Programa de Pós-Graduação em Engenharia Ambiental – PROAMB
AVALIAÇÃO DE FOTOBIORREATORES ILUMINADOS POR DIODOS
EMISSORES DE LUZ PARA O TRATAMENTO DE EFLUENTES
DOMÉSTICOS
LUDYMYLA MARCELLE LIMA SILVA
ii Universidade Federal de Ouro Preto
Programa de Pós-Graduação em Engenharia Ambiental – PROAMB
LUDYMYLA MARCELLE LIMA SILVA
AVALIAÇÃO DE FOTOBIORREATORES ILUMINADOS POR DIODOS
EMISSORES DE LUZ PARA O TRATAMENTO DE EFLUENTES
DOMÉSTICOS
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia Ambiental da Universidade Federal de Ouro Preto, como parte dos requisitos necessários para a obtenção do título de Mestre em Engenharia Ambiental.
Área de Concentração: Tecnologias Ambientais Orientador: Prof. Dr. Aníbal da Fonseca Santiago
v AGRADECIMENTOS
À Deus.
À minha família, em especial aos meus pais Helena e Ernandes. Muito obrigado por terem me auxiliado em todos os momentos sendo sempre o meu porto seguro. Amo vocês!
Ao meu professor orientador, Aníbal da Fonseca Santiago, pela oportunidade, pela confiança, pela amizade e ensinamentos. Serei eternamente grata!
À professora Gilmare Antônia da Silva pela ajuda com as análises estatísticas e por ter aceitado o convite de participar da banca de defesa.
À professora Silvana de Queiroz Silva pela ajuda com a parte de identificação das microalgas e por ter aceitado o convite de participar da banca de defesa.
À professora Maria Lúcia Calijuri que aceitou participar da banca de defesa. À professora Maria Celia da Silva Lanna pelos ensinamentos em microbiologia.
Aos colegas e amigos do laboratório de saneamento ambiental, em especial, Michelle Braga, Lívia Bastos, Lucas Periard, Rafael Nascimento, na ajuda para a execução dos experimentos. Sem vocês os dias no laboratório não seriam os mesmos.
Ao Fábio Vassoler, pela ajuda na execução dos experimentos e na montagem dos gráficos. Agradeço também pela amizade, companheirismo e paciência.
À Mariana Moreira pela disponibilidade e ajuda. À Mel Iza pela ajuda nos desenhos.
Ao Júnior pela ajuda nas dúvidas químicas e estatísticas. A Maria Ana e a Fernanda pela amizade.
As Ex-alunas, moradoras da República Flor de Liz, vocês fizeram meus dias mais alegres.
À Universidade Federal de Ouro Preto e ao Programa de pós graduação em Engenharia Ambiental pela oportunidade.
Enfim, agradeço a todos que fizeram parte dessa etapa da minha vida.
vi RESUMO
O aumento da população resulta no aumento do volume de efluentes domésticos, que têm em sua composição: água, matéria orgânica, nutrientes e patógenos. Entre os nutrientes encontrados nos efluentes, o nitrogênio e fósforo são de importância fundamental, porque são essenciais para o crescimento dos seres vivos. Mas o lançamento deles em corpos de água podem desencadear o fenômeno da eutrofização. Diante disso, esses nutrientes devem ser removidos dos efluentes, assim como a matéria orgânica, para evitar impactos ambientais negativos. As microalgas podem ser utilizadas para remover e recuperar nitrogênio e fósforo a partir dos efluentes. Estes microrganismos podem ser cultivados em sistemas abertos, tais como em lagoas de alta taxa ou em fotobiorreatores, que têm a vantagem de uma maior produção de biomassa. A iluminação dos fotobiorreatores poder ser com a luz do sol, ou com iluminação artificial. Esta última tem a vantagem de poder selecionar um intervalo específico de comprimento de onda que promove o melhor crescimento das microalgas, ou a remoção de um determinado poluente. O uso dos diodos emissores de luz (LEDs) são uma alternativa para este tipo de iluminação, pois apresentam baixo consumo de energia, baixa geração de calor e alta durabilidade. Além disso, eles são livres de substâncias tóxicas, como o mercúrio. O uso de fotobiorreatores com microalgas e iluminados por LEDs é apresentado como uma tecnologia que pode ser viável, uma vez que estes sistemas podem ter baixos custos operacionais, operação simples e produzir biomassa de algas que pode ser convertidos em novos produtos, como biofertilizantes e biocombustíveis. A partir disso, o objetivo deste estudo foi avaliar a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e Escherichia coli de efluentes domésticos em fotobiorreatores de microalgas iluminados por LEDs com diferentes comprimentos de onda (cores) e fluxos luminosos. Foi utilizado o planejamento estatístico multivariado, e a partir de um número reduzido de experimentos foi possível chegar a uma condição ótima para a operação dos fotobiorreatores. Os fotobiorreatores com o LED na cor azul foram os que promoveram melhores resultados para a remoção de nitrogênio (96,34%), fósforo (43,54%), matéria orgânica (91%) e Escherichia coli (5,06 unidades logarítmicas). A LED na cor vermelha foi o que produziu maior crescimento de biomassa.
