Isolamento da membrana plasmática

O isolamento da membrana plasmática de S. cerevisiae foi efectuado de acordo com (Panaretou e Piper, 2006) com umas pequenas modificações. Partindo de um litro de cultura em fase de crescimento exponencial, a aproximadamente 0,3 OD600, procedeu-se à recolha das células por centrifugação a 5000

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durante 5 min, sendo que a partir deste momento todo o isolamento foi feito a 4º C. Após a centrifugação as células foram lavadas 1 vez com uma solução de sacarose 0,4M em solução tampão imidazole-HCl, 25 mM a pH 7,0. Após a lavagem, as células foram ressuspendidas em 1,5 ml da mesma solução tampão, suplementada com um cocktail de inibidores de proteases (PMSF 100 mM, leupeptina 1 mg/ml, benzamidina 0,15 mg/ml e pepstatina 0,1 mg/ml – concentrações finais). A esta mistura foram adicionadas esferas de vidro (2 ml) e procedeu-se à lise celular agitando esta mistura no vortex 3 vezes durante 2 min, alternando sempre com 2 min em gelo de modo a manter a mistura a uma temperatura baixa.

Com vista à separação do extracto celular contendo membranas plasmáticas das esferas de vidro e células não lisadas, efectuou-se uma centrifugação a baixa velocidade do homogenato (530

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durante 20 min) e recolheu-se o sobrenadante. Este sobrenadante foi de seguida centrifugado a 22000

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durante 30 min, de modo a obter-se um sedimento contendo as membranas plasmáticas ainda impuras isoladas da fracção microssomal. Este sedimento foi ressuspendido em 2 ml de solução tampão de imidazole-HCl 25 mM a pH 7,0 ao qual foi adicionado o cocktail de inibidores nas concentrações finais já referidas anteriormente. Esta suspensão foi aplicada num gradiente descontínuo de sacarose, constituído por 3 camadas de 12 ml de soluções de sacarose (2,25 M, 1,65M e 1,1M) em tampão de imidazole-HCl 25mM a pH 7,0, com vista à obtenção de uma fracção constituída na sua totalidade por membranas plasmáticas de S. cerevisiae. Este gradiente foi centrifugado a 80000

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durante 18 h num rotor SW 28 (Beckman Coulter, Inc.). As membranas plasmáticas, na sua forma mais pura, foram recolhidas a partir do interface entre as camadas de sacarose 2,25M e 1,65 M. O extracto puro foi ressuspendido em solução tampão imidazole-HCl 25mM a pH 7,0, de modo a reduzir a contaminação por sacarose e, de seguida centrifugado a 30000

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durante 40 min. O sedimento final foi ressuspendido muito cuidadosamente em solução tampão imidazole- HCl 25mM a pH 7,0 para posterior análise. Caso se pretendesse armazenar as membranas plasmáticas, este mesmo sedimento era ressuspendido em solução constituída pela solução tampão imidazole-HCl 25mM, a pH 7,0 e glicerol (1:1 v/v) sendo posteriormente guardado a -80ºC.

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3.2.6.1 Determinação do grau de pureza das membranas plasmáticas

A pureza da membrana plasmática foi determinada através da actividade do H+ _ATPase membranar (Koland e Hammes, 1986). Esta actividade é um bom indicador do grau de pureza das membranas obtidas já que a actividade deste enzima é facilmente diferenciada dos restantes ATPases devido à sua inibição específica pelo vanadato (Koland e Hammes, 1986).

A 900 µl de uma mistura reaccional em solução tampão Mes/Na 0,1M, pH 6,0 (de acordo com (Koland e Hammes, 1986), Quadro 14), contendo entre 40 a 90 µl de amostra, e incubada previamente a 30ºC durante 5 min, adicionaram-se 100 µl de ATP 20 mM de modo a iniciar a reacção durante um tempo pré-definido. A mesma foi terminada com a adição de 2 ml uma solução de ácido sulfúrico 2% (v/v), molibdato de amónio 5 g/l e SDS 5 g/l, seguindo-se um período de incubação de 5 min a 30ºC. À mistura anterior adicionaram-se por último 20 µl de uma solução de ascorbato a 10% (m/v) e após um período de incubação de 5 min a 30ºC foi medida a absorvência a 750 nm. Os valores obtidos (normalizados à quantidade de proteína) permitiram determinar o ganho de actividade enzimática específica das membranas plasmáticas puras relativamente a um extracto celular em bruto (homogenato obtido após a lise das células com esferas de vidro).

