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4. RESULTADOS

4.2. Viabilidade celular de células embrionárias da retina infectadas com T gond

Em células embrionárias da retina infectadas com T. gondii observou-se que o tratamento com clozapina em todas as concentrações testadas aumentou significantemente a viabilidade destas células, quando comparadas às células infectadas sem tratamento (Figura 9). A concentração de 5µg/mL foi a que resultou em maior proteção (p<0,001). A clozapina na concentração de 10 µg/mL teve uma influência na viabilidade celular semelhante ao da sulfadiazina na concentração 10µg/mL (p<0,01) (Figura 9). O tratamento com haloperidol resultou em aumento significativo da viabilidade celular somente nas concentrações de 2,5µg/mL e 5µg/mL, com um resultado semelhante ao obtido com a sulfadiazina (p<0,05) (Figura 10). M V1 V2 C+ 0.01µg 0.1µg/mL 1µg/mL 5µg/mL 10µg/mL 30 60 90 120 * Haloperidol V ia b ilid a d e C e lu la r (% )

Figura 9: Curva de viabilidade celular de células embrionárias da retina infectadas

com T. gondii tratadas com sulfadiazina (10µg/mL) e clozapina nas concentrações 2,5

µg/mL, 5 µg/mL e 10µg/mL. M= meio; C+= sulfadiazina.(*: p<0,05; **: p<0,01; ***: p<0,001).

Figura 10: Curva de viabilidade celular de células embrionárias da retina infectadas

com T. gondii tratadas com sulfadiazina (10µg/mL) e haloperidol nas concentrações 2,5

µg/mL, 5 µg/mL e 10µg/mL. M= meio; C+= sulfadiazina. (*: p<0,05). M C+ 2.5µg/ml 5µg/ml 10µg/ml 50 100 150 200

*

***

**

Clozapina V iab il id ad e C el u lar ( % ) ** *  M C+ 2.5µg/ml 5µg/mL 10µg/ml 50 75 100 125 150 Haloperidol

**

V ia b ilid a d e C e lu la r ( % )

4.3 Avaliação da infecção por T. gondii em células embrionárias da retina tratadas com os antipsicóticos clozapina e haloperidol

Houve diminuição significativa na taxa de replicação intracelular de parasitos (6,7±2,5 parasitos/célula) nas células embrionárias da retina infectadas com T. gondii e tratadas com clozapina na concentração de 5µg/mL, quando comparado com o grupo não-tratado (8,3±2,3 parasitos/célula). Este efeito não foi observado no índice global de infecção (Figuras 11 e 12), entretanto.

Figura 11: Efeito do tratamento com sulfadiazina (10µg/mL) e clozapina (5 µg/mL) sobre a infecção por T. gondii de células embrionárias da retina. A, número de parasitos por célula infectada, B, número total de parasitos pelo total de células infectadas. M= meio; C+= sulfadiazina.

Figura 12: Efeito do tratamento com sulfadiazina (10µg/mL) e clozapina (5 µg/mL) sobre a infecção por T. gondii de células embrionárias da retina. A, sem tratamento, B, tratamento com sulfadiazina, C, tratamento com clozapina. Nota-se a presença de parasitos dentro das células (ponta das setas).

Nas células embrionárias da retina infectadas e tratadas com haloperidol, na concentração de 5µg/mL, houve uma redução significativa tanto na taxa de replicação intracelular (6±2,6 parasitos/célula) quanto no índice global de infecção (604,5±4,9 parasitos), em comparação com o grupo não-tratado (8,3±2,3 parasitos/célula e 845±63,6 parasitos, respectivamente) (Figuras 13 e 14).

Figura 13: Efeito do tratamento com sulfadiazina (10µg/mL) e haloperidol (5 µg/mL) sobre a infecção por T. gondii de células embrionárias da retina. A, número de parasitos por célula infectada, B, número total de parasitos pelo total de células infectadas. M= meio; C+= sulfadiazina. (*: p<0,05; **: p<0,01; ***: p<0,001).

