A. PRODUCTION, ABSORPTION ET METABOLISME PAR LES TISSUS DRAINES
5. LES ACIDES AMINES
5.1. Digestion des protéines alimentaires et production des acides aminés
5.1.4. Digestion dans le gros intestin
La quantité d’N (d’origine alimentaire, endogène et microbien) arrivant au caecum est fonction de celle arrivant au duodénum (Mason, 1984). A cet N vient s’ajouter le mucus, les cellules desquamées du caecum et surtout l’urée provenant du sang et diffusant à travers la paroi. Les bactéries du gros intestin, notamment celles du caecum et du colon proximal ont de fortes activités de protéolyse, de désamination, de décarboxylation et d’uréolyse.
La dégradation des protéines donne des AA eux même dégradés rapidement en ammoniaque, AGV, et méthane (Mason, 1984). L’N microbien et les protéines alimentaires indégradables sont la principale forme d’azote excrété dans les fèces. Les AA ne sont apparemment pas absorbés dans le gros intestin des ruminants.
Le système PDI mis en place par l’INRA (1988) intègre l’ensemble de ces concepts et permet d’estimer l’apport en AA à l’animal (Figure 15), à partir de la dégradation in sacco des protéines alimentaires et d’une digestibilité intestinale des protéines alimentaires variables ; le rendement de la synthèse microbienne est considéré comme constant (145 g N microbien / kg MOF), et le système intègre globalement les capacités de recyclage de l’N chez la vache laitière lorsque l’azote fermentescible est limitant (par le critère Rmic = (PDIN-PDIE) / UFL).
Le nouveau système des acides aminés digestibles dans l’intestin (AADI) s’intègre au système PDI en estimant la composition en AA des PDI. Pour ce faire, la valeur des aliments a été estimée à partir des fractions microbiennes et alimentaires non dégradées dans le rumen, de la composition en AA de ces deux fractions et de leur digestibilité (Rulquin et al., 2001).
Figure 16 : Flux net essentiel d'acides aminés (libres + peptides) à travers les tissus drainés par la veine porte ( ) et les tissus drainés par la veine mésentérique ( ) de moutons alimentés avec de l’herbe de dactyle.
Les flux sont exprimés en proportion de flux duodénal. His : histidine ; Met : méthionine ; Phe : phénylalanine ; Ile : isoleucine ; Val : valine ; Lys : lysine ; Thr : thréonine ; Leu : leucine. (Rémond et al., 2003).
Métabolisme par les tissus drainés par la veine porte
Les AA disparaissant de l’intestin grêle sont absorbés au travers de l’épithélium digestif et apparaissent intacts ou métabolisés dans la circulation sanguine en veine mésentérique puis en VP. Plus spécifiquement, les TDVP font partie des consommateurs corporels les plus importants d’AA et participent à environ à 30% de la synthèse protéique corporelle (Lobbley, 2003). Ce métabolisme impacte considérablement sur la quantité et la nature des AA apparaissant en veine porte (Mac Rae et al., 1997). Rémond et al. (2003) ont montré sur moutons et Berthiaume et al. (2001) sur vaches laitières que le ratio entre la disparition des AA dans l’intestin grêle mesurée par digestibilité apparente iléale et l’ANP était variable entre AA (Figure 16). Globalement, les AA apparaissant en veine porte sont composés de 40 – 50%
d’AA indispensables et de 50 – 60% d’AA non indispensables (Reynolds et al., 1994 ; Lapierre et al., 2000; Savary-Auzeloux et al., 2003a,b).
Le ratio entre la disparition des AA dans l’intestin grêle et l’ANP des AA correspond à la quantité nette d’AA utilisés par l’intestin grêle. Dans le cas où l’on considère que la masse du tube digestif reste constante (animaux à l’entretien, en faible croissance ou en milieu / fin de lactation), le prélèvement net d’AA s’expliquerait en très grande majorité par une oxydation des AA (Lapierre et al., 2002, cité par Kraft et al., 2009).
