Cultivo de camarões em sistema de bioflocos: composição elementar (C, N e P) e influência das variáveis ambientais sobre as razões estequiométricas (C:N:P) do seston e bactérias livres

CENTRO DE BIOCIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE OCEANOGRAFIA E LIMNOLOGIA BACHARELADO EM ENGENHARIA DE AQUICULTURA

OTÁVIO AUGUSTO LACERDA FERREIRA PIMENTEL

CULTIVO DE CAMARÕES EM SISTEMA DE BIOFLOCOS: COMPOSIÇÃO ELEMENTAR (C, N e P) E INFLUÊNCIA DAS VARIÁVEIS AMBIENTAIS SOBRE AS RAZÕES ESTEQUIOMÉTRICAS (C:N:P) DO SESTON E BACTÉRIAS LIVRES

Natal/RN 2018

CULTIVO DE CAMARÕES EM SISTEMA DE BIOFLOCOS: COMPOSIÇÃO ELEMENTAR (C, N e P) E INFLUÊNCIA DAS VARIÁVEIS AMBIENTAIS SOBRE AS RAZÕES ESTEQUIOMÉTRICAS (C:N:P) DO SESTON E BACTÉRIAS LIVRES

Monografia apresentada ao Curso de Bacharelado em Engenharia de Aquicultura do Centro de Biociências, da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Engenharia de Aquicultura.

Orientador: Prof. Dr. Ng Haig They

Coorientador: Prof. Dr. André Megali Amado

Natal/RN 2018

Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Sistema de Bibliotecas - SISBI

Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Central Zila Mamede

Pimentel, Otávio Augusto Lacerda Ferreira.

Cultivo de camarões em sistema de bioflocos: composição

elementar (C, N e P) e influência das variáveis ambientais sobre as razões estequiométricas (C:N:P) do seston e bactérias livres / Otavio Augusto Lacerda Ferreira Pimentel. - 2018.

44f.: il.

Monografia (Graduação) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Centro de Biociências, Bacharelado em Engenharia de

Aquicultura, Natal, 2018. Orientador: Ng Haig They.

Coorientador: André Megali Amado.

1. Impacto ambiental - Monografia. 2. Estequiometria

ecológica - Monografia. 3. Carcinicultura - Monografia. I. They, Ng Haig. II. Amado, André Megali. III. Título.

RN/UF/BCZM CDU 504 Elaborado por RAIMUNDO MUNIZ DE OLIVEIRA - CRB-15/429

CULTIVO DE CAMARÕES EM SISTEMA DE BIOFLOCOS: COMPOSIÇÃO ELEMENTAR (C, N e P) E INFLUÊNCIA DAS VARIÁVEIS AMBIENTAIS SOBRE AS RAZÕES ESTEQUIOMÉTRICAS (C:N:P) DO SESTON E BACTÉRIAS LIVRES

Monografia apresentada ao Curso de Bacharelado em Engenharia de Aquicultura do Centro de Biociências, da Universidade Federal do Rio Grande do Norte, como requisito parcial à obtenção do título de Bacharel em Engenharia de Aquicultura.

Aprovada em 03 de julho de 2018

__________________________________________________________________________________________

Dr. Ng Haig They

Universidade Federal do Rio Grande do Norte Orientador

___________________________________________________________________________ Dr.ª Juliana Déo Dias

Universidade Federal do Rio Grande do Norte Membro Interno

___________________________________________________________________________ Dr. Marcos Rogério Câmara

Universidade Federal do Rio Grande do Norte Membro Interno

A aquicultura é uma atividade com contribuição promissora para a produção de proteína animal. Contudo, pode acarretar grandes impactos ambientais como a produção de resíduos com alta quantidade de matéria orgânica. Portanto, faz-se necessário o uso de técnicas que empreguem menor carga de nutrientes nos efluentes e menor uso de água. Uma das alternativas desenvolvidas nesse sentido é a tecnologia de bioflocos (BFT), que promove a alta densidade de microrganismos, os quais servem de alimento aos camarões (bioflocos) e controlam a qualidade da água pela assimilação de compostos, principalmente nitrogenados e fosfatados (bioflocos e bactérias livres). Dessa forma, a interação entre a assimilação e estocagem de nutrientes (e.g. N e P) na biomassa bacteriana é de extrema relevância para a eficiência dos bioflocos. No entanto, pouco se sabe sobre a composição elementar estequiométrica dos bioflocos e bactérias livres e, principalmente, sobre quais fatores afetam esta composição. O objetivo desse trabalho foi testar a existência de diferenças entre a composição elementar do seston (bioflocos) e bactérias livres e ainda determinar quais fatores ambientais são responsáveis pela variação das suas razões estequiométricas (razões C:N:P) em sistemas de cultivo de camarão marinho que utilizam a tecnologia de bioflocos. Foram realizadas coletas em 6 fazendas de produção de camarão marinho e analisadas as composições elementares de C, N e P, suas razões estequiométricas no seston e em bactérias livres e variáveis físicas e químicas de qualidade de água. Os resultados indicaram que a composição elementar absoluta de C e P foi maior na fração seston. As razões C:N, por sua vez, foram menores nas bactérias livres enquanto que as razões N:P foram menores no seston. Essas diferenças provavelmente se deram em função de diferenças na composição biótica das duas frações e a capacidade da fração seston incorporar mais nutrientes do que as bactérias livres. A temperatura e a quantidade de sólidos suspensos totais (SST) apresentaram relação significativa negativa com as razões C:P e N:P dos flocos, indicando enriquecimento em fósforo. A resposta da temperatura e SST sobre as razões C:P e N:P está relacionada ao metabolismo dos organismos e à taxa de crescimento dos componentes do seston, particularmente bactérias aderidas, e consequentemente a incorporação de P na sua biomassa. Outras variáveis ambientais, tais como transparência, oxigênio dissolvido, pH e clorofila a foram identificadas como covariáveis da temperatura e SST. Concluímos que a composição elementar da fração seston é mais rica em C e P e ainda que sistemas com maior temperatura e maior quantidade de SST possuem maior capacidade de absorção e imobilização destes elementos no seston, evidenciando um maior potencial para a eliminação destes elementos através da remoção dos bioflocos e reaproveitamento da água.

Aquaculture has a promising contribution to the animal protein production. However, it can result in major environmental impacts such as wastes disposal with high organic matter content. Therefore, it is required to use techniques with lower effluent nutrient loading and reduced use of water. One of the alternatives developed in this way is biofloc technology (BFT), which promotes a high density of microorganisms, providing feed for shrimp (bioflocs) and water quality control through the assimilation of nitrogenous and phosphorus compounds (biofloc and free-living bacteria). Thus, the interaction between the assimilation and storage of nutrients (N and P) in the bacterial biomass is of extreme relevance for bioflocs efficiency. However, little is known about the stoichiometric elemental composition of the bioflocs and free-living bacteria and especially about which factors affect their composition. The aim of this study was to test for differences between elemental composition of seston (bioflocs) and free-living bacteria and to determine which environmental factors are responsible for the variation of their stoichiometric ratios (C:N:P) in shrimp culture systems using BFT. Samples were taken from 6 marine shrimp farms and the elemental composition of C, N and P and their stoichiometric ratios in seston and free-living bacteria were analyzed, as well as physical and chemical water quality parameters. The results indicated that the absolute elemental composition of C and P were higher in the seston. The C:N ratios, in turn, were lower in the free-living bacteria whereas the N: P ratios were lower in the seston. These differences were probably due to differences in the biotic composition of the two fractions and the ability of the seston to incorporate more nutrients than the free-living bacteria. The C:P and N:P ratios of the biofloc were reduced at higher temperature and total suspended solids (TSS), (P enrichment). This response is related to the organism metabolism and the growth rate of seston components, particularly attached bacteria. Other environmental variables, such as transparency, dissolved oxygen; pH and chlorophyll a were identified as covariates of temperature and TSS. We conclude that the elemental composition of the seston is richer in C and P and that systems with higher temperature and higher TSS have a greater ability to absorb and immobilize these elements in the seston, evidencing a greater potential to elimination of these elements through the removal of bioflocs and reuse of water.