Figura 14: Efeito do tratamento com sulfadiazina (10µg/mL) e haloperidol (5 µg/mL) sobre a infecção por T. gondii de células embrionárias da retina. A, sem tratamento, B, tratamento com sulfadiazina, C, tratamento com clozapina. Nota-se a presença de parasitos dentro das células (ponta das setas).

5. DISCUSSÃO

Muitos antipsicóticos têm demonstrado atividade inibitória sobre a sobrevivência e proliferação de patógenos humanos. Em 1981, já se demonstrava que um composto tricíclico do grupo fenotiazina, azul de metileno, matava Plasmodium vivax, o agente causador da malária (Guttman e Ehrlich, 1891; Jones- Brando, Torrey et al., 2003). Em outros trabalhos mais recentes, estudos in vitro têm demonstrado atividade inibitória de fenotiazinas sobre o crescimento de Leishmania donovani (Pearson, Manian et al., 1984), Plasmodium falciparum (Kristiansen e Jepsen, 1985), vírus da imunodeficiência humana tipo 1 (Jones-Brando, Buthod et al., 1997), T. gondii (Pezzella, Bouchot et al., 1997), Trypanossoma cruzi (Gutierrez- Correa, Fairlamb et al., 2001) e Mycobacterium tuberculosis (Viveiros e Amaral, 2001).

Embora relevantes, os estudos que demonstraram o efeito antipatogênico dos antipsicóticos ainda não tinham sido testados em linhagens celulares do sistema nervoso, logo a avaliação deste efeito em cultura de células embrionárias da retina, composta por células gliais e neuronais, é oportuno. Entre as vantagens do modelo utilizado neste trabalho estão a expressão de fenótipos de quase todos os neurotransmissores assim como todos os seus receptores celulares característicos. Outra vantagem pertinente ao estudo com T. gondii é a conhecida preferência deste parasito pela retina. Além disso, estudo com células embrionárias podem servir para elucidar mecanismos patogênicos da toxoplasmose congênita, na qual ocorre a passagem de taquizoítas pela placenta seguida de colonização deste tecido, resultando em fetos assintomáticos ao nascer que, entretanto, ao longo da vida podem apresentar sequelas incluindo retinocoroidite (induzindo grave prejuízo da visão), perda auditiva ou retardo mental (Stray-Pedersen, 1993).

Com relação à avaliação da atividade citotóxica dos antipsicóticos utilizados neste estudo, a clozapina não apresentou prejuízo da viabilidade celular em nenhuma das concentrações utilizadas. Em contrapartida, haloperidol apresentou redução significativa da viabilidade celular na concentração de 10µg/mL, consistente

com trabalhos anteriores nos quais drogas antipsicóticas típicas demonstram neurotoxicidade de modo dose-dependente (Silver, Yang et al., 1994; Gil-Ad, Shtaif et al., 2001).

O mecanismo de ação comum de drogas antipsicóticas é o antagonismo do receptor dopaminérgico D2 (Nord e Farde, 2011). Receptores D2 são classicamente descritos como inibidores da enzima adenilato ciclase, resultando na diminuição dos níveis de AMPc e consequentemente a diminuição da ativação da proteína quinase A (PKA) e sinalização de cálcio (Neve, Seamans et al., 2004). Entretanto, trabalhos recentes demonstram que a ativação de receptores D2 resulta na ativação da isoforma de fosfolipase C (PLC), PLC 1, causando mobilização dos estoques intracelulares de cálcio induzida por IP3 (inositol trifosfato) e, por sua vez, ativação de proteínas dependentes de cálcio (Hernandez-Lopez, Tkatch et al., 2000; Hu, Dong et al., 2005). Neste sentido, os antipsicóticos clozapina e haloperidol demonstram inibir a liberação de cálcio dependente de IP3 (Sczekan e Strumwasser, 1996).

