A incidência de infecções nosocomiais fúngicas tende a crescer cada vez mais, em paralelo aos avanços nos procedimentos médicos, que aumentam a sobrevida dos pacientes imunocomprometidos e favorecem o risco para infecções fúngicas invasivas e oportunistas (EGGIMANN, GARBINO, PITTETT, 2003; MARR, 2004; COLOMBO et al.,1995a), usualmente graves nestes pacientes e de difícil controle, diagnóstico e tratamento (BLOT & VANDEWOUDE, 2004 ).
Em geral, a distribuição das espécies de Candida causando infecções invasivas é variável em diferentes partes do mundo e, em particular, a freqüência das infecções causadas por espécies não-albicans tem aumentado em muitos países variando na proporção de 37% a 70%, com média de 49% (PFALLER et al., 1998a; ST- GERMAIN et al., 2001; PFALLER et al., 2002c; PFALLER & DIEKEMA, 2002; DIEKEMA, PFALLER, JONES, 2002; PAPPAS et al., 2003; ALMIRANTE et al., 2003; MARCO et al., 2003; GUADLAUGSSON et al., 2003; DURAN et al., 2003; HAJJEH et al., 2004; CHEN et al., 2005; SENDID et al., 2006).
No presente estudo, a espécie mais prevalecente foi a C. albicans, representando 46% das amostras estudadas, entretanto, superando expectativas, as espécies não-
albicans encontradas foram de maior número dentro da pesquisa, representando
54% dos isolamentos, quando essas espécies são analisadas em conjunto.
No Brasil, poucos são os estudos avaliando a distribuição das espécies de Candida em infecções nosocomiais e a grande maioria se refere especificamente a casos de candidemia. Estudos realizados no Brasil, encontraram um predomínio de 48 a 72%, com uma média de 59% para C. não-albicans em episódios de candidemia (COLOMBO et al.,1999, COSTA et al., 2000; COLOMBO, 2000; COLOMBO et al., 2003a; COLOMBO et al., 2003 b; GOLDANI & MÁRIO, 2003; GODOY et al., 2003; ANTUNES et al., 2004; COLOMBO et.al.,2006, MEDRANO et al.,2006).
Neste estudo, foi encontrado 38% de C. não-albicans isoladas em sangue e 54% no geral. As espécies de C. não-albicans mais encontradas foram: C. tropicalis (26%),
C. parapsilosis (14%) e C.glabrata (10%).
Autores brasileiros encontraram como mais freqüentes, as seguintes espécies não-
albicans: C. parapsilosis (17%), C. tropicalis (12%), C. guilliermondii (10%) e C. glabrata (2%) (COSTA et al., 2000); C. parapsilosis (25%), C. tropicalis (24%), C. rugosa (5%) e C. glabrata (4%) (COLOMBO, 2003); C. parapsilosis (27%) e C. tropicalis (24%) (GOLDANI & MÁRIO, 2003); C. tropicalis (24%) e C. parapsilosis
(21%) e C. glabrata (8%) (GODOY et al, 2003); C. parapsilosis (26%), C. tropicalis (13%) e C. glabrata (3%) (ANTUNES et al., 2004); C. tropicalis (21%) e C.
parapsilosis (20%) (COLOMBO et al., 2006); contrastando com prevalências em
outras partes do mundo, onde C. glabrata tem sido a segunda espécie não-albicans mais isolada nos EUA (21%), a terceira no Canadá (12%) e na Europa (10%), entretanto, ocupa o quarto lugar (3% a 6%) na América Latina (PFALLER et al., 2001; COLOMBO et al., 2003b).
Observa-se o evidente aumento de isolamentos de C. não-albicans, mas com algumas variações na distribuição destas espécies ao redor do mundo, com predomínio de C. tropicalis e C.parapsilosis no Brasil e na América Latina, em geral. Neste estudo, contudo, a proporção de C. glabrata encontrada foi de 10% dos isolados, representando a terceira espécie não-albicans mais isolada, freqüência maior do que a média encontrada na América Latina e próxima daquela encontrada na Europa.
Análises comparativas entre distribuições de espécies podem ser limitantes, uma vez que as casuísticas são baseadas em populações, setores de hospital e materiais clínicos diversos. HAJJEH et al. (2004) observaram, por exemplo, que a C. albicans representou 45% dos isolados de diferentes setores de um hospital, mas correspondeu a 32% dos isolados especificamente na oncologia/ hematologia.