Lorsque les pertes liées aux protéines endogènes sont prises en compte dans la mesure de digestibilité, les ratios AA disponibles / ANP sont proches de 1 pour certains AA (et même supérieur) et autour de 70-80 % pour les autres AA essentiels. Les pertes restantes sont probablement dues à de l’oxydation. Ces données sur Ruminants sont cohérentes avec celles obtenues sur Monogastrique (Le Floc’h et Sève, 2000).
La quantité d’énergie disponible pour l’animal sous forme de nutriments azotés, est principalement reliée à la quantité de protéines absorbées sous forme d’AA; cette absorption a lieu presque exclusivement dans l’intestin grêle. L’apparition en veine porte des AA serait probablement quantitativement reliée préférentiellement aux protéines digérées dans l’intestin grêle. Ainsi, la valeur PDI des rations mise au point par l’INRA pourrait permettre de prédire quantitativement l’apparition en veine porte des AA (ou plus globalement de l’azote alpha aminé).
Le profil en AA apparaissant en veine porte ne sera pas l’objet de ce travail.
B.
METABOLISME HEPATIQUE
Le foie est un organe clé du métabolisme splanchnique et plus largement du métabolisme général. Il est irrigué à la fois par du sang portal drainant les nutriments absorbés et du sang artériel qui reflète l'équilibre entre disponibilité et utilisation des nutriments par l'ensemble des tissus. Il se situe donc à l’interface métabolique entre la fourniture en nutriments et les besoins de l’animal et joue ainsi un rôle important dans la coordination entre tissus pour l'utilisation des nutriments (Ortigues-Marty et al., 2003). La régulation du devenir hépatique des nutriments via l’ingéré (« push ») ou les besoins (« pull ») n’est pas encore totalement résolue et dépend en partie du nutriment considéré. Le métabolisme hépatique des principaux nutriments énergétiques a fait l'objet de plusieurs revues de synthèse (Brockman, 2005, Lindsay et Reynolds, 2005, Hanigan 2005; Kristensen et Harmon, 2006).
L'objectif de cette revue est d'identifier, parmi les connaissances sur le devenir des nutriments dans le foie, les facteurs de variations susceptibles de faire varier le prélèvement ou l'émission nette hépatique et surtout splanchnique de ces nutriments, afin de les tester ultérieurement comme prédicteurs potentiels des flux. Compte tenu du temps imparti pour la thèse, cette revue est prioritairement qualitative et ne dresse pas une synthèse exhaustive des connaissances.
1. LES ACIDES GRAS VOLATILS
Les formes non ionisées sont présentes en proportions très faibles dans le sang porte et sont absorbées de manière passive à travers les membranes des hépatocytes (Bergman, 1990).
La forme ionisée, forme la plus fréquente est transportée, par l'intermédiaire des transporteurs à monocarboxylate récemment identifiés dans le foie des ruminants (Koho et al., 2005 ; Kirat et al., 2007). Les AGV cytosoliques entrent alors dans les mitochondries par l'intermédiaire du transporteur à monocarboxytate ou du transporteur mitochondrial, la carnitine (Nguyen et al., 2007), où ils sont estérifiés en esters de CoA par des synthétases spécifiques
1.1. L’acétate
1.1.1. Activation et prélèvement
Dans l'hépatocyte, le C2 doit tout d'abord être activé avant d'être métabolisé. Chez les bovins l’activation se ferait dans la mitochondrie, alors que chez les ovins elle aurait lieu dans le cytoplasme. Chez les ruminants, l'activité hépatique de l'acétyl-CoA synthétase est faible.
