PLANO DE AULAS – FUNDAMENTOS EM QUÍMICA BIOLÓGICA 1
Coordenação:
Coordenador do Bloco 1: Patricia Hessab Alvarenga (pathessab@bioqmed.ufrj.br)
Coordenador Geral do Curso: Carlos Frederico Fontes (cfontes@bioqmed.ufrj.br)
1. AULA 1 – APRESENTAÇÂO do CURSO Prof. Responsável: Patricia Hessab Alvarenga 1.1. Identificação das linhas de pesquisa dos alunos.
1.2. Discussão sobre grandezas e dimensões.
1.2.1. Relações entre massa X volume, massa X massa, volume X volume.
1.3. Conceitos de molaridade , normalidade, etc...
2. AULA 2 - ESPECTROSCOPIA
Professores responsáveis: André M. O. Gomes
2.1. O espectro eletromagnético, estrutura da matéria, luz e Interação da luz com a matéria.
2.2. Estados de energia (estados eletrônicos excitados) e diagrama de Jablonski.
2.3. Espalhamento, absorção de luz e transmitância 2.4. Lei de Lambert-Beer.
2.5. Aspectos gerais de espectroscopia de absorção 2.6. Luminescência: Fosforescência e Fluorescência 2.7. Espectros de Excitação e Emissão de fluorescência
2.8. Aspectos gerais de espectroscopia de fluorescência e espectroscopia através do microscópio de fluorescência.
3. AULA 3 – CENTRIFUGAÇÃO
Professor responsável: Júlio Mignaco 3.1. Princípios básicos de centrifugação 3.2. Instrumentação para centrifugação
3.2.1. Centrífugas de baixa velocidade 3.2.2. Centrífugas de alta velocidade 3.2.3. Ultracentrifugas
3.2.4. Cuidados com as centrífugas e rotores 3.2.5. Manutenção preventiva, corretiva e periódica
Universidade Federal do Rio de Janeiro Pós-Graduação em Química Biológica
3.2.6. Tipos e volumes esperados para tubos de ultracentrífugas e centrífugas refrigeradas de alta velocidade.
3.3. Aplicações de centrifugação 3.3.1. Técnicas preparativas 3.3.2. Técnicas analíticas
4. AULA 4 – CROMATOGRAFIA
Professor responsável: Patricia Hessab Alvarenga
4.1. Introdução, definições e princípios gerais de métodos de separação 4.2. Introdução, definições e princípios gerais cromatografia
4.3. Cromatografia Planar (papel e camada fina): falar de aminoácidos e lipídios 4.3.1. Princípio
4.3.2. Aplicações
4.3.3. Preparo do solvente 4.3.4. Ensaio
4.3.5. Métodos de detecção e quantificação 4.3.6. Exemplos práticos
4.4. Cromatografia gasosa 4.4.1. Princípio
4.4.2. Aplicações 4.4.3. Instrumentação 4.4.4. Procedimento
4.4.5. Análise dos resultados 4.4.6. Vantagens e limitações 4.4.7. Exemplos práticos
4.5. Cromatografia em coluna noções gerais 4.5.1. Princípio geral
4.5.2. Como empacotar uma coluna 4.5.3. Métodos de detecção das frações 4.5.4. HPLC
4.6. Cromatografia em coluna: cromatografia de exclusão 4.6.1. Princípio da técnica
4.6.2. Resinas e escolha da resina 4.6.3. Procedimento
4.6.4. Aplicações
4.7. Cromatografia em coluna: Cromatografia de Troca iônica 4.7.1. Princípio da técnica
4.7.2. Resinas e escolha da resina 4.7.3. Escolha do tampão
4.7.4. Procedimento 4.7.5. Aplicações
4.8. Cromatografia em coluna: Cromatografia de Afinidade 4.8.1. Princípio da técnica
4.8.2. Resinas e escolha da resina 4.8.3. Procedimento
4.8.4. Exemplos de aplicações
4.9. Cromatografia em coluna: Cromatografia de Fase reversa 4.9.1. Princípio da técnica
4.9.2. Resinas e escolha da resina 4.9.3. Procedimento
4.9.4. Exemplos de aplicações
5. AULA 5 – ELETROFORESE
Professores responsáveis: Patricia Hessab Alvarenga e Julio Mignaco.
