva.
A caracterização da saliva registou o fluxo salivar médio de 1,01 mL / min. A saliva (5 mL) de cada voluntário foi colocada em um tubo maior, o qual foi misturado, resultando em um “pool” com pH de 7,5, capacidade tampão de 5 mg / dL e um inoculo de 1,45x108 CFU / mL. A partir desta suspensão, 5,6x105, 1,6x105 e 7x101 CFU / mL de estreptococos do grupo mutans,
Lactobacillus spp. e Candida albicans foram identificados, respectivamente. 2.2.3 Quantificação e caracterização dos microrganismos presentes no biofilme
Inicialmente, os CP foram esterilizados por ultra-violeta (UV), onde cada face ficou exposta por 15 minutos, totalizando 90 minutos de exposição por CP (figura 10). Em seguida, foram fixados com ágar bacteriológico 2% (ISOFAR Industria e Comércio de Produtos Químicos Ltda. Duque de Caxias - RJ) em placas de 24 poços de poliestireno (KASVI, K12-024 Curitiba, PR, Brasil), adicionando-se cuidadosamente o ágar, deixando exposta, para a adesão dos microrganismos, somente a superfície estudada de cada CP.
25 Figura 10: Corpos-de-prova fixados nas placas e esterilizadas por UV.
Cada poço foi inoculado com 0,3 mL de saliva e 2,7 mL de caldo “Brain Heart Infusion” (BHI, Difco, Sparks, EUA) suplementado com 2% de sacarose (Isofar, Rio de Janeiro, RJ, Brasil). O sistema foi incubado em 5% CO2 durante 2h a 37oC, de modo a permitir a adesão de microrganismo sobre os CP. Sete amostras de cada grupo foram inoculadas (n=63), e outras três amostras de cada grupo (n= 27), foram selecionadas aleatoriamente para comporem o grupo teste (GT) e o grupo controle (GC). Os corpos-de-prova do GC receberam apenas 3mL do meio de cultura, sem inoculo (figura 11).
Figura 11: Corpos-de-Prova sendo inoculados
Após o período de incubação de 2 horas, o meio foi retirado de cada poço e os CP foram cuidadosamente lavados três vezes com solução salina estéril. Em seguida, foram inseridas em tubos estéreis contendo 0.5 mL salina (figura 12). O sistema tubo/EVA foi levado ao vortex (KASVI Curitiba, PR.
26 Brasil) por 30 segundos (3.300 rpm) e ultrassonicado na cuba ultrassonica (BioWash STD - Bio-Art) (24min/40.000Htz) e logo após retornou ao vortex por mais 30 segundos para dispersar os microrganismos aderido. Foram realizadas diluições decimais (10-1 a 10-3) e alicotas de 50 µL foram inoculados, em ágar BHI, incubados em microaerofilia por 48 horas em 37oC para realizar a contagem das Unidades Formadoras de Colônia (UFCs) de microrganismo totais, por CP (figura 13).
Figura 12: Tubos estéreis com os Corpos-de-prova contendo 0.5 mL salina
Figura 13: Meios de BHI que foram inoculadas e incubados
2.3. Avaliação morfológica superficial da placa de EVA com microrganismos.
Um CP do grupo que sofreu polimento foi selecionado para avaliar qualitativamente a morfologia da superfície com a adesão de microrganismos
27 por meio do Microscopia Eletrônica de Varredura (JSM 5310, Jeol, Japan) no Instituto de Química – Departamento de Geoquímica, da Universidade Federal Fluminense.
Para avaliação no MEV, a amostra passou por um processo de fixação e desidratação dos microrganismos e metalização. A fixação utilizou glutaraldeído à 2,5% por 1 hora e logo após a desidratação, realizando várias lavagens com etanol (15%, 30%, 50%, 70%, 90% e 100%). Depois o CP foi fixado e desidratado, passou pela secagem final, que é obtido na câmara de ponto crítico (BalTec CPD 030) (figura 14), em que injeta-se CO2 líquido fazendo-se várias substituições até remoção total do etanol, e para isso a câmara deve estar abaixo de 8ºC. Com o posterior aquecimento controlado da câmara o CO2 torna-se gasoso a uma determinada pressão sem que exista a modificação na estrutura do material biológico. Depois a amostra foi fixada em
stubs de alumínio usando fitas de carbono e então levados ao metalizador
(Balzers model FL9496) (figura 15) para ser revestida por meio de pulverização catódica com camada de 2 mm de Au-Pd (figura 16). Esse processo foi realizado no Laboratório de Ultraestrutura Celular Hertha Meyer, da Universidade Federal do Rio de Janeiro.