De acordo com os setores do hospital, a presente investigação evidenciou variação na distribuição das espécies de C. não-albicans, com maior predomínio na UTI e na CM, representando 23% para cada um dos setores, em contraposição a apenas 5%
na pediatria. É importante mencionar que o hospital universitário em estudo dispõe de um número pequeno de leitos na UTI (8 leitos atualmente), enquanto que em outros setores, o número de leitos é maior (CC 40 leitos e UTIN 10 leitos), o que também pode influenciar na prevalência das espécies.
Uma grande variedade de métodos tem sido desenvolvidos, com o objetivo de identificação rápida e precisa das espécies de Candida. Recentemente, testes enzimáticos espécies específicos, meios de cultivo cromogênicos e métodos manuais, semi-automatizados e automatizados, foram comercialmente introduzidos (Méndez & Mazuelos, 2006). Apesar do significante progresso e resultados encorajadores na última década, testes sorológicos ou métodos moleculares não são usados como rotina nos laboratórios de microbiologia clínica (FAVEL et al.,1999).
Neste estudo, utilizou-se o meio cromogênico CHROMagar Candida® para triagem preliminar das espécies. Esse meio contém substratos cromogênicos para diferentes enzimas secretadas por espécies de Candida spp., produzindo colônias pigmentadas, através das quais, três espécies podem ser identificadas com relativa segurança: C. albicans (colônias verdes), C.tropicalis (colônias azuis) (Anexo 2) e
C.krusei (colônias rosa rugosas) depois de 48 h de incubação a 30-37°C
(CHROMagar Microbiology http://www.chromagar.com; ODDS & BERNAERTS,1994).
O meio CHROMagar Candida® mostrou um bom potencial como meio de triagem inicial e como ferramenta na detecção de diferentes espécies de Candida spp. em culturas mistas. A avaliação comparativa entre métodos clássicos (formação de tubo germinativo e clamidoconídeo, bem como fermentação e assimilação de fontes de carbono) e métodos comerciais para identificação de Candida spp. (Sistema API 20C AUX), mostra que o meio cromogênico pode ter vantagens práticas e econômicas na identificação de C. albicans, C. tropicalis e C. krusei, mas apresenta ainda limitações para identificação das demais espécies (Anexo 2c), por apresentarem colônias com colorações muito próximas neste meio (FREYDIERE, GUINET, BOIRON, 2001).
A identificação de C. albicans foi confirmada através da produção de tubo germinativo e/ou clamidoconídeo pelas colônias verdes detectadas no meio CHROMagar Candida®, enquanto para as espécies não-albicans, empregou-se diferentes metodologias. A identificação das espécies de Candida por métodos clássicos é trabalhosa, pois requer vários meios de cultura específicos, sendo realizada nesta pesquisa para a identificação de todas as espécies de Candida não- albicans, inclusive daquelas identificadas presuntivamente no CHROMagar Candida®. Para os isolados com identificação duvidosa ou não conclusiva pelo método clássico, foi utilizado o API 20C AUX. Uma boa correlação foi observada na identificação dos isolados de Candida não-albicans, quando se usou o meio CHROMagar Candida® e o sistema API 20C AUX, em comparação com os resultados do sistema tradicional de identificação.
A identificação de algumas espécies não-albicans infrequentes como C. dubliniensis, descrita pela primeira vez como nova espécie na Irlanda por Sullivan et al. (1995), é problemática. Esta espécie é considerada filogenéticamente e fenotipicamente relacionada à C. albicans. É mais isolada de pacientes infectados pelo vírus HIV, com candidíase da orofaringe (ALVES et al., 2001), mas também tem sido isolada de outros pacientes imunocomprometidos (PELTROUCHE-LACSAHUANGA, DOHMEN, HAASE, 2002).
O mais acurado método de identificação de C. dubliniensis requer a utilização de técnicas genotípicas como o randomly amplified polymorphic DNA (RAPD) ou sequenciamento (SULLIVAN et al.,1995). Vários pesquisadores vêm realizando buscas de métodos fenotípicos alternativos, que possam ser confiáveis e aplicados em laboratório de rotina (ALVES et al., 2006a; ALVES et al., 2006b). No Brasil, alguns casos (3 cepas) foram relatados no Estado do Rio Grande do Sul (ALVES et al., 2001). A diferenciação de rotina com C. albicans é difícil, por compartilharem semelhantes características fenotípicas e necessitarem de testes moleculares, portanto não sendo realizada nesta pesquisa.
