FERNANDA EVERS DE RIZZO
ZOONOSES DE INTERESSE EM SAÚDE PÚBLICA
EM EQUÍDEOS DE ABATE
LONDRINA 2011
FERNANDA EVERS DE RIZZO
ZOONOSES DE INTERESSE EM SAÚDE PÚBLICA
EM EQUÍDEOS DE ABATE
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em Ciência Animal (área de concentração Sanidade Animal) do Centro de Ciências Agrárias da Universidade Estadual de Londrina, como requisito para obtenção do título de Mestre.
Orientadora Profa. Dra. Roberta Lemos Freire
LONDRINA 2011
Catalogação elaborada pela Divisão de Processos Técnicos da Biblioteca Central da Universidade Estadual de Londrina.
Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP)
R627z Rizzo, Fernanda Evers de.
Zoonoses de interesse em saúde pública em equídeos de abate / Fernanda Evers de Rizzo. – Londrina, 2011.
54 f. : il.
Orientador: Roberta Lemos Freire.
Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade Estadual de Londrina, Centro de Ciências Agrárias, Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal, 2011.
Inclui bibliografia.
1. Zoonoses – Teses. 2. Doenças transmissíveis em animais – Teses. 3. Equídeo – Doenças transmissíveis – Teses. 4. Zoonoses – Saúde pública – Teses. I. Freire, Roberta Lemos. II. Universidade Estadual de Londrina. Centro de Ciências Agrárias. Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal. III. Título.
CDU 619:616.993
FERNANDA EVERS DE RIZZO
ZOONOSES DE INTERESSE EM SAÚDE PÚBLICA
EM EQUÍDEOS DE ABATE
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação em Ciência Animal (área de concentração Sanidade Animal) do Centro de Ciências Agrárias da Universidade Estadual de Londrina, como requisito para obtenção do título de Mestre.
COMISSÃO EXAMINADORA
____________________________________
Profa. Dra. Roberta Lemos Freire Universidade Estadual de Londrina (UEL)
____________________________________
Prof. Dr. Gercio Luiz Bonesi
Universidade Norte do Paraná (UNOPAR)
____________________________________
Prof. Dr. João Luis Garcia Universidade Estadual de Londrina (UEL)
O presente trabalho foi realizado no Laboratório de Zoonoses e Saúde Pública do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva da Universidade Estadual de Londrina - UEL, como requisito parcial a obtenção do título de Mestre em Ciência Animal pelo Programa de Pós-graduação em Ciência Animal (Área de Concentração: Sanidade Animal), sob orientação da Profª. Drª. Roberta Lemos Freire.
Os recursos financeiros para o desenvolvimento do projeto foram obtidos juntos ás agências e órgãos de fomento à pesquisa, abaixo relacionados:
1. CNPQ - Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico
2. PROPPG – Pró Reitoria de Pesquisa e Pós Graduação da Universidade Estadual de Londrina
3. CAPES – Conselho de Aperfeiçoamento de Pessoal de Ensino Superior/ MEC
Agradeço a Deus pela vida, aos meus pais por tudo, a toda minha família pela força e
AGRADECIMENTOS
Nada teria sido possível sem a grande ajuda que recebi de toda a minha família e dos colegas da Universidade Estadual de Londrina.
Aos meus pais Roberto e Maria Ivone, ao meu irmão Roberto e sua esposa Danielle, aos tios Paulo e Mercedes e a prima Paula, por estarem sempre presentes nas minhas derrotas e vitórias, pelo constante incentivo, amor, amizade e carinho.
Aos amigos e orientadores Profª. Drª. Roberta Lemos Freire e Prof. Dr. Italmar Teodorico Navarro por terem realmente me orientado, no sentido mais completo da palavra.
Aos Professores Doutores João Luis Garcia e Julio Cesar de Freitas, pelo essencial auxílio em etapas fundamentais durante o percurso.
Aos Médicos Veterinários Dr. Gercio Luiz Bonesi e Homero Arruda Junior, e aos funcionários, pela fundamental colaboração durante as coletas de amostras nos frigoríficos.
Ao Dr. Carlo Turilli por ter tornado possível, através de seus contatos, o estágio na Itália.
Aos profissionais do Istituto Zooprofilattico Sperimentale delle Venezie, em especial a Dr.ssa Gioia Capelli, por toda a ajuda prestada durante o estágio em Legnaro, Padova, Itália.
Ao Dr. Edoardo Pozio e Dr.ssa Maria Angeles Gomez Morales, do Istituto Superiore di Sanitá em Roma, pela grande receptividade e por não terem medido esforços para o meu aprendizado durante o estágio.
Às técnicas de laboratório M. V. Drª. Elizabete Regina Marangoni Marana e Beatriz de Souza Lima Nino e aos residentes Jonatas Campos Almeida e Lygia Maria Sandeski, pelo grande empenho.
Aos amigos de jornada, Prof. M.Sc. Dauton Luiz Zulpo e às mestrandas Marilu Constantino Max e Sthefany Pagliari, por sempre estarem ao meu lado.
Às mestrandas Maria Paula Ewald, Aline Benitez e Alessandra Taroda pela paciência e disposição durante o experimento.
A todos os amigos mestrandos e doutorandos, pelos momentos felizes vividos. A todos os estagiários do Laboratório de Zoonoses e Saúde Pública, especialmente Viviane Saporiti, Leila Saad, Ana Carolina Pereira, Fernanda Pinto Ferreira, Igor Salles Perecin e Lucas Rodrigues Lincoln de Carvalho.
A todos os funcionários do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva, em especial Valdecir Gomes da Silva, Maria José Rodrigues da Silva e Neusa Ribeiro Ramos.
À secretária da Pós Graduação de Medicina Veterinária e grande amiga, Helenice Kieski,pela grande paciência sempre.
RIZZO, Fernanda Evers de. Zoonoses de interesse em Saúde Pública em
equídeos de abate. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade
Estadual de Londrina, Londrina, 2011.
3.1 RESUMO
Esse trabalho teve como objetivos, verificar a presença de Toxoplasma gondii em cérebro; Trichinella spp em musculatura e anticorpos Toxoplasma gondii, anti-Leishmania spp e anti-Leptospira spp em soro dos equídeos abatidos em dois matadouros-frigoríficos com Serviço de Inspeção Federal. Foram coletadas 398 amostras de cérebro, masséter e sangue, de animais de ambos os sexos e idades variadas, provenientes de seis estados brasileiros. As amostras de soro foram submetidas à reação de imunofluorescência indireta para T. gondii (IFI 64) e Leishmania spp (IFI 40), obtendo 46 (11,6%) e 183 (46,0%) de positividade, respectivamente. Para a Leptospira spp, os soros foram testados pela soroaglutinação microscópica (SAM 100), tendo 123 (30,9%) resultados positivos. Foi possível identificar o sorovar mais provável de infecção em 95 (77,2%) destes, sendo o Hardjo (26,3%) e Autumnalis (12,6%) os mais presentes. Ao bioensaio, 14 (3,5%) amostras foram positivas para o T. gondii, sendo 12 (3,0%) à IFI e duas com presença de taquizoítas e/ou cistos cerebrais. Dos 14 animais positivos ao bioensaio, 20 amostras biológicas foram submetidas à PCR, obtendo resultados positivos em três (14,3%). No total, pela IFI em soro de equídeos e pelo bioensaio em camundongo, 60 (15,0%) amostras foram positivas ao T. gondii. As 398 amostras de masséter analisadas não revelaram a presença da larva de Trichinella spp. Os resultados mostram que os equídeos pesquisados destinados ao abate, estiveram expostos aos agentes da toxoplasmose, leishmaniose e leptospirose, porém, não apresentaram importância epidemiológica para a triquinelose.
Palavras-Chave: Abate, Equídeos, Toxoplasma gondii, Leishmania, Leptospira,
Trichinella.