28 Figura 15: Metalizador
Figura 16: Corpos-de-prova metalizados
2.4. Avaliação da morfologia superficial das placas de EVA após diferentes processos polimento
Foram selecionadas CP para avaliar qualitativamente a morfologia da superfície sem polimento, submetidos ao polimento com as brocas e aqueles que foram tratados com brocas associadas ao soprador de ar quente.
Para avaliação no MEV, esses corpos-de-prova foram fixados em
stubs de alumínio usando fitas de carbono para passar pelo processo de
metalização conforme descrito anteriormente. FIGURA 15: Metalizador.
29 2.5 Análise dos dados
2.5.1Análise quantitativa:
Os dados foram tabulado no Excel e analisados estatisticamente no programa SPSS versão 19.0, considerando um nível de significância de 5%.
Avaliação da rugosidade superficial: Foram obtidas médias e desvio padrão das 3 mensurações realizadas em cada grupo. O teste de Kolmogorov-smirnov foi utilizado para verificar a distribuição da amostra. Baseado na normalidade a análise de variância entre os grupos foi realizado utilizando o Teste One-way-anova. As análises que deram relação estatística foi aplicado o Teste de Tukey para determinar os grupos com associação.
Avaliação da contagem de UFC: O teste de Kolmogorov-smirnov foi utilizado para verificar a distribuição normal dos resultados microbiológicos. Baseado na normalidade aplicou-se o Teste One-way-anova.
2.5.2 Análise qualitativa:
Análise morfológica superficial das placas de EVA com o microrganismo: As imagens das topografias de superfície dos corpos-de-prova visualizadas e fotografadas utilizando MEV operando a 15 kV com ampliações de 1.0k.
Análise da morfologia superficial das placas de EVA após diferentes processos de polimento: As imagens das topografias de superfície dos corpos-de-prova visualizadas e fotografadas utilizando um MEV operando a 15 kV com ampliações de 1.0k.
30 3 - ARTIGO PRODUZIDO
Influence of thickness, color and polishing process of ethylene-vinyl-acetate sheets on surface roughness and microorganisms adhesion: An in vitro study.
MARIANE HEMERLY ALMEIDA*, GEOVANA VENTORIM CESCHIM**; NATALIA LOPES PONTES PÓVOA IORIO***; GLAUCIO SERRA GUMARAES***; HELVÉCIO CARDOSO CORRÊA PÓVOA***; LEONARDO SANTOS ANTUNES***; LÍVIA AZEREDO ALVES ANTUNES***
*Post-graduate student in clinical dentistry at the Faculty of Dentistry, Federal Fluminense University (UFF), Niterói, Rio de Janeiro, Brazil.
**Post-graduate degree in dentistry at the Faculty of Dentistry, Federal Fluminense University (UFF), Nova Friburgo, Rio de Janeiro, Brazil.
*** MDS, Adjunct Professor at the Faculty of Dentistry, Federal Fluminense University (UFF), Nova Friburgo, Rio de Janeiro, Brazil.
Corresponding author: Lívia Azeredo Alves Antunes
Departamento de Formação Específica, Faculdade de Odontologia, Universidade Federal Fluminense (UFF) Rua Doutor Silvio Henrique Braune, 22, Centro - Nova Friburgo, Rio de Janeiro, Brasil.