vii ABSTRACT
The increase in population results in increased volume of domestic sewage, which have in their composition: water, organic matter, nutrients and pathogens. Among the nutrients found in wastewater, nitrogen and phosphorus are of fundamental importance because they are essential for the growth of living things. But the launch them in water bodies can trigger eutrophication phenomenon. Therefore, these nutrients should be removed from the effluent, as well as organic matter to avoid negative environmental impacts. The microalgae can be used to remove and recover nitrogen and phosphorus from wastewater. These microorganisms can be cultured in open systems, such as in high rate ponds or photobioreactors, which have the advantage of an increased biomass production. The lighting of photobioreactors can be with the sunlight, or artificial lighting. The latter has the advantage of being able to select a specific range of wavelength which promotes better growth of microalgae, or removal of a particular pollutant. The use of light emitting diodes (LEDs) are an alternative to this type of lighting, since they have low power consumption, low heat generation and high durability. Moreover, they are free of toxic substances such as mercury. The use of photobioreactors with microalgae and illuminated by LEDs is presented as a technology that can be viable, since these systems may have lower operating costs, simple operation and producing algal biomass can be converted into new products such as biofertilizer and biofuels . From this, the objective of this study was to evaluate the removal of nitrogen, phosphorus, organic matter and Escherichia coli domestic effluents in microalgae photobioreactors illuminated by LEDs with different wavelengths (colors) and luminous fluxes. The photobioreactors were effective for the removal of pollutants analyzed. It was reduced 96.34% nitrogen; 43.54% phosphorus; 91% of organic matter and 5.06 log units of E. coli.
viii LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Regiões do Brasil e a porcentagem de efluentes tratados. ... 1
Figura 2 - Estações de tratamento de efluente convencional; 1B - Nova concepção de estações de tratamento de efluentes. ... 2
Figura 3 - Ciclo do nitrogênio. ... 6
Figura 4 - Ciclo simplificado do nitrogênio (Nitrificação, Desnitrificação e Anammox). ... 9
Figura 5 - Ciclo do fósforo. ... 12
Figura 6 - Ambientes eutrofizados (A. Qingdao- China; B. Lago Hume; C. Mediterrâneo; D. Golfo do México; E- Lagoa da Pampulha). ... 18
Figura 7 - Relação de simbiose entre microalgas e bactérias. ... 25
Figura 8 - Esquema de funcionamento de um LED. ... 29
Figura 9 - Fluxograma das etapas realizadas no trabalho ... 39
Figura 10 - Placa luminosa, vista inferior. a: Lâmpada LED PAR 30/E27; b: Lâmpada LED PAR 650h03-D-65K; c: Fita de LED 3528 IP20 3m. As medidas estão em centímetros (cm). ... 41
Figura 11 - Configuração dos experimentos nos testes preliminares. ... 42
Figura 12 - Esquema do fotobiorreator utilizado no planejamento experimental. ... 43
Figura 13 - Experimentos realizados na etapa de triagem. ... 47
Figura 14 - Fotobiorreator otimizado iluminado por LEDs. ... 49
Figura 15 - Fotobiorreator iluminado por LED (esquerda) e Fotobiorreator iluminado pela luz solar (direita). ... 49
Figura 16 - Reator UASB ETE Itabirito (A- Topo do reator; B- Caixa receptora do efluente após a saída do UASB; Momento da coleta do efluente). ... 50
Figura 17 - Tanque de criação de tilápias do Horto Botânico do ICEB. ... 51
Figura 18 - Configurações fotobiorreatores inóculo. ... 52
Figura 19 - Esquema da extração da frações de fósforo na biomassa ... 57
Figura 20 - Experimento 1 (Efluente sintético): Clorofila a (a) e SSV (b). ... 60
Figura 21 - Experimento 2 (Efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b). ... 60
Figura 22 - Experimento 3 (Efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b) ... 61
Figura 23 - Comportamento do pH: a:Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2 (Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ... 62
Figura 24 - Comportamento temperatura a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2 (Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ... 62
Figura 25 - Comportamento OD a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2 (Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ... 63
Figura 26 - Formas de nitrogênio no Experimento 1 (Efluente sintético); a: Fotobiorreator 1.1; b: Fotobiorreator 1.2 ... 64
Figura 27 - Formas de nitrogênio no Experimento 2 (Efluente UASB). A: Fotobiorreator 2.1; b: Fotobiorreator 2.2; c: Fotobiorreator 2.3. ... 65
Figura 28 - Formas de nitrogênio Experimento 3. a: Fotobiorreator 3.1; b: Fotobiorreator 3.2; c: Fotobiorreator 3.3. ... 66
Figura 29 - Remoção de NTK a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2 (Efluente UASB); c:Experimento 3 (Efluente UASB). ... 67
Figura 30 - Nitrogênio algal e bacteriano. ... 68
Figura 31 - Remoção de DQO. a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente UASB); c: Experimento 3 (efluente UASB). ... 70
ix Figura 33 - Remoção de E. coli nos diferentes fotobiorreatores do experimento 3 (Efluente
UASB). ... 73 Figura 34 - Fotos microscópio dos fotobiorreatores. Aumento de 100× no microscópio ... 74 Figura 35 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de NTKf.
Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 77 Figura 36 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de fósforo. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 79 Figura 37 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de matéria orgânica. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo
(dias) de cada fotobiorreator. ... 81 Figura 38 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de E. coli. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 84 Figura 39 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação a concentração de OD. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias)
de cada fotobiorreator. ... 84 Figura 40 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação ao pH. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 85 Figura 41 - Comparação entre os 33 experimentos da triagem para a produção de biomassa. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 86 Figura 42 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a remoção de NTKf. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e
tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 91 Figura 43 - Valores observados versus estumados para a remoção de NTKf pelo planejamento
CCD. ... 92 Figura 44 - Resíduos para a remoção de NTKf no planejamento CCD. ... 93
Figura 45 - Comparação entre os fotobiorreatores que apresentaram melhor remoção de NTKf na
etapa de triagem e na superfície de resposta. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 93
Figura 46 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a remoção de fósforo. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e
tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 94 Figura 47 - Valores observados versus estimados para a remoção de fósforo pelo planejamento CCD. ... 96 Figura 48 - Resíduos para a remoção de fósforo no planejamento CCD. ... 96 Figura 49 - Comparação entre os fotobiorreatores na etapa de triagem e superfície de resposta. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada
fotobiorreator. ... 97 Figura 50 - Comparação entre os 18 experimentos realizados com o planejamento CCD para a remoção de matéria orgânica. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 98
x Figura 53 - Comparação entre os resultados da triagem e do planejamento CCD. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.
... 100
Figura 54 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para a remoção de E. coli. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 101
Figura 55 - Resíduos para a remoção de E. coli no planejamento CCD. ... 102
Figura 56 - Valores observados versus estimados para a remoção de E. coli pelo planejamento CCD ... 103
Figura 57 - Comparação entre fotobiorreatores da triagem e do planejamento CCD para a remoção de E. coli. ... 103
Figura 58 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para o crescimento de biomassa. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ... 104
Figura 59 - Gráfico de valores observados versus valores estimados para o crescimento de microalgas. ... 105
Figura 60 - Resíduos para o crescimento de biomassa no planejamento CCD. ... 106
Figura 61 - Comportamento do pH nos fotobiorreatores. ... 108
Figura 62 - Comportamento do OD nos fotobiorreatores. ... 109
Figura 63 - Comportamento da clorofila a nos fotobiorreatores. ... 110
Figura 64 - Comportamento do SSV e clorofila -a. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator controle. ... 110
Figura 65 - Formas de nitrogênio. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator controle. ... 111
Figura 66 - Comportamento do nitrogênio total Kjeldahl filtrado nos fotobiorreatores. ... 112
Figura 67 - Nitrogênio algal e bacteriano. ... 113
Figura 68 - Comportamento do fósforo solúvel nos fotobiorreatores. ... 114
Figura 69 - Frações de fósforo encontrados na biomassa do fotobiorreator com LED ... 116
Figura 70 - Frações de fósforo encontrados na biomassa do fotobiorreator controle ... 116
Figura 71 - Comportamento da DQO filtrada nos fotobiorreatores ... 117
Figura 72 - Decaimento de E. coli nos fotobiorreatores ... 119
xi LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Concentrações permitidas de nitrogênio amoniacal em diferentes classes de corpos
d`água. ... 19
Tabela 2 - Concentrações de fósforo permitido em diferentes classes de corpos d`água. ... 19
Tabela 3- Recomendação da OMS para o uso de efluentes na agricultura. ... 20
Tabela 4 - Fotobiorreatores usados em diferentes trabalhos. ... 34
Tabela 5 - Matriz de um planejamento fatorial com ponto central 2². ... 35
Tabela 6 - Características dos LEDs utilizados nos testes preliminares. ... 40
Tabela 7 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de triagem. ... 45
Tabela 8 - Ensaios do planejamento fatorial completo 22. B: fotobiorreatores com a luz branca; V: fotobiorreatores com a luz vermelha; A: fotobiorreatores com a luz azul. ... 46
Tabela 9 - Ensaios do controle da etapa de triagem. ... 46
Tabela 10 – Metodologias utilizadas para o monitoramento durante os experimentos. ... 54
Tabela 11 - Características iniciais dos efluentes. ... 59
Tabela 12 - Remoção de NTK. ... 66
Tabela 13 - Remoção de DQO filtrado nos fotobiorreatores. ... 70
Tabela 14 - Remoção de fósforo nos fotobiorreatores. ... 71
Tabela 15 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de NTK f. 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 78
Tabela 16 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de fósforo 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 80
Tabela 17 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de matéria orgânica. 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 81
Tabela 18 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicada no ponto central para remoção de E. coli 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 82
Tabela 19 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicada no ponto central para a produção de biomassa. 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 87
Tabela 20 - Potência de cada LED nos diferentes fluxos luminosos. ... 88