O diagnóstico de candidíase invasiva permanece um desafio. Culturas de outros materiais, que não sejam sangue e líquidos obtidos de sítios estéreis, são inespecíficas, por não distinguirem infecção de colonização, podem se tornar
positivas somente tardiamente, durante o curso da infecção, além de se apresentarem, na maioria das vezes, clinicamente indistinguíveis de infecções bacterianas (EGGIMANN, GARBINO, PITTET, 2003).
A ausência de sintomas específicos nas candidíases invasivas, justifica o fato de essas infecções, muitas vezes, terem sido encontradas somente através de autópsias. Apenas 22% de 272 infecções fúngicas invasivas foram suspeitadas ou documentadas antes da morte (GROLL et al.,1996). Esse achado pode explicar as altas taxas de mortalidade associadas às infecções por candidíases invasivas e ilustra a problemática envolvida em seu diagnóstico (EGGIMANN, GARBINO, PITTET, 2003).
Observou-se neste estudo, uma marcante mudança na distribuição de C. albicans e não-albicans no período analisado. Em 2003, C. não- albicans representava 39% dos isolados, mas houve uma inversão em 2005, chegando a atingir 74% dos isolados. Esses dados confirmam a importância dessas espécies, constituindo um grupo diversificado de patógenos, que diferem em sua epidemiologia, patogênese e virulência, além de apresentarem perfil de suscetibilidade peculiar a drogas antifúngicas.
Antes da introdução dos azólicos cetoconazol, fluconazol e itraconazol, o poliênico anfotericina B era o único agente disponível para o tratamento de infecções sistêmicas. Com a introdução dos azólicos, selecionou-se C. krusei intrinsecamente resistente a este grupo, observou-se diminuição da suscetibilidade de C. glabrata e o desenvolvimento de resistência secundária em C. albicans, isoladas principalmente de infecções de mucosa em pacientes infectados com o vírus HIV. Tais fatores, têm requerido a necessidade de padronização de metodologias para se detectar a suscetibilidade a essas drogas.
A meta dos testes de suscetibilidade a agentes antifúngicos, como o teste antibacteriano, é predizer uma resposta in vivo ou, pelo menos, prever a falência clínica. Apesar da habilidade desses testes em predizer resultados clínicos, as melhores correlações in vitro- in vivo têm sido obtidas, até agora, para candidíases
de mucosa em pacientes HIV-positivos e em uso de drogas azólicas (HOSPENTHAL, MURRAY, RINALDI, 2004).
Atualmente, o maior número de isolados de Candida spp., resistentes ao fluconazol, foi recuperado de pacientes infectados com o vírus HIV, mas o fenômeno da resistência tem também ocorrido em outros pacientes severamente imunocomprometidos, com maior número de relatos em pacientes com candidemia (BODEY et al., 1988; SOBEL et al., 2000; NUCCI & COLOMBO, 2002; COLOMBO et al., 2006).
Embora não se disponha de dados adequados sobre o uso de drogas antifúngicas, estima-se que drogas, como fluconazol, estejam sendo crescentemente usadas, por diversas razões, incluindo o aumento no número de transplantes realizados, ou mesmo como terapêutica empírica em pacientes de risco para candidemia em UTI. Conseqüentemente, como nos casos de pacientes infectados com HIV, a seleção de espécies não-albicans, com suscetibilidade reduzida ou resistente aos azólicos, tem aumentado em pacientes em uso destas drogas antifúngicas (EVANS et al., 1991; MALCLLORY, 1991).
A taxa de resistência ao fluconazol, encontrada no presente estudo para as espécies não-albicans foi de 4% (6/145), correspondendo a uma cepa de C. glabrata (1/29) e a cinco cepas de C. krusei (5/5), enquanto as cepas suscetíveis dose-dependentes (SDD) foi de 2% (3/145), correspondendo a duas cepas de C. tropicalis (2/69) e a uma de C. glabrata (1/29), pelo método de referência.
COLOMBO et. al. (2006) observaram que somente 1% de Candida spp. foi resistente ao fluconazol e 5% tiveram diminuição de suscetibilidade ao fluconazol, entre os 712 casos de candidemia, avaliados em 9 cidades brasileiras. Entretanto, em outros estudos realizados no Brasil, não foi observada resistência a fluconazol (GOLDANI & MÁRIO, 2003; GODOY et al., 2003; ANTUNES et al., 2004).