Quadro 14 – Composição da mistura reaccional para análise da actividade do enzima ATPase da membrana plasmática de S. cerevisiae.

Concentrações stock Mistura reaccional c/ vanadato Mistura reaccional s/ vanadato MgCl2 50 mM 100 µl 100 µl NaN3 50 mM 100 µl 100 µl Na3VO4 1 mM 100 µl - Fracção membranas/homogenato 40 a 90 µl 3.2.7 Extracção de lípidos

Os lípidos totais celulares foram extraídos de células de S. cerevisiae em fase de crescimento exponencial ao longo da sua adaptação ao H2O2 que nunca foi superior a 90 min. Foram recolhidas 15 OD600 de células por centrifugação a 5000

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durante 5 min, sendo que a partir deste momento todo o isolamento foi feito a 4ºC, de modo a reduzir o metabolismo e degradação celular a um mínimo. Após a centrifugação, as células foram lavadas uma vez com água bidestilada estéril. Após a lavagem procedeu-se à ressuspensão das células em 1 ml de solução tampão de fosfato de potássio 0,1M a pH 7,4, seguida da lise das mesmas através de agitação no vortex com esferas de vidro (1 ml) durante 2 min seguidos de 2 min em gelo durante 3 vezes. Após a lise das células, os

51 lípidos foram extraídos do homogenato resultante recorrendo ao método de Folch (Folch

et al., 1957). Para isso, os lípidos foram extraídos com a adição de 20 volumes de uma

mistura clorofórmio/metanol (2:1, v/v) e o extracto lavado de seguida com a adição de uma solução aquosa de KCl 0,88 % (m/v), tendo-se formado duas fases - uma orgânica e uma aquosa. Após remoção da fase aquosa (fase superior) a fase orgânica foi seca sob atmosfera de azoto e dissolvida no solvente adequado. Os lípidos da membrana plasmática foram extraídos exactamente do mesmo modo – método de Folch.

3.2.7.1 Análise dos ácidos gordos

Os ácidos gordos foram obtidos a partir de extractos lipídicos e metilados em simultâneo com a sua extracção para posterior análise por GC-MS. Os extractos lipídicos secos obtidos de acordo com 3.2.7, ficaram durante 24 h a 50 ºC dissolvidos em 3 ml de uma mistura de metanol/HCl 5:1 (v/v) (Christie, 1989) em tubos de vidro rolhados. Após arrefecimento da solução anterior, foram adicionados 5 ml de uma solução aquosa de NaCl a 5 % (m/v) e os ácidos gordos extraídos desta solução com 5 ml de n-hexano (2 vezes). O extracto de hexano foi lavado com 4 ml de uma solução de bicarbonato de potássio a 2% (m/v) e a fase orgânica resultante seca sob atmosfera de azoto.

A garantia de uma metilação total dos ácidos gordos extraídos pelo método referido acima foi assegurada com a utilização de uma mistura de trifluoreto de boro em metanol (Morrisson e Smith , 1964). Assim, ao extracto de ácidos gordos seco sob atmosfera de azoto foi adicionado 1 ml de uma solução de trifluoreto de boro em metanol 14% (m/v), e os tubos colocados em banho de areia a 100ºC durante 15 min. Os ácidos gordos metilados foram, após arrefecimento da mistura, extraídos com 1 volume de água (1 ml) e 2 volumes de n-pentano (2 ml) com o auxílio de forte agitação usando um vortex. Após a formação das duas fases, procedeu-se à recolha da fase orgânica e posterior secagem sobre atmosfera de azoto, tendo os extractos sido dissolvidos em 200 µl de n-hexano, para posterior análise por GC-MS.

3.2.7.2 Análise dos esteróis

Os extractos lipídicos obtidos tal como descrito em 3.2.7, foram também usados para a análise do conteúdo em esteróis, como descrito anteriormente (Swain et al., 2002). Os extractos lipídicos secos foram sujeitos a saponificação, sendo dissolvidos em 1,5 ml de metanol, 1 ml de pirogalol a 0,5% (m/v), 1 ml de KOH a 60% (m/v) e aquecidos sob refluxo durante 2 h a 85ºC. Após arrefecimento, os esteróis foram extraídos 2 vezes com 3 ml de uma mistura de éter de petróleo/n-hexano (1:1, v/v) e a fase orgânica obtida foi seca sob atmosfera de azoto (Swain et al., 2002).