O processo de invasão da célula pelo T. gondii inclui eventos que demonstram ser dependentes da sinalização por cálcio (Dobrowolski, Carruthers et al., 1997). As etapas iniciais da invasão, motilidade e ligação à célula hospedeira, podem ser inibidas por KT5926, um inibidor de proteínas quinase dependentes de cálcio (Dobrowolski, Carruthers et al., 1997). A mobilização de cálcio intracelular pelos ionóforos A23187 e ionomicina induzem a secreção de proteínas micronemais MIC2 e MIC4 (Carruthers e Sibley, 1999) e AMA1(Donahue, Carruthers et al., 2000). A replicação intracelular deste protozoário, por sua vez, também se mostrou suprimida por moduladores de cálcio (Song, Ahn et al., 2004).

Íons cálcio sequestrados no interior de organelas intracelulares são a principal fonte de cálcio liberado no citosol, e estão envolvidos em muitos eventos de sinalização. Existem quatro organelas intracelulares no T. gondii capazes de armazenar cálcio: retículo endoplasmático, núcleo, mitocôndria e acidocalcissoma, entre as quais o retículo endoplasmático e o acidocalcissoma são as mais prováveis

candidatas para liberação e estoque de cálcio sob estimulação específica (Moreno e Docampo, 2003).

Em células de mamíferos, o retículo sarcoplasmático é a principal fonte de cálcio que pode ser rapidamente mobilizada por uma variedade de estímulos. Dois tipos de canais liberadores de cálcio têm sido identificados nesta organela: receptor de IP3 e receptor de rianodina (Guse, 1999). Estudos sugerem que ambos receptores estão presentes em T. gondii e estão envolvidos no aumento de cálcio intracelular que promove a secreção de proteínas micronemais (Lovett, Marchesini et al., 2002; Lovett e Sibley, 2003).

A secreção de proteínas micronemais não depende somente da liberação de cálcio pela ativação de receptores, mas também do cálcio extracelular, uma vez que o tratamento de T. gondii com quelante de cálcio extracelular EGTA resultou na inibição de liberação de proteínas micronemais (Lovett, Marchesini et al., 2002). Isto pode ser devido a entrada capacitiva, na qual a liberação de cálcio de organelas intracelulares é reforçada pela subsequente entrada de cálcio de fora da célula (Putney, 1990). Então, este fluxo adicional de cálcio seria importante para a ativação da secreção micronemal (Lovett, Marchesini et al., 2002).

No presente estudo, houve diminuição significativa na taxa de replicação intracelular de T. gondii nas células embrionárias da retina tratadas com clozapina ou haloperidol, na concentração de 5µg/mL, porém somente o tratamento com haloperidol reduziu de modo significativo o índice global de infecção. Estes dados estão em concordância com estudo anterior, no qual a concentração inibitória média (ID50) da proliferação deste protozoário por haloperidol foi 5,6 µg/mL e de clozapina foi de 5,8 µg/mL (Jones-Brando, Torrey et al., 2003).

Dada a similaridade entre as vias de transdução de sinal dos processos de invasão, replicação intracelular e egresso por T. gondii, os resultados aqui apresentados sugerem que o tratamento com clozapina e haloperidol poderiam estar modulando a concentração intracelular de cálcio deste parasito, seja através da entrada passiva de cálcio do citosol celular para o vacúolo parasitóforo (Pingret, Millot et al., 1996) ou por meio da atuação de mensageiros intracelulares com IP3

sobre possíveis receptores presente neste protozoário e, desta forma, causando a inibição da replicação intracelular.