A incidência de cepas de Candida spp. resistentes ao fluconazol permanece baixa (<10%) (COLOMBO, 2000; BADDLEY et al., 2001; NUCCI & COLOMBO 2002; COLOMBO et al., 2003a; PFALLER & DIEKEMA, 2004; RIBEIRO et al., 2004). No
Brasil, estima-se que este índice seja baixo, devido ao reduzido uso profilático de fluconazol, por ser uma droga de custo elevado (COLOMBO, 2000).
A influência do uso do fluconazol no desenvolvimento de resistência aos azólicos, foi largamente avaliada em 585 transplantados de medula óssea. A maioria dos pacientes colonizados com C. glabrata e C. krusei tinham recebido fluconazol em média por 36 dias. Dentre as 30 candidemias que ocorreram durante a profilaxia com fluconazol, 14 foram por C. glabrata, 6 por C. krusei e 2 por C. albicans, todas altamente resistentes ao fluconazol (MARR et al., 2000).
Os piores resultados no tratamento têm sido observados com C. glabrata do que com C. albicans (BODEY et al., 2002), porém o contrário parece ser verdadeiro para infecções com C. parapsilosis (KATAOKA et al.,1995), tornando-se importante a identificação da espécie, assim como o teste de suscetibilidade.
Em relação ao itraconazol, não constatou neste estudo, resistência para nenhum dos isolados testados pela metodologia CLSI. A suscetibilidade dose-dependente foi de 3% correspondendo a uma cepa de C. tropicalis (1/69) e três de C. glabrata (3/29), demonstrando ser mais ativo que fluconazol, sobre C. não-albicans.
Nesta investigação, nenhum isolado apresentou resistência a anfotericina B. As espécies que apresentaram CIMs mais elevadas foram C. tropicalis e C. glabrata, mas exibindo os mesmos valores para CIM50 e CIM90 (1.0 µg/mL). Os isolados de C.
lusitaniae e C.guilliermondii também apresentaram baixas CIMs, embora cepas
destas espécies resistentes a esta droga já tenham anteriormente, sido relatadas (HADFIELD et al.,1987; POWDERLY et al., 1988; McCLENNY et al., 2002).
A anfotericina B, apresenta um largo espectro de atividade fungicida que é útil para o tratamento empírico de infecções fúngicas em pacientes críticos. A ocorrência de
Candida spp. resistente a este antifúngico tem sido incomum (VERDUYN LUNEL,
MEIS, VOSS, 1999; GOLDANI & MÁRIO, 2003; COLOMBO & GUIMARÃES, 2003).
A metodologia CLSI, por apresentar pequena variação de CIM para as espécies de
este antifúngico (REX et al.,1995b) e por não possuir pontos de corte pelo CLSI (NCCLS, 2002), os critérios para interpretação de suscetibilidade a essa droga tem se baseado em outras publicações (NGUYEN et al.,1998) e não no método de referência.
Apesar de não haver total consenso em relação às metodologias atualmente disponíveis, para o teste de suscetibilidade a agentes antifúngicos, o método CLSI (NCCLS, 2002) é considerado o método de referência, mas esforços ainda continuam sendo realizados para o seu aperfeiçoamento, na intenção de torná-lo de efetiva aplicação clínica.
As espécies não-albicans, além de possuírem uma reduzida suscetibilidade a drogas antifúngicas, principalmente aos azólicos, quando comparada a Candida albicans, caracterizam-se ainda por apresentarem dificuldades de leitura e interpretação do ponto de corte no teste de microdiluição em caldo, padronizados pelo CLSI. Talvez essa seja a razão da discrepância entre valores médios de CIMs, divulgados na literatura para estas espécies, mesmo empregando-se teste de referência (MAGALDI et al., 2004).