Acides gras alimentaires
Péroxysome
HEPATOCYTE
SANG PERIPHERIQUE
SANG PERIPHERIQUE
Mitochondrie
Tissu adipeux Mobilisation
AGNE acétate
Cycle de Krebs
Acyl-CoA Acétyl-CoA
SANG PORTE
Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
ß-hydroxybutyrate
CO2
Acyl-COA acétate
AGNE Acétyl-CoA Acyl-CoA
Acides gras alimentaires
Péroxysome
HEPATOCYTE
SANG PERIPHERIQUE
SANG PERIPHERIQUE
Mitochondrie
Tissu adipeux Mobilisation
AGNE acétate
Cycle de Krebs
Acyl-CoA Acétyl-CoA
SANG PORTE
Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
ß-hydroxybutyrate
CO2
Acyl-COA acétate
AGNE Acétyl-CoA Acyl-CoA
Figure 17 : Voie métabolique du métabolisme hépatique de l'acétate
Le métabolisme hépatique du C2 est donc quantitativement peu important (Cook et al., 1969; Ash and Baird, 1973). Il est le seul AGV à n'être pas épuré du sang lors de son passage par le foie. En effet, chez les bovins et les ovins, la légère captation de C2 par le foie (Bergman and Wolff, 1971; Kristensen and Harmon, 2004c) est compensée par une plus grande synthèse amenant à une émission nette de C2 par le foie (Reynolds, 1995).
1.1.2. Formation d’acétate endogène
Une des principales questions repose sur l’origine du C2 synthétisé par le foie (Figure 17).
La régulation et la signification de la production hépatique de C2 ne sont pas claires (Drackley et Andersen, 2006). S’il semble clair que les AG longs interviennent dans la formation du C2 endogène, la question n’est pas encore totalement résolue aujourd’hui et il semblerait que plusieurs précurseurs puissent être mis en jeu. Ainsi, le C2 émis proviendrait du pool intramitochondrial d'acétyl-CoA après hydrolyse d’un thioester par l'acétyl-CoA hydrolase qui est largement distribuée dans les tissus avec cependant une activité supérieure dans le foie (Knowles et al., 1974). Bell (1980) a émis l'hypothèse que le C2 émis par le foie était synthétisé principalement à partir des AG longs captés sous forme libre ou après hydrolyse des formes estérifiées, comme le BHBA.
La synthèse hépatique du C2 proviendrait aussi de la ß-oxydation péroxysomale des AG longs car l'acétyl-CoA péroxysomal ne serait pas disponible pour le métabolisme mitochondrial (van den Bosch et al., 1992).
Le modèle mécaniste du métabolisme hépatique de Hanigan et al (2004) chez la vache laitière suggère que l’augmentation de l’émission de C2 par le foie est concomitante à l’augmentation de la fourniture en AG long au foie. Si la ß-oxydation péroxysomale est à la source du C2 hépatique, les AG à très longues chaînes carbonées (C20 – C24), branchés ou poly-insaturés pourraient en être les principaux précurseurs (van den Bosch et al., 1992). Les AG alimentaires pourraient aussi potentiellement participer à l’émission de C2 par le foie dans les mitochondries et le péroxysome (Drackley et al., 1991 ; Reynolds et al., 2003) mais les relations ne sont pas proportionnelles (Pethick et al.,1981). L’hydrolyse de l’acetyl-CoA n’est cependant pas suffisante pour expliquer quantitativement la production hépatique de C2 observée in vivo chez des moutons (Costa et al., 1976).
Secondairement, chez les animaux alimentés à de hauts NA (par exemple les bovins en finition), d’autres métabolites peuvent potentiellement participer à la production de C2 endogène comme le C4 (Annison et al., 1963), les AGV et l’éthanol provenant des ensilages (Buckley and Williamson, 1977), ou encore les AA (Pethick at al., 1981).
Ainsi le C2 est majoritairement transporté vers les tissus périphériques pour l'oxydation ou la synthèse d'AG à chaîne longue, et son émission hépatique est donc fortement corrélée à son ANP.
Son métabolisme hépatique est quantitativement très limité, mais interagit avec celui de nombreux nutriments car son pivot métabolique, l'acétyl-CoA, est commun à de nombreuses voies métaboliques. Généralement il existe une émission nette de C2 par le foie.