LISTA DE TABELAS, FIGURAS E FOTOS
Quadro 1. Principais características das espécies de Trichinella e genótipos ... 13 Quadro 2. Legislação adotada por matadouros-frigoríficos exportadores para países
da Comunidade Européia ... 23
Tabela 1. Resultados positivos na prova sorológica IFI para Toxoplasma gondii em
398 amostras de soro de equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, 2009 - 2010. ... 38
Tabela 2. Resultados positivos no bioensaio para Toxoplasma gondii em 398
amostras de cérebro de equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, 2009 – 2010 ... 39
Tabela 3. Resultados positivos para Toxoplasma gondii, Leishmania spp, pela IFI e
Leptospira spp, pela SAM, em equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, segundo a região de procedência, 2009 - 2010. ... 39
Tabela 4. Sorovares mais prováveis de Leptospira spp detectados pela SAM em 398
soros de equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, 2009 – 2010...40
Tabela 5. Número de animais positivos à sorologia para Leishmania spp¹,
Toxoplasma gondii¹ e Leptospira spp² em 398 equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, por estado e regiões brasileiras, 2009 - 2010...40
Figura 1. Ciclo de vida da Trichinella spp ... 15 Foto 1. Larvas de Trichinella spiralis – Istituto Superiore di Sanità, Roma, Itália... 21
SUMÁRIO
1 CAPÍTULO 1 – TRIQUINELOSE HUMANA E ANIMAL ...09
1.1 RESUMO... ... 10 1.2 ABSTRACT... ... 11 1.3 INTRODUÇÃO... ... 12 1.4 EPIDEMIOLOGIA... ... 15 1.4.1 Triquinelose em Humanos... ... 15 1.4.2 Triquinelose em Animais... ... 18 1.4.3 Trichinella spp no Brasil... ... 19
1.5 Legislação e Métodos de Detecção... 19
1.6 Medidas de Controle... ... 21
1.6.1 Animais em Área endêmica... ... 21
1.6.2 Animais em Áreas de baixa Prevalência... ... 22
1.6.3 Tratamento destinado às carnes parasitadas... ... 23
1.7 Referências... ... 25
2 OBJETIVOS ... 30
2.1 OBJETIVO GERAL ... 30
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS... 30
3.CAPÍTULO 2 - ZOONOSES DE INTERESSE EM SAÚDE PÚBLICA EM EQUÍDEOS DE ABATE... 31
3.1 RESUMO... ... 32
3.2 ABSTRACT... ... 33
3.3 INTRODUÇÃO... ... 34
3.4 MATERIAL E MÉTODOS... ... 35
3.4.1 Local de Coleta e Amostragem ... 35
3.4.2 Coleta de Sangue, Cérebro e Masséter... ... 35
3.4.3 Testes Sorológicos ... 36
3.4.3.1 Imunofluorescência Indireta - IFI ... 36
3.4.3.2 Soroaglutinação Microscópica - SAM ... 36
3.4.5 Reação em Cadeia pela Polimerase - PCR ... 37
3.4.6 Digestão Enzimática para Diagnóstico de Trichinella ... 37
3.4.7 Análise Estatística ... 37 3.5 RESULTADOS ... 38 3.6 DISCUSSÃO... ... 41 3.7 REFERÊNCIAS... ... 46 CONCLUSÃO... ... 52 ANEXO Aprovação no Comitê de Ética em Experimentação Animal...53
1 CAPÍTULO 1
RIZZO, Fernanda Evers de. Triquinelose humana e animal. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade Estadual de Londrina, Londrina, 2011.
1.1 RESUMO
Os nematódeos intracelulares do gênero Trichinella acometem carnívoros e onívoros de sangue quente, enquanto os animais selvagens são os reservatórios naturais do parasita. Foram identificados 12 genótipos no gênero, são eles: T. spiralis, T. nativa, T. nelsoni, T. britovi, T. murrelli, T6, T8, T9 e T12, T. pseudospiralis, T. zimbabwensis e T. papuae. O ciclo de vida é direto, sendo que o parasita completa o estágio intestinal e muscular em um único hospedeiro. A principal fonte de infecção para o homem é o suíno doméstico, porém espécies como o javali e o equino têm grande importância epidemiológica. A triquinelose humana está distribuída em vários continentes sendo relacionada a práticas alimentares culturais, como o consumo de carne crua ou mal cozida. A incidência mundial é de 10.000 casos por ano com 0,2% de mortalidade. A infecção nos animais ocorre pela alimentação com produtos de origem animal contendo cistos do parasita, exposição a roedores, predação, canibalismo e consumo de cadáveres ou fezes de carnívoros contendo carne mal digerida. O Brasil apresenta o status de país livre de triquinelose, porém, face do prejuízo que pode causar à saúde pública, a triquinelose tem sido constante preocupação de exigentes mercados consumidores de carne. Em 2005 foram estabelecidas novas regras para o controle oficial da detecção de Trichinella, incluindo a amostragem em matadouros como parte do exame post mortem em suídeos e equídeos a serem exportados. As medidas de controle da doença para os animais incluem as boas práticas de produção, gestão agrícola, biossegurança, armazenamento de alimentos e manejo alimentar, programas de controle de roedores, higiene e vigilância da fauna silvestre por meio de triagens sorológicas contínuas. No homem, a prevenção da triquinelose é baseada na educação ao consumidor sobre o risco de aquisição de carne não inspecionada, o consumo de carne crua ou mal cozida e os animais possíveis portadores de larvas.
RIZZO, Fernanda Evers de. Human and animal Trichinellosis. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade Estadual de Londrina, Londrina, 2011.
1.2 ABSTRACT
The nematodes of the genus Trichinella affect warm-blooded carnivores and omnivores and wild animals are their natural reservoir. We identified 12 genotypes in the genus, as follows: T. spiralis, T. native, T. nelsoni, T. britovi, T. Murrell, T6, T8, T9 and T12, T. pseudospiralis, T. Zimbabwean and T. papuae. The life cycle is direct, the parasite completes intestinal and muscular stage in a single host. The main source of infection for humans is the domestic pig, but species such as wild boar and horse have great epidemiological importance. The human trichinellosis is spread across several continents and is related to cultural practices as consumption of raw or undercooked meat. The worldwide incidence is 10.000 cases per year with 0.2% of mortality. In animals, the infection is acquired thruogh feeding of products of animal origin containing parasite cysts, exposure to rodents, predation, cannibalism and consumption of carcasses or feces of carnivores containing undigested meat. Brazil has the status of a country free of trichinellosis, but, due to the injury that it may cause to public health, trichinellosis has been a constant concern of demanding meat markets. In 2005, new rules were established for the official control of Trichinella detection, including sampling in slaughterhouses as part of post-mortem examination of swine and horses to be exported. Measures of disease control in animals include good manufacturing practices at the farm, farm management, biosecurity, food storage and feeding management programs, rodent control, hygiene and monitoring of wildlife with frequent serological screening. In humans, the prevention is based on consumer education about the risk of acquisition of uninspected meat, the consumption of raw or undercooked meat and possible larvae hosts.
1.3 INTRODUÇÃO
Os parasitas do gênero Trichinella são nematódeos intracelulares capazes de infectar todos os carnívoros e onívoros de sangue quente, sendo um dos patógenos zoonóticos mais difundidos no mundo. O reservatório natural do parasita são os animais carnívoros e onívoros silvestres (POZIO, 2005). Face ao prejuízo que pode causar à saúde pública, a triquinelose tem sido constante preocupação dos mais exigentes mercados consumidores de carne (MAILLOT, 1998).
O gênero engloba parasitas do tecido muscular que pertencem ao Reino Animalia, Filo Nematoda, Classe Adenophorea, Ordem Trichuridea, Família Trichinellidae, superfamília Trichinelloidea. Os machos têm cerca de 1mm de comprimento. O esôfago corresponde a um terço do comprimento total do corpo e a cauda tem duas pequenas asas cloacais, mas nenhum espículo. A fêmea tem 3 mm de comprimento tendo larvas em desenvolvimento no útero (URQUHART et al., 1996).
Foram identificados 12 genótipos: T. spiralis, a nórdica T. nativa, a africana T. nelsoni, a euroasiática de climas temperados T. britovi, T. murrelli e os genótipos Trichinella T6, T8, T9 e T12 (Quadro.1). Há ainda, as espécies não císticas: T. pseudospiralis, que infecta indistintamente as aves e mamíferos, T. zimbabwensis e T. papuae, (POZIO et al., 2009).
ESPÉCIES DE
TRICHINELLA
OU GENÓTIPO
DISTRIBUIÇÃO CICLO HOSPEDEIROS NATURAIS
ENCAPSULADA
T. spiralis Cosmopolita Doméstico,
Selvagem
Suínos, ratos, raramente carnívoros
T. nativa Áreas de Ártico e Sub-ártico Selvagem Carnívoros terrestres e marinhos
Trichinella T6 Canadá e Estados Unidos Selvagem Carnívoros
T. britovi Áreas temperadas da região do paleártico, noroeste da África Selvagem, raramente doméstico Carnívoros, raramente suíno
Trichinella T8 Sul da África e Namíbia Selvagem Carnívoros
T. murrelli Áreas temperadas da região do Neártico
Selvagem Carnívoros
Trichinella T9 Japão Selvagem Carnívoros
T. nelsoni Região da Etiópia Selvagem Carnívoros, raramente suíno
Trichinella T12 Argentina Selvagem Carnívoros
NÃO ENCAPSULADA
T. pseudospiralis Cosmopolita Selvagem, raramente doméstico
Mamíferos e aves
T. papuae Papua Nova Guiné,
Thailandia Selvagem, raramente doméstico Suíno, crocodilos de água salgada T. zimbabwensis
Etiópia, Moçambique, África do Sul, Zimbabue
Selvagem, doméstico
Crocodilos do Nilo, lagartos, leão
Quadro 1 - Principais características das espécies de Trichinella e genótipos*
O gênero Trichinella pode estar associado a dois grandes ciclos biológicos, o ciclo silvestre e o doméstico (POZIO, LA ROSA e GOMEZ MORALES, 2001). A passagem do parasita de animais silvestres para os domésticos pode ocorrer quando há manejo inadequado entre animais de criação e os de vida livre, com a exposição de animais, principalmente leitões recém desmamados, à musculatura de cadáveres de animais silvestres positivos, devido ao não cumprimento da gestão de resíduos de animais na fazenda ou até mesmo através da caça (EFSA, 2005).