Tabela 21 - Melhores resultados de remoção apresentados para cada resposta obtidos na etapa de triagem para a cor azul. ... 89
Tabela 22 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de superfície de resposta. ... 89
Tabela 23 - Ensaios do planejamento composto central - modelo quadrático esférico. SR: indica os fotobiorreatores da superfície de resposta. ... 90
Tabela 24 - Ensaios controle da etapa de superfície de resposta. ... 90
Tabela 25 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no planejamento CCD para a remoção de NTKf. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 92
Tabela 26 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de NTKf. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ... 92
xii Tabela 28 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no
planejamento CCD para a remoção de fósforo. Os valores em negrito são os que foram
significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ... 95 Tabela 29 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de fósforo. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ... 95
Tabela 30 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de DQO. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ... 98
Tabela 31 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de matéria orgânica. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ... 99
Tabela 32 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no planejamento CCD para a remoção de E. coli. Os valores em negrito são os que foram
significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). ... 101 Tabela 33 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de remoção de E. coli. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ... 102
Tabela 34 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no planejamento CCD para o crescimento de microalgas. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). ... 104 Tabela 35 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de biomassa algal. FV= Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG= significativo. ... 105
Tabela 36 - Condição experimental ótima para o crescimento de microalgas obtida com o
xiii SUMÁRIO
1. Introdução ... 1
2. Objetivos ... 4
3. Referencial teórico ... 5
3.1. Efluentes domésticos: composição e impactos ambientais negativos gerados ao meio ambiente ... 5
3.1.1. Nitrogênio ... 5
3.1.3. Patógenos ... 13
3.1.4. Matéria orgânica carbonácea ... 15
3.1.5. Impactos ambientais negativos relacionados ao lançamento de efluentes domésticos sem tratamento prévio ... 16
3.2. Microalgas ... 21
3.3. Microalgas e o tratamento de efluentes ... 24
3.5. Diodos emissores de luz ... 28
3.6. Fotobiorreatores de microalgas e LEDs para tratamento de efluentes domésticos ... 31
3.7. Planejamento experimental multivariado ... 34
4. Materiais e métodos ... 39
4.1. Avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes preliminares) ... 40
4.2. Avaliação de fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda (planejamento experimental multivariado) ... 42
4.2.1 Planejamento experimental ... 44
4.3. Análise do fotobiorreator otimizado ... 47
4.4. Efluente utilizado na avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes preliminares) ... 49
4.6. Inóculo de microalgas ... 51
4.8. Balanço de massa do nitrogênio ... 54
4.9. Identificação das microalgas ... 55
4.10. Frações de fósforo na biomassa ... 56
5. Resultados e discussão ... 58
5.1. Testes preliminares ... 58
5.1.1. Avaliação geral do sistema ... 58
5.1.2. Clorofila a, SSV ... 59
5.1.3. Comportamento do pH, OD e Temperatura ... 61
5.1.4. Nitrogênio ... 63
5.1.5. Demanda química de oxigênio ... 69
xiv
5.1.7. Remoção de Escherichia coli ... 72
5.1.8. Identificação das microalgas ... 73
5.1.9. Síntese dos resultados dos testes preliminares ... 74
5.2. Planejamento experimental: Etapa de triagem ... 76
5.2.1. Resultados da triagem para a remoção de nitrogênio ... 76
5.2.2. Resultados da triagem para a remoção de fósforo... 78
5.2.3 Resultados da triagem para a remoção de matéria orgânica ... 80
5.2.4. Resultados da triagem para a remoção de Escherichia coli ... 82
5.2.5 Produção de biomassa algal ... 85
5.2.6. Planejamento experimental: etapa de superfície de resposta ... 87
5.2.6.1 Consumo energético dos LEDs ... 87
5.2.6.2. Escolha dos níveis estudados na superfície de resposta ... 88
5.2.6.3. Planejamento Composto Central - Modelo Quadrático (CDD) ... 89
5.2.6.4. Remoção de nitrogênio na superfície de resposta ... 90
5.2.6.5 Remoção de fósforo na superfície de resposta ... 94
5.2.6.6 Remoção de matéria orgânica na superfície de resposta ... 97
5.2.6.7.Remoção de Escherichia coli na etapa de superfície de resposta ... 100
5.2.6.8. Produção de biomassa algal ... 103
5.2.7. Síntese dos resultados do planejamento experimental (triagem e superfície de resposta) ... 106
5.3. Experimento com o fotobiorreator otimizado ... 107
5.3.1. Identificação das espécies ... 107
5.3.2. Comportamento do pH e OD ... 108
5.3.3. Comportamento da clorofila a e SSV ... 109
5.3.4. Comportamento do nitrogênio ... 111
5.3.5. Comportamento do fósforo ... 113
5.3.6. Comportamento da DQO ... 117
5.3.7. Remoção de Escherichia coli ... 118
5.3.8. Síntese dos resultados ... 120
6. Considerações finais ... 122
7. Sugestões para estudos futuros ... 123
1 1. Introdução
A cobertura de saneamento mundial aumentou de 49%, em 1990, para 64%, em 2012. Mas ainda estima-se que no mundo 2,5 bilhões de pessoas (36% da população) vivem sem saneamento; isso representa que um a cada três habitantes do planeta vive sem acesso a um sistema de saneamento. (UNICEF, 2015).
No Brasil, somente 40% dos efluentes gerados recebem ao menos tratamento primário. Na região Norte é que se encontra o pior índice, com somente 14,4% dos efluentes tratados, atendendo apenas 7,88% da população. A região com melhor índice é o Centro - Oeste, onde 46,4% dos efluentes gerados recebem tratamento, Figura 1 (SNIS, 2014).
Figura 1 - Regiões do Brasil e a porcentagem de efluentes tratados.
Fonte: elaborado pelo autor (2016).