Figura 1 - Distribuição geográfica das fazendas de camarão marinho amostradas

(Fazendas I-VI) ... 15 Figura 2 - Esquema de fracionamento das amostras brutas nas frações seston

(bioflocos) e bactérias livres e as respectivas análises realizadas para

cada fração... 18 Figura 3 - Gráfico box plot entre logarítimo da composição absoluta (CA) e os

elementos C, P e N entre as frações bactérias livres (BL) e seston (Sest)... 23 Figura 4 - Gráfico box plot entre as razões C:N, N:P e C:P das frações bactérias

livres (BL) e seston (Sest) ... 25 Figura 5 - Matriz de correlação de Pearson entre as variáveis ambientais ... 27 Figura 6 - Gráficos de regressão linear entre variáveis ambientais e razões C:N:P

Tabela 1 - Número de tanques por fazenda, data da coleta, localização, fase de cultivo ... 16 Tabela 2 - Dados estruturais dos tanques de engorda e berçários amostrados neste

trabalho ... 17 Tabela 3 - Concentração absoluta dos elementos C, N e P das bactérias livres e

seston nos tanques de engorda e berçário ... 22 Tabela 4 - Teste t (t) ou Mann-Whitney (W) da composição absoluta de C, N e P

entre as frações bactérias livres e Seston ... 23 Tabela 5 - Razões estequiométricas das frações Seston e Bactérias Livres para

todos os tanques amostrados. ... 24 Tabela 6 - Teste t (t) ou Mann-Whitney (W) entre as razões C:N:P nas frações

bactérias livres e Seston ... 25 Tabela 7 - Análises de regressão linear simples significativas entre as variáveis

ambientais e razões C:P, C:N e N:P das frações bactérias livres e Seston.. 26 Tabela 8 - Densidade de estocagem e tempo de cultivo dos tanques de produção de

camarão amostrados ... 39 Tabela 9 - Variáveis ambientais analisadas nos tanques de cultivo de camarão ... 40

1 INTRODUÇÃO... 10 2 OBJETIVOS... 14 2.1 Objetivo geral... 14 2.2 Objetivos específicos... 14 3 MATERIAIS E MÉTODOS... 15 3.1 Áreas de estudo... 15 3.2 Procedimentos de campo... 16 3.2.1 Amostragem... 16 3.2.2 Variáveis in situ... 16

3.2.3 Produção e estrutura dos viveiros... 17

3.3 Procedimentos laboratoriais... 18

3.4 Procedimentos analíticos... 19

3.4.1 Carbono... 19

3.4.2 Fósforo... 19

3.4.3 Nitrogênio... 19

3.4.4 Sólidos Suspensos Totais (SST)... 20

3.4.5 Clorofila a... 20 3.5 Análises estatísticas... 21 4 RESULTADOS... 22 5 DISCUSSÃO... 28 6 CONCLUSÃO... 31 REFERÊNCIAS... 32

APÊNDICE A – DESCRIÇÃO DA ADAPTAÇÃO DO MÉTODO DE ANÁLISE PARA NITROGÊNIO AMONIACAL TOTAL (NAT)... 38

APÊNDICE B – TABELA DESCRITIVA DO TEMPO DE CULTIVO E DENSIDADE DE ESTOCAGEM DOS VIVEIROS AMOSTRADOS... 39

APÊNDICE C – TABELA DESCRITIVA DAS VARIÁVEIS AMBIENTAIS ANALISADAS... 40

APÊNDICE D – GRÁFICOS DE REGRESSÃO LINEAR SIMPLES ENTRE AS VARIAVEIS AMBIENTAIS E RAZÕES C:N:P DAS FRAÇÕES SESTON E BACTERIAS LIVRES... 41

1 INTRODUÇÃO

A definição para o termo aquicultura, segundo Pillay e Kutty (2005), denota todas as formas de cultivo de quaisquer organismos aquáticos (em ambientes dulcícolas, marinhos ou estuarinos), tais como peixes, crustáceos, macro e microalgas, moluscos, entre outros. Dentre os ramos da aquicultura, a carcinicultura, ou cultivo de crustáceos, é uma das áreas mais lucrativas ocupando o terceiro lugar entre os setores da aquicultura, com uma produção mundial de 6,9 milhões de toneladas e movimentado um montante de US$ 36,2 bilhões de dólares no ano de 2014 (FAO, 2016). Mundialmente, os principais produtores de crustáceos são: China (3,9 milhões de toneladas), Indonésia (613 mil toneladas), Vietnam (506 mil toneladas), Índia (385 mil toneladas) e Equador (340 mil toneladas) (FAO, 2016). O Brasil produziu cerca de 65 mil toneladas de crustáceos, no ano de 2014 (FAO, 2016), sendo a região Nordeste responsável por 99,3% da produção nacional (TAHIM, 2014). O estado do Rio Grande do Norte, no ano de 2011, produziu cerca de 17,7 mil toneladas, posicionando-se atrás do estado do Ceará que produziu 31,9 mil toneladas de camarão neste mesmo ano (ABCC, 2013). Dentre as espécies de camarão utilizadas para aquicultura, destaca-se o camarão branco do pacífico Litopenaeus vannamei (BOONE, 1931), representando cerca de 70,3% de todos os crustáceos cultivados (FAO, 2014).

Apesar da sua importância econômica e para a produção de alimentos, a aquicultura apresenta diversos impactos ambientais, sendo um dos principais a ocupação de ecossistemas ecologicamente relevantes como estuários e manguezais e o descarte de efluentes ricos em nutrientes e matéria orgânica nos corpos aquáticos (EMERENCIANO et al, 2013), o que contribui para o processo de eutrofização artificial (JUNG et al, 2017). Portanto, para a sustentabilidade dessa atividade, faz-se necessário o uso de tecnologias que minimizem a ocupação e transformação de ecossistemas naturais e o descarte de efluentes. Uma das tecnologias desenvolvidas nesse sentido é o cultivo de camarões através da tecnologia de bioflocos (BFT, Biofloc Technology).

Os bioflocos são agregados orgânicos formados por uma comunidade de microrganismos altamente diversa, composta de fitoplâncton, bactérias autotróficas e heterotróficas, fungos, zooplâncton e detritos (FORSTER, 1976; HARGREAVES, 2006), que são mantidos constantemente em suspensão na coluna d’água. O princípio da BFT baseia-se na manutenção de uma alta densidade de flocos microbianos pela manipulação da proporção entre

carbono e nitrogênio (razão C:N1) na água, através da adição de fontes de carbono orgânico e pela constante aeração. Em sistemas de aquicultura, há uma tendência ao longo do tempo de acúmulo de compostos nitrogenados tóxicos proveniente da excreção dos organismos e da decomposição da matéria orgânica, tais como a amônia não ionizada (NH3) e o nitrito (NO2-), com consequente redução das razões C:N e limitação do crescimento das bactérias heterotróficas por carbono. Por isso, utiliza-se a técnica de adição de fontes de carbono orgânico tais como melaço, ração, farelo de trigo, farinha de tapioca e celulose (BECERRA-DORAME et al, 2014; RAJKUMAR et al, 2016; DENG et al, 2018; FÓES et al, 2012) para aumentar as razões C:N e estimular o crescimento destas bactérias heterotróficas, melhorando a assimilação dos compostos nitrogenados para produção de proteína. Quando os bioflocos estão maduros, a conversão dos compostos nitrogenados tóxicos ocorre predominantemente pela oxidação a nitrato por meio das bactérias nitrificantes (autotróficas) (DA SILVA et al., 2013; XU et al, 2016; FÓES et al, 2012; BOYD; MCNEVIN, 2015). A formação do floco e a sua maturação é maximizada mantendo-se a relação C:N entre 10 e 20:1 (AVNIMELECH, 1999). Ao longo do tempo, o acúmulo dos flocos, leva à redução da penetração da luz na água, definindo o estabelecimento da dominância microbiana no sistema, e promovendo o colapso da comunidade fotoautotrófica, (AVNIMELECH, 2003; EBELING et al, 2006; AVNIMELECH, 1999; DA SILVA et al., 2013), ocorrendo uma mudança na cor da água de verde para marrom (AHMAD et al, 2017).

Além de atuarem como biorremediadores, os aglomerados microbianos podem representar um importante complemento para a dieta dos organismos que estão sob cultivo. Assim, podem atuar como recicladores da ração convertendo-se em distinta fonte de vitaminas e minerais, especialmente fósforo (HARGREAVES, 2013). Isso resulta na redução da taxa de conversão alimentar, maior biossegurança pela redução do risco de introdução de patógenos em razão da redução ou ausência da troca de água, redução do descarte de efluente para o meio ambiente e do risco de escape de espécies exóticas (WASIELESKY et al., 2006; FÓES et al, 2012; AVNIMELECH, 2012; HARGREAVES, 2013).

Os tanques de produção de aquicultura comercial por bioflocos são, portanto, ambientes aquáticos artificialmente enriquecidos com diferentes fontes de carbono, fósforo e nitrogênio (ração e fertilizantes). Por um lado, o enriquecimento dos flocos em N pode significar, além da remoção de compostos nitrogenados tóxicos, uma importante fonte de N para os camarões, uma

1 _{Na prática do manejo da C:N na BFT, esta razão corresponde a carbono orgânico total e nitrogênio inorgânico} total (NIT), respectivamente. O NIT é medido pela soma NAT+NO2-+NO3- e a quantidade de C necessária para o ajuste é feita com base na composição em C da fonte de carbono a ser adicionada.

vez que os bioflocos podem ser responsáveis por até 29% do alimento consumido (POERSCH et al., 2013). Isto representa uma significativa redução no teor de proteína da ração, um dos principais responsáveis pelo alto custo desse item. Ainda assim uma fração do N acumula-se na forma de NO3- pela atividade das bactérias nitrificantes (DA SILVA et al., 2013) e só pode ser removida por tratamento de água através de denitrificação (em anaerobiose), processo este inviável para a maioria das fazendas e raramente utilizado. Desta forma, há acúmulo de NO3 -ao longo do tempo, ainda que este composto tenha limiares de toxicidade maiores do que as outras formas nitrogenadas (FURTADO et al., 2015). O enriquecimento dos bioflocos em P, por sua vez, representa uma possibilidade de remoção deste elemento, uma vez que o fósforo se acumula ao longo do tempo em ambientes de cultivo (DA SILVA et al., 2013), pois não apresenta formas gasosas2 e não pode ser eficientemente removido por processos anaeróbicos tais como o nitrogênio. Desta forma, o sistema de bioflocos minimiza, mas não elimina a necessidade de troca de água (para eliminação do NO3- _{e do PO4}3-_).