Adicionalmente, no presente estudo, observou-se que o tratamento com clozapina e haloperidol de células embrionárias da retina infectadas com T. gondii resultou em um efeito protetor da viabilidade celular, quando comparadas às células infectadas sem tratamento. O efeito neuroprotetor de clozapina já foi demonstrado em estudos anteriores, nos quais este efeito demonstrou ser resultante da habilidade deste antipsicótico atípico em inibir a ativação microglial e subseqüente liberação de mediadores inflamatórios incluindo ROS (Espécies Reativas ao Oxigênio), NO (óxido nítrico) e TNF-α (Fator de Necrose Tumoral alfa) (Magliaro e Saldanha, 2009; Hu, Zhou et al., 2012). O tratamento com haloperidol também inibe a ativação microglial e a resultante produção de NO e IL-6 (interleucina 6) (Kato, Monji et al., 2007).

A ativação glial garante a proteção contra injúrias cerebrais, incluindo infecções, através da produção de NO, TNF-α, IFN-γ (interferon gama) e outros metabólitos. Porém esses mediadores pró-inflamatórios podem causar sérios danos celulares e teciduais (Chao, Hu et al., 1992; Chao, Hu et al., 1995),no sistema nervoso central (Giovannoni, Heales et al., 1998).

Estudos in vitro com T. gondii demonstram que a prevenção da degeneração neuronal é dependente da inibição da produção de NO e outros mediadores inflamatórios(Rozenfeld, Martinez et al., 2003; Rozenfeld, Martinez et al., 2005) Isto sugere que o tratamento com os antipsicóticos no presente estudo pode estar contribuindo para prevenção da degeneração neuronal induzida pela infecção parasitária.

Os resultados apresentados neste estudo reafirmam a importância terapêutica de antipsicóticos na inibição da infecção por T. gondii, porém devem ser interpretados com cautela mediante a possibilidade de que a atividade de drogas eficazes contra a replicação deste parasito in vitro possa ser diferente da atividade in vivo. Um exemplo disto é a habilidade de ácido valpróico em inibir a proliferação de taquizoítos em cultura celular (Jones-Brando, Torrey et al., 2003; Strobl, Cassell et

al., 2007), que não é reproduzida em estudo in vivo (Goodwin, Strobl et al., 2008). Desta forma, é crucial a avaliação destes antipsicóticos em modelos animais.

6. CONCLUSÃO E CONSIDERAÇÕES FINAIS

ƒ Células embrionárias da retina tratadas com clozapina não apresentaram alteração significativa da viabilidade celular, enquanto que o tratamento com haloperidol apresentou neurotoxicidade com tendência dose- dependente.

ƒ O tratamento com clozapina e haloperidol de células embrionárias da retina infectadas com T. gondii resultou em menor prejuízo da viabilidade destas células, o que sugere uma possível prevenção de degeneração neuronal induzida por estes antipsicóticos.

ƒ A replicação intracelular de T. gondii, em células embrionárias da retina tratadas com clozapina e haloperidol, foi significantemente reduzida, possivelmente pela modulação da concentração intracelular de cálcio deste parasito.

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Abi-Dargham, A. e H. Moore. Prefrontal DA transmission at D1 receptors and the pathology of schizophrenia. Neuroscientist, v.9, n.5, Oct, p.404-16. 2003.

Adler, R. A model of retinal cell differentiation in the chick embryo. Prog Retin Eye Res, v.19, n.5, Sep, p.529-57. 2000.

Adler, R., J. D. Lindsey, et al. Expression of cone-like properties by chick embryo neural retina cells in glial-free monolayer cultures. J Cell Biol, v.99, n.3, Sep, p.1173-8. 1984.

Alexander, D. L., J. Mital, et al. Identification of the moving junction complex of Toxoplasma gondii: a collaboration between distinct secretory organelles. PLoS Pathog, v.1, n.2, Oct, p.e17. 2005.

Appleford, P. J. e J. E. Smith. Toxoplasma gondii: the growth characteristics of three virulent strains. Acta Trop, v.65, n.2, May 15, p.97-104. 1997.

Ashburn, D., R. Evans, et al. Toxoplasma dye test using cell culture derived tachyzoites. J Clin Pathol, v.53, n.8, Aug, p.630-3. 2000.