CEP: 28625-650
Telefone: +55 22 2528 7168 E-mail: liviaazeredo@gmail.com
31 ABSTRACT
The surface roughness of dental materials can make cleaning difficult, thus facilitating retention of food debris and accumulation of microorganisms. Therefore, this study was aimed to assess whether thickness, colour and polishing process have influence on both surface roughness of plates made of ethylene vinyl acetate (EVA) and amount of microorganisms adhered to them. After thermoplastification, the EVA sheets were cut (5 x 5 mm) to yield a total of 180 samples, which were then divided into nine groups according to thickness (G1 = 2 mm; G2 = 3 mm, and G3 = 4 mm), colour (G4 = black and G5 = white) and type of polishing (G6 = ScheuTM, G7 = ScheuTM associated with hot-air burner, G8 = ErkodentTM, and G9 = ErkodentTM associated with hot-air burner). Analysis of roughness was performed by using the mean value of three readings for parameters Ra, Rq and Rz (one-way ANOVA test and Tukey’s test,
P < 0.05). Seven samples of each group (n = 63) were inoculated with saliva for
two hours in order to promote microbial adhesion and then the number of colony forming units (CFUs) was determined (one-way ANOVA test, P < 0.05). The surface morphology related to microbial adhesion and polishing process was assessed by means of scanning electronic microscopy (SEM). Only the polishing parameter was found to be statistically related to roughness, with groups G2, G7 and G9 having less surface roughness as also observed by SEM. The CFU counting was not found to be statistically independently of parameter assessed. SEM analysis showed microbial adhesion and the treatment of the surface using drill associated with the hot air blower promote more smoother. It was concluded that both Scheu and Erkodent systems, in association with hot-air burner, were effective in decreasing the surface roughness without influencing the amount of adhered microorganisms.
Key words: Mouth Protectors; ethylene vinyl acetate copolymer; bacterial adhesion; dental materials; in vitro techniques.
32 INTRODUCTION
Oral protection devices, such as mouthguards, can be used for preventing oral traumas as they act on the absorption of impact by dissipating the resulting energy between mandible and maxilla, thus reducing the severity of the injuries1. Although there are several types of mouthguards, it is recommended the use of personalised ones because of their higher comfort and better adaptation, thus remaining safely in place during sports practices and allowing the user to speak and breathe easily2. Among the materials available for making these devices, the ethylene-vinyl-acetate (EVA) co-polymer has demonstrated to be a suitable material due to its excellent mechanical behaviour, including easy acquisition and handling, low cost and capacity of absorption and dissipation of impact forces3.
The surface roughness of dental materials can influence directly the bacterial adhesion as microorganisms adhere to irregular surfaces more easily, and the presence of microorganisms in the long term becomes the main cause of oral diseases, such as gingivitis and dental caries4. Performance in sports can be affected by the presence of oral infectious processes as these can influence negatively the athlete5. There are scarce studies on surface roughness and microbial adhesion on EVA material, which is used to make mouthguards. It is known that thickness is an important factor in the efficiency, comfort and shock absorption of a mouthguard1. In addition, it is also known that colouring agents added to EVA sheets can influence the thermoplastification as transparent plaques allow the radiant energy to be transmitted through their structure with minimum heat absorption. Therefore, a colourless material cannot reach the same level of flexibility of a coloured material, especially if the heating times are kept constant, which can interfere with the level of adaptation during the manufacturing process6. As for the polishing procedure, it is known that a poorly polished surface can induce the accumulation of microorganisms because of the greater roughness4, 7.
Therefore, based on the above-cited evidence, the objective of the present work was to assess whether thickness, colour and polishing process
33 can influence the surface roughness of EVA sheets well as the microbial adhesion.
METHODOLOGY
Assessment of Surface Roughness
Sample Preparation
The EVA sheets (Bioplast®, Scheu-Dental, Iserlohn, Germany) were thermoplastified in a pressure-molding machine (BIOSTAR®, Scheu-Dental, Iserlohn, Germany). Next, 180 samples measuring 5 x 5 mm were obtained before being divided into nine groups (n = 20) according to thickness (G1 = colourless, 2 mm; G2 = colourless, 3 mm; and G3 = colourless, 4 mm), colour (G4 = black, 3 mm and G5 = white, 3 mm) and polishing process (G6 = colourless, 3 mm, ScheuTM; G7 = colourless, 3 mm, ScheuTM + hot-air burner; G8 = colourless, 3 mm, ErkodentTM; and G9 = colourless, 3 mm, ErkodentTM + hot-air burner). Only one operator performed the polishing procedures using ScheuTM and ErkodentTM systems, both in association with a hot-air burner as described in Box 1. The characteristics and composition of the material are listed in Box 2.