Poucos estudos abordaram a composição elementar (e.g. C, N e P) dos bioflocos e das bactérias livres, sendo principalmente centrados na composição bromatológica (teor de proteínas, lipídeos e carboidratos) dos bioflocos como suplemento nutricional (e.g. RAJKUMAR et al, 2016; WEI et al, 2016; EKASARI et al, 2014; AZIM; LITTLE, 2008; AHMAD et al, 2017). Portanto, pouco se sabe sobre os fatores que que alteram sua proporção relativa (estequiometria) e influenciam na variação da quantidade de nutrientes retidos na sua biomassa, evidenciando o potencial dos bioflocos para a remoção desses elementos do sistema. Os elementos C, N e P são os principais macroelementos responsáveis pela constituição e funcionamento dos seres vivos. O C é o elemento que compõe todas as moléculas orgânicas e atua no processo de transferência de energia e matéria entre os componentes das teias tróficas; o N é elemento essencial para o metabolismo e constituição celular, pois compõem biomoléculas chave como proteínas estruturais, e enzimas, além de funcionar como fator limitante à produção primaria e de organismos procariotos. O P possui uma vasta participação nos processos vitais dos seres vivos, como componente de ácidos nucléicos (DNA e RNA), da adenosina trifosfato (ATP), de fosfolipídios (membrana celular), várias enzimas e vitaminas. O fósforo é o macroelemento menos abundante nos ecossistemas aquáticos, sendo frequentemente um elemento limitante para a produtividade biológica (WETZEL; LIKENS, 2000; VADSTEIN, 2000; VADSTEIN et al., 2003; BARROSO et al, 2007; KALFF, 2001).

2 _{A exceção é a forma gasosa fosfina (PH}

3), muito rara pois forma-se apenas em condições muito

A Estequiometria Ecológica é o ramo da ecologia que estuda as proporções entre os elementos químicos na composição da biomassa dos organismos e como estas proporções interferem nas relações ecológicas (STERNER; ELSER, 2002). Um dos exemplos dessa relação é a hipótese da taxa de crescimento que prediz que as diferenças entre as razões C:P dos organismos podem ser causadas pela alocação desses nutrientes no RNA, como demanda para a produção de proteína necessária a altas taxas de crescimento (ELSER et al, 1996). Os componentes biológicos dos ambientes de cultivo atuam ativamente na dinâmica destes elementos. As bactérias estão entre os organismos numericamente mais importantes, atuando no processo de mineralização da matéria orgânica e ciclagem dos elementos químicos (ESTEVES, 2011; COTNER; BIDDANDA, 2002). Além disso, as bactérias, incluindo as heterotróficas, também necessitam de fósforo e absorvem este elemento na forma inorgânica (KIRCHMAN, 2000) e orgânica através de hidrolise enzimática (fosfatases) (ESTEVES, 2011). Outros organismos além do bacterioplâncton, tais como fungos, fitoplâncton e zooplâncton, também participam efetivamente na assimilação e mineralização do fósforo orgânico, disponibilizando fósforo inorgânico ao sistema (JUNG et al, 2017). Por fim, os próprios organismos cultivados como peixes e camarões excretam grandes quantidades de fosfato e amônia, contribuindo para a entrada de N e P na água (RODRIGUES, 2013; BARAK et al. 2003).

Embora a Estequiometria Ecológica tenha sido aplicada largamente a ambientes naturais, vários paralelos em relação a ambientes de aquicultura podem ser traçados e hipóteses podem ser levantadas quanto à variação das proporções elementares em sistemas de bioflocos. Por exemplo, em sistemas marinhos e límnicos, há uma tendência de baixas razões C:N:P em altas concentrações de sólidos suspensos, altas temperaturas e salinidade (STERNER; ELSER, 2002; STERNER et al., 2008; FRIGSTAD et al., 2011). Porém, estas mesmas relações não foram ainda testadas em ambientes de aquicultura com sistema BFT e não se conhece o potencial de manipulação das condições ambientais de modo a maximizar a assimilação e imobilização de C, N e P no seston (bioflocos) e bactérias livres. Portanto, neste trabalho foi avaliada a variação na composição elementar (C:N:P) do seston e bactérias livres em sistemas de cultivo de camarões com tecnologia de bioflocos, testando a existência de diferenças entre a composição elementar (C, N, P) do seston e bactérias livres e avaliando quais fatores ambientais afetam as razões estequiométricas C:N:P. As hipóteses iniciais foram: a) a fração seston apresenta maior quantidade de nutrientes em termos absolutos e menores razões C:N, C:P e N:P quando comparada a fração bactérias livres b) as variáveis ambientais influenciam a variabilidade das razões C:N:P das frações seston e bactérias livres.

2 OBJETIVOS

2.1 Objetivo Geral

Testar em cultivo de camarões com sistema BFT se frações distintas da comunidade microbiana apresentam diferenças em relação à sua composição elementar absoluta e estequiométrica e se esta última varia em resposta a variáveis ambientais.

2.2 Objetivos Específicos

 Testar se há diferenças entre a composição elementar (C, N e P) absoluta e razões estequiométricas (C:N:P) entre o seston e as bactérias livres;

 Testar quais fatores ambientais afetam as razões C:P, C:N e N:P do seston e bactérias livres.

3 MATERIAIS E MÉTODOS

3.1 Área de estudo

As coletas foram realizadas em 6 diferentes fazendas de produção de camarão marinho da espécie Litopenaeus vannamei (BOONE, 1931) com o sistema BFT, localizadas nas regiões do litoral sul, costa branca, agreste do estado do Rio Grande do Norte e também da região metropolitana da cidade do Natal (Figura 1).

Figura 1 - Distribuição geográfica das fazendas de camarão marinho amostradas (Fazendas I-VI).

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Foram amostrados no total 17 ambientes de cultivo, distribuídos em 9 (nove) tanques de engorda e 8 (oito) berçários primários (Tabela 1). A maior parte das fazendas amostradas utilizava o modo bifásico de produção.

Tabela 1 - Número de tanques por fazenda, data da coleta, localização, fase de cultivo.

Fazenda Data Tanques Municipio Fase

I 17/04/2018 I, II S. G. A. Engorda

II 26/04/2018 III, IV, V, VI, VII, VIII Macau Berçário / Engorda

III 26/04/2018 IX Jandaíra Engorda

IV 10/05/2018 X, XI, XII Nísia Floresta Berçário/ Engorda V 10/05/2018 XIII, XIV, XV Tibau do Sul Berçário

VI 17/05/2018 XVI, XVII S. G. A. Engorda

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Legenda: S.G.A.: São Gonçalo do Amarante. 3.2 Procedimentos de campo

3.2.1 Amostragem

Foram coletadas amostras de sub-superfície com um volume total de 6 (seis) litros (L), sendo que 1 L de cada amostra foi imediatamente filtrada através de uma malha de 5 µm para que somente a comunidade microbiana livre na coluna d’água fosse selecionada. Os 5 L restantes foram armazenados para a posterior análise das variáveis do seston (bioflocos) e clorofila a. As amostras previamente fracionadas foram armazenadas em galões de polietileno e garrafas plásticas, acomodadas em caixas térmicas e levadas até o laboratório de Limnologia da Universidade Federal do Rio Grande do Norte (< 4h) para processamento.

3.2.2 Variáveis in situ

Em campo, foram mensurados a concentração de oxigênio dissolvido (OD) (mg Lˉ¹), a temperatura da água (ºC) (oxímetro Instrutherm MO - 900), o pH (pHmetro Lucadema, modelo LUCA – 210 p), a salinidade (refratômetro portátil, ATC Astral Científica), a transparência da água (cm) (disco de Secchi 30 cm Ø) e o volume de sólidos sedimentáveis (VSS) (ml L-1), com o auxílio de um cone Imhoff.

3.2.3 Produção e estrutura dos viveiros

Para caracterização das fazendas, foram tomadas informações sobre estrutura dos sistemas (tipo de cobertura, de impermeabilização e aeração), bem como dados a respeito do tempo desde o início do cultivo e a densidade de estocagem no momento da amostragem.

A estrutura de impermeabilização do solo predominante nos tanques amostrados foi a geomembrana. Para a cobertura, as lonas plásticas transparentes e semitransparentes e também telas sombrite com diferentes porcentagens de sombreamento foram as mais utilizadas. O difusor e o Paddle Wheel (aerador de pá) foram os principais tipos de aeradores utilizados (Tabela 2).

Tabela 2 - Dados estruturais dos tanques de engorda e berçários amostrados neste trabalho.

Tanque Fase Cobertura Impermeabilização Aeração

I Engorda PST 70% Geomembrana Difusor + PW

II Engorda PST 70% Geomembrana Difusor + PW

III Engorda PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor IV Berçário PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor V Berçário PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor VI Berçário PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor VII Berçário PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor VIII Engorda PT + Sombrite 50% Geomembrana Difusor

IX Engorda Sombrite 80% Geomembrana Difusor + PW

X Berçário FAL Fibra Difusor + AL

XI Engorda FAL Geomembrana Paddle Wheel

XII Engorda Aberto Geomembrana Paddle Wheel

XIII Berçário Fibra de Vidro + Brasilit Geomembrana Pedra Porosa XIV Berçário Fibra de Vidro + Brasilit Geomembrana Pedra Porosa XV Berçário Fibra de Vidro + Brasilit Geomembrana Pedra Porosa

XVI Engorda PST Alvenaria Difusor + PW

XVII Engorda PST Geomembrana Difusor + PW

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Legenda: PT: Plástico Transparente; PST: Plástico Semitransparente; FAL: Filme Agrícola Leitoso; PW: Paddle Wheel; AL: Air Lift.