Berdoy, M., J. P. Webster, et al. Fatal attraction in rats infected with Toxoplasma gondii. Proc Biol Sci, v.267, n.1452, Aug 7, p.1591-4. 2000.

Black, M. W. e J. C. Boothroyd. Lytic cycle of Toxoplasma gondii. Microbiol Mol Biol Rev, v.64, n.3, Sep, p.607-23. 2000.

Boothroyd, J. C., A. Hehl, et al. The surface of Toxoplasma: more and less. Int J Parasitol, v.28, n.1, Jan, p.3-9. 1998.

Caldas, L. A., W. De Souza, et al. Calcium ionophore-induced egress of Toxoplasma gondii shortly after host cell invasion. Vet Parasitol, v.147, n.3-4, Jul 20, p.210- 20. 2007.

Carrey, W. P. Behavioral and morphological changes in carpenter ants harboring dicrocoeliid metacercariae. American Midland Naturalist, v.82, p.605-611. 1969.

Carruthers, V. e J. C. Boothroyd. Pulling together: an integrated model of Toxoplasma cell invasion. Curr Opin Microbiol, v.10, n.1, Feb, p.83-9. 2007.

Carruthers, V. B. e L. D. Sibley. Sequential protein secretion from three distinct organelles of Toxoplasma gondii accompanies invasion of human fibroblasts. Eur J Cell Biol, v.73, n.2, Jun, p.114-23. 1997.

______. Mobilization of intracellular calcium stimulates microneme discharge in Toxoplasma gondii. Mol Microbiol, v.31, n.2, Jan, p.421-8. 1999.

Cezilly, F., F. Thomas, et al. Host-manipulation by parasites with complex life cycles: adaptive or not? Trends Parasitol, v.26, n.6, Jun, p.311-7. 2010.

Chao, C. C., S. Hu, et al. Activated microglia mediate neuronal cell injury via a nitric oxide mechanism. J Immunol, v.149, n.8, Oct 15, p.2736-41. 1992.

______. Glia, cytokines, and neurotoxicity. Crit Rev Neurobiol, v.9, n.2-3, p.189-205. 1995.

Choisy, M., S. P. Brown, et al. Evolution of trophic transmission in parasites: why add intermediate hosts? Am Nat, v.162, n.2, Aug, p.172-81. 2003.

Conley, R. R. e D. L. Kelly. Second-generation antipsychotics for schizophrenia: a review of clinical pharmacology and medication-associated side effects. Isr J Psychiatry Relat Sci, v.42, n.1, p.51-60. 2005.

Cossenza, M. e R. Paes De Carvalho. L-arginine uptake and release by cultured avian retinal cells: differential cellular localization in relation to nitric oxide synthase. J Neurochem, v.74, n.5, May, p.1885-94. 2000.

Creuzet, C., F. Robert, et al. Neurons in primary culture are less efficiently infected by Toxoplasma gondii than glial cells. Parasitol Res, v.84, n.1, p.25-30. 1998.

De Mello, M. C., A. L. Ventura, et al. Regulation of dopamine- and adenosine- dependent adenylate cyclase systems of chicken embryo retina cells in culture. Proc Natl Acad Sci U S A, v.79, n.18, Sep, p.5708-12. 1982.

Denkers, E. Y. e R. T. Gazzinelli. Regulation and function of T-cell-mediated immunity during Toxoplasma gondii infection. Clin Microbiol Rev, v.11, n.4, Oct, p.569-88. 1998.

Dobrowolski, J. M., V. B. Carruthers, et al. Participation of myosin in gliding motility and host cell invasion by Toxoplasma gondii. Mol Microbiol, v.26, n.1, Oct, p.163-73. 1997.

Donahue, C. G., V. B. Carruthers, et al. The Toxoplasma homolog of Plasmodium apical membrane antigen-1 (AMA-1) is a microneme protein secreted in response to elevated intracellular calcium levels. Mol Biochem Parasitol, v.111, n.1, Nov, p.15-30. 2000.