52 Este extracto seco contendo os esteróis, foi posteriormente dissolvido numa mistura de diclorometano/ciclohexano (1:1, v/v) e analisado por GC-MS. Relativamente aos esteróis obtidos a partir de extractos totais, os mesmos foram submetidos após o processo de saponificação a uma reacção de trimetilsilanização com 200 l de uma mistura 1:1 (v/v) de piridina e BSTFA:TMCS 99:1 (Phillips et al., 1999), tendo os esteróis silanizados sido analisados posteriormente por GC-MS.

3.2.7.3 Análise por GC-MS

A análise dos ácidos gordos e esteróis por GC-MS foi efectuada com alíquotas de 2 l. O procedimento de separação dos componentes dos vários extractos foi diferente de acordo com a complexidade e o tipo de misturas de lípidos, como se pode observar no Quadro 15.

Quadro 15 – Condições de separação dos vários componentes lipídicos por GC-MS.

Esteróis da membrana

plasmática Esteróis totais

Ácidos gordos da membrana plasmática Temperatura do Forno 150ºC (1min.) 150ºC a 300ºC (10º/min) 300ºC (15 min.) 150ºC (1min.) 150ºC a 250ºC (10º/min) 250ºC a 300ºC (5º/min) 300ºC (15 min) 100ºC (1min.) 150ºC a 300ºC (10º/min) 300ºC (10 min.)

A identificação qualitativa dos compostos foi feita utilizando padrões e/ou pela comparação dos espectros de massa obtidos com os existentes em bibliotecas comerciais.

A análise quantitativa do ergosterol e esqualeno foi feita usando o colesterol como padrão interno e usando curvas de calibração com ergosterol e esqualeno de origem comercial. Quanto à determinação das quantidades relativas de cada espécie de esterol, esta foi feita recorrendo à integração de um ião comum cujo sinal foi corrigido para possíveis variações não lineares com a concentração – 363 m/z para esteróis silanizados e 69 m/z para os esteróis não silanizados.

A análise quantitativa dos ácidos gordos foi efectuada com recurso aos factores de resposta dos ésteres metílicos dos mesmos, usando ésteres metílicos comerciais. Como padrão interno foi utilizado o éster metílico de um ácido gordo, inexistente em levedura (C17:0). A excepção a este procedimento experimental, foi a análise dos níveis do ácido gordo metilado metil-2-hidroxi hexacosanoato, já que não foi encontrado um padrão comercial deste ácido gordo metilado. A quantificação deste ácido gordo foi efectuada recorrendo ao um factor de resposta calculado em função do ião 367 m/z (um dos iões mais abundantes nos ácidos gordos C26:0 e 2-OH-C26:0). A elevada abundância deste

53 ião tanto na espécie hidroxilada como na espécie não hidroxilada, bem como a forte semelhança estrutural entre os compostos levou a que se considerasse esta aproximação experimental como a mais correcta, dada a ausência de um padrão comercial.

3.2.7.4 Análise dos níveis de fósforo

Os níveis totais de fósforo dos lípidos da membrana plasmática foram determinados usando um ensaio de Bartlett (Dittmer e Wells, 1969). Aos extractos lipídicos secos obtidos de acordo com o capítulo 3.2.7, adicionaram-se 0,4 ml de ácido perclórico. Esta mistura foi aquecida em banho de areia numa posição oblíqua de modo a manter o refluxo até que a solução, inicialmente castanha, passasse a apresentar uma cor clara e límpida. Após arrefecimento das amostras, foram adicionados 2,4 ml de molibdato de amónio 0,44% (m/v) e 2,4 ml de reagente redutor (reagente de Fiske-Subbarow). Os tubos foram agitados no vortex e aquecidos de seguida em água em ebulição durante 10 min sendo lida a absorvência das amostras a 750 nm após o arrefecimento das mesmas. A curva de calibração utilizada nos ensaios foi feita usando como padrão KH2PO4 no intervalo de concentrações entre 5 e 130 nanomoles de fósforo e os valores finais foram normalizados para quantidade de proteína total das amostras.

No documento Papel da membrana plasmática na adaptação de Saccharomyces cerevisie ao H2O2 (páginas 65-69)