Surface Roughness Measurement
All the EVA samples (n = 180) were attached to a firm and flat apparatus for measurement of surface roughness, which was performed by using a digital portable surface roughness tester meter (SJ-210, Mitutoyo Sul Americana LTDA, Santo Amaro, SP, Brazil). Only one operator measured each sample three times at an analytical distance of 0.25 mm and constant speed of 0.5 mm/s to obtain mean surface roughness (Ra), quadratic mean standard deviation (Rq) and total sum of highest peaks and deepest valleys (Rz).
Assessment of Microbial Adhesion
Collection and Characterisation of Saliva Samples
This study was approved by the local research ethics committee according to protocol number #1233367. The volunteers participating in the study signed a free informed consent form allowing collection of their saliva.
34 Non-stimulated saliva was collected from four adult volunteers (one man and three women) who fasted for 1 hour, as recommended by Antonio et al. (2011)8. All the volunteers had good oral and general health conditions. The non-stimulated saliva of each individual, who was comfortably seated, was collected in graduated tubes individually. The mean salivary flow rate was found to be 1.01 mL/min. The saliva of each individual (5 mL) was placed in a larger tube, into which was mixed up, resulting in a pool with pH 7.5, buffering capacity of 5 mg/dL and inoculum of 1.45x108 CFU/mL. From this suspension, 5.6x105, 1.6x105 and 7.0x101 CFU/mL of Streptococcus mutans, Lactobacillus and
Candida albicans were identified, respectively.
Quantification and Characterisation of Biofilm Microorganisms
Initially, the EVA samples were sterilised with ultra-violet light applied to each face for 15 minutes, totalling a 90-minute exposure per sample. Next, the EVA samples were placed in 24-well polystyrene plates (KASVI, K12-02, Curitiba, PR, Brazil) with 2% bacteriological agar (ISOFAR Industria e Comércio de Produtos Químicos Ltda. Duque de Caxias, RJ, Brazil), which was carefully applied so that the samples’ surface was left exposed to allow microbial adhesion.
Each well was inoculated with 0.3 mL of saliva and 2.7 mL of brain heart infusion broth (BHI) (Difco, Sparks, USA), then supplemented with 2% sucrose (Isofar, Rio de Janeiro, RJ, Brazil). The whole set was then incubated for two hours at 37oC and under 5% CO2 so that microorganisms were allowed to grow onto the EVA samples. Seven samples of each group were inoculated (n = 63) and other three ones of each group (n = 27) were randomly selected to form the test (GT) and control groups. The samples of the control group received only 3mL of culture medium without inoculation.
After two hours of inoculation, the culture medium was removed from each well and the samples carefully washed three times with sterile saline solution. Next, they were placed into sterile tubes containing 0.5 mL saline solution and these placed in a vortex mixer (KASVI Curitiba, PR, Brazil) operating at 3,300 rpm for 30 seconds before being ultrasonicated for 24 minutes in a sonicator (BioWash STD - Bio-Art) operating at 40.000 Hz. The tubes were vortexed for further 30 seconds to disperse adhered
35 microorganisms. Decimal dilutions (10-1 and 10-3) were performed and aliquots of 50 L were inoculated into BHI agar medium before microaerophilic incubation at 37oC for 48 hours in order to count colony forming units (CFUs) of total microorganisms per EVA sample.
Assessment of the Surface Morphology of EVA Samples with Microorganisms
One sample from the group submitted to polishing was selected to assess qualitatively the morphology of the adhered surface by means of scanning electron microscopy (SEM) (JSM 5310, Jeol, Japan).
For SEM evaluation, the samples were fixed with 2.5% glutaraldehyde for 1 hour soon after dehydration with various washings with ethanol (i.e. 15%, 30%, 50%, 70%, 90% and 100%). Next, the samples were attached to aluminium stubs with carbon tapes before being placed in a metaliser (Balzers model FL 9496) to be coated with a 2-mm thick gold layer through cathodic pulverisation.
Assessment of the Surface Morphology of EVA Samples after Different Polishing Procedures
Samples were selected to qualitatively assess the morphology of non-polished surfaces and of those submitted to polishing only and to polishing plus hot-air burner.
These samples were attached to aluminium stubs with carbon tape for SEM evaluation according to the same protocol described earlier.
Data Analysis
The resulting data were inserted into Excel and then statistically analysed by using the SPSS software (IBM SPSS Statistics for Windows, Version 19.0. Armonk, NY, USA) at a significance level of 5%.