A interpretação de suscetibilidade para azólicos é frequentemente complicada pela ocorrência do crescimento remanescente, além da CIM (denominado trailing) especialmente para C. tropicalis (ST-GERMAIN, 2001), podendo este fenômeno influenciar o resultado do teste, dependendo do treinamento do pesquisador e do período da incubação, que pode variar de 24h a 48 h. Embora o método do CLSI (documento M27-A2), recomende ponto final de leitura em 48 h, existem evidências de que este período pode levar a uma superestimativa da CIM e o resultado com 24 horas tem mostrado se correlacionar melhor com o resultado clínico (TORTONATE et al., 1997; REVANKAR et al.,1998; REX et al.,1998; NGUYEN & YU, 1999; ST- GERMAIN, 2001). Esse crescimento tipo trailing, teria a ocorrência estimada em, aproximadamente 5% dos isolados e seria responsável por fazer com que um isolado que parecia ser sensível às 24 horas, se torne completamente resistente após 48 horas (NCCLS, 2002).
St- Germain et al. (2001) observaram que dos 9 pacientes com isolados de C.
albicans considerados como resistentes ao fluconazol, em leitura de 48 h (mas
sensíveis em 24 h), 8 responderam ao tratamento com fluconazol como medicação única, sugerindo uma superestimação da CIM com 48 h de incubação. Os autores observaram ainda que, avaliando-se a suscetibilidade de 43 cepas de C. albicans isoladas na era pré-fluconazol (1985), as CIMs obtidas em 24 h de incubação, 100% foram classificadas como sensíveis, porém as leitura realizadas com 48h de incubação, 11% das cepas seriam consideradas resistentes ao fluconazol.
Ao analisar como o impacto da leitura em 24 h de incubação pode influenciar no resultado da CIM, St-Germain (2001) observou que 98% de C. albicans e C.
tropicalis, apresentaram crescimento tipo trailing, principalmente com azólicos e
discrepâncias, foram observadas com fluconazol e itraconazol (24% e 30%), quando comparou 24h e 48h. A leitura em 48h resultou em alto número de isolados resistentes indicando que a incubação de 24h, pode correlacionar melhor com a resposta clínica.
Levando-se em conta estes achados, adotou-se neste estudo como tempo de leitura 24h de incubação, observando-se também, uma mudança no perfil de suscetibilidade ao fluconazol e ao itraconazol na maioria das cepas de C. tropicalis e
C.glabrata, em relação ao tempo de leitura.
A introdução de metodologias alternativas para detecção de suscetibilidade in vitro aos antifúngicos tem sido possível com a padronização do método de microdiluição em caldo pelo CLSI (WANGER et al., 1995; PFALLER, REX; RINALDI, 1997; NCCLS, 2002), como por exemplo, os métodos utilizando meios sólidos e difusão de droga a partir de disco com uma única concentração (BARRY & BROWN,1996) ou de fitas plásticas Etest®, com diferentes gradientes de concentração de droga (SEWELL, PFALLER, BARRY,1994; COLOMBO et al.,1995b; WANGER et al.,1995; ESPINEL-INGROFF et al., 1996; CHEN et al., 1996; PFALLER et al., 1996a).
Espinel-Ingroff (1994) e Elder et al.(1996) demonstraram excelente concordância (≥ 90%) e Sewell et al.(1994) acharam boa concordância (84%) entre Etest® e método de referência, para fluconazol. Em contraste, Runke et. al.(1996) obtiveram 67% de
concordância para fluconazol, 64% para cetoconazol e 78% para anfotericina B e Koc, Gokahmetòglu, Òguzkaya (2000) encontraram 93.1% para anfotericina B, 85.2% para cetoconazol, 82.3% para itraconazol e 79.4% para fluconazol. A baixa correlação, relatada pelos autores, poderia estar relacionada com o uso de diferentes meios de cultura na avaliação dos dois métodos (RUHNKE et. al.,1996).
Com isto, tornou-se objetivo nesta investigação, a comparação das CIMs obtidas pelo método de referência CLSI e pelo Etest®, empregando-se o meio de ágar Casitone ao invés do meio RPMI. Foram testadas aleatoriamente 59 cepas de C.
tropicalis, devido ao restrito número de fitas Etest® disponíveis para a pesquisa,
visto se tratar de uma metodologia de custos elevados. A C.tropicalis foi a espécie escolhida, por ter sido a mais freqüente entre as não-albicans e também por ser relatada como a espécie que apresenta maiores dificuldades de leitura para estabelecimento da CIM frente a azólicos (COLOMBO et al.,1995b).