O "ciclo doméstico" refere-se ao padrão de transmissão onde o foco está em granja de suínos alimentados com aparas de carne de porco cruas, resíduos contendo carne putrefata ou cadáveres. A transmissão também pode ocorrer através de animais sinantrópicos que permanecem próximos às granjas de suínos (POZIO, 2007). O "ciclo silvestre" se dá entre os animais de vida livre e a infecção ocorre pelo predatismo ou canibalismo, com ingestão de tecido muscular infectado. Um dos fatores biológicos mais importantes para promover a transmissão do parasita é a capacidade fisiológica das larvas de primeiro estágio em sobreviver em carcaças em decomposição, devido ao metabolismo anaeróbio que favorece a sobrevivência do parasita na carne em putrefação (POZIO, 2005; POZIO e MURRELL, 2006).
Segundo Gamble (1997) o ciclo de vida do parasita é direto, completando todos os estágios num único hospedeiro (Fig. 1). É fundamentalmente endocelular e apresenta a fase intestinal e muscular. O ciclo inicia-se com a ingestão de cistos contendo a larva de primeiro estágio (L1). É liberada durante a digestão, pela ação do suco gástrico e segue ao intestino delgado onde sofre quatro mudas, tornando-se sexualmente madura após dois dias. A fertilização ocorre entre as vilosidades do intestino delgado, com a morte dos machos após este processo, e as fêmeas penetrando profundamente nas vilosidades intestinais. Após três dias são formadas novas L1, que seguem pelos vasos linfáticos em direção à musculatura. Ao penetrar na musculatura, as L1 são encapsuladas pelo hospedeiro, crescem e adotam a característica posição enrolada. A célula muscular parasitada é denominada “célula protetora”. O ciclo se completa em duas semanas e as larvas infectantes podem permanecer viáveis por vários anos (URQUHART et al., 1996).
Figura 1 Ciclo de vida da Trichinella spp.
Fonte: CDC - Centers for Disease Control and Prevention.
1.4 EPIDEMIOLOGIA
1.4.1 TRICHINELOSE EM HUMANOS
Em humanos, a principal via de transmissão é através do consumo de carne crua ou mal cozida contendo larvas encistadas do parasita. Produtos como salames, linguiça e bacon, elaborados com carne contendo a forma infectante do parasita, também podem transmiti-la (POZIO e MARUCCI, 2003).
A fonte mais importante de infecção humana no mundo é o suíno doméstico. No entanto, as carnes de javali e cavalos têm desempenhado um papel significativo em surtos nas últimas décadas (GOTTSTEIN, POZIO e NÖCKLER, 2009). A
ocorrência de triquinelose em seres humanos é estritamente relacionada às práticas alimentares culturais, incluindo o consumo de carne crua ou mal cozida. A incidência mundial é de 10.000 casos/ano com taxa de mortalidade de 0,2%. Porém, em muitos países, o reduzido número de diagnósticos da infecção ocorre devido à falta de testes sorológicos e do desconhecimento da doença por parte dos médicos (POZIO, 2007).
Os primeiros sintomas de triquinelose são gastrointestinais, ocorrem uma a duas semanas após a infecção e incluem náusea, diarréia, vômitos e dores abdominais. A segunda fase da infecção tem como sintomas cefaléia, febre, fadiga, calafrios, tosse, edema peri-orbicular, dores articulares e musculares, podendo durar até oito semanas. Os sintomas variam de muito leve a grave e dependem do número de larvas infectantes consumidas na carne. Em infecções leves a moderadas a maioria dos sintomas desaparecem em poucos meses e a morte, apesar de rara, pode ocorrer em casos graves (CDC, 2011).
Na Argentina, T. spiralis é comum em animais domésticos, sinantrópicos e silvestres e surtos em humanos ocorrem anualmente (RIBICICH et al., 2005;. ITRC; 2011). Entre 1990 e 1999, 5.217 casos foram documentados, 91% destes nas províncias centrais de Buenos Aires, Córdoba e Santa Fé (BOLPE E BOFFI, 2001). A incidência de triquinelose em seres humanos na Argentina é de 1.000 casos/ano (RIBICICH et al., 2005).
A larva de Trichinella spp nunca foi verificada em animais ou seres humanos na Bolívia. Porém, foram detectados anticorpos em soros de suínos domésticos de diferentes regiões do país (BJORLAND et al., 1993.; BROWN et al., 1996) e no soro de sete pessoas assintomáticas (BARTOLONI et al., 1999).
No Chile era comum as altas taxas de infecção humana, no entanto a prevalência declinou progressivamente; entre 1991 e 2000 variou de 0,7 para 0,2 casos por 100 mil habitantes (SCHENONE et al., 2002).
A triquinelose em humanos é frequente no México devido ao consumo de carne de suínos domésticos; 766 infecções com 14 óbitos foram registrados entre 1952 e 1997 (ORTEGA-PIERRES, ARRIAGA e YEPEZ-MULIA, 2000). O número de infecções provavelmente é subestimado como sugerido por um inquérito sorológico
em uma área rural em 1997, onde 1,9% dos 954 soros coletados ao acaso foram positivos (DE LA ROSA et al., 1998).
Zimmermann (1970) encontrou 36% de positividade ao examinar cadáveres humanos nos Estados Unidos, antes da Segunda Guerra Mundial, e a carne de suíno doméstico foi a principal fonte de infecção. No período entre 1997 a 2001, 72 casos da doença foram relatados e em 52 casos a fonte de infecção foi identificada: 30 casos (43%) associados à ingestão de carne de caça (urso, puma ou javali), 12 (17%) associados à ingestão de produtos suínos comerciais e nove (13%) associados à ingestão de carne de porco não comercial (ROY, LOPEZ e SCHANTZ, 2003; NELSON et al., 2003).
O primeiro surto de triquinelose humana associado à ingestão de carne de cavalo foi descrito em 1975 na Itália (MANTOVANI, FILIPPINI e BERGOMI, 1980; MAILLOT, 1998). Os regulamentos europeus daquela época apenas consideravam o controle da carne de suíno (MAILLOT, 1998).
Na França, a carne de javali foi a responsável por 135 casos em 20 surtos de infecções humanas descritas entre 1975 e 2006 (DE BRUYNE et al., 2006). No entanto, a via de transmissão mais importante para a população francesa é a carne de cavalo importada, com 2296 casos entre 1975 e 1999 (BOIREAU et al., 2000; ITRC, 2011). A triquinelose também foi documentada em humanos devido ao consumo de carne de caça importada do exterior (ANCELLE et al., 2005).
As infecções por Trichinella spp são notificadas na Itália desde 1948 e vários casos são devido ao consumo de carne de javali (198 casos), de carne de suínos criados livres na natureza (165 casos) e carne de raposa vermelha (11 casos) (POZIO, LA ROSA e GOMEZ MORALES, 2001). Porém, os mais importantes tiveram como fonte de infecção a carne de cavalo importada. Foram 1038 casos ao longo de seis surtos que ocorreram entre 1975 e 2005 (POZIO E MURRELL, 2006). Em 2005, um novo surto de triquinelose em seres humanos devido ao consumo de suínos livres na natureza foi relatado na ilha da Sardenha (POZIO et al., 2006).
1.4.2 TRIQUINELOSE EM ANIMAIS
A infecção nos animais ocorre pela alimentação com produtos de origem animal contendo cistos do parasita, à exposição aos roedores, à predação, ao canibalismo e o consumo de cadáveres ou fezes de carnívoros contendo carne mal digerida (GAMBLE, 1997; LIU e BOIREAU, 2002). Portanto, quando há falhas no manejo dos animais domésticos e silvestres, a infecção por Trichinella spp, especialmente T. spiralis, acontece tanto do ambiente silvestre para o doméstico quanto o caminho inverso, favorecendo a transmissão do parasita e aumentando a biomassa desse nematódeo no ciclo silvestre (POZIO E MURRELL, 2006).
A via de transmissão aos equinos não é bem documentada, porém, algumas infecções são decorrentes da alimentação com resíduos de carne, visando a engorda destes animais antes da venda (MURRELL et al., 2004). A infecção por Trichinella spp em equinos é rara na natureza, mas altas taxas de infecção são encontradas nas regiões onde esta parasitose é comum em suínos domésticos (BOIREAU et al., 2000).