Les précurseurs potentiels de ce C2 endogène ne sont pas encore totalement identifiés, même s’il apparaît clairement que les AG longs contribuent à la formation du C2. Il semblerait ainsi que les précurseurs dépendent soit de l'absorption de lipides soit de la mobilisation de lipides corporels de l’animal. Pour les animaux à haut NA, en BE hautement positif, d’autres métabolites (AA, AGV, éthanol) peuvent intervenir dans la production endogène de C2.
1.2. Le Propionate
1.2.1. Activation et prélèvement:
Après pénétration dans la cellule hépatique, le C3 doit être activé dans la mitochondrie en propionyl-CoA, en présence d'une propionyl-CoA synthase ATP dépendante. L'activité de la propionyl-CoA est 4 à 5 fois supérieure à celle de l'acétyl-CoA synthase et 1 à 2 fois supérieure à celle de la butyryl-CoA synthase (Elliot, 1980), ce qui explique la forte capacité des hépatocytes à utiliser le C3.
Le prélèvement hépatique du C3 est corrélé à sa concentration en veine porte (Majdoub, 2002) et environ 86 à 100% de l'ANP est captée par le foie. Le métabolisme hépatique du C3 peut être saturé à des concentrations élevées (2 à 5 mmol/L in vitro; Armantano et al., 1992).
In vivo, à haut niveau d'apport de C3, par exemple par infusion intraruminale chez des agneaux (Berthelot, 2000) ou intra-mésentérique chez des moutons (Peters et al., 1983) ou des vaches laitières (Baird et al., 1980), les taux d'extraction hépatique du C3 sont réduits (81-85 vs 70-75%), même si la capacité des hépatocytes à capter le C3 n'est généralement pas saturée (Berthelot et al., 2002).
Le prélèvement hépatique du C3 est inhibé par le C4. L’augmentation de la fourniture en C4 au foie diminue le prélèvement hépatique de C3 in vitro (Aiello et al., 1989) et in vivo au moins à court terme (moins de 24h, Kristensen et Harmon, 2004). Cet effet inhibiteur dépend principalement du ratio C3/C4 afférent au foie (Reynolds et al., 1992; Berthelot et al., 2002).
Dans une moindre mesure, le NH3
1.2.2. Devenir métabolique
inhibe le prélèvement et le métabolisme du C3. Cet effet inhibiteur a été expliqué par le manque d'ATP pour l'activation et l'accumulation consécutive de glutamate et d'aspartate aux dépens de l'oxaloacétate et du 2-oxoglutarate (Overton et al., 1999).
Le prélèvement hépatique du C3 peut également être réduit en présence d'une concentration en éthanol supérieure à 1 mM (Demigné et al., 1991).
Dans les hépatocytes, le C3 est utilisé pour la synthèse de glucose, de L-lactate, alanine ou de glycogène, ou pour l'oxydation (Danfaer, 1994 ; Lozano et al., 2000). Les premières étapes sont communes aux 4 métabolites. Le propionyl-CoA est tout d’abord carboxylé en méthyl-malonyl-CoA dans une réaction ATP et biotine dépendante. Le méthyl- malonyl-CoA est ensuite converti en succinyl-CoA, en présence de vitamine B12 (Rémésy et al., 1995).
Propionyl-CoA Propionate
Propionyl CoA Synthétase
ATP
AMP + PPi
CO2 ATP
ADP + Pi Methylmalonyl-CoA
Cycle de Krebs CO2
Succinyl-CoA
Pyruvate Lactate
Cytoplasme Propionyl CoA Carboxylase
Méthylmalonyl CoA mutase
Lactate déshydrogénase Triose-P
Phosphoénolpyruvate
Mitochondrie
Oxaloacétate
Pyruvate Carboxykilase CO2
PEP -Carboxyki
nase
CO2
Pyruv ate
kinase Fructose 1,6-P
Fructose-6-P Glycogène
Glycogène synthétase Glycogène phosphorylase
Glycérol Propionyl-CoA
Propionate
Propionyl CoA Synthétase
ATP
AMP + PPi
CO2 ATP
ADP + Pi Methylmalonyl-CoA
Cycle de Krebs CO2
Succinyl-CoA
Pyruvate Lactate
Cytoplasme Propionyl CoA Carboxylase
Méthylmalonyl CoA mutase
Lactate déshydrogénase Triose-P
Phosphoénolpyruvate
Mitochondrie
Oxaloacétate
Pyruvate Carboxykilase CO2
PEP -Carboxyki
nase
CO2
Pyruv ate
kinase Fructose 1,6-P
Fructose-6-P Glycogène
Glycogène synthétase Glycogène phosphorylase
Glycérol
Figure 18 : Voies métaboliques du propionate
Un déficit de vitamine B12 hépatique (concentration de 0,1 μg/g vs 1,5 μg/g dans des conditions normales) entraîne une accumulation de propionyl-CoA et de méthyl-malonyl- CoA dans le foie, perturbant ainsi le métabolisme du C3 (Ortigues-Marty et al., 2005).