Dubey, J. P. Infectivity and pathogenicity of Toxoplasma gondii oocysts for cats. J Parasitol, v.82, n.6, Dec, p.957-61. 1996.

______. Toxoplasmosis - a waterborne zoonosis. Vet Parasitol, v.126, n.1-2, Dec 9, p.57-72. 2004.

Dubey, J. P., D. S. Lindsay, et al. Structures of Toxoplasma gondii tachyzoites, bradyzoites, and sporozoites and biology and development of tissue cysts. Clin Microbiol Rev, v.11, n.2, Apr, p.267-99. 1998.

Endo, T., K. K. Sethi, et al. Toxoplasma gondii: calcium ionophore A23187-mediated exit of trophozoites from infected murine macrophages. Exp Parasitol, v.53, n.2, Apr, p.179-88. 1982.

Fagard, R., H. Van Tan, et al. Differential development of Toxoplasma gondii in neural cells. Parasitol Today, v.15, n.12, Dec, p.504-7. 1999.

Ferreira, J. M. e R. Paes-De-Carvalho. Long-term activation of adenosine A(2a) receptors blocks glutamate excitotoxicity in cultures of avian retinal neurons. Brain Res, v.900, n.2, May 11, p.169-76. 2001.

Fischer, H. G., B. Nitzgen, et al. Host cells of Toxoplasma gondii encystation in infected primary culture from mouse brain. Parasitol Res, v.83, n.7, p.637-41. 1997.

Fitton, A. e R. C. Heel. Clozapine. A review of its pharmacological properties, and therapeutic use in schizophrenia. Drugs, v.40, n.5, Nov, p.722-47. 1990.

Fuller Torrey, E., R. Rawlings, et al. The antecedents of psychoses: a case-control study of selected risk factors. Schizophr Res, v.46, n.1, Nov 30, p.17-23. 2000.

Gaskell, E. A., J. E. Smith, et al. A unique dual activity amino acid hydroxylase in Toxoplasma gondii. PLoS One, v.4, n.3, p.e4801. 2009.

Gazzinelli, R. T., A. Brezin, et al. Toxoplasma gondii: acquired ocular toxoplasmosis in the murine model, protective role of TNF-alpha and IFN-gamma. Exp Parasitol, v.78, n.2, Mar, p.217-29. 1994.

Gil-Ad, I., B. Shtaif, et al. Evaluation of the neurotoxic activity of typical and atypical neuroleptics: relevance to iatrogenic extrapyramidal symptoms. Cell Mol Neurobiol, v.21, n.6, Dec, p.705-16. 2001.

Giovannoni, G., S. J. Heales, et al. The potential role of nitric oxide in multiple sclerosis. Mult Scler, v.4, n.3, Jun, p.212-6. 1998.

Goodwin, D. G., J. Strobl, et al. Evaluation of the mood-stabilizing agent valproic acid as a preventative for toxoplasmosis in mice and activity against tissue cysts in mice. J Parasitol, v.94, n.2, Apr, p.555-7. 2008.

Goodwin, D. G., J. S. Strobl, et al. Evaluation of five antischizophrenic agents against Toxoplasma gondii in human cell cultures. J Parasitol, v.97, n.1, Feb, p.148-51. 2011.

Guillin, O., A. Abi-Dargham, et al. Neurobiology of dopamine in schizophrenia. Int Rev Neurobiol, v.78, p.1-39. 2007.

Guse, A. H. Cyclic ADP-ribose: a novel Ca2+-mobilising second messenger. Cell Signal, v.11, n.5, May, p.309-16. 1999.

Gutierrez-Correa, J., A. H. Fairlamb, et al. Trypanosoma cruzi trypanothione reductase is inactivated by peroxidase-generated phenothiazine cationic radicals. Free Radic Res, v.34, n.4, Apr, p.363-78. 2001.