Murrel et al. (2004) após a descoberta de um equino infectado com Trichinella spiralis na Sérvia, realizaram estudos epidemiológicos sobre como estes herbívoros adquirem a doença. Este enigma persiste desde os primeiros surtos humanos relacionados à carne de equino infectada em 1970. No estudo, foi realizada a rastreabilidade do animal infectado e, após entrevistas e investigações, concluiu-se que o proprietário forneceu restos de alimentos visando melhorar as condições do animal antes da venda. Na mesma pesquisa, outras investigações realizadas com produtores de equinos da região evidenciaram que esta era uma prática comum. Seis ensaios com alimentação à base de carne foram conduzidos para estudar o comportamento alimentar do equino em relação à carne. Foram oferecidos carne moída crua ou cozida a 219 equinos demosntrando que houve o consumo por 32% dos animais.
A infecção em seres humanos foi documentada em 55 países, mas em alguns destes a triquinelose ocorreu apenas entre minorias étnicas e em turistas. A triquinelose foi documentada em 43 países nos animais domésticos (principalmente
suínos) e em 66 em animais selvagens. Faltam informações sobre a ocorrência da doença em animais domésticos e de vida livre em 92 países (POZIO, 2007).
1.4.3 Trichinella spp NO BRASIL
Provavelmente, todas as espécies de mamíferos são suscetíveis à infecção por Trichinella spp, porém, o ciclo natural depende de condições climáticas e ocorre, principalmente, nos países de clima frio e temperado.
No Brasil não há relatos de triquinelose em animais e seres humanos, mesmo havendo proximidade a países endêmicos como a Argentina (BJORLAND et al., 1993; SOBESTIANSKY et al., 1999; VENTURIELLO et al., 1998). Estudos brasileiros desenvolvidos em suínos e ratos não evidenciaram a presença de Trichinella spp. Catão et al. (1975) examinaram 6.452 amostras de diafragma de suínos adultos procedentes dos estados do Paraná (75,69%), Minas Gerais (23,12%), Goiás (0,91%) e São Paulo (0,26%), pelo método de digestão preconizado (OIE, 2004), e não observaram larvas do parasita. Paim e Côrtes (1979) também não detectaram larvas de Trichinella spp em triquinoscópio, ao analisar 594 diafragmas de Rattus norvegicus, capturados na zona portuária do município de Santos, SP, mesmo sendo um local propício ao ingresso de roedores trazidos de outras regiões. Daguer, Geniz e Santos (2005) estudaram, entre os anos de 2002 a 2004, 3.774 suínos adultos provenientes de 68 municípios dos três estados da região Sul do Brasil, utilizando o método de digestão preconizado (OIE, 2004) e não detectaram a presença de larvas de Trichinella spp.
Os achados no Brasil demonstram que não há a presença de Trichinella spp no ciclo doméstico do parasita. Até junho de 2010, o Brasil apresentava o status de país com ausência da triquinelose (OIE, 2011).
1.5 LEGISLAÇÃO E MÉTODOS DE DETECÇÃO
A triquinelose tem sido uma preocupação constante dos mercados consumidores de carne mais exigentes, devido ao prejuízo que pode causar à saúde
pública (MAILLOT, 1998). A legislação da União Européia, por meio das Diretivas 77/96/CEE; 84/319/CEE; 89/321/CEE e 94/59/CEE, determinava que todos os suínos, abatidos para consumo nos países pertencentes à comunidade, deveriam ser pesquisados quanto a presença de larvas de T. spiralis (COMUNIDADE ECONÔMICA EUROPÉIA, 1977, 1984).
A legislação atual para o controle oficial da detecção de Trichinella na carne é o Regulamento (CE) do dia 5 de dezembro de 2005 publicado no Jornal Oficial da UE L338/60 de 22.12.2005. Nela é incluída a obrigatoriedade de submeter carcaças de equídeos, javalis de vida livre e outras espécies domésticas e silvestres à amostragem em matadouros, como parte do exame post mortem (COMUNIDADE EUROPÉIA, 2005). Também estabeleceu mudanças no peso mínimo da amostra de carne a ser utilizada nos testes, baseada na diretiva 94/59/CEE, e aumentou de 1gr para 5gr podendo-se agrupar amostras de 20 equídeos, desde que não ultrapasse 100g por amostra analisada.
A digestão artificial de amostras coletivas de 1gr a 5 gr de tecido muscular é o método de eleição em matadouros devido a eficiência em detectar a presença da larva entre 17 a 21 dias pós-infecção (GAMBLE, 1998; OIE, 2004). Os testes utilizados para a pesquisa de parasitas nos equídeos são efetuados em amostra de músculos onde a probabilidade da larva (Foto 1) ser detectada é maior (MAILLOT, 1998). Os músculos estriados esqueléticos mais parasitados são os que possuem maior atividade, dentre os quais o diafragma, a língua, os masseteres, os intercostais, os bíceps, os tríceps, flexores e os extensores do carpo e tarso. As fibras musculares lisas raramente são parasitadas (BOWMAN et al., 2009; URQUHART et al., 1996).
A sensibilidade e especificidade da sorologia para suínos pela técnica de ELISA é de aproximadamente 98%, com o antígeno E/S de excreção/secreção, no entanto existe problemas com resultados falsos positivos em situações de baixa prevalência (GAMBLE et al., 2004). A resposta sorológica em suínos pode persistir sem redução por pelo menos seis meses após a infecção (NÖCKLER et al., 2000; GAMBLE et al., 2004).
Pozio et al. (2002) detectaram, pela técnica de ELISA em soro equino, anticorpos circulantes quatro a cinco meses após a infecção experimental, mesmo havendo a presença de larvas de Trichinella infectantes nos animais. Segundo Hill et
al. (2007b), a falta de uma resposta sorológica detectável por 26 semanas após inoculação e a persistência de larvas infectantes na musculatura por pelo menos um ano demonstra que o método de recuperação do parasita é o teste mais adequado para a detecção da infecção por Trichinella no equino.
Foto 1. Larvas de Trichinella spiralis
Fonte: Istituto Superiori di Sanità, Roma, Itália
1.6 MEDIDAS DE CONTROLE
1.6.1 ANIMAIS EM ÁREA ENDÊMICA
A infecção por Trichinella spp nos animais ocorre devido a ausência ou a suspensão de medidas rotineiramente empregadas nas propriedades rurais, especialmente em áreas sem recursos, e representa uma ameaça permanente à segurança alimentar (GAJADHAR et al., 2009). Um exemplo é a Croácia, país que entre os anos de 1997 e 1999 testou 600.240 suínos abatidos e obteve positividade em 0,16%; já em 2006 a prevalência diminuiu para 0,02%, entre 950.000 suínos avaliados. A queda foi resultado de ações de vigilância intensiva, controle de roedores, condenação pelo serviço de inspeção de carcaças de suíno infectadas e a compensação do valor ao proprietário. Outro passo importante foi a elaboração de
um programa de certificação de suíno livre de Trichinella e a manutenção da vigilância sobre a fauna silvestre e outros animais domésticos que serviriam como sentinela, por meio de triagens sorológicas contínuas (GAJADHAR et al., 2009).
1.6.2 ANIMAIS EM ÁREAS DE BAIXA PREVALÊNCIA
O controle de infecção de Trichinella na carne suína é tradicionalmente realizado pela Inspeção de carcaças durante o abate ou o processamento pós-abate para inativação do parasita. A melhoria no sistema de produção, aliada à diminuição da prevalência do parasita em suínos domésticos de países desenvolvidos, permitem documentar o nível de segurança do suíno na fazenda. Nos EUA, foi desenvolvido um programa de certificação de fazendas e rebanhos livres de Trichinella spp, baseado em controle e documentação de práticas agrícolas (PYBURN et al., 2005). Neste programa, o conhecimento de fatores de risco para a exposição de suínos à Trichinella foi usado, instituindo critérios a serem aplicados em locais de produção. Dentre esses fatores destacam-se a utilização de restos de alimentos sem tratamento térmico, o canibalismo e a presença de roedores próximos à criação. As boas práticas de produção na fazenda incluem aspectos de gestão agrícola, biossegurança, alimentação dos animais, armazenamento de alimentos, programas de controle de roedores e higiene em geral (PYBURN et al., 2005).
Um estudo piloto realizado em 461 locais de produção, concedeu a 450 (97,6%) deles, a entrada para esse programa de certificação. A permissão ocorreu somente após os testes sorológicos realizados nos suínos se apresentarem negativos. Para a permanência no programa, estes locais sofrem auditorias regulares, através de cronograma estabelecido pelo Programa de Normas para Certificação de propriedades livre de Trichinella (GAJADHAR et al., 2009).
Em muitos países europeus, a triquinelose é uma doença a ser monitorada, mas para os países membros da União Européia é obrigatório o monitoramento, de acordo com a directiva da União Européia sobre zoonoses, 2003/99/CE. A Comissão Europeia (CE) tem o Regulamento (CE) nº. 2075/2005 que estabelece regras para os controles oficiais para detecção de Trichinella na carne, buscando a melhoria da segurança alimentar para os consumidores europeus. Prevê ainda a possibilidade
da implantação de um programa de testes para os rebanhos, por categorias ou regiões onde o risco de infecção por Trichinella suína é oficialmente reconhecida como insignificante.