Ensuite, le succinate synthétisé par la succinyl-CoA synthétase entre dans le cycle de Krebs pour être soit oxydé soit transformé en phosphoénol-pyruvate (Figure 18). Le phosphoénol-pyruvate sera ensuite métabolisé en glucose, pyruvate, L-lactate ou alanine.
Chez les ruminants, la conversion du C3 en L-lactate est faible probablement en raison de l'activité réduite de la L-lactate déshydrogénase (Demigné et al., 1991).
Le C3 peut également contribuer à la synthèse de glycogène dans le foie, probablement via le lactate (Baird et al., 1983).
Répartition quantitative entre voies métaboliques
In vivo chez les vaches laitières et les moutons, le taux de conversion du C3 en glucose pourrait s'élever à 90-95% (Steinhour et Bauman, 1988; Brockman, 1990). Des taux plus faibles ont également été mesurés (50 à 60%, Bergman et al., 1996), probablement par manque de correction pour le recyclage du carbone traceur entraînant alors une sous estimation (Bergman, 1990). La répartition quantitative in vivo du C3 dans les autres voies métaboliques (taux de conversion du C3 en L-lactate, alanine, glycogène ou CO2, Figure 18) n'est pas totalement connue chez le ruminant. In vitro, 13% du C3 marqué au [1-14C]-C3 et capté par les hépatocytes serait converti en L-lactate et pyruvate, 37,5% oxydé et 30%
converti en glucose (Faukner et Pollock, 1986; cité par Majdoub et al., 2003). La répartition du C3 entre ces voies métaboliques est soumise à variation comme cela a été étudié in vitro.
Voie de la néoglucogenèse : In vitro le taux de conversion du C3 en glucose augmente de 65 à 85% avec la concentration en C3 (variant de 1 à 5 mM; Demigné et al., 1991).
L'introduction dans le milieu d'incubation d'autres substrats énergétiques tels que le C4 ou le palmitate réduit la conversion du C3 en glucose (Faulkner et Pollock, 1986; cité par Majdoub et al., 2003).
Un injection de phlorizine (Veenhuizen et al., 1988) augmente le taux apparent de conversion du C3 en glucose de 40 à 54% suggérant que la conversion de C3 en glucose dépend des besoins en glucose des animaux.
Autres voies : In vitro, une augmentation des concentrations en C3 (1 à 5 mM, Demigné et al., 1991) favorise la conversion du C3 en L-lactate probablement suite à une stimulation de l'enzyme malique et une augmentation du rapport NADH/NAD+.
Un apport important de C3 stimule l'activité de la glycogène synthase hépatique (Morand et al., 1990). Cet effet est comparable à celui du glucose chez les monogastriques (Stangassinger et Giesecke, 1986) et semble être lié à un effet direct de l'insuline.
Ainsi, l'ensemble des données indique une production de L-lactate et de glycogène accrue en situation de prélèvement élevé de C3 par le foie mais ne permet pas de conclure à des modifications de la répartition du C3 entre la synthèse de glucose et les autres voies métaboliques.
Le C3 apparaissant en veine porte est très fortement prélevé par le foie, de l’ordre de 90%. Les liens entre son ANP et son émission hépatique sont donc forts.