Guttman, P. e P. Ehrlich. Uber die wirkung des Methylenblau bei Malaria. Berl. Klin. Wochenschr, v.39, p.953-956. 1891.

He, X. L., M. E. Grigg, et al. Structure of the immunodominant surface antigen from the Toxoplasma gondii SRS superfamily. Nat Struct Biol, v.9, n.8, Aug, p.606- 11. 2002.

Hering, H. e S. Kroger. Formation of synaptic specializations in the inner plexiform layer of the developing chick retina. J Comp Neurol, v.375, n.3, Nov 18, p.393- 405. 1996.

Hernandez-Lopez, S., T. Tkatch, et al. D2 dopamine receptors in striatal medium spiny neurons reduce L-type Ca2+ currents and excitability via a novel

PLC[beta]1-IP3-calcineurin-signaling cascade. J Neurosci, v.20, n.24, Dec 15, p.8987-95. 2000.

Hokoc, J. N., A. L. Ventura, et al. Developmental immunoreactivity for GABA and GAD in the avian retina: possible alternative pathway for GABA synthesis. Brain Res, v.532, n.1-2, Nov 5, p.197-202. 1990.

Holliman, R. E. Toxoplasmosis, behaviour and personality. J Infect, v.35, n.2, Sep, p.105-10. 1997.

House, P. K., A. Vyas, et al. Predator cat odors activate sexual arousal pathways in brains of Toxoplasma gondii infected rats. PLoS One, v.6, n.8, p.e23277. 2011.

Hu, X., H. Zhou, et al. Clozapine protects dopaminergic neurons from inflammation- induced damage by inhibiting microglial overactivation. J Neuroimmune Pharmacol, v.7, n.1, Mar, p.187-201. 2012.

Hu, X. T., Y. Dong, et al. Dopamine D2 receptor-activated Ca2+ signaling modulates voltage-sensitive sodium currents in rat nucleus accumbens neurons. J Neurophysiol, v.93, n.3, Mar, p.1406-17. 2005.

Hunter, C. A. e J. S. Remington. Immunopathogenesis of toxoplasmic encephalitis. J Infect Dis, v.170, n.5, Nov, p.1057-67. 1994.

Jones-Brando, L., E. F. Torrey, et al. Drugs used in the treatment of schizophrenia and bipolar disorder inhibit the replication of Toxoplasma gondii. Schizophr Res, v.62, n.3, Aug 1, p.237-44. 2003.

Jones-Brando, L. V., J. L. Buthod, et al. Metabolites of the antipsychotic agent clozapine inhibit the replication of human immunodeficiency virus type 1. Schizophr Res, v.25, n.1, May 3, p.63-70. 1997.

Kalloniatis, M. e G. Tomisich. Amino acid neurochemistry of the vertebrate retina. Prog Retin Eye Res, v.18, n.6, Nov, p.811-66. 1999.

Kannan, G., K. Moldovan, et al. Toxoplasma gondii strain-dependent effects on mouse behaviour. Folia Parasitol (Praha), v.57, n.2, Jun, p.151-5. 2010.

Kato, T., A. Monji, et al. Risperidone significantly inhibits interferon-gamma-induced microglial activation in vitro. Schizophr Res, v.92, n.1-3, May, p.108-15. 2007.

Kean, B. H. Clinical Toxoplasmosis--50 years. Trans R Soc Trop Med Hyg, v.66, n.4, p.549-71. 1972.

Kristiansen, J. E. e S. Jepsen. The susceptibility of Plasmodium falciparum in vitro to chlorpromazine and the stereo-isomeric compounds cis(Z)- and trans(E)- clopenthixol. Acta Pathol Microbiol Immunol Scand B, v.93, n.3, Jun, p.249-51. 1985.

Kubrusly, R. C., M. C. Da Cunha, et al. Expression of functional receptors and transmitter enzymes in cultured Muller cells. Brain Res, v.1038, n.2, Mar 21, p.141-9. 2005.