1.6.3 TRATAMENTO DESTINADO ÀS CARNES PARASITADAS
A prevenção da triquinelose em seres humanos é baseada na educação do consumidor, sobre o risco do consumo de carne sem inspeção, de maneira crua ou mal cozida, de animais que podem ser portadores das larvas. Três métodos tem mostrado inativar a larva de Trichinella na carne: uso do calor, da temperatura de congelamento e a irradiação.
O cozimento deve atingir temperatura interna superior a 71ºC por mais de 1 minuto. A irradiação pode ser um método aceitável para o processamento de carne segura para consumo humano, porém, é recomendada apenas para os alimentos embalados selados e somente em países onde a irradiação de alimentos é permitida (GAMBLE et al., 2000).
O congelamento permite inativar as larvas de Trichinella spiralis na carne de suíno. Sendo assim, os matadouros-frigoríficos que exportam para a Comunidade Européia seguem legislação que alia tempo, temperatura de congelamento e diâmetro ou espessura da carne (Quadro. 2).
LEGISLAÇÃO T ( ºC) HORAS OBSERVAÇÕES Diretriz CEE nº. 77/96 -25 -25 240 480 < 25 cm Entre 25 e 50 cm Regulamento CE nº. 2075/2005 de 5/12/2005 Método I -25 -25 240 480 < 25 cm Entre 25 e 50 cm Regulamento CE nº. 2075/2005 de 5/12/2005 Método II -15 -23 -29 480 240 144 ≤ 15 cm -15 -25 -29 720 480 280 Entre 15 e 50 cm Regulamento CE nº. 2075/2005 de 5/12/2005 Método III -18 -21 -23 -26 -37 106 82 63 48 1/2 Combinação Tempo/Temp. (ºC) Circular nº. 207/2008 CGPE/DIPOA 26/02/2008 -15 -25 -29 720 480 288 Carcaças positivas /suspeitas
Quadro 2 - Legislação adotada por matadouros-frigoríficos exportadores para países da Comunidade Européia.
Na ausência de sistemas industriais de tempo e temperatura, consumidores e manipuladores de carne devem assegurar que os cortes de carne tenham até 15 cm de espessura e sejam submetidos a -15ºC por três semanas, já cortes de até 50 cm de espessura deve ser congeladas por quatro semanas (GAMBLE et al., 2000). Entretanto, larvas de T. britovi sobreviveram em carne suína por 3 semanas a -20ºC. Larvas de T. spiralis na carne de equino congelada a -18ºC podem sobreviver por até 4 semanas (HILL, et al., 2007a). A carne de caça, muitas vezes pode abrigar espécies resistentes ao congelamento por vários meses ou anos, como na carne de urso onde o parasita pode permanecer por cinco anos (DICK e POZIO, 2001).
Outros métodos não são considerados seguros e incluem a preparação de carnes e produtos derivados através de processos de cura, secagem, ou defumação ou em fornos de microondas (GAMBLE et al., 2000, 2007).
1.7 REFERÊNCIAS
ANCELLE, T., DE BRUYNE, A., POISSON, D., DUPOUY-CAMET, J. Outbreak of trichinellosis due to consumption of bear meat from Canada, France. Euro. Surveill. V.10, Issue 41, oct. 2005. Disponível em: <
http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=2809>. Acesso em: 12 fev. 2011.
BARTOLONI, A., CANCRINI, G., BARTALESI, F., NICOLETTI, A., MENDEZ
PRADO, G., ROSADO, J., ROSELLI, M., PARADISI, F. Antibodies against Trichinella spiralis in the rural population of the Province of Cordillera, Bolivia. Revista
Panamericana de Salud Pública, 5, p.97–99, 1999.
BJORLAND, J., BROWN, D., GAMBLE, H. R., MCAULEY, J. B. Trichinella spiralis infection in pigs in the Bolivian Altiplano. Veterinary Parasitology, 47, p.349–354, 1993.
BOIREAU, P., VALLEE, I., ROMAN, T., PERRET, C., MINGYUAN, L., GAMBLE, H. R., GAJADHAR, A. A. Trichinella in horses: a low frequency infection with high human risk. Veterinary Parasitology, 93, p.309–320, 2000.
BOLPE, J., BOFFI, R. Human trichinellosis in Argentina. Review of the casuistry registered from 1990 to 1999. Parasite, 8, (2 Supll.), p.78–80, 2001.
BOWMAN, D. D.; LYNN, R. C.; EBERHARD, M. L.; ALCARAZ, A. Georgis’ Parasitology for Veterinarians, (9.ed.). Philadelphia: W.B. Saunders Co, 2009.
BROWN, D. F., MENDEZ PRADO, G. A., QUIROGA, J. L., STAGG, D. A., MENDEZ CADIMA, G. J., SANCHEZ MENDEZ, L. H., MENDEZ CUELLAR, R. Trichinella spiralis infection in pigs in eastern Bolivia. Tropical Animal Health and Production, v.28, n.1, p.137–142, 1996.
CATÃO, E., BRANT, P. C., MENDES, B., RIBEIRO, R. M. P., TAVARES, W. A. Pesquisa de Trichinella spiralis em suínos abatidos para consumo em Minas Gerais.
Arquivos da Escola de Veterinária da UFMG, v.27, n.1, p.55-57, 1975.
CDC. Ciclo da Trichinella. Disponível em:
<http://dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/ImageLibrary/Trichinellosis_il.htm>, Acesso em: 12/02/2011.
CDC. Centers for Disease Control and Prevention. Disponível em:
<http://www.cdc.gov/parasites/trichinellosis/disease.html>. Acesso em: 12/02/2011. COMUNIDADE ECONÔMICA EUROPÉIA. Diretiva 77/96/CEE. Jornal Oficial, Bruxelas, n.26, p.67-77, 1977.
COMUNIDADE ECONÔMICA EUROPÉIA. Diretiva 84/319/CEE. Jornal Oficial, Bruxelas, n.167, p.34-43, 1984.
COMUNIDADE EUROPÉIA. Regulamento (EC) Nº 2075/2005 de 5 de Dezembro de 2005. Jornal Oficial da União Européia, L 338, p.60-82, 2005.
DAGUER, H., GENIZ, P. V., SANTOS, A. V. Ausência de Trichinella spiralis em suínos adultos abatidos em Palmas, Estado do Paraná, Brasil. Ciência Rural v.35, n.3. Santa Maria. 2005. Disponível em:
<http://www.scielo.br/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0103-84782005000300028 >. Acesso em 15 maio 2009.
DE BRUYNE, A., ANCELLE, T., VALLEE, I., BOIREAU, P., DUPOUY-CAMET, J. Human trichinellosis acquired from wild boar meat: a continuing parasitic risk in France. Euro Surveill, v. 11, Issue 37, September 2006. Disponível em: <
http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=3048>. Acesso em: 12 fev. 2011.
DE LA ROSA, J. L., ARANDA, J. G., PADILLA, E., CORREA, D. Prevalence and risk factors associated with serum antibodies against Trichinella spiralis. International
Journal for Parasitology, v.28, Issue 2, p.317–321, 1998.
DICK, T. A., POZIO, E. Trichinella spp. and trichinellosis. In SAMUEL, W. M.,
PYBUS, M. J., and KOCAN, A. A. Parasitic diseases of wild mammals. 2.ed. State University Press, Ames, Iowa, USA, p.380–396, 2001.
EFSA. Opinion of the Scientific Panel on Biological Hazards on “Risk assessment of a revised inspection of slaughter animals in areas with low prevalence of Trichinella”.
The EFSA Journal, March 2005, p.1-41, 2005.
GAJADHAR, A. A., POZIO, E., GAMBLE, H. R., NÖCKLER, K., MADDOX-HYTTEL, C., FORBES, L. B., VALLÉE, I., ROSSI, P. MARINCULIC, A., BOIREAU, P.
Trichinella diagnostics and control: Mandatory and best practices for ensuring food safety. Veterinary Parasitology, 159, 197–205, 2009.
GAMBLE, H. R. Parasites associated with pork and pork products. Revue
scientifique et technique de l’Office Internationale des Epizooties, Paris, v.16,
n.2, p.496-506, 1997.
GAMBLE, H. R. Sensitivity of artificial digestion and enzyme immunoassay methods for inspection of Trichinae in pigs. Journal of Food Protection, Des Moines, v.61, n.3, p.339-343, 1998.
GAMBLE, H. R.; BESSONOV, A. S.; CUPERLOVIC, K.; GAJADHAR, A. A.; KNAPEN, F. VAN; NOECKLER, K.; SCHENONE, H.; ZHU, X. International Commission on Trichinellosis: recommendations on methods for the control of Trichinella in domestic and wild animals intended for human consumption.
Veterinary Parasitology, 93, p.393–408, 2000.