For assessment of the surface roughness, the mean and standard deviation values were obtained from the three measurements made in each group. The Kolmogorov-Smirnov test was used to determine the sample distribution, and one-way ANOVA was performed based on data normality and variance analysis between the groups. Tukey’s test was applied to those
36 analyses yielding statistical relationships in order to determine the groups with association.
For analysis of the CFU counting, the Kolmogorov-Smirnov test was used to determine the normal distribution of microbiological results, and one-way ANOVA was performed based on data normality.
The analyses of microbial adhesion and surface morphology of EVA samples following different polishing processes were performed by assessing their topographic images obtained with a scanning electron microscope operating at 15 kV and 1.0k magnification.
RESULTS
Analysis of the surface roughness of EVA sheets showed no statistical differences between the groups regarding colour and thickness (Table I). Considering the polishing process used in the EVA sheets, there were statistical differences between experimental and control (non-polished) groups regarding Ra, Rq and Rz (Table II). One can observe that the mean roughness value in non-polished samples was much lower than in the samples having some type of surface treatment. The comparison between the polishing systems by using Tukey’s test showed relationships between G6 and G7 (P < 0.001), G6 and G9 (P < 0.001), G7 and G8 (P < 0.001) and G8 x G9 (P < 0.001). Of these groups, the Scheu and Erkodent systems in association with hot-air burner (respectively, G7 and G8) presented the lower mean values, thus being more effective in reducing the surface roughness (Table II).
Analysis of the total microbial CFU in EVA samples showed no statistical relationship, regardless of the parameter used (i.e. thickness, colour or polishing process) (Table III). By assessing the surface morphology of adhered samples, despite the lack of statistical relationship, one can observe that the surface of samples with microorganisms presented bacterial colonies initiating the formation of cellular matrix (Figure 1).
The topographic surface of non-polished samples was regular and had fissures, but with great smoothness (Figure 2). It was found that samples polished with only burs had a highly porous surface (Figure 3), whereas those
37 polished with burs in association with hot-air burner had a surface with much less irregularities (Figure 4).
DISCUSSION
According to D’Ercole et al. (2014)9
, the use of oral appliances (e.g. mouthguards) increases the retentive surface area and inhibits the protective effect of saliva, which contributes to changes in the oral ecological factors, such as increase in biofilm index and gingival bleeding index as well as decrease in buffering capacity and salivary pH. Therefore, it is important to monitor and improve the materials used in the manufacturing of mouthguards. Changes in oral ecology influence the structures of teeth and dental materials, being considered fundamental for the development of oral diseases such as caries and periodontal disease10. Surface roughness is a factor accompanying a myriad of dental materials because of its important relationship with microbial adhesion, but no study was found in the literature regarding EVA materials used for mouthguards. Our study shows that surface roughness is present in the material used to make mouthguards, as it occurs with other dental materials.
Properties of EVA sheets, such as thickness and colour, have already been tested and found to be important for mechanical performance, shock absorption1 and thermoplastification parameters6. However, in our study, the colour and thickness of EVA sheets did not influence the presence of roughness and microbial adhesion either.
According to KAWAI et al. (2000)4, the finishing and polishing procedures have become fundamental for producing a smoother surface. In the present study, the non-polished samples were those presenting the smoothest surfaces both quantitatively and qualitatively as no irregularities were observed by SEM analysis, which would be ideal. In virtue of the cuts made for adaptation of the mouthguard to oral cavity, it is necessary to remove the excess of material and trim it by polishing. Therefore, these procedures should be neither overlooked nor poorly performed. In the present study, none of the polishing systems used after thermoplastification yielded better results compared to non-polished EVA samples, but those samples non-polished in association with hot-air burner behaved very well as they presented lower mean roughness.
38 This condition is clearly illustrated in the SEM image of samples submitted to polishing procedure with bur, resulting in a highly porous surface. In fact, the polishing process using only abrasive burs produces a surface with lamellar projections similar to scales. Therefore, the polishing procedure was not enough to produce an adequate surface smoothness, making the surface abrasive even following the use of fine-grit burs. As a result, it was necessary to use hot-air burner to obtain a more regular and smoother surface, as evidenced in SEM images. It is suggested that the best surface smoothness provided by the polishing plus hot-air burner is due to the superficial melting of thermal-polymer sheets, making the surface more fluid and thus filling the irregularities made by the bur.