A densidade de estocagem média nos tanques de engorda foi de 151,6 (± 33,4) camarões m-² e os berçários com uma média de 8 (± 5,3) larvas L-1. O tempo médio de engorda foi 43,2 (± 24,2) dias e para os berçários o tempo médio de cultivo de 24,6 dias (± 17,7) (Apêndice B – Tabela 8).

3.3 Procedimentos laboratoriais

Para a análise de clorofila a, volumes variáveis (até colmatação) das amostras brutas foram filtradas em uma bomba à vácuo com filtros de fibra de vidro de porosidade 1,2 µm (StarTech MGC). Foi considerado como seston (material em suspensão), o material retido em filtro de fibra de vidro GF-1 da marca Macherey-Nagel, com 1,6 µm de retenção média. As bactérias livres (que passaram pela malha do pré-filtro de 5,0 µm) foram concentradas em filtro de fibra de vidro GF-5 da marca Macherey-Nagel, com 0.7 µm de retenção média. Dessa maneira, assumiu-se que o seston (bioflocos) compôs a fração > 1,6 µm, a fração bactérias livres compuseram a fração < 5,0 µm e > 0.7 µm e a fração dissolvida foi aquela que passou no filtro em que o seston ficou retido, ou seja < 1,6 µm (Figura 2).

As concentrações de Carbono Total Particulado (CTP), Fósforo Particulado Total (PPT) e Nitrogênio Particulado Total (NPT) foram determinadas para o seston (flocos) e bactérias livres da mesma maneira. Também foram analisadas as concentrações de fosforo total (PT) a partir da amostra bruta, Nitrogênio Amoniacal Total (NAT), nitrito (NO₂ˉ) e fosfato (PO₄³ˉ) a partir da fração dissolvida.

Figura 2 - Esquema de fracionamento das amostras brutas nas frações seston (bioflocos) e bactérias livres e as respectivas análises realizadas para cada fração.

Este procedimento de fracionamento foi adotado pelo fato de que a grande quantidade de flocos inviabiliza a filtração sequencial das amostras para a análise das frações seston (> 1,6 µm) e bactérias livres (<1,6 µm), conforme utilizado em outros estudos de estequiometria ecológica (COTNER et al., 2010; THEY et al., 2017). Por isso optou-se por utilizar a pré-filtração da água com a malha de 5,0 µm para remoção dos bioflocos. Desta forma, a fração bacteriana compreende o intervalo 0,7 - 5,0 µm, com uma pequena sobreposição com a fração seston. No entanto, como os flocos possuem dimensões muito maiores que 5,0 µm, variando entre 50 e 200 µm (HARGREAVES, 2013), assumiu-se que essa sobreposição não comprometeu a independência entre as duas frações.

3.4 Procedimentos analíticos

3.4.1 Carbono

O CTP foi determinado através do método de combustão e detecção por infravermelho no módulo SSM do analisador de carbono e nitrogênio TOC-V (Shimadzu).

3.4.2 Fósforo

O PPT e o PT foram estimados a partir da digestão por oxidação na presença de persulfato de potássio alcalino a 121 ºC por 30 minutos em autoclave (CARMOUZE, 1994). O PT foi digerido e medido a partir da amostra bruta. O fosfato (PO₄³ˉ) foi analisado diretamente a partir da amostra dissolvida (< 1,6 µm) para cada tanque amostrado. As diferentes formas de P foram determinadas através do método colorimétrico com ácido ascórbico (MACKERETH et al., 1978) e lidas em espectrofotômetro (Biospectro SP - 220) em comprimento de onda 885 nm.

3.4.3 Nitrogênio

O NTP foi digerido juntamente com as amostras de PPT e quantificado por quimioluminescência no analisador de carbono e nitrogênio (Shimadzu TOC-V).

O NAT foi estimado por método espectrofotométrico a 600 nm através do método do salicilato empregando o kit Bioclin com modificações (Apêndice A): exclusão da etapa de quebra enzimática da ureia e inclusão de citrato trissódico.

A quantificação de Nitrito (NO₂ˉ) foi realizada através de método colorimétrico de diazotação da sulfanilamida (BAUMGARTEN et al. 2010) e lidos em espectrofotômetro (Biospectro SP - 220) a 543nm.

3.4.4 Sólidos Suspensos Totais (SST)

Os sólidos suspensos totais (mg L-1) foram estimados a partir da secagem dos filtros utilizados para medir o CTP do seston e das bactérias livres. Os filtros foram secos em estufa a 60 ºC overnight e o acréscimo de massa determinado em balança analítica (Sartorius), de seis casas decimais. O cálculo foi realizado através da subtração do peso final e peso inicial do filtro e sua razão com o volume de amostra filtrado. O cálculo foi feito através da seguinte equação:

𝑆𝑆𝑇 =(𝑀2 − 𝑀1 ) × 1000 𝑉

 M₂ = Peso Final do Filtro (g);  M1 = Peso Inicial do Filtro (g);  V = Volume Filtrado (L). 3.4.5 Clorofila a

A clorofila foi extraída dos filtros com etanol 90% a -20 ºC overnight. Após esse período, as amostras foram centrifugadas durante 20 minutos a 3500 rpm e lidas a 665 nm e posteriormente a 750 nm para a correção da turbidez em espectrofotômetro (Biospectro SP – 220) (NUSCH; PALME, 1975; APHA, 1999). As concentrações de clorofila a foram obtidas utilizando a equação abaixo (SALONEN; SARVALA, 1995; SCHILLING et al., 2006):

𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 𝑎 + Feopigmentos = 12.2 × (𝐴𝑏𝑠665− 𝐴𝑏𝑠750) × 𝑉 𝑣 × 𝑇𝑟

Em que:

 12.2: coeficiente de absorção da clorofila a em 665 nm para extração em etanol 90%;  Abs665: absorbância medida em comprimento de onda de 665 nm, sem acidificação;  Abs750: absorbância medida em comprimento de onda de 750 nm, sem acidificação;  V: volume do solvente utilizado (mL);

 v: volume filtrado da amostra (L);  Tr: trajeto óptico da cubeta (cm).

3.5 Análises estatísticas

Foram aplicados testes t para testar as diferenças das composições elementares absolutas e suas razões estequiométricas C:N, C:P e N:P entre as frações seston e bactérias livres. Os pressupostos do teste-t foram analisados por teste de Shapiro-Wilk (normalidade das variáveis) e Levene (homocedasticidade). Quando necessário, foram realizadas transformações logarítmicas ou raiz quadrada. Quando nenhuma transformação resultou em dados paramétricos, foi realizado o teste não paramétrico de Mann-Whitney.

Para a identificação das variáveis físicas e químicas com efeito significativo sobre a variação das razões C:P, C:N e N:P, foram realizadas análises de regressão linear simples. Para todas as análises foi adotado um α = 0,05 como critério de significância estatística e aplicadas transformações de dados quando necessário para atender aos pressupostos de normalidade (teste de Shapiro-Wilk) e homocedasticidade dos resíduos (função gvlma do pacote gvlma do R). Alguns dados foram transformados em log10 x + 1 (temperatura, SST, Chl a, NAT, PO₄³ˉ, PT, N:P – Bactérias Livres, C:P e N:P – Seston, VSS e transparência) e Box- Cox (NO₂ˉ, Lambda = 0,0642126). Não foi necessária a execução de transformações para os dados de pH, salinidade, OD, C:P e C:N - Bactérias Livres, C:N - Seston. Foi construída uma tabela de correlação de Pearson entre as variáveis ambientais para avaliar colinearidade entre estes.

Em um dos viveiros (fazenda III, tanque IX) não pôde ser coletado o dado de transparência da água e para o cálculo das regressões este ponto foi estimado por imputação parcial (GOTELLI, ELLISON, 2011) a partir da regressão entre transparência e SST. Dados de nutrientes com valores negativos (NAT, NO₂ˉ, PO₄³ˉ e PT) foram substituídos pelos valores de limite mínimo de detecção (LMD), que é definido como a menor concentração estatisticamente diferente do branco com 95% de confiança. O LMD foi calculado de acordo com a equação:

𝑥̅ + (𝑡

× 𝑠)

Em que 𝑥̅ é a média de n brancos, tcrítico 95% é o valor de t crítico para p = 0,05 com n-1 graus de liberdade em um teste unicaudal e s é o desvio padrão dos n brancos.

Todos os testes estatísticos e gráficos mencionados acima foram feitos utilizando o software estatístico R, versão 3.5.0 (2018) aplicando os pacotes car (FOX; WEISBERG, 2011), Mass (VENABLES; RIPLEY, 2002), gvlma (PENA; SLATE, 2014) e corrplot (WEI; SIMKO, 2017).

4 RESULTADOS

Os resultados mostraram que, com relação à composição elementar do seston e bactérias livres, o seston apresentou maiores concentrações absolutas de C e P (Figura 3; Tabelas 3 e 4).