Son principal devenir métabolisme dans le foie est la synthèse de glucose. Sa répartition dans les autres voies métaboliques dépend en partie de son niveau d'apport.
Les principaux facteurs de variation du prélèvement et du métabolisme du C3 sont l’apport de C4, les hormones telles que l’insuline, mais également le NA et la nature du régime donné aux animaux (conditionnant la fourniture de C3 au foie).
Butyryl-CoA Butyrate
CoA-SH ATP
AMP + PPi Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
Acétyl-CoA
Cycle de Krebs
Propionyl-CoA Propionate
ATP
AMP + PPi
Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
Succinyl-CoA
Mitochondrie Cytosol
Compétition pour l’accès à l’enzyme
Butyryl-CoA Butyrate
CoA-SH ATP
AMP + PPi Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
Acétyl-CoA
Cycle de Krebs
Propionyl-CoA Propionate
ATP
AMP + PPi
Acétoacétyl-CoA
Acétoacétate
Succinyl-CoA
Mitochondrie Cytosol
Compétition pour l’accès à l’enzyme
Figure 19 : Convergence des voies métaboliques du butyrate et du propionate
1.3. Le Butyrate
Quantitativement, le foie métabolise moins de C4 que de C3, principalement en raison d'un apport plus faible. Seul 25% du C4 absorbé est émis en veine porte indiquant ainsi que le foie ne métabolise que 20% de la production de C4 ruminale, comparé au 90% pour le C3.
Bergman et Wolff (1971) ont estimé qu’environ 80% du C4 apparaissant en veine porte est prélevé par le foie lors du premier passage. L'extraction hépatique du C4 est donc légèrement inférieure à celle du C3. La nécessité de ne pas induire de compétition entre le C3 et le C4 pour l'acétyl-CoA synthétase hépatique, pourrait être à l'origine du métabolisme préférentiel du C4 par l'épithélium ruminal (Kristensen and Harmon, 2004b). En effet, le C3 et le C4 sont tous deux activés via l’acétyl CoA-synthétase (Figure 19). Cette même compétition existe pour le C2, mais l'activité réduite de l'acétyl-CoA synthétase dans le foie limite le phénomène.
En compartimentant ainsi le métabolisme des AGV en différents tissus, la compétition entre substrats est limitée.
Dans le foie, le C4 est métabolisé en corps cétoniques, et notamment en BHBA. Il contribue pour 10 à 90% de l’émission nette de BHBA par le foie (Brockman, 1990). Ce taux varie avec le NA et le statut physiologique des animaux.
En effet, chez les animaux alimentés, le C4 est présent en quantité non négligeable et participe donc activement à la synthèse de BHBA. Lorsque le NA diminue, le C4 est moins disponible, pour devenir minoritaire en cas de sous nutrition ou de jeun. D’autres précurseurs interviennent donc dans la synthèse du BHBA, notamment les AGNE mobilisés par les tissus adipeux. Ces phénomènes sont en partis responsables des variations de contribution du C4 à la cétogenèse et seront décrits plus en détails dans la partie traitant du BHBA.
Les voies biochimiques de transformation du C4 en BHBA par le foie sont identiques à celles déjà décrites pour l’épithélium ruminal. Elles passent ainsi par l’activation du C4 en butyryl-CoA. Le butyryl-CoA activé est ensuite converti en crotonyl-CoA et L-ß- hydroxybutyryl-CoA. Il est ensuite converti en acétoacétyl-CoA, acétoacétate et finalement en BHBA ou directement converti en D-hydroxybutyryl-CoA qui est ensuite converti en BHBA.
Ainsi les quantités de C4 apparaissant en veine porte sont relativement faibles. Il est majoritairement prélevé par le foie. Les liens entre son ANP et son émission hépatique sont donc forts.
Dans le foie, le C4 est principalement métabolisé en BHBA. L'importance de cette synthèse de corps cétoniques dépend principalement du statut nutritionnel et physiologique des animaux, conditionnant l’apport en C4 au foie.