The results of our study show that bacterial adhesion is not directly related to the surface roughness of EVA materials. According to studies by KAWAI et al. (2000) (4), such irregularities enable the formation of dental biofilm by increasing the area available for adhesion and mainly because they protect the microorganisms against control and regulation mechanisms of the oral microbiota, such as salivary flow, mastication, deglutition and hygiene procedures. In fact, ANAMI et al. (2012)7, KAWAI et al., (2000)4 and BOLLEN,
et al., (1996)11 found an association between amount of dental biofilm and surface roughness in different dental materials.
In the present study, SEM microphotographs of EVA sheets showed colonies of adhered filamentous microorganisms even following polishing procedures, suggesting that there was a microbial adhesion. However, there might be no association between surface roughness and microbial adhesion due to the fact that a 2-hour incubation time was adopted, which is the average time athletes wear a mouthguard continuously. This period of time, according to GUGGENHEIN et al. (2001)12, is not enough to form a biofilm and for this reason only initial colony formation was observed. Nevertheless, although there was no significant growth of microorganisms after two hours, this microbial amount could increase depending on how the mouthguard is stored, suggesting that further studies should be conduct to assess the presence of biofilm in EVA sheets on a longer basis.
Despite the lack of statistical significance regarding the microbial adhesion, SEM microphotographs showed that microorganisms were present in
39 small colonies. Therefore, it is important to emphasise the importance of having hygienic habits and storing mouthguards adequately in order to reduce contamination13.
With our study, it was observed that the both Scheu and Erkodent polishing systems in association with hot-air burner were found to be more effective in decreasing the surface roughness in EVA samples, demonstrating the importance of a good final polishing to minimise irregularities. This relationship had not been tested in the literature and therefore many studies can still be performed. We suggest the replication of this methodology to assess the behaviour of EVA sheets from other manufactures and of other colours, including implementation of new finishing and polishing protocols using different grits as well as in vivo studies.
CONCLUSION
Colour and thickness did not influence the surface roughness, whereas the polishing process did. Both Scheu and Erkodent polishing systems in association with hot-air burner were more effective in decreasing the surface roughness, with no influence on the amount of adhered microorganisms.
ACKNOWLEDGMENTS
The authors would like to thank the support provided by the Experimental Microbiology Laboratory of the Nova Friburgo Health Institute, the Microscopy and Geochemistry Centre and the Hertha Meyer Laboratory of Cell Ultrastructure for all analyses proposed in the study. The authors would also like to thank the agencies PROEXT MEC/2015 (thematic line #13: Sports & Leisure) and EXTPESQ-FAPERJ (Process number # E-26/010.001900/2014) for the financial support, and CAPES for the master’s degree fellowship granted to the author MHA.
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42 Box 1: Description of the type of polishing system.
Type of polishing system Group Description Scheu G6
A DIMO PRO bur (Scheu Dental Technology, Iserlohn, Germany) was coupled to a straight handpiece at low speed and positioned in direct contact with the EVA sheets for polishing without paste until covering the whole surface.
Scheu + Hot-Air burner
G7
After performing the procedure described for G7, hot-air burner (Dremel® VersaTip, Mount Prospect, Illinois, USA) was used directly onto the whole surface of the EVA sheet.
Erkodent G8
A Lisko-S bur (ERKODENT® Erich Kopp GmbH, Germany) coupled to a straight handpiece at low speed and positioned in direct contact with the EVA sheets for polishing without paste until covering the whole surface.
Erkodent + Hot-Air burner
G9
After performing the procedure described for G9, hot-air burner (Dremel® VersaTip, Mount Prospect, Illinois, USA) was used directly onto the whole surface of the EVA sheet.
43
Box 2: Composition and characteristics of the materials.
Product
Manufacturer
Main Composition
Number
Manufacturing
Plate of EVA
Round plate of Ethylene Vinyl Acetato
Bioplast
Ethylene Vinyl Acetato
3185.1(colorless)
3445.1(white)
3288.1(black)
Polishing Procedures
Drill Dimo– Pro
Scheu
Latex
3381.1
Drill Lisko- S
Erkodent
-
110877
Hot-Air burner
Dremel
-
F013200045
44 TABLES
Table I. Relationship between the mean roughness values (Ra, Rq and Rz) in experimental groups according to thickness and colour.
