Les foraminifères

aléatoirement à l’aide d’une cuillère sur environ 5 mm d’épaisseur et conservé dans une solution d’éthanol à 70% contenant du Rose Bengale à 1 g l^-1.

4.1.2. Le carottage

A Ronce-Perquis, des carottes de 7,5 cm de diamètre et de 8 cm de profondeur ont été prélevées à chaque date (22/04/04, 25/05/04, 9 et 22/06/04, 4/08/04). Ces carottes ont été découpées selon la verticale en cinq tranches (0-0,5, 0,5-1, 1-3, 3-5 et 5-8 cm) puis conservées dans une solution d’éthanol à 70% contenant du Rose Bengale à 1 g l^-1.

A Esnandes (station E) et Rivedoux (stations R4 et R5), le 28 et 29 octobre 2004, les prélèvements ont été effectués avec une carotte de 9,5 cm de diamètre et environ 30 cm de profondeur. Les carottes ont été découpées selon les couches sédimentaires mises en évidence à l’aide du CAT-scan et les tranches conservées dans une solution d’éthanol à 70% contenant du Rose Bengale à 1 g l^-1.

4.2. Traitements des échantillons

Dans les études sur l’écologie des foraminifères, les assemblages totaux, c’est à dire la somme des individus morts et des individus vivants, sont utilisés par la plupart des auteurs.

Toutefois, Murray (2000b) discute l’inconcevabilité de cet usage pour les études sur la dynamique des assemblages. Il considère que seuls les assemblages vivants sont significatifs dans les études actuelles sur les variations d’abondances des foraminifères puisque ce sont les individus vivants qui réagissent aux variations environnementales. Il convient aussi de préciser qu’en raison de la variabilité des assemblages vivants, les études sur les seules

(Debenay et al., 1996). Les assemblages vivants ont été utilisés dans cette étude pour étudier les effets de l’ostréiculture sur les foraminifères.

4.2.1. Coloration au Rose Bengale

Il existe différentes techniques pour différencier les foraminifères vivants des foraminifères morts. La coloration au Rose Bengale est la méthode la plus utilisée pour distinguer les individus vivants des individus morts (Walton, 1952). Cependant, le protoplasme peut subsister dans le test après la mort de la cellule. Celui de foraminifères d’Antarctique peut encore être coloré 4 semaines après la mort de l’individu (Bernhard, 1988), montrant les limites de cette méthode. La méthode basée sur l’adénosine-triphosphate est la plus précise puisque 5 heures après la mort elle est indétectable (Bernhard, 1988, 1989).

Cette méthode est très onéreuse et chronophage. Une autre méthode consiste à marquer les cellules vivantes des foraminifères avec une sonde vitale fluorogénique, le CellTracker^TM Green CMFDA (Bernhard et al., 2006). Les foraminifères sont ensuite observés sous un microscope à épifluorescence et la distinction entre les foraminifères vivants et morts est aisée (Murray & Bowser, 2000). Elle est toutefois longue à mettre en place. La technique utilisée dans cette étude est la coloration par le Rose Bengale. Comme le recommandent Murray & Bowser (2000), malgré ses inconvénients maintes fois relevés par les spécialistes, cette méthode est la plus rapide et la plus pratique pour différencier les individus vivants des individus morts, d’autant plus dans un suivi à long terme et à grande échelle spatiale des assemblages de foraminifères.

4.2.2. Lavage et extraction

Les échantillons sont traités au minimum 48h après leur prélèvement afin de permettre une coloration efficace des foraminifères vivants par la solution de Rose Bengale.

Les échantillons sont homogénéisés et 50 cm³ de sédiment sont prélevés quand cela est possible (Debenay et al., 1996). Cet aliquote est tamisé sur une maille de 315 µm puis 50 µm pour récupérer les foraminifères et éliminer les éléments soit très grossiers soit très fins.

Après séchage dans une étuve à 40°C, les foraminifères sont concentrés par flottage sur du trichloréthylène pour faciliter le comptage. Les tests de foraminifères flottent sur ce liquide de forte densité contrairement aux particules terrigènes. Le surnageant contenant les tests de foraminifères est alors filtré, et le trichloréthylène évaporé sous une hotte à flux laminaire. Le trichloréthylène est un produit hautement toxique, il convient donc de prendre toutes les dispositions nécessaires pour éviter son contact et ne pas l’inhaler.

4.2.3. Comptage et détermination

Sous une loupe binoculaire LeicaMZ75, 300 individus vivants et morts, suivant la méthode décrite par de nombreux auteurs (Nagy & Alve, 1987 ; Alve, 1990, 1991 ; Coccioni, 2000 ; Debenay et al., 2000), ont été comptés dans les échantillons riches en foraminifères alors que dans ceux qui contenaient moins de 500 individus, l’ensemble des foraminifères ont été comptés. Fatela & Taborda (2002), dans leur travail sur le seuil de significativité des comptage de foraminifères, ont montré que le comptage de 100 individus suffit. Toutefois, dans les études qui décrivent aussi les espèces représentant moins de 3 % de l’assemblage, ils recommandent de compter environ 300 individus. Seuls les individus vivants on été

distinction entre individus vivants et morts. Les individus sont déterminés en suivant la classification décrite par Loeblich & Tappan (1988).

4.3. Descripteurs statistiques

Dans la partie 3.3 du chapitre Matériel et Méthodes, les paramètres synthétiques, les indices de diversité et les diagrammes rang-fréquence ont été décrits. Ci-après n’ont été détaillées que des précisions quant à leur utilisation sur les assemblages de foraminifères.

4.3.1. Paramètres synthétiques des assemblages

Pour comparer les échantillons de foraminifères entre eux, les résultats sont normalisés à un volume standard de 50 cm³. La richesse spécifique (S) correspond au nombre d’espèces dans l’échantillon concerné. Les abondances (A) correspondent au nombre d’individus vivants dans 50 cm³. Les foraminifères ont été caractérisés par la nature de leur test (agglutiné, porcelané ou hyalin), et le pourcentage des différentes formes a été calculé pour chaque échantillon.

4.3.2. Indice de diversité et diagrammes « rang-fréquence »

La description de ces analyses est détaillée dans la partie Matériel et méthodes section 3.3.2.