GAMBLE, H. R., POZIO, E., BRUSCHI, F., NÖCKLER, K., KAPEL, C. M.,
GAJADHAR, A. A. International Commission on Trichinellosis: recommendations on the use of serological tests for the detection of Trichinella infection in animals and man. Parasite, 11, p.3–13, 2004.
GAMBLE, H. R., BOIREAU, P., NÖCKLER, K., KAPEL, C. M. O. Prevention of Trichinella infection in the domestic pig. In DUPOUY-CAMET, J. and MURRELL, K. D. (ed.). FAO/WHO/OIE, guidelines for the surveillance, management, prevention and control of trichinellosis. World Organisation for Animal Health Press, Paris, France, p.99–108, 2007.
GOTTSTEIN, B., POZIO, E., NÖCKLER, K. Epidemiology, Diagnosis, Treatment, and Control of Trichinellosis. Clinical Microbiology Reviews, v.22, p.127–145, Jan. 2009.
HILL, D. E., FORBES, L., GAJADHAR, A. A., GAMBLE, H. R. Viability and infectivity of Trichinella spiralis muscle larvae in frozen horse tissue. Veterinary Parasitology, 146, p.102–106, 2007a.
HILL, D.E., FORBES, L., KRAMER, M., GAJADHAR, A., GAMBLE, H.R. Larval viability and serological response in horses with long-term Trichinella spiralis infection. Veterinary Parasitology, 146, p.107–116, 2007b.
ITRC. International, Trichinella Reference Center. Disponível em: <www.iss.it/site/Trichinella/index.asp>. Acesso em: 12/02/2011.
LIU, M.; BOIREAU, P. Trichinellosis in China: epidemiology and control. Trends in
Parasitology, Londres, v.18, n.12, p.553-556, 2002.
MAILLOT, E. Trichinellosis associated with the consumption of horse meat:
European regulations and risk management. Euro Surveill, v.3, Issue 8, ago. 1998. Disponível em: <http://www.eurosurveillance.org/ViewArticle.aspx?ArticleId=121> Acesso em: 20 abr. 2009.
MANTOVANI, A., FILIPPINI, I., BERGOMI, S. Findings on an epidemic of human trichinelliasis verified in Italy. Parasitologia, 22, p.107–134, 1980.
MURRELL, K. D., DJORDJEVIC, M., CUPERLOVIC, K., SOFRONIC, L. J., SAVIC, M., DJORDJEVIC, M., DAMJANOVIC, S. Epidemiology of Trichinella infection in the horse: the risk from animal product feeding practices. Veterinary Parasitology, 123. p.223–233, 2004.
NELSON, M., WRIGHT, T. L., PIERCE, A., KROGWOLD, R. A. A common-source outbreak of trichinosis from consumption of bear meat. Journal of Environmental
Health, v.65, p.16–19, 2003.
NÖCKLER, K., POZIO, E., VOIGT, W. P., HEIDRICH, J. Detection of Trichinella infection in food animals. Veterinary Parasitology, 93, p.335–350, 2000.
OIE. World Organisation for Animal Health - Trichinellosis. In Manual for Diagnostic
Tests and Vaccines for Terrestrial Animals, 5 Ed. OIE, Paris, Cap. 2.2.9, 2004.
Disponível em: <http://www.oie.int/esp/normes/mmanual/A_00048.htm>. Acesso em 16 abr 2009.
OIE, World Animal Health Information Database. Disponível em: <http://web.oie.int/wahis/public.php>. Acesso em: 12 fev. 2011.
ORTEGA-PIERRES, M. G., ARRIAGA, C., YEPEZ-MULIA, L. Epidemiology of trichinellosis in Mexico, Central and South America. Veterinary Parasitology, 93, p.201–225, 2000.
PAIM, G. V.; CORTES, V. A. Pesquisa de Trichinella spiralis em roedores
capturados na zona portuária de Santos. Revista de Saúde Pública, São Paulo, v. 13, n.1, mar, 1979.
POZIO, E., LA ROSA, G., GOMEZ MORALES, M. A. Epidemiology of human and animal trichinellosis in Italy since its discovery in 1887. Parasite, 8, p.106–108, 2001. POZIO, E., SOFRONIC-MILOSAVLJEVIC, L., MORALES, M. A. G., BOIREAU, P., NÖCKLER, K.. Evaluation of ELISA and Western Blot Analysis using three antigens to detect anti-Trichinella IgG in horses. Veterinary Parasitology, 108, p.163–178, 2002.
POZIO, E., MARUCCI, G. Trichinella-infected pork products: a dangerous gift.
Trends in Parasitology, Londres, v.19, n.8, p.338, 2003.
POZIO, E. The broad spectrum of Trichinella hosts: from cold- to warm blooded animals. Veterinary Parasitology, 132, p.3–11, 2005.
POZIO, E., MESINA, P., SECHI, F., PIRA, M., LICIARDI, M., COSSU, P., MARUCCI, G., GARIPPA, G., FIRINU, A. Human outbreak of trichinellosis in the Mediterranean island of Sardinia, Italy. Veterinary Parasitology, 140, p.177–180, 2006.
POZIO, E., MURRELL, K. D. Systematics and epidemiology of Trichinella. Advances
in Parasitology, 63, p.367–439, 2006.
POZIO, E. World distribution of Trichinella spp. infections in animals and humans.
Veterinary Parasitology, 149, p.3–21, 2007.
POZIO, E., HOBERG, E., LA ROSA, G., ZARLENGA, D. S. Molecular taxonomy, phylogeny and biogeography of nematodes belonging to the Trichinella genus.
Infection, Genetics and Evolution, 9, p.606–616, 2009.
PYBURN, D. G., GAMBLE, H. R., WAGSTROM, E. A., ANDERSON, L. A., MILLER, L. E., Trichinae certification in the United States pork industry. Veterinary
Parasitology, 132, p.179–183, 2005.
RIBICICH, M., GAMBLE, H. R., ROSA, A., BOLPE, J., FRANCO, A. Trichinellosis in Argentina: an historical review. Veterinary Parasitology, 132, p.137–142, 2005. ROY, S. L., LOPEZ, A. S., SCHANTZ, P. M. Trichinellosis surveillance-United States, 1997–2001. Surveillances Summaries, 52, p.1–8, jul.2003. Disponível em: <
http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/ss5206a1.htm> Acesso em: 20 jan. 2011.
SCHENONE, H., OLEA, A., SCHENONE JUNIOR, H., CONTRERAS, M. C.,
MERCADO, R., SANDOVAL, L., PAVLETIC, C. Current epidemiological situation of trichinelosis in Chile, 1991–2000. Revista Médica de Chile, 130, p.281–285 in Spanish, 2002.
SOBESTIANSKY, J.; BARCELLOS, D.E.; MORES, N.; OLIVEIRA, S.; CARVALHO, L.F.; MORENO, A.M.; ROEHE, P.M. Clínica e Patologia Suína. 2.ed. Goiânia: Art 3, 1999. 464p.
URQUHART, G. M., ARMOUR, J., DUNCAN, J. L., DUNN, A. M., JENNINGS, F. W. Trichinella. In: ______. Parasitologia Veterinária. 2.ed. :Guanabara Koogan, 1996. p.85-86.
VENTURIELLO, S. M., BEN, G. J. M., COSTANTINO, S. N., MALMASSARI, S. L., NUNEZ, G. G., VENERONI, R. L., TRAVERSA, M. J. Diagnosis of porcine
trichinellosis: parasitological and immunoserological tests in pigs from endemic areas of Argentina. Veterinary Parasitology, Amsterdam, v.74, n.2, p.215-228, 1998. ZIMMERMANN, W. J. Trichinosis in the United States. In: GOULD, S. E. (Ed.),
Trichinosis in Man and Animals. Springfield, Illinois, Charles C. Thomas Publisher,
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Pesquisar as zoonoses de interesse em saúde pública em equídeos abatidos em matadouro-frigorífico com Serviço de Inspeção Federal.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Verificar a presença de anticorpos anti-Leptospira spp, anti-Toxoplasma gondii, anti-Leishmania spp no soro dos equídeos;
Verificar a presença de Trichinella spp pelo método direto de digestão enzimática em musculatura esquelética estriada;
Verificar a presença de T. gondii em cérebro equino, por meio de bioensaio em camundongos;
3 CAPÍTULO 2
ZOONOSES DE INTERESSE EM SAÚDE PÚBLICA EM EQUÍDEOS DE ABATE
RIZZO, Fernanda Evers de. Zoonoses de interesse em Saúde Pública em
equídeos de abate. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade
Estadual de Londrina, 2011.