Tabela 3 - Concentração absoluta dos elementos C, N e P das bactérias livres e seston nos tanques de engorda e berçário.

Tanque

Bactérias Livres Seston

C (mg Lˉ¹) N (mg Lˉ¹) P (mg Lˉ¹) C (mg Lˉ¹) N (mg Lˉ¹) P (mg Lˉ¹) I 1,115 0,075 0,0079 2,227 0,095 0,2190 II 0,917 0,108 0,0060 14,856 0,446 0,1986 III 5,259 0,157 0,0534 19,306 0,858 0,1552 IV 22,071 0,687 0,0017 138,662 17,227 0,1845 V 0,709 0,458 0,0025 52,823 2,510 0,1517 VI 7,025 0,648 0,0210 86,778 8,600 0,2084 VII 0,510 0,586 0,0017 39,140 3,168 0,0503 VIII 0,074 0,103 0,0006 36,565 2,978 0,1716 IX 36,587 0,908 0,4062 8,863 0,116 0,3664 X 2,248 0,064 0,0131 1,760 0,032 0,1731 XI 2,524 0,088 0,0681 4,452 0,246 0,2012 XII 6,768 0,124 0,0285 10,263 0,247 0,3079 XIII 11,180 0,568 0,0227 26,662 1,062 0,1007 XIV 26,208 0,290 0,0406 61,294 2,443 0,1528 XV 26,769 0,665 0,0424 81,146 4,253 0,2301 XVI 5,233 0,144 0,0291 33,673 1,488 0,1556 XVII 12,308 0,296 0,0344 19,476 0,577 0,1811 Média 9,853 2,232 0,351 37,526 4,964 2,726 DP 11,235 1,718 0,275 36,953 5,114 4,319 Mínimo 0,074 0,237 0,064 1,760 0,183 0,032 Máximo 36,587 4,592 0,908 138,662 19,958 17,227

Fonte: Elaborado pelo autor (2018) Legenda: DP: desvio padrão.

Tabela 4 - Teste t (t) ou Mann-Whitney (W) da composição absoluta de C, N e P entre as frações bactérias livres e seston.

Comparação t/W Df p

C T = -3,27 32 0,002

N T = -1,59 32 0,119

P W = 74 NA 0,014

Fonte: Elaborado pelo autor (2018). Legenda: NA: não se aplica.

Figura 3 - Gráfico box plot entre logarítimo da composição absoluta (CA) e os elementos C, P e N entre as frações bactérias livres (BL) e seston (Sest).

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

A razão C:N foi menor nas bactérias, enquanto que a razão N:P foi menor no seston (Figura 4; Tabelas 5 e 6).

Tabela 5 - Razões estequiométricas das frações seston e bactérias livres para todos os tanques amostrados.

Tanque Bactérias Livres Seston

C:P C:N N:P C:P C:N N:P I 38,4 5,6 6,8 60,7 8,1 7,5 II 22,0 1,5 14,6 86,1 10,8 8,0 III 86,8 5,7 15,1 58,1 11,0 5,3 IV 82,9 6,4 13,1 20,8 8,1 2,6 V 4,0 0,2 17,9 54,4 10,2 5,3 VI 28,0 2,5 11,4 26,1 10,7 2,4 VII 2,2 0,2 11,0 31,9 9,0 3,6 VIII 1,9 0,2 9,7 31,7 9,9 3,2 IX 104,1 11,4 9,1 196,6 9,0 22,0 X 91,1 12,5 7,3 141,4 12,7 11,1 XI 74,5 5,7 13,1 46,7 7,2 6,5 XII 141,2 7,6 18,6 107,6 9,5 11,3 XIII 50,9 7,8 6,5 64,9 10,6 6,1 XIV 233,1 7,8 29,9 64,8 9,8 6,6 XV 104,0 8,1 12,8 49,3 8,6 5,7 XVI 93,8 10,4 9,0 58,5 11,1 5,3 XVII 107,3 9,9 10,8 87,2 9,7 9,0 Média 74,5 6,1 12,8 69,8 9,8 7,1 Mínimo 1,9 0,2 6,5 20,8 7,2 2,4 Máximo 233,1 12,5 29,9 196,6 12,7 22 DP 58,9 4 5,7 44,7 1,3 4,6

Fonte: Elaborado pelo autor (2018). Legenda: DP, desvio padrão.

Tabela 6 - Teste t (t) ou Mann-Whitney (W) entre as razões C:N:P nas frações bactérias livres e seston.

Comparação t/W Df P

C:P t = - 0,2 32 0,83

C:N W = 57,5 NA 0,003

N:P t = 3,6 32 < 0,001

Fonte: Elaborado pelo autor (2018). Legenda: NA: não se aplica.

Figura 4 - Gráfico box plot entre as razões C:N, N:P e C:P das frações bactérias livres (BL) e seston (Sest).

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Para a razão C:P do seston houve regressões significativas (p < 0,05) positivas para pH, OD e transparência e negativas para Temperatura, VSS, Salinidade, SST, NO₂ˉ, PO₄³ˉ e PT. Para a razão N:P do seston houve regressões significativas (p < 0,05) positivas para pH, OD e transparência e negativas para Temperatura, VSS, Salinidade, SST, NO₂ˉ, PO₄³ˉ e PT. Para a ração C:N das bactérias livres houve regressões significativas (p < 0,05) negativas para temperatura, salinidade, chla, e NO₂ˉ. Para a razão N:P houve regressões significativas (p < 0,05) positivas para NAT e chla (Tabela 7). A maior parte das regressões significativas entre variáveis ambientais e razões C:N:P ocorreram para a fração seston. A maior parte das regressões lineares significantes apresentaram uma relação negativa entre as variáveis ambientais e as razões C:N:P das frações seston e bactérias livres.

Tabela 7 - Análises de regressão linear simples significativas entre as variáveis ambientais e razões C:P, C:N e N:P das frações bactérias livres e Seston.

Regressões r² p Equação da Reta

C:P (Seston) × pH + 0,34 0,013 y = 0,34158x - 0,66556 N:P (Seston) × pH + 0,36 0,011 y = 0,28506x - 1,1815 C:P (Seston) × OD + 0,27 0,031 y = 0,18839x + 0,73112 N:P (Seston) × OD + 0,33 0,014 y = 0,15722x - 0,015881 C:P (Seston) × Transp. + 0,36 < 0,001 y = 0,58551x + 1,0761 N:P (Seston) × Transp. + 0,38 0,007 y = 0,48863x + 0,27201 C:P (Seston) × Temp. - 0,28 0,029 y = - 10,298x + 17,158 N:P (Seston) × Temp. - 0,37 0,009 y = - 8,5943x + 13,693 C:P (Seston) × VSS - 0,41 0,005 y = - 0,78397x + 2,13 N:P (Seston) × VSS - 0,45 0,003 y = - 0,65425x + 1,1515 C:P (Seston) × Sal. - 0,57 < 0,001 y = - 0,020716x + 2,2692 N:P (Seston) × Sal. - 0,64 < 0,001 y = - 0,017288x + 1,2677 C:P (Seston) × SST - 0,48 0,002 y = - 0,4089x + 2,6365 N:P (Seston) × SST - 0,54 < 0,001 y = - 0,34124x + 1,5742 C:P (Seston) × NO₂ˉ - 0,24 0,044 y = - 0,10065x + 1,661 N:P (Seston) × NO₂ˉ - 0,29 0,023 y = - 0,083991x + 0,76014 C:P (Seston) × PO₄³ˉ - 0,35 0,012 y = - 1,7661x + 2,1416 N:P (Seston) × PO₄³ˉ - 0,38 0,008 y = -1,4739x + 1,1612 C:P (Seston) × PT - 0,61 < 0,001 y = - 0,74313x + 2,1354 N:P (Seston) × PT - 0,63 < 0,001 y = - 0,62017x + 1,156 C:N (Bac. Livres) × Temp. - 0,24 0,045 y = - 164,14x + 251,19 C:N (Bac. Livres) × Sal. - 0,40 0,006 y = - 0,33019x + 13,882 C:N (Bac. Livres) × Chla. - 0,27 0,031 y = - 9,3241x + 25,492 C:N (Bac. Livres) × NO₂ˉ - 0,25 0,039 y = -1,6042 + 4,1874

N:P (Bac. Livres) × NAT + 0,26 0,037 y = 3,5072x + 0,87726 N:P (Bac. Livres) × Chla. + 0,24 0,045 y = 0,36843x + 0,34326 Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Legenda: Temp.: Temperatura; VSS: Volume de Sólidos Sedimentáveis; Sal.: Salinidade; OD: Oxigênio Dissolvido; Chla.: Clorofila-α; SST: Sólidos Suspensos Totais; NAT: Nitrogênio Amoniacal Total; NO₂ˉ: Nitrito; PO₄³ˉ: Fosfato; PT: Fósforo Total; Transp.: Transparência; Bac. Livres: Bactérias Livres.

Entre as variáveis ambientais, as correlações negativas significativas (p < 0,05) foram: Transparência × Clorofila a, Transparência × Salinidade, Transparência × SST, Transparência × VSS, pH × SST, pH × VSS, pH ×fosfato, pH × TP, OD × temperatura, OD × SST, OD × PT. As correlações positivas significativas (p < 0,05), foram: Temperatura × Salinidade, Salinidade × SST, SST × VSS, SST × Fosfato, SST × PT, VSS × Fosfato, VSS × PT e Fosfato × PT (Figura 5).