2 Diante da realidade das condições de saneamento no mundo, as tecnologias de tratamento devem caminhar em direção ao conceito de estações de tratamento sustentáveis, que tem por finalidade gerar novos produtos com valor agregado ao final do processo de tratamento, minimizando os impactos ambientais negativos (Figura 2).
Figura 2 - A- Estações de tratamento de efluente convencional; B - Nova concepção de estações de tratamento de efluentes.
Fonte: adaptado de Wang et al. (2014).
O uso de microalgas vem de encontro com esse conceito, pois a biomassa gerada pode ser usada para a fabricação de biocombustível ou ser utilizada como biofertilizante. Esses microrganismos podem ser cultivados em lagoas de alta taxa ou em fotobiorreatores; estes últimos permitem um melhor controle do sistema. Pode ser utilizada a luz solar como fonte de luz, porém esta varia com o ciclo diário, em alguns dias pode causar danos ao fotossistema das microalgas devido ao excesso de luminosidade ou pode inibir o crescimento devido à falta de luz (i.e. dias nublados). Para contornar esses empecilhos, a luz artificial é uma alternativa, este tipo de iluminação apresenta como vantagem a possibilidade de selecionar um comprimento de onda específico que melhore o desempenho das microalgas para a remoção de algum poluente, ou para o seu crescimento. Ao utilizar a iluminação artificial, essa deve ser econômica e não causar danos ao meio ambiente, por isso os diodos emissores de luz (LED) são considerados como uma alternativa. Os LEDs são livres de mercúrio e apresentam baixo consumo energético, o que torna o seu uso ainda mais atrativo.
4 2. Objetivos
2.1. Objetivo Geral
Avaliar a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e Escherichia coli (E. coli) de efluentes domésticos em fotobiorreatores para o cultivo de microalgas iluminados por LEDs com diferentes comprimentos de onda (cores) e fluxos luminosos.
2.2. Objetivos específicos
Avaliar diferentes configurações de iluminação em fotobiorreatores;
Avaliar diferentes faixas de comprimento de onda (cores) e intensidade do fluxo luminoso favorecem a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica carbonácea e E. coli nos efluentes domésticos;
Avaliar o comportamento do crescimento da biomassa em diferentes comprimentos de onda (cores) e intensidade do fluxo luminoso;
5 3. Referencial teórico
3.1. Efluentes domésticos: composição e impactos ambientais negativos gerados ao meio ambiente
Os efluentes domésticos contêm aproximadamente 99,9% de água. A fração restante inclui os sólidos orgânicos e inorgânicos, suspensos e dissolvidos, bem como microrganismos, e é devido a essa fração de 0,1% que os efluentes domésticos devem ser tratados (VON SPERLING, 2005). Os efluentes domésticos contêm os resíduos das atividades humanas, como fezes, gordura, alimentos, sucatas, detergentes e produtos farmacêuticos. Em termos químicos, 1 m³ de águas residuais domésticas contém entre 300 e 600 g de matéria orgânica, 40 - 60 g de fósforo (na forma de fosfato e compostos orgânicos), 10 - 20 g de enxofre (principalmente na forma de sulfato) e traços de metais pesados, além dos microrganismos patogênicos (RITTMANN et al., 2015). Nos próximos itens serão discutidos os principais parâmetros relativos aos efluentes abordados neste trabalho.
3.1.1. Nitrogênio
O nitrogênio é um ametal do grupo 15 da tabela periódica, de símbolo químico N. Seu nome tem origem grega e significa "formador de nitron", sendo nitron referente ao nitrato de potássio (KNO3). Foi descoberto pelo químico e físico Daniel Rutherford em 1772, que removeu o oxigênio
e o dióxido de carbono (CO2) do ar e verificou que, no gás residual, não havia combustão ou vida.
Lavoisier chamou o nitrogênio de azoto, que significa sem vida, entretanto, esse elemento é o quarto mais abundante nos organismos vivos, depois do carbono (C), oxigênio (O2) e hidrogênio
(H) (MOREIRA, 2006).
A principal fonte de nitrogênio (N) na biosfera é a atmosfera, sendo o nitrogênio molecular (N2) a
fonte primária deste nutriente para os diversos microrganismos. O N2 representa 78% da
composição da atmosfera terrestre, o que equivale a 3,9 × 1021 g de N, sendo o segundo maior
reservatório do elemento. Estima-se que a litosfera contenha 1 × 1023 g de N que estão distribuídos
nas rochas e sedimentos, o que representa 98% do total existente. Na biosfera encontram-se cerca de 4,65 × 1021 g de N, sendo que 96% encontra-se na matéria orgânica morta e o restante nos
6 O movimento do nitrogênio entre a biosfera, geosfera e atmosfera em diferentes estados de oxidação, é conhecido como ciclo do nitrogênio (Figura 3). Este ciclo representa um dos mais importantes ciclos de nutrientes nos ecossistemas aquáticos e terrestres, visto que desempenha um papel importante na constituição dos organismos vivos. A fixação do nitrogênio atmosférico pode ocorrer por processos biológicos ou químicos (ESTEVES,1998).
Figura 3 - Ciclo do nitrogênio.
Fonte: elaborado pela autora (2016).