Mean Roughness Value (Standard Deviation)
Thickness 2mm 3mm 4mm P-valor Group G1 G2 G3 Ra 0.12 (0.10) 0,17(0,10) 0,16 (0,05) 0,167 Rq 0,18 (0,15) 0,25 (0,14) 0,22(0,67) 0,208 Rz 0,92(0,70) 1,45 (0,86) 1,03 (0,29) 0,358
Colour Colourless Black White P-Valor Grup G2 G4 G5
Ra 0,17 (0,10) 0,19 (0,76) 0,18 (0,17) 0,883
Rq 0,25 (0,14) 0,24 (0,09) 0,24 (0,21) 0, 980 Rz 1,45 (0,86) 1,10 (041) 1,05 (0,67) 0,140
One-way ANOVA test: characters in bold indicate statistical significance (P < 0.05); Tukey’s test: similar letters in the line indicate statistical relationship.
45 Tabela 2: Relationship between the mean roughness values (Ra, Rq and Rz) in experimental groups according to polishing system.
Média Rugosidade (Desvio padrão) TYPE OF
POLISHING SYSTEM
No polishing SCHEU SCHEU + HOT-AIR
ERKODENT ERKODENT +
HOT-AIR P-valor* P-valor** Grup Control (G2) G6 G7 G8 G9 Ra 0,17(0,10) 1,14 (0,46)a,b 0,37 (0,20)a,c 0,96 (0,32)c,d 0,36 (0,11)b,d <0,001 <0,001 Rq 0,25 (0,14) 1,43 (0,53)a,b 0,46 (0,23)a,c 1,23 (0,43)c,d 0,45 (0,15)b,d <0.001 <0.001 Rz 1,45 (0,86) 5,93 (2,18)a,b 1,83 (1,01)a,c 5,13 (1,51)c,d 2,33 (1,56)b,d <0,001 <0,001 One-way ANOVA test: characters in bold indicate statistical significance (P < 0.05); * Analysis of all groups; ** Analysis excluding control group;
46 Table 3: Mean and standard deviation values for microbial adhesion and relationship with thickness, colour and polishing system.
ESPESSURA Group Mean Total Adhesion (Standard deviation) P-valor*
2mm G1 751428,57 (489366,55)
0,61
3mm G2 1656571,43 (1106327,08)
4mm G3 838857,14 (363404,01)
Colour Group Mean Total Adhesion (Standard deviation)
P-valor
Colourless G2 1656571,43(1106327,08)
0,56
Black G4 1194285,71 (727893,24)
White G5 1325714,28 (524812,89)
POLISHING SYSTEM Group Mean Total Adhesion (Standard deviation) P-valor* P-valor**
No polishing G2 1656571,43(1106327,08)
0,212 0,498
Scheu G6 596571,43 (350050,88)
Scheu + Hot-Air burner G7 1233142,86 (1166934,93)
Erkodent G8 703428,57 (486053,10)
Erkodent + Hot-Air burner G9 1001714,28(1074638,19)
One-way ANOVA test: characters in bold indicate statistical significance (P < 0.05); * Analysis of all groups; ** Analysis excluding control group;
47 FIGURES
Figure 1 – Analysis of the surface morphology of the microorganisms: SEM microphotograph showing presence of adhered filamentous microorganisms.
Figure 2 – Analysis of the surface morphology of non-polished samples: SEM microphotograph showing smooth surface.
48 Figure 3 – Analysis of the surface morphology of samples polished with burs: SEM microphotograph showing highly porous surface
Figure 4 – Analysis of the surface morphology of samples polished with burs in association with hot-air burner: SEM microphotograph showing surface with few irregularities.
49 4 - CONCLUSÃO
O sistema de polimento ScheuTM e ErkodentTM associadas ao soprador de ar foram mais efetivos para diminuir a rugosidade superficial, sem influencia no número de microrganismos aderidos.
50 5 - REFERÊNCIAS
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53 6 - ANEXO 1: Aprovação do comitê de ética em pesquisa
54 7 - APÊNDICE1: Termo de consentimento livre e esclarecido