Figura 5 - Matriz de correlação de Pearson entre as variáveis ambientais.

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Legenda: Temp.: Temperatura; VSS: Volume de Sólidos Sedimentáveis; Sal.: Salinidade; OD: Oxigênio Dissolvido; Chla.: Clorofila-α; SST: Sólidos Suspensos Totais; NAT: Nitrogênio Amoniacal Total; PT: Fósforo Total; Transp.: Transparência. *: correlações significativas a α = 0,05.

*

* * *

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

*

5 DISCUSSÃO

Os sistemas de produção de camarão que utilizam a tecnologia BFT são naturalmente ricos em nutrientes, que se originam da adição de fontes de carbono, para estimular a comunidade bacteriana heterotrófica (BECERRA-DORAME et al, 2014; RAJKUMAR et al, 2016; DENG et al, 2018; FÓES et al, 2012; BOYD; MCNEVIN, 2015), e do arraçoamento, que também contribui para o aporte de nutrientes como P e N (RODE, 2014). Do aporte da ração, por exemplo, cerca de 70 a 80 % do N volta para o ambiente de cultivo na forma de dejetos (HARGREAVES, 2013). No caso do P, ainda que cerca de 35% do total de P adicionado seja absorvido pelos camarões, grandes quantidades acumulam-se no sistema na forma dissolvida e particulada (DA SILVA et al, 2013), através de sobras de alimento e excreção dos animais (FERREIRA, 2008).

Os microrganismos são, portanto, elementos-chave na incorporação e imobilização em sua biomassa deste excesso de elementos. A ocorrência de maiores concentrações absolutas de C e P no seston, reflete essa abundância de nutrientes no sistema de cultivo e é explicada pela composição de organismos dos bioflocos que são formados por agregados de bactérias, algas, protozoários, zooplâncton, nematoides e outras formas de matéria orgânica particulada, como fezes e ração não consumida (HARGREAVES, 2013). A título de exemplo, o biofloco pode ser composto em média por 246 g kgˉ¹ de biomassa fitoplanctônica (dominada por diatomáceas dos gêneros Thalassiosira, Chaetoceros e Navicula); 30 g kgˉ¹ de biomassa bacteriana; 332 g kgˉ¹ formada principalmente de detritos e fezes; 392 g kgˉ¹ de cinzas e ainda uma pequena quantidade de zooplâncton, constituída por flagelados, rotíferos e amebas (JU et al, 2008). Essa diferença da composição absoluta entre as frações se dá pela grande presença de diferentes organismos eucariotos (JU et al, 2008), que possuem grandes concentrações de P em sua biomassa para realizar processos vitais, como a síntese de ATP e produção de ácidos nucleicos (ROSSETTI, 1996). Essa absorção é realizada por diversos organismos, tais como o fitoplâncton, que absorve grandes quantidades de P quando estão em ambientes sem limitação por esse nutriente (COTNER; WETZEL, 1992), e o zooplâncton, como por exemplo cladóceros e copépodes calanoides que apresentam 1,4% e 0,6% de P na biomassa, respectivamente (STERNER; ELSER, 2002).

Com relação às razões estequiométricas, houve menores razões C:N na fração bactérias livres e menores razões N:P no seston. Isto se deu pelo fato de haver maiores concentrações absolutas de C e P no seston, sem, no entanto, ter havido diferenças no N. Isto indica que

existem diferentes dinâmicas nas duas frações, provavelmente devido ao nível de atividade de bactérias livres e aderidas (abaixo).

As variáveis temperatura e SST apresentaram efeito positivo sobre o enriquecimento em nitrogênio e fósforo nos flocos (menores C:P e N:P no seston). Esses resultados podem ser explicados através da associação direta da temperatura e SST com a elevação do metabolismo dos componentes do seston, aumentando o nível de atividade dos organismos. Segundo a Hipótese da Taxa de Crescimento (Growth Rate Hypothesis), organismos que possuem alto nível de atividade (altas taxas de crescimento) retêm maior quantidade relativa de P na biomassa (e.g. menores razões C:P ou N:P) de forma a sustentar a maquinaria ribossômica necessária à elevada produção de proteínas (ELSER et al, 1996). Portanto, o enriquecimento em P do seston pode ser devido à assinatura estequiométrica das bactérias aderidas, que representam importante proporção da biomassa dos bioflocos (JU et al, 2008; RODE, 2014) e maiores níveis de atividade (taxas metabólicas tais como respiração e produção de proteínas) do que bactérias livres (ANESIO et al, 2003; GROSSART et al, 2007; LYONS; DOBBS, 2012).

As variáveis ambientais OD, chla, transparência e pH, que também tiveram relações significativas com C:N:P do seston e bactérias livres, foram identificadas como covariáveis da temperatura e SST, uma vez que elas não apresentam nenhum mecanismo direto conhecido de regulação destas razões. A relação negativa do OD com SST e VSS é explicada pela elevada Demanda Biológica de Oxigênio do sistema BFT, que em sistemas de bioflocos heterotróficos está normalmente na ordem de 6 mg O₂ L-1 h-1 (HARGREAVES, 2013). Este oxigênio é direcionado para oxidação de matéria orgânica por bactérias heterotróficas e para nitrificação pelas autotróficas (DA SILVA et al, 2013; DENG et al, 2018; AZIM; LITTLE, 2008; WEI et al, 2016). No entanto, a variação do oxigênio foi menor do que seria esperada apenas com base na concentração de flocos, em função da constante difusão de oxigênio na água do cultivo através da aeração para compensar a perda de oxigênio e manter o os flocos em suspensão (HARGREAVES, 2013; RODE, 2014; AVNIMELECH, 2003). A relação negativa da redução do pH em função do aumento da concentração de SST e VSS é explicada pela liberação de CO₂ no sistema, através do processo de respiração, que por hidrólise origina ácido carbônico e íons hidrogênio, reduzindo o pH da água (VINATEA ARANA, 2010).

A significativa relação negativa da transparência com as variáveis SST, VSS e Chla explica a relação positiva dessa covariável com as razões C:P e N:P da fração seston, pois as mesmas estão intimamente associadas à redução da transparência pelo aumento da concentração de partículas orgânicas em suspensão na coluna d’água, limitando a penetração da luz na coluna d’água e aumentando a turbidez (KUBITZA, 2013). Embora a concentração

de clorofila a como proxy de produtividade seja um importante preditor das razões C:P do seston em ambientes temperados (COTNER et al, 2010), nos sistemas de aquicultura, particularmente de bioflocos, a severa limitação por luz que ocorre ao longo do ciclo produtivo (DA SILVA et al, 2013) torna essa variável um fraco preditor da produtividade do sistema. Isto explica a ausência de resposta da maioria das razões estequiométricas às variações de clorofila a (somente as razões C:N e N:P da fração bactérias livres). Soma-se a isso o fato de que muitos sistemas possuíam coberturas com diferentes percentagens de sombreamento. Desta maneira, ao longo do tempo há um progressivo enriquecimento em P e redução em transparência que são seguidos pela redução da clorofila (DA SILVA et al., 2013), diferenciando-se do processo clássico de eutrofização.

O claro enriquecimento do seston principalmente em P e C com o aumento da SST e temperatura, deixa evidente o papel dos bioflocos na incorporação destes elementos no sistema. Isto aponta para um grande potencial na remoção de P a partir da remoção dos bioflocos, ao contrário da prática comum da carcinicultura de descarte total da água. Diversos métodos podem ser utilizados para remover os flocos, tais como: decantação, floculação e flotação por ar dissolvido (MAGNOTI, 2011; GAONA, 2011; GALASSO, 2014). Esta estratégia viabilizaria um maior reaproveitamento da água, menores custos operacionais e menor lançamento de efluentes /lançamento de efluentes com menores cargas de P nos corpos d’água receptores, o que reduziria os impactos ambientais da carcinicultura.

6 CONCLUSÃO

O seston apresentou maiores quantidades de C e P em termos absolutos, e, em termos estequiométricos, maior razão C:N e menor N:P. Em relação aos fatores reguladores, as variáveis que mais influenciam direta e positivamente a variabilidade das razões C:N:P nos sistemas de bioflocos são os SST e a temperatura, levando a maior absorção de P em relação a N quando comparado às bactérias livres.

REFERÊNCIAS

ABCC. O Censo da carcinicultura nacional em 2011. Revista Associação Brasileira de Criadores de Camarão, v. 15, n. 1, p. 24-28, 2013.

AHMAD, I et al. M. Biofloc technology: an emerging avenue in aquatic animal healthcare and nutrition. Aquaculture International, v. 25, p. 1215–1226, 2017.

ANESIO, A. M.; ABREU, P. C.; BIDDANDA, B. A. The role of free and attached

microorganisms in the decomposition of estuarine macrophyte detritus. Estuarine, Coastal and Shelf Science, v. 56, p. 197–201, 2003.

APHA - American Public Health Association. Standard Methods of Water and Wastewater. 20ª ed. American Public Health Association, American Water Works Association, Water Environment Federation publication. APHA, Washington D.C., 1999.

AVNIMELECH, Y. Carbon: nitrogen ratio as a control element in aquaculture systems. Aquaculture, v. 176, p. 227-235, 1999.