A fixação química (natural) ocorre pelas descargas elétricas (relâmpagos), onde o N2 é oxidado
para a forma de pentóxido de dinitrogênio (N2O5). A reação deste com a água produz o ácido nítrico
(HNO3), que é carreado pela chuva para os solos e águas, onde é convertido para nitrato (NO3-)
(BRAGA et al., 2005).
A fixação biológica ocorre por meio de bactérias e cianobactérias especializadas em captar o N2 e
reduzi-lo para a forma de amônia (NH3). O processo de fixação do N2 ocorre em um complexo de
7 entre em contato com o complexo nitrogenase há dois mecanismos, que são: heterocistos com uma camada de lipídeos que os tornam impermeáveis ao oxigênio; e a fixação de nitrogênio no período escuro, quando o sistema fotossintético não produz inibidores a nitrogenase (LEE, 2008).
Vale ressaltar que o nitrogênio amoniacal, apesar de tóxico para as células, é a via metabólica preferencial para assimilação dos microrganismos devido ao menor gasto energético. O nitrato também pode ser assimilado, porém precisa ser convertido em nitrogênio amoniacal, o que promove um maior gasto energético (NELSON e COX, 2006).
Após a assimilação pelos microrganismos do nitrogênio amoniacal, esse é incorporado nas células dando origem às proteínas, ácidos nucléicos e outros compostos nitrogenados. Os organismos superiores consomem estes produtores primários, extraindo o nitrogênio necessário ao seu metabolismo, crescimento e reprodução (ESTEVES, 1998).
Como subproduto do metabolismo os organismos superiores geram compostos ricos em nitrogênio, como a urina por exemplo. Ao fim da vida desses organismos, a decomposição da matéria orgânica nitrogenada acarretará na liberação de nitrogênio amoniacal no ambiente (ASSUNÇÃO, 2009). Em condições favoráveis, o nitrogênio amoniacal é oxidado a nitrito (NO2-) eposteriormente a
nitrato (NO3-) pelo processo denominado nitrificação. Este é um processo essencialmente biológico
aeróbio, mediado por bactérias quimiolitotróficas que oxidam o nitrogênio amoniacal a nitrato (ESTEVES, 1998).
O processo de retorno do nitrogênio para a atmosfera é denominado desnitrificação, que também é um processo biológico, porém ocorre em condições anóxicas. Devido à falta de oxigênio dissolvido as bactérias heterotróficas facultativas passam a utilizar os nitratos como aceptores de elétrons (NO3-em substituição ao oxigênio) no seu processo respiratório, convertendo-os a N2, que escapa
para a atmosfera, completando assim seu ciclo (WETZEL, 1981).
8 O nitrogênio deve ser removido dos efluentes a fim de evitar o seu lançamento nos corpos d’água, pois pode causar impactos ambientais negativos ao meio ambiente. Os processos mais utilizados para a remoção de nitrogênio são: air stripping, cloração, troca iônica e o tratamento biológico. O air stripping remove a amônia por meio do arraste com ar, o gás amônia é removido do meio por agitação na presença de ar atmosférico; para favorecer o processo de volatilização é adicionado ao efluente um alcalinizante para elevar o pH. Nesse processo proporciona-se maior superfície de contato do líquido com a atmosfera, sendo que tal mecanismo é conseguido através da passagem do líquido por torres equipadas com sopradores de ar, permitindo maiores taxas de difusão do gás dissolvido no líquido para atmosfera (METCALF e EDDY, 2003).
A cloração consiste na adição de cloro em uma dosagem específica, que promove a formação de cloroaminas. O ácido hipocloroso é um agente oxidante extremamente ativo, ele reage rapidamente com a amônia contida no meio líquido formando três tipos de cloraminas em reações sucessivas (monocloroamina, dicloroamina e tricloreto de nitrogênio). A desvantagem desse processo é a possibilidade da formação de subprodutos carcinogênicos, tais como os organoclorados (NUNES, 2008).
A troca iônica é uma operação que faz o uso de resinas sintéticas, essas contém em sua composição radicais ácidos ou básicos capazes de propiciar a substituição dos cátions ou ânions fixados previamente nesses radicais por outros presentes nos efluentes, promovendo assim a remoção desejada. As resinas têm uma capacidade limitada de troca de cátions ou ânions, que quando é atingida necessita-se da sua regeneração; esse processo é feito com um ácido ou base forte (METCALF e EDDY, 2003).
O tratamento biológico para a remoção de nitrogênio é amplamente utilizado, tendo como destaque o processo de lodos ativados e as lagoas de estabilização. Nas lagoas os principais processos de remoção do nitrogênio são: volatilização, fixação biológica e sedimentação da matéria orgânica (REED, 1985). De acordo com Assunção (2009) o processo de volatilização tem pouca significância para a remoção de nitrogênio, cerca de 3%, sendo os outros processos mais importantes.
9 amoniacal, pelo processo de amonificação. Parte de N orgânico pode sedimentar nas lagoas. Caso existam condições aeróbias e a presença de bactérias nitrificantes, o N amoniacal poderá ser convertido a nitrato, pelo processo da nitrificação, que por sua vez, em condições anóxicas e na presença de carbono orgânico será utilizado por bactérias desnitrificantes como aceptor de elétrons no processo de desnitrificação, resultando na formação de N2 que escapa para atmosfera
(ESTEVES, 1998; WETZEL, 1981).