3.1 RESUMO
Esse trabalho teve como objetivos, verificar a presença de Toxoplasma gondii em cérebro; Trichinella spp em musculatura e anticorpos Toxoplasma gondii, anti-Leishmania spp e anti-Leptospira spp em soro dos equídeos abatidos em dois matadouros-frigoríficos com Serviço de Inspeção Federal. Foram coletadas 398 amostras de cérebro, masseter e sangue de animais de ambos os sexos e idades variadas, provenientes de seis estados brasileiros. As amostras de soro foram submetidas à reação de imunofluorescência indireta para T. gondii (IFI 64) e Leishmania spp (IFI 40), obtendo 46 (11,6%) e 183 (46,0%) de positividade, respectivamente. Para a Leptospira spp, os soros foram testados pela soroaglutinação microscópica (SAM 100), tendo 123 (30,9%) resultados positivos. Foi possível identificar o sorovar mais provável de infecção em 95 (77,2%) destes, sendo o Hardjo (26,3%) e Autumnalis (12,6%) os mais presentes. Ao bioensaio, 14 (3,5%) amostras foram positivas para o T. gondii, sendo 12 (3,0%) à IFI e duas com presença de taquizoítas e/ou cistos cerebrais. Dos 14 animais positivos ao bioensaio, 20 amostras biológicas foram submetidas à PCR, obtendo resultados positivos em três (14,3%). No total, pela IFI em soro de equídeos e pelo bioensaio em camundongo, 60 (15,0%) amostras foram positivas ao T. gondii. As 398 amostras de masséter analisadas não revelaram a presença da larva de Trichinella spp. Os equídeos pesquisados destinados ao abate estiveram expostos aos agentes da toxoplasmose, leishmaniose e leptospirose, porém, não apresentaram importância epidemiológica para a triquinelose.
Palavras-Chave: Abate, Equídeos, Toxoplasma gondii, Leishmania, Leptospira,
RIZZO, Fernanda Evers de. Zoonoses of public health interest in slaughterhouse
equids. Paper. (Masters degree in Animal Science) – State University of Londrina,
2011.
3.2 ABSTRACT
The objectives of this paper were to investigate the presence of Toxoplasma gondii in brains; Trichinella spp in musculature and antibody Toxoplasma gondii, anti-Leishmania spp and anti-Leptospira spp in equine sera slaughtered in slaughterhouses provided with inspection service. For such, it was collected 398 samples of brain, masseter and blood, of both genders and different ages, from six Brazilian states. The sera samples were subjected to indirect fluorescence antibody test (IFAT) for T. gondii (IFAT 64) and Leishmania spp (IFAT 40), resulting in 46 (11.6%) and 183 (46%) of positives, respectively. For Leptospira spp, the sera were tested through microscopic aglutination (MAD 100), with an outcome of 123 (30.9%) of positive results. It was possible the identification of the most likely serovar of infection in 95 (77.2%) of them. The serovars Hardjo (26.3%) and Autumnalis (12.6%) were the most present. In the artificial digestion, 14 (3.5%) samples were positiive to T. gondii, being it 12 (3,0%) to IFAT and two with presence of tachyzoites and/or brain cists. Out of the 14 positive animals in the artificial digestion, 20 biological samples were subjected to PCR, obtaining positive results in three (14,3%). In total, through IFAT in equid sera and artificial digestion in mice, 60 (15%) samples were positive to T. gondii. All the 398 masseter samples analysed did not reveal the presence of Trichinella spp larva. The results reveal that the equids researched and destined to slaughtering have been exposed to the toxoplamosis, leishmaniasis and leptospirosis agents, but presented no epidemiological importance to trichinellosis.
Keywords: Slaughterhouse, Equids, Toxoplasma gondii, Leishmania, Leptospira, Trichinella.
3.3 INTRODUÇÃO
No Brasil, a criação de equídeos não é uma atividade econômica voltada ao abate. A produção desta carne é proveniente de animais que foram afastados do trabalho ou da reprodução e apresentam como único destino a exportação, uma vez que o comércio interno é inexpressivo (TORRES e JARDIM, 1987; JUNQUEIRA, et al., 2005). Em 2005, o Paraná foi responsável por 60% das exportações de carne de equídeo, seguido pelos estados do Rio Grande do Sul, Minas Gerais e São Paulo; em 2008 esta taxa diminuiu para 47% (ORSOLINI, 2005; MEDEIROS, 2009).
Ao contrário do Brasil, a utilização dessa carne na alimentação humana é uma prática comum em países da Europa e Ásia, caracterizando um mercado globalizado e gerando preocupação quando o consumo da carne de forma crua ou mal cozida, quando vindos de animais de produção infectados, podendo ser importante via de transmissão para agentes etiológicos como Toxoplasma gondii e Trichinella. O caso de toxoplasmose congênita relatado na França, onde uma gestante sororeagente se reinfectou provavelmente após consumir carne equina importada da América do Sul (ELBEZ-RUBINSTEIN et al., 2009), bem como os surtos de triquinelose humana em países Europeus (MAILLOT, 1998) e da América do Sul (ECHAZARRETA et al., 2010) indicam a importância de se avaliar a epidemiologia desses agentes nos equídeos exportados. No Brasil, a triquinelose não foi relatada em animais e no homem, apesar de ser endêmica na Argentina, um país vizinho (BJORLAND et al., 1993; VENTURIELLO et al., 1998).
A prevalência da toxoplasmose em equinos varia conforme a região, o diagnóstico e o ponto de corte adotado. No Paraná, Vidotto et al. (1997) obtiveram 14,3% positivos à imunofluorescência indireta (IFI) quando estudaram equinos vindos dos estados do PR, SP, MT e MS. Garcia et al. (1999) encontraram 12,1% de positividade em equinos de propriedades rurais do norte do Paraná.
O estudo da presença de anticorpos contra Leishmania spp e Leptospira spp em equídeos pode sinalizar o que ocorre no meio ambiente humano, pois dividem o mesmo espaço e participam da lida junto aos animais de produção. A leishmaniose é uma doença endêmica no Brasil e os equídeos podem ser reservatórios para a forma cutânea, a Leishmaniose Tegumentar Americana - LTA (BRASIL, 2007).
A incidência de leptospirose humana é elevada em países de clima tropical e/ou subtropical (LEVETT, 2000; SOUZA, 1988). No Brasil, de 2007 a 2010, foram
notificados aproximadamente 12 mil casos humanos, com letalidade em torno de 10% (SINAM, 2011). Nos animais, os suínos e bovinos são mais susceptíveis que os equinos, caprinos e ovinos. (MORIKAWA, 2011).
O presente trabalho teve como objetivo pesquisar as zoonoses de interesse em saúde pública em equídeos abatidos em matadouro-frigorífico.
3.4 MATERIAL E MÉTODOS
3.4.1 Local de coleta e amostragem
Foram realizadas coletas de amostras de equídeos abatidos em dois frigoríficos exportadores de carne, com o Serviço de Inspeção Federal no Estado do Paraná, tendo a escolha aleatória dos lotes. A população alvo foi cerca de 4000 animais e a amostra foi calculada utilizando o programa EPI 6,04 (DEAN et al., 1994) com prevalência estimada de 50%, erro de 5% e nível de significância de 5%, totalizando 384 animais. O trabalho foi registrado e aprovado pelo Comitê de Ética em Experimentação Animal da Universidade Estadual de Londrina – PR (Nº 59 e 60/09).
3.4.2 Coleta de Sangue, Cérebro e Masséter
Entre Julho de 2009 a Janeiro de 2010, foram estudados equídeos adultos de idades variadas e ambos os sexos, provenientes dos seguintes estados e cidades do Brasil: Paraná (n=153) - Apucarana (4), Araruna (4), Borrazópolis (4), Cafezal do Sul (15), Campina Grande do Sul (27), Imbituva (13), Londrina (3), Lobato (33), Marquinho (12), Novo Itacolomi (7), Prudentópolis (12), Ribeirão Claro (9), Rio Bom (2), São João do Ivaí (3), Santa Fé (4); Minas Gerais (n=53) – Frutal (33), Itapagipe (20); Rio de Janeiro (n=39) – Italva (39); Goiás (n=6) – Caiapônia (6); Mato
Grosso do Sul (n=99) – Coronel Sapucaia (10), Deodápolis (21), Paranaíba (22),
Rio Verde de Mato Grosso (46) e Mato Grosso (n=49) – Cáceres (20), Canarana (12), Cuiabá (17).
Foram colhidas 398 amostras de 10 mL de sangue dos animais, posteriormente ao atordoamento e sangria. Após a retração do coágulo o soro foi acondicionado em tubos de polietileno de 1,5 mL e armazenado a –15ºC até a realização das técnicas sorológicas. Aproximadamente 50 gr. de cérebro e masséter foram colhidas. Os cérebros foram individualmente acondicionados e mantidos em
caixas isotérmicas até a chegada aos laboratórios de Zoonoses e Saúde Pública, Protozoologia e Leptospirose da Universidade Estadual de Londrina. Já as amostras de masséter foram encaminhadas ao laboratório de análises de Trichinella dos próprios matadouros-frigoríficos.