Kubrusly, R. C., M. Z. Guimaraes, et al. L-DOPA supply to the neuro retina activates dopaminergic communication at the early stages of embryonic development. J Neurochem, v.86, n.1, Jul, p.45-54. 2003.

Kubrusly, R. C., R. Panizzutti, et al. Expression of functional dopaminergic phenotype in purified cultured Muller cells from vertebrate retina. Neurochem Int, v.53, n.3- 4, Sep, p.63-70. 2008.

Lacroix, R., W. R. Mukabana, et al. Malaria infection increases attractiveness of humans to mosquitoes. PLoS Biol, v.3, n.9, Sep, p.e298. 2005.

Layer, P. G. e E. Willbold. Histogenesis of the avian retina in reaggregation culture: from dissociated cells to laminar neuronal networks. Int Rev Cytol, v.146, p.1- 47. 1993.

Lefevre, T., S. A. Adamo, et al. Invasion of the body snatchers: the diversity and evolution of manipulative strategies in host-parasite interactions. Adv Parasitol, v.68, p.45-83. 2009.

Lolley, R. N. Light-induced alterations in retinal pyruvate and high-energy phosphates, in vivo. J Neurochem, v.16, n.10, Oct, p.1469-76. 1969.

Lovett, J. L., N. Marchesini, et al. Toxoplasma gondii microneme secretion involves intracellular Ca(2+) release from inositol 1,4,5-triphosphate (IP(3))/ryanodine- sensitive stores. J Biol Chem, v.277, n.29, Jul 19, p.25870-6. 2002.

Lovett, J. L. e L. D. Sibley. Intracellular calcium stores in Toxoplasma gondii govern invasion of host cells. J Cell Sci, v.116, n.Pt 14, Jul 15, p.3009-16. 2003.

Luft, B. J. e J. S. Remington. AIDS commentary. Toxoplasmic encephalitis. J Infect Dis, v.157, n.1, Jan, p.1-6. 1988.

Magalhaes, C. R., R. E. Socodato, et al. Nitric oxide regulates the proliferation of chick embryo retina cells by a cyclic GMP-independent mechanism. Int J Dev Neurosci, v.24, n.1, Feb, p.53-60. 2006.

Magliaro, B. C. e C. J. Saldanha. Clozapine protects PC-12 cells from death due to oxidative stress induced by hydrogen peroxide via a cell-type specific mechanism involving inhibition of extracellular signal-regulated kinase phosphorylation. Brain Res, v.1283, Aug 4, p.14-24. 2009.

Magno, R. C., L. C. Straker, et al. Interrelations between the parasitophorous vacuole of Toxoplasma gondii and host cell organelles. Microsc Microanal, v.11, n.2, Apr, p.166-74. 2005.

Melamed, J., F. Dornelles, et al. [Cerebral CT scan alterations in children with ocular lesions caused by congenital toxoplasmosis]. J Pediatr (Rio J), v.77, n.6, Nov- Dec, p.475-80. 2001.

Melzer, T. C., H. J. Cranston, et al. Host Cell Preference of Toxoplasma gondii Cysts in Murine Brain: A Confocal Study. J Neuroparasitology, v.1. 2010.

Mercier, C., J. F. Dubremetz, et al. Biogenesis of nanotubular network in Toxoplasma parasitophorous vacuole induced by parasite proteins. Mol Biol Cell, v.13, n.7, Jul, p.2397-409. 2002.

Mey, J. e S. Thanos. Development of the visual system of the chick. I. Cell differentiation and histogenesis. Brain Res Brain Res Rev, v.32, n.2-3, Apr, p.343-79. 2000.

Mordue, D. G., N. Desai, et al. Invasion by Toxoplasma gondii establishes a moving junction that selectively excludes host cell plasma membrane proteins on the basis of their membrane anchoring. J Exp Med, v.190, n.12, Dec 20, p.1783-92. 1999.

Mordue, D. G., S. Hakansson, et al. Toxoplasma gondii resides in a vacuole that

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