Além das lagoas e lodos ativados, a remoção biológica de nitrogênio pode ser realizada em biorreatores. Nesses podem ser controlados os processos de nitrificação convencional, desnitrificação convencional, nitrificação e desnitrificação simultâneas (NDS), anammox, sharon,
canon e oland (SANT’ ANNA, 2013).
Anammox é a oxidação anaeróbia da amônia e caracteriza-se pela presença de bactérias que oxidam o nitrogênio amoniacal a N2, e o nitrito atua como aceptor de elétrons, sob condições anóxicas
(Figura 4). É uma das novas tecnologias para a remoção de nitrogênio, surgiu em 1990, pois remove dois poluentes simultaneamente, amônio e nitrito, convertendo-os a nitrogênio gasoso. Entretanto, a tecnologia precisa vencer alguns desafios, tais como: baixa taxa de crescimento das bactérias anammox; elevada quantidade de biomassa requerida; e a dificuldade para o cultivo das bactérias, em função da característica específica de substrato, ou seja, baixa concentração de carbono biodegradável, além de concentrações de nitrito e nitrogênio amoniacal em uma proporção aproximada de 1:1 (KUENEN, 2008).
Figura 4 - Ciclo simplificado do nitrogênio (Nitrificação, Desnitrificação e Anammox).
Fonte: Scheeren et al. (2011).
10 torno de 500 ⁰C e pressão próxima de 200 bar, e resulta em um gás com apenas 18% do volume com amônia (DIAS, 2006). Pesquisas mostraram que aproximadamente 30% dos fertilizantes acabam no esgoto doméstico (BLEKEN e BAKKEN, 1997; MULDER, 2003). Assim, estima-se que a recuperação dos nutrientes presentes no esgoto doméstico seja capaz de suprir aproximadamente 30% da demanda atual desse elemento na agricultura, reduzindo a produção de fertilizante e minimizando seus impactos ambientais negativos.
Os fertilizantes, que são um produto de natureza mineral, natural ou sintética, obtidos por processo físico, químico ou físico-químico, começaram a ser utilizados em todo o mundo para suprir as necessidades das plantas. No Brasil o uso de fertilizantes a base de nitrogênio, fósforo e potássio (NPK) aumentou expressivamente. Entre os anos de 1987 e 2007, um período de 20 anos, a produção agrícola cresceu 59%, enquanto o consumo de fertilizantes 143%, para um aumento de área colhida de apenas 13% (KULAIF, 2009). No acumulado de janeiro e fevereiro de 2016 foram utilizados 4 mil toneladas de fertilizantes nitrogenados, um aumento de 10% em relação a 2015 no mesmo período (ANDA, 2016).
O reaproveitamento de nitrogênio de efluentes domésticos, industriais e agropecuários para fins agrícolas substitui o uso de fertilizantes sintéticos e reduziria os gastos com energia envolvidos na produção e também diminuiria as alterações que o homem causa ao ciclo do nitrogênio. Dentro do contexto desse trabalho
3.1.2. Fósforo
O fósforo é um elemento químico de símbolo P, não-metal, multivalente, pertencente à série química do nitrogênio (grupo 15). A origem do seu nome está relacionada ao fenômeno da fosforescência, que por ser muito reativo, oxida-se espontaneamente em contato com o oxigênio atmosférico; pela sua etimologia, “fósforo” significa “luz brilhante”.
11 É um elemento sólido à temperatura ambiente e não é encontrado no estado nativo por ser muito reativo, oxidando-se espontaneamente, sendo encontrado na forma de fosfato (PO43-), que contém
um átomo central de fósforo ligado a quatro átomos de oxigênio. Ao estabelecer ligações com átomos de hidrogênio, pode formar o ácido fosfórico (H3PO4), o dihidrogenofosfato (H2PO4-) e o
hidrogenofosfato (HPO42-), sendo este último a forma predominante em pH neutro, e o primeiro,
em pH baixo ou acidificado (MONTEIRO, 2010; ESTEVES, 1998).
Há muito é conhecida a importância do fósforo nos sistemas biológicos. Esta se deve à participação deste elemento em processos fundamentais do metabolismo dos seres vivos, tais como: armazenamento de energia (forma uma fração essencial da molécula de adenosina trifosfato (ATP)) e estruturação da membrana celular (através dos fosfolipídios) (ESTEVES, 1998).
O movimento do fósforo entre a biosfera e geosfera, em diferentes estados, é conhecido como ciclo do fósforo (Figura 5). É um ciclo lento, passando da litosfera para a hidrosfera por meio da erosão. A principal reserva de fósforo é a litosfera, mais precisamente as rochas fosfatadas e alguns depósitos formados ao longo das eras geológicas. Por meio de processos erosivos ocorre a liberação do fósforo que será utilizado pelos produtores. Entretanto, parte do fósforo liberado é carreado para os oceanos onde se deposita no fundo ou é consumida pelo fitoplâncton. Após a assimilação pelos microrganismos, o fósforo é incorporado nas células dando origem ao ácido desoxirribonucleico (DNA), ácido ribonucleico (RNA) e ATP. Os organismos superiores consomem estes produtores
primários, extraindo o fósforo necessário ao seu metabolismo, crescimento e reprodução. Ao fim da vida desses organismos, a decomposição da matéria orgânica acarretará a liberação do fósforo no ambiente (BRAGA et al., 2005; ESTEVES, 1998).