5.1. Noções gerais de eletroforese 5.1.1. Princípio geral
5.1.2. Noções Básicas das diferentes técnicas de eletroforese
5.2. Eletroforese em gel de poliacrilamida (PAGE) 5.2.1. Princípio da técnica
5.2.2. Procedimentos
5.2.3. Métodos de detecção/ coloração
Comassie Blue
Coloração por Nitrato de Prata
Detecção por fluorescência
Atividade enzimática específica
Outros
5.2.4. Técnicas avançadas em eletroforese de proteínas (DGGE? Pore limit? Gradiente?) 5.3. Eletroforese bidimensional
5.3.1. Princípio da técnica 5.3.2. Procedimentos
5.3.3. Métodos de detecção 5.4. Eletroforese de ácidos nucléicos
5.4.1. Princípio das técnicas 5.4.2. Procedimentos
5.4.3. Métodos de detecção
5.5. Eletroforese em campo pulsado 5.6. Eletroforese Capilar
5.7. Blotting
5.7.1. Proteínas
5.7.2. Ácidos Nucléicos
6. AULA 6 – RADIOISÓTOPOS
Professores responsáveis: Júlio A. Mignaco.
6.1. Física das radiações ionizantes.
6.2. Tipos de partículas radioativas.
6.3. Decaimento radioativo (meia-vida, constante de decaimento, etc..) 6.4. Detecção das radiações
6.4.1. tipos de contadores de radiação.
6.4.2. contador geiger-muller.
6.4.3. princípios de cintilação liquída, quenching e correção.
6.4.4. princípios de cintilação sólida.
6.5. Noções de radioproteção e descontaminação
6.6. Aplicações de radioisótopos em ciências biológicas e da saúde.
7. AULA 7 – MICROSCOPIA ÓPTICA
Professor responsável: André M.O. Gomes.
7.1. Introdução à Microscopia óptica:
7.1.1. O microscópio óptico e seus componentes 7.1.2. Usando um microscópio óptico
7.1.3. Alinhamento do microscópio
7.1.4. Limite de resolução: difração da luz 7.2. Métodos de contraste:
7.2.1. Fase
7.2.2. Interferência 7.2.3. DIC
7.2.4. Campo Escuro 7.2.5. Fluorescência 7.3. Técnicas básicas
7.4. Comentários sobre técnicas especiais 7.4.1. Apotome
7.4.2. Deconvolução 7.4.3. Confocal 7.4.4. TPE
7.4.5. TIRF 7.4.6. FCS 7.4.7. Outros
8. AULA 8 – MICROSCOPIA ELETRÔNICA Professor responsável: a combinar
8.1. Fundamentos de microscopia eletrônica
8.2. Microscopia Eletrônica de Transmissão (MET):
8.2.1. Fixação do material
8.2.2. Desidratação e pós-fixação 8.2.3. Emblocagem
8.2.4. Microtomia 8.2.5. Contrastação
8.2.6. Comentários sobre técnicas especiais 8.3. Microscopia Eletrônica de Varredura
8.3.1. Fixação do material 8.3.2. Desidratação
8.3.3. Coating/ metalização
8.3.4. Comentários sobre técnicas especiais
9. AULA 9 – INTERAÇÕES MOLECULARES
Professores responsáveis: Marcius Almeida e Kátia Cabral.
9.1. Introdução e conceitos básico
9.2. Técnicas para o estudo de interações proteína-solvente.
9.2.1. Fluorescência 9.2.2. Spin Label 9.2.3. EPR 9.2.4. Outras
9.3. Técnicas para o estudo de interações proteína-proteína.
9.3.1. FRET 9.3.2. FTIR
9.3.3. Fluorescência resolvida no tempo 9.3.4. dicroísmo circular
9.3.5. SPR
9.3.6. Microcalorimetria ( ITC, DSC).