AVNIMELECH, Y. Control of microbial activity in aquaculture systems: active suspension ponds. World Aquaculture, n. 34, v. 4, p. 19-21, 2003.

AVNIMELECH, Y. Biofloc Technology - A Practical Guide Book, 2d Edition. The World Aquaculture Society, Baton Rouge, Louisiana, United States. 2012.

AZIM, E; LITTLE, D.C. The biofloc technology (BFT) in indoor tanks: Water quality, biofloc composition, and growth and welfare of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Aquaculture, v. 283, p. 29–35, 2008.

BARAK, Y. et al. Phosphorus removal in a marine prototype, recirculating aquaculture system. Aquaculture, v. 220, p. 313–326, 2003.

BECERRA-DORAME, M. J.; et al. Effect of using autotrophic and heterotrophic microbial-based-systems for the pre-grown of Litopenaeus vannamei, on the production performance and selected haemolymph parameters. Aquaculture Research, v.45, p.944–948, 2014.

BOYD, C. E.; MCNEVIN, A. A. Aquaculture, Resource Use, and the Environment. United Estates of America: John Wiley & Sons, Inc. 2015.

CARMOUZE, J. O metabolismo dos ecossistemas aquáticos – Fundamentos teóricos, métodos de estudo e análises químicas. São Paulo: Edgard Blücher, 254 p, 1994.

COTNER, J. B.; BIDDANDA, B. A. Small players, large role: microbial influence on

biogeochemical processes in pelagic aquatic ecosystems. Ecosystems, v. 5, p. 105–121, 2002.

COTNER, J. B. et al. Freshwater bacteria are stoichiometrically flexible with a nutrient composition similar to seston. Frontiers in Microbiology Dez. 2010, v. 1, Artigo 132.

COTNER, J. B.; WETZEL, R. G. Uptake of dissolved inorganic and organic phosphorus compounds by phytoplankton and bacterioplankton. Limnology and Oceanography, v. 37, n. 2, p. 232-243, 1992.

DENG, M. et al. The effect of different carbon sources on water quality, microbial community and structure of biofloc systems. Aquaculture, n. 482, p. 103–110, 2018.

EBELING, J. M.; TIMMONS, M. B.; BISOGNI, J. J. Engineering analysis of the stoichiometry of photoautotrophic, autotrophic, and heterotrophic removal of ammonia– nitrogen in aquaculture systems. Aquaculture, n. 257, p. 346–358, 2006.

EKASARI, J. et al. The size of biofloc determines the nutritional composition and the nitrogen recovery by aquaculture animals. Aquaculture, v. 426–427, p. 105–111, 2014.

ELSER, J. J. et al. Organism size, life history, and N:P stoichiometry. Bioscience, n. 46, p. 674–684, 1996. DOI: 10.2307/ 1312897.

EMERENCIANO, M.; GAXIOLA, G.; CUZON, G.. (30 de Abr de 2013). Biofloc

Technology (BFT): A review for aquaculture application and animal food industry. Biomass Now – Cultivation and Utilization, IntechOpen, DOI: 10.5772/53902. Disponível em:

<https://www.intechopen.com/books/biomass-now-cultivation-and-utilization/biofloc-technology-bft-a-review-for-aquaculture-application-and-animal-food-industry>. Acesso em: 21 abr 2018.

ESTEVES, Francisco de Assis (Coord.). Fundamentos de Limnologia. 3. ed. Rio de Janeiro: Interciência, 2011. 826p.

FAO. The State of World Fisheries and Aquaculture 2014. Contributing to food security and nutrition for all. Rome. 200 p. 2014.

FAO. The State of World Fisheries and Aquaculture 2016. Contributing to food security and nutrition for all. Rome. 200 p. 2016.

FERREIRA, L. M. M. H. M.. Formação de flocos microbianos em cultivo do camarão-rosa Farfantepenaeus paulensis e do camarão-branco Litopenaeus vannamei. 2008. 44p. Dissertação (Mestrado em Aquicultura) – Fundação Universidade do Rio Grande, Rio Grande, 2008.

FRIGSTAD, H. et al. Seasonal variation in marine C:N:P stoichiometry: can the composition of seston explain stable Redfield ratios?. Biogeosciences, v. 8, p. 2917–2933, 2011.

FÓES, G. K.; GAONA, C. A. P.; POERSCH, L. H.. Cultivo em bioflocos (BFT) é eficaz na produção intensiva de camarões. Visão Agrícola, n. 11, p. 28-32, jul./dez. 2012.

FORSTER, CF. Bioflocculation in the activated sludge process. Water S.A., n. 2, p. 119-125, 1976.

FOX, J.; WEISBERG, S.. An {R} Companion to Applied Regression. 2. ed. Thousand Oaks CA: Sage, 2011. Disponível em: <http://socserv.socsci.mcmaster.ca/jfox/Books/Companion>. Acesso em: 22 jun. 2018.

FURTADO, P. S. et al. Effects of nitrate toxicity in the Pacific white shrimp, Litopenaeus vannamei, reared with biofloc technology (BFT). Aquaculture International, n. 23, p. 315– 327, 2015.

GALASSO, H. L. Cultivo heterotrófico do camarão marinho Litopenaeus vannamei avaliando duas metodologias de remoção de sólidos. 2014. 54 p. Dissertação (Mestrado em Aquicultura) – Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis/ SC, 2014.

GAONA, C. A. P.. Efeito da remoção de sólidos suspensos totais e desempenho

zootécnico do camarão Litopenaeus vannamei em sistema superintensivo com bioflocos. 2011. 48 p. Dissertação (Mestrado em Aquicultura) – Fundação Universidade do Rio Grande, Rio Grande/ RS, 2011.

GOTELLI, N. J.; ELLISON, A. M. Princípios de Estatística em Ecologia. Porto Alegre: Artmed, 2011. 527 p.

GROSSART, H. et al. Comparison of cell-specifc activity between free-living and attached bacteria using isolates and natural assemblages. FEMS Microbiology Letters, n. 266, p. 194–220, 2007.

HARGREAVES, J. A. Biofloc Production Systems for Aquaculture. Southern Regional Aquaculture Center, n. 4503, abr. 2013.

HARGREAVES, J. A. Photosynthetic suspended-growth systems in aquaculture. Aquacultural Engineering, n. 34, p. 344–363, 2006.

JU, Z.Y. et al. W. Enhanced growth effects on shrimp (Litopenaeus vannamei) from inclusion of whole shrimp floc or floc fractions to a formulated diet. Aquaculture Nutrition, v. 14 p. 533-543, 2008.

JUNG, J. Y. et al. Autotrophic biofloc technology system (ABFT) using Chlorella vulgaris and Scenedesmus obliquus positively affects performance of Nile tilapia (Oreochromis niloticus). Algal Research, v. 27 p. 259–264, 2017.

KALFF, J. Limnology: Inland Water Ecosystems. United States of America: Prentice-Hall, 2001.

KIRCHMAN, D. Microbial Ecology of the Oceans. Nova York: Wiley &Sons, 2000.

KUBITZA, F. Qualidade da água no cultivo de peixes e camarões. Jundiaí, SP: F. Kubitza, 2013.

LYONS, M. M; DOBBS, F. C. Differential utilization of carbon substrates by aggregate-associated and water-aggregate-associated heterotrophic bacterial communities. Hydrobiologia, v. 686, p. 181–193. 2012.

MACKERETH, J. F. H.; HERON, J.; TALLING, J. F. Water analysis: some revised methods for limnologists. Freshwater Biological Association, n. 36, p 121, 1978.

MAGNOTTI, C. Cultivo heterotrófico do camarão marinho Litopenaeus vannamei avaliando duas metodologias de remoção de sólidos. 2011. 37 p. Dissertação (Mestrado em Aquicultura) – Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis/ SC, 2011.

Manual de Análises em Oceanografia Química. / Organizadores: Maria da Graça Zepka Baumgarten, Mônica Wallnet – Kersanach, Luis Felipe Hax Niencheski. 2. Ed. Rev. e aum. – Rio Grande: Editora da FURG, 2010. 174p.

NUSCH E. A; PALME, G. Biologische methoden für die praxis der

gewisseruntersuchung 1.Bestimmung des Chlorophyll a und Phaeopigmentgehaltes in Oberflachenwasser. GWF-Wasser/Abwass, n. 116 v. 12 p. 562-565, 1975.

PENA, E. A.; SLATE, E. H. Gvlma: Global Validation of Linear Models Assumptions. R package version 1.0.0.2. 2014. Disponível em:

<https://CRAN.R-project.org/package=gvlma>. Acesso em: 27 jun 2018.

PILLAY, T. V. R.; KUTTY, M. N. Aquaculture Principles and Practices. 2. Ed. United Kingdom: Blackwell Publishing, 2005.

POERSCH, L.H. et al. Bioflocos uma alternativa para camarões saudáveis fazenda catarinense volta a operar com sucesso em área afetada pelo vírus da mancha branca. Panorama da Auicultura. Disponível em: <http://www.panoramadaaquicultura.com.br/novosite/?p=2369>. Acesso em: 22 jun. 2018>.

RAJKUMAR, M. et al. Effect of different biofloc system on water quality, biofloc

composition and growth performance in Litopenaeus vannamei (Boone, 1931). Aquaculture Research, v. 47 p. 3432–3444, 2016.