Comparou-se diferentes metodologias para detecção de CIMs, com intuito de sugerir um método mais prático e reprodutível. Optou-se pelo método de difusão em agar, tipo Etest®, devido ao seu largo uso em diferentes países e sua facilidade de execução. O meio Casitone foi escolhido por ter menor custo e maior facilidade de preparo em relação ao RPMI, além de apresentar facilidade de leitura das CIMs e boa correlação com o método de referência (ESPINEL-INGROFF et al.,1996, PFALLER et al.,1998b), preconizado ainda pelo fabricante Etest® (AB BIODISK) como um meio adequado (++), enquanto considera o meio RPMI com 2% de glicose como meio satisfatório(+).
Espinel-Ingroff et al.(1996), em uma avaliação inter-laboratorial (dois laboratórios), do método Etest®, comparando o ágar RPMI, adicionado de 2% de glicose, com o meio ágar Casitone obtiveram, no geral, melhor reprodutibilidade com o uso de ágar Casitone. As CIMs foram determinadas dentro de 24h e 48h de incubação a 35°C, sendo encontradas porcentagens de concordância de 84% em 24h e 90% em 48h em ágar Casitone versus 4% e 1% em RPMI, respectivamente, para anfotericina B; de 87% em 24h e 48h em ágar Casitone versus 63% e 74% para itraconazol em RPMI), bem como 94% e 96% versus 90% e 88% para cetoconazol, em contraste com fluconazol (90% e 77% versus 96% e 98%). Os autores concluíram que o ágar
Casitone é uma alternativa conveniente para o teste de suscetibilidade aos antifúngicos pelo método Etest®.
Pfaller et al. (1998b) avaliaram o método Etest® na determinação da suscetibilidade ao fluconazol e acharam concordância dos resultados em 94% entre o meio de referência (ágar RPMI contendo 2% de glicose) e 97% com ágar Casitone com 48h de incubação. Um percentual bom e aceitável, também foi encontrado quando a leitura da CIMs foi realizada com 24h de incubação (95% versus 97%, respectivamente). Pode-se concluir que o ágar Casitone pode optimizar o crescimento das leveduras e facilitar a visualização do ponto final para obtenção da CIMs para azólicos e o método Etest®, usando ágar RPMI ou ágar Casitone, mostra ser alternativa viável em relação ao método de referência.
Adotou-se também para a metodologia Etest®, a leitura com 24h de incubação para os antifúngicos testados (Anexo 5), que se mostrou mais fácil uma vez que a maioria das cepas apresentou halos mais nítidos do que aqueles observados com a leitura realizada com 48h (Anexo 6).
Matar et al. (2003) mostraram que a concordância entre o método de referência e o Etest® para as CIMs de fluconazol e itraconazol em 48h foi >93%. Entretanto, melhores correlações foram notadas com leituras em 24 h, com >98% de concordância para as 2 drogas.
Colombo et al. (1995b) obtiveram boa correlação (97%) entre as CIMs obtidas entre Etest® e método de referência para 3 azólicos testados (fluconazol, itraconazol e cetoconazol), entre duas diluições, e algumas discrepâncias foram notadas para certas combinações droga-microrganismo. A determinação do ponto final para azólicos foi um significante fator de variabilidade dos resultados da CIM, devido ao crescimento remanescente (trailing) observado na presença de drogas fungistáticas azólicas, dificultando a determinação acurada de CIM (C. tropicalis foi o maior problema).
Valores de CIM discordantes, atribuídos principalmente ao crescimento trailing, também foi observado para Etest®. Nucci & Colombo (2002) relataram que o
método Etest® é um método alternativo, sendo útil como teste de triagem, efetivos para identificar somente cepas sensíveis e, portanto, métodos de difusão em ágar, não seriam adequados para discriminar cepas SDD e resistentes, sendo necessária a confirmação pelo método referência CLSI.
Koc, Gokahmetòglu, Òguzkaya (2000) relataram que o Etest® mostrou melhor desempenho para anfotericina B, com 93% de concordância, se comparada aos azólicos, onde discrepâncias nas CIMs foram observadas entre os métodos de microdiluição e Etest® (RPMI ágar), principalmente, com cepas com CIMs elevadas (cepas consideradas resistentes). Os autores encontraram porcentagens de concordância de 85% para cetoconazol, 82% para itraconazol e 80% para fluconazol.
Matar et al. (2003), avaliando a correlação entre Etest® e CLSI para fluconazol e voriconazol, chegaram a conclusão que os métodos baseados em ágar mostraram