3.4.3 Testes Sorológicos
3.4.3.1 Imunofluorescência indireta - IFI
As análises sorológicas para a verificação da presença de anticorpos anti–T. gondii foram realizadas pela Imunofluorescência Indireta (IFI), segundo Camargo (1973). Foram utilizados taquizoítas da amostra LIV-5 como antígeno, conjugados anti-IgG (SigmaChemical) e controles positivo e negativo para os soros de equídeos e murinos. Considerou-se positiva a diluição 1:16 para os camundongos e a diluição 1:64 para os equídeos. A presença de anticorpos anti-Leishmania spp também foi verificada utilizando-se a IFI (OLIVEIRA et al., 2008) e lâminas (Imunodot, Jaboticabal - SP), contendo as formas promastigotas de Leishmania chagasi como antígeno. Foi utilizado conjugado anti-IgG (Sigma Chemical) e controles positivo e negativo para equídeo. Considerou-se positivo a diluição 1:40.
3.4.3.2 Soroaglutinação Microscópica - SAM
A SAM foi utilizada para detectar a presença de anticorpos anti-Leptospira spp (MYERS, 1985). As amostras de soro foram testadas para 24 sorovares de leptospiras: Australis, Bratislava, Autumnalis, Fortbragg, Butembo, Castellonis, Bataviae, Canicola, Whitcombi, Cynopteri, Grippotyphosa, Hebdomadis, Icteroaemorrhagiae, Copenhageni, Panamá, Pomona, Pyrogenes, Hardjo, Wolffi, Shermani, Tarasovi, Sentot, Ballum, Andamana. A leitura foi realizada em microscópio de campo escuro, aumento de 200x, e consideraram-se positivos os títulos ≥ 100.
3.4.4 Bioensaio para diagnóstico de Toxoplasma gondii
O bioensaio foi realizado com macerado de cérebro de 398 equídeos. Para cada amostra processada de cérebro foram inoculados dois camundongos com 1 mL pela via intraperitoneal. Os animais foram observados durante seis semanas quanto a presença de sinais clínicos como pêlos arrepiados e prostração. Quando um ou mais sinais clínicos foram constatados, realizou-se a eutanásia e a busca de
taquizoítas em líquido peritoneal, através de lâmina e lamínula, sendo feita a leitura através de microscópio óptico. Ao final de seis semanas realizou-se a eutanásia nos camundongos sobreviventes para a coleta de sangue e realização da IFI e cérebro para a observação da presença de cisto tecidual utilizando microscópio de luz óptica, com aumento de 40x (NAVARRO et al., 1992; DUBEY et al., 1995).
3.4.5 Reação em Cadeia pela Polimerase - PCR
As amostras positivas no bioensaio foram submetidas à extração de DNA através do Kit DNeasy® Blood & Tissue (Qiagem) para posterior confirmação pela PCR. A amplificação do DNA de T. gondii foi realizada utilizando Primers Tox4
(CGCTGCAGGGAGGAAGACGAAAGTTG) e Tox5
(CGCTGCAGACACAGTGCATCTGGATT), Taq DNA polimerase, dNTP 100 mM (Invitrogen, life Technologies, EUA). Em cada teste foram utilizados controles
positivo (cepa LIV 5) e negativo (HOMAN, VERCAMMEN e DE BRAEKELEER,
2000).
3.4.6 Digestão enzimática para diagnóstico de Trichinellla
Foram colhidas 10g de masséter dos 398 animais selecionados e submetidas 5g ao método de digestão artificial de amostras combinadas, com pepsina suína (1:10.000), ácido clorídrico e agitador magnético. O processo é considerado satisfatório quando não permanecer na peneira após a digestão, mais de 5% do peso inicial da amostra. As amostras foram examinadas em estereomicroscópio, com ampliação de 15 a 20 vezes. Em caso de dúvida no resultado ou se este for positivo, as 5g restantes são utilizadas para a contraprova. Se o parasita for encontrado, deverá ser mantido em álcool etílico 90%, para conservação e identificação da espécie (OIE, 2004).
3.4.7 Estatística
As prevalências foram calculadas para cada agente etiológico. As associações dos resultados obtidos foram realizadas utilizando-se o teste de qui-quadrado e o pacote estatístico Epi 6,04 (DEAN et al., 1994). Adotou-se o nível de significância de 5%.
3.5 RESULTADOS
As 398 (100%) amostras foram negativas para a pesquisa de larvas de Trichinella spp. Sessenta (15,0%; IC95%=11,7-18,9) amostras foram positivas ao T. gondii pela IFI em equídeos e pelo bioensaio em camundongos, os resultados não foram coincidentes. Quarenta e seis (11,6%) equídeos foram positivos à IFI (Tab. 1) para T.gondii e 14 (3,5%) ao bioensaio: 12 (3,0%) pela IFI em camundongos e dois pela presença de taquizoítas em líquido peritoneal e/ou cisto em cérebro de camundongo. Dos 14 equídeos positivos ao bioensaio para o T. gondii, 20 amostras biológicas (14 provenientes de cérebro equídeo; três de líquido peritoneal, duas de cérebro e uma de pulmão de camundongo) foram submetidas à PCR. Obteve-se positividade em três (14,3%) amostras, duas de cérebro de equídeo e uma de líquido peritoneal de camundongo (Tab. 2). Houve diferença significativa (p=0,0001) quanto a região de origem dos animais amostrados, a menor prevalência foi registrada na região Centro-Oeste (Tab. 3).
Tabela 1. Resultados positivos na prova sorológica IFI para Toxoplasma gondii em 398 amostras de soro de equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, 2009 - 2010.
Região Estado Município IFI *
SUL PR Araruna 1
PR Borrazópolis 1
PR Cafezal Do Sul 1 PR Campina Grande do Sul 3
PR Imbituva 5 PR Lobato 4 PR Londrina 2 PR Marquinho 4 PR Novo Itacolomi 1 PR Prudentópolis 1 PR Ribeirão Claro 2 PR Rio Bom 2 SUDESTE MG Itapagipe 2 MG Frutal 5 RJ Italva 4 MS Coronel Sapucaia 2 MS Deodápolis 1
CENTRO OESTE MT Cáceres 1
MT Cuiabá 4
TOTAL 46 (11,6%)
IFI = imunofluorescência indireta; * Resultados positivos à IFI
Tabela 2. Resultados positivos ao bioensaio para Toxoplasma gondii em 398 amostras de cérebro de equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, 2009 – 2010.
Estado Cidade IFI Isolado
(Taquizoíta/Cisto)
PCR* (n=20)
PR Lobato 1 Cisto 1 C.E.
PR Marquinho 1 Taquizoíta 1 L.P.
PR Prudentópolis 3 - 1 C.E.
PR Campina Grande do Sul 2 -
PR Novo Itacolomi 1 -
RJ Italva 1 -
MS Paranaíba 3 -
TOTAL 12 (3,0%) 2 (0,5%)
IFI = imunofluorescência indireta, C.E. = cérebro equídeo, L.P = líquido peritoneal *Amostras submetidas a PCR a partir dos resultados positivos ao Bioensaio.
Dos 398 soros submetidos à pesquisa de anticorpos anti-Leishmania spp pela IFI, 183 (46,0%; IC95%=41,0-51,0) foram positivos. Houve diferença significativa (p=0,0001) quanto a região de origem dos equídeos amostrados, a menor prevalência foi registrada na região Sudeste (Tab. 3).
De 398 soros testados para Leptospira spp, 123 (30,9%; IC95%= 26,4-35,7) foram reagentes à SAM, com títulos entre 100 e 1600. Destes, 73 (59,4%) reagiram a um único sorovar e 50 (40,7%) a mais de um sorovar: 28 (22,8%) com igual título entre os diferentes sorovares e 22 (17,9%) com título maior para um sorovar, indicando o sorovar mais provável. Em 95 (77,2%) reagentes foi possível identificar o sorovar mais provável de infecção (Tab. 4). Não houve diferença significativa (p=0,2706) quanto a positividade à sorologia e as regiões brasileiras (Tab. 3).
Tabela 3. Resultados positivos para Toxoplasma gondii, Leishmania spp pela IFI e Leptospira spp pela SAM, em equídeos abatidos em matadouros-frigoríficos no Paraná, segundo a região de procedência, 2009 - 2010.
Região
(Estados amostrados)
T. gondii* Leishmania spp* Leptospira spp**
Positivos / Total (%) Positivos / Total (%) Positivos / Total (%) Sul (PR) 37 / 152 (24,2) 73 / 152 (48,0) 53 / 152 (34,9) Sudeste (MG, RJ) 12 / 92 (13,0) 36 / 92 (39,1) 23 / 92 (25) Centro-Oeste (GO, MS, MT) 11 / 154 (7,1) 74 / 154 (48,1) 47 / 154 (30,5) TOTAL 60 / 399 (15,0) 183 / 398 (46,0) 123 / 398 (30,9)
![Referências técnicas para atuação de psicólogas(os) em Programas de Atenção à Mulher em situação de Violência [2013] - CREPOP CREPOP](data:image/gif;base64,R0lGODlhAQABAIAAAP///wAAACH5BAEAAAAALAAAAAABAAEAAAICRAEAOw==)