ROSSETTI, M. L. R. Biologia Molecular Básica. (Arnaldo Zaha, coord.), Porto Alegre: Mercado Aberto, 1996.

RODRIGUES, J. L. F.; CRUZ, K. C. A.; DI SOUZA, L. Influência da qualidade da água na criação heterotrófica do camarão Litopenaeus vannamei. Química: ciência, tecnologia e sociedade, v. 2, n. 1, 2013.

RODE, R. Marine Shrimp Biofloc Systems: Basic Management Practices. (FNR-495-W), 5. Disponível em: <https://extension.purdue.edu/extmedia/FNR/FNR-495-W.pdf>. Acesso em: 12 abr 2018.

DA SILVA, K.R.; WASIELESKY JR., W.; ABREU, P. C. Nitrogen and phosphorus in the biofloc production of the pacifica white shrimp, Litopenaeus vannamei. Journal of the World Aquaculture Society. v. 44, n. 1, 2013.

SALONEN, K.; SARVALA, J. Field manual for the determination of chlorophyll a and primary production in the lake Tanganyika research. FAO/FINNIDA Research for the management of the fisheries on Lake Tanganyika GCP/RAF/271/FIN-FM/18, 14 p., 1995.

SCHILLING P, POWILLEIT M, UHLIG S. Chlorophyll a determination: results of an interlaboratory comparison. Practitioner´s report. Journal for Quality, Comparability and Reliability in Chemical Measurements, 2006. DOI: 10.1007/s00769-006-0158-0.

Sistemas de cultivos aqüícolas na zona costeira do Brasil: recursos, tecnologias, aspectos ambientais e sócio-oconômicos / organizadores Gilberto Fonseca Barroso, Luís Henrique da Silva Poersch, Ronaldo Olivera Cavalli. - Rio de Janeiro: Museu Nacional, 2007. 316 p.

STERNER, R. W. et al. Scale-dependent carbon : nitrogen : phosphorus seston stoichiometry in marine and freshwaters. Limnology and Oceanography, n. 53, v. 3, p. 1169–1180, 2008.

STERNER, R. W.; ELSER, J. J. Ecological Stoichiometry: The Biology of Elements From Molecules to the Biosphere. United States of America: Princeton University Press, 2002.

TAHIM, E. F.; ARAÚJO, I. F. A Carcinicultura do Nordeste Brasileiro e sua Inserção em Cadeias Globais de Produção: foco nos APLs do Ceará. RESR, Piracicaba-SP, v. 52, n. 3, p. 567-586, Jul./Set. 2014.

THEY, N. H.; AMADO, A. M.; COTNER, J. B. Redfied ratios in inland waters: higher biological control of C:N:P ratios in tropical semi-arid high water residence time lakes. Frontiers in Microbiology, Ago. 2017.

WASIELESKY, W. et al. Effect of natural production in a zero exchange suspended

microbial floc based super-intensive culture system for white shrimp Litopenaeus vannamei. Aquaculture, v. 258, p. 396-403, 2006.

WETZEL, R. G.; LIKENS, G. E. Limnological Analyses. 3rd ed. United States of America: Springer Science + Business Media, Inc, 2000.

VADSTEIN, O. et al. Is phosphorus limitation of planktonic heterotrophic bacteria and accumulation of degradable DOC a normal phenomenon in phosphorus-limited systems? A microcosm study. FEMS Microbiology Ecology n. 43, p. 307-316, 2003.

VADSTEIN, O. Heterotrophic, Planktonic Bacteria and Cycling of Phosphorus: Phosphorus Requirements, Competitive Ability and Food Web Interactions. Advances in Microbial Ecology, v. 16, New York, 2000.

VENABLES, W. N. & RIPLEY, B. D. Modern Applied Statistics with S. Fourth Edition. Springer, New York. 2002. ISBN 0-387-95457-0

VINATEA ARANA, L. Qualidade da Água em Aquicultura: Princípios e Práticas / Luis Vinatea Arana. 3.ed. rev. e modif.- Florianópolis: Ed. fa UFSC, 2010. 238 p.

XU, W.J.; MORRIS, T.C.; SAMOCHA T.M. Effects of C/N ratio on biofloc development, water quality, and performance of Litopenaeus vannamei juveniles in a biofloc-based, high-density, zero-exchange, outdoor tank system. Aquaculture, n. 453, p. 169–175, 2016.

WEI, T.; SIMKO, V. R package "corrplot": Visualization of a Correlation Matrix

(Version 0.84), 2017. Disponível em: <https://github.com/taiyun/corrplot>. Acesso em: 27 jun 2018.

WEI, Y. F.; LIAO, S.; WANG, A. The effect of different carbon sources on the nutritional composition, microbial community and structure of bioflocs. Aquaculture, n. 465, p. 88–93, 2016.

APÊNDICE A – DESCRIÇÃO DA ADAPTAÇÃO DO MÉTODO DE ANÁLISE PARA NITROGÊNIO AMONIACAL TOTAL.

A análise de NAT foi realizada através da adaptação de um kit que emprega um método colorimétrico para análise de ureia da marca Bioclin. O teste original é composto por três reagentes: o reagente tampão, composto por tampão tris < 100 mmol/L, NADH - dinucleótido de nicotinamida e adenina (forma reduzida) < 3 mmol/L e conservante; o reagente enzimático é composto por tampão tris < 500 mmol/L, ADP - adenosina difosfato < 5 mmol/L, α- cetoglutarato < 100 mmol/L, urease < 50 KU/L, glutamato desidrogenase (GLDH) < 5 kU/L, estabilizantes e conservante e o reagente padrão é composto por uréia 70,0 mg/dL e estabilizante. O método de ação do teste baseia-se na hidrolização da uréia em NH₃ e CO₂ pela enzima urease e leitura proporcional da amônia através da oxidação do composto NADH para NAD⁺ pela glutamato desidrogenase (GLDH) na presença de NH₃ e α-cetoglutarato. A adaptação inserida ao teste foi a retirada do reagente enzimático, tendo em vista o objetivo da leitura da forma hidrolisada da uréia, não se fazendo necessária a aplicação deste reagente em questão. Também foi aplicado ao teste um fator de correção do efeito salino, de acordo com a metodologia descrita por BAUMGARTEN et al (2010). As amostras foram lidas em espectrofotômetro à 600 nm.

APENDICE B – TABELA DESCRITIVA DO TEMPO DE CULTIVO E DENSIDADE DE ESTOCAGEM DOS VIVEIROS AMOSTRADOS.

Tabela 8 - Densidade de estocagem e tempo de cultivo dos tanques de produção de camarão amostrados.

Fase Densidade de Estocagem Tempo de Cultivo (Dias)

Berçário 6,50 Larvas/L 52

Berçário 6,50 Larvas/L 21

Berçário 6,50 Larvas/L 52

Berçário 6,50 Larvas/L 21

Berçário Não Povoado 15

Berçário 3.7 Larvas/L 4

Berçário 14,8 Larvas/L 14

Berçário 15 Larvas/L 18

Média 151,7 43,2

Desvio Padrão 33,4 24,2

Engorda 175 Camarões/m² Não disponível

Engorda 200 Camarões/m² Não disponível

Engorda 100 Camarões/m² 85

Engorda 100 Camarões/m² 23

Engorda 150 Camarões/m² 40

Engorda 150 Camarões/m² Não disponível

Engorda 150 Camarões/m² Não disponível

Média 8,0 24,6

Desvio Padrão 5,3 17,7

APÊNDICE C – TABELA DESCRITIVA DAS VARIÁVEIS AMBIENTAIS ANALISADAS

Tabela 9 - Variáveis ambientais analisadas nos tanques de cultivo de camarão.

Variáveis Ambientais Média Desvio Padrão Mínimo Máximo

Temperatura (C°) 30,2 1,7 26,80 32,2 pH 7,2 0,7 5,99 8,7 V.S.S. (ml/L) 2,6 2,8 0,00 10,0 Transparência (cm) 25,3 31,5 3,00 120,0 Salinidade 23,6 12,1 1,00 46,0 O.D. (mg/L) 5,6 1,3 2,40 8,1 Clorofila-α (µg.Lˉ¹) 169,8 125,3 9,76 397,4 S.S.T. (mg/L) 244,0 241,7 10,17 777,9 N.A.T. (mg/L) 0,2 0,1 0,01 0,5 NO₂ˉ (mg/L) 2,6 6,3 0,00 26,0 PO₄³ˉ (mg/L) 0,7 0,6 0,03 2,4 T.P. (mg/L) 3,4 4,8 0,22 18,9

Fonte: Elaborado pelo autor (2018).

Legenda: V.S.S.: Volume de Sólidos Sedimentáveis; O.D.: Oxigênio Dissolvido; S.S.T.: Sólidos Suspensos Totais; N.A.T.: Nitrogênio Amoniacal Total; NO₂ˉ: Nitrito; PO₄³ˉ: Fosfato; T.P.: Fósforo Total.

APÊNDICE D – GRÁFICOS DE REGRESSÃO LINEAR SIMPLES ENTRE AS VARIAVEIS AMBIENTAIS E RAZÕES C:N:P DAS FRAÇÕES SESTON E BACTERIAS LIVRES.

Figura 6 - Gráficos de regressão linear entre variáveis ambientais e razões C:N:P das frações seston e bactérias livres.