12 Figura 5 - Ciclo do fósforo.
Fonte: elaborado pela autora (2016).
Vale ressaltar que a mineração do fosfato tem elevado impacto ambiental negativo. A extração de 1 kg de fósforo produz 2 kg de rejeitos, contaminados com metais pesados e elementos radioativos, que normalmente não são dispostos de maneira ambientalmente segura (DRIVER et al., 1999; WILSENACH et al., 2003). As fontes de poluição por uso de fósforo incluem a agricultura, por meio da aplicação de fertilizantes, atividades industriais e dejetos de esgoto doméstico. Assim como para o nitrogênio, o reaproveitamento de fósforo deve ser encorajado.
13 3.1.2. Patógenos
As características físicas, químicas e biológicas das águas traduzem uma série de processos que acontecem no corpo hídrico e na bacia hidrográfica. Essas características são utilizadas por órgãos públicos e privados a fim de se definir condições, uso e restrições quanto ao emprego das águas. As características biológicas das águas referem-se aos diversos microrganismos que habitam o ambiente aquático. Estes microrganismos desempenham funções de importância, como a transformação da matéria dentro dos ciclos biogeoquímicos.
Outro aspecto relevante é a possibilidade de transmitir doenças que pode ocorrer por ingestão direta de água não tratada, ingestão direta de água tratada de má qualidade, ingestão de alimentos contaminados, ou ainda pela infecção resultante do contato da pele com água ou solos contaminados (GONÇALVES, 2003).
Ainda de acordo com Gonçalves (2003), em todos os casos citados, as excretas e, em especial, os
esgotos sanitários são as principais fontes de contaminação dos corpos d’água e do solo,
transmitindo bactérias, vírus, fungos, protozoários, helmintos, nematoides e platelmintos, patogênicos aos seres humanos.
No Brasil, estima-se que 65% das internações hospitalares são devidas às doenças transmitidas pela água, como por exemplo, disenteria, hepatite, meningite, ascaridíase, tracoma, esquistossomose e outras (BRASIL, 2014). Segundo a Organização Mundial de Saúde (OMS, 2014), mais de cinco milhões de pessoas morrem por ano no mundo (número equivalente a toda a população de um país como a Finlândia) devido às doenças transmitidas pela água.
14 Um indicador de contaminação amplamente utilizado e aceito é a E. coli, pois está presente em elevadas concentrações no esgoto, responde de forma similar à dos microrganismos patogênicos aos métodos de desinfecção, é membro obrigatório da flora intestinal humana de indivíduos sadios e tem método de análise rápido, fácil e econômico. A E. coli é uma indicadora de contaminação fecal por animais de sangue quente e não foram identificadas subespécies de vida livre (Cohn et al., 1999).
A E. coli pertence à família Enterobacteriaceae. As características morfológicas desta família correspondem a bacilos gram negativos, cujas células apresentam membrana citoplasmática, espaço periplásmico, peptideoglicano ou mureína e membrana externa. A maioria apresenta filamento flagelar que nasce no citoplasma e muitas possuem cápsulas ou estrutura tipo capsular conhecida como antígenos K. A membrana externa contém o lipopolissacarídeo, porinas e diferentes tipos de fímbrias. O cromossomo é único e circular. Não produzem endósporos (TRABULSI, 2015).
Os aspectos fisiológicos da família Enterobacteriaceae, como afirma Trabulsi (2015), são: microrganismos anaeróbios facultativos, que reduzem nitrato a nitrito, fermentam a glicose e não produzem a enzima citocromo oxidase C. São capazes de metabolizar uma ampla variedade de substâncias como carboidratos, proteínas e aminoácidos, lipídeos e ácidos orgânicos. Produzem catalase, utilizam glicose como fonte de carbono e amônia como fonte de nitrogênio.
Especificamente, a E. coli é um microrganismo classificado como mesófilo, ou seja, que cresce em temperaturas moderadas. A faixa de pH ideal se encontra próxima a neutralidade, entre 6,5 e 7,5. A pressão osmótica do meio é equivalente a 0,85% de salinidade. O tempo de geração é de 20 minutos em condições ótimas (TORTORA, 2012; MADIGAN, 2004).
15 Em lagoas de estabilização a exposição à fonte de luz solar, é considerado o fator mais importante de desinfecção natural de microrganismos, e fortemente influenciado pelos parâmetros de OD, pH e fotosensibilizadores (COLLEY et al., 1999). Porém, de acordo com Mara e Horan (2003) valores de pH acima de 9,4, promovem o decaimento da concentração de E. coli e Pearson et al. (1997) indicam que pH acima de 8,4 já podem causar a inativação. Em relação ao OD, estudos sugerem que valores acima da saturação, indicado pela presença de algas, está relacionado com o decaimento de microrganismos indicadores (MARA e HORAN 2003; COOLEY et al. 1999; BOLTON et al 2011). Muñoz et al. (2006) sugerem que a competição entre microalgas e bactérias, leva ao decaimento destes últimos.
3.1.4. Matéria orgânica carbonácea
A matéria orgânica carbonácea nos esgotos é a principal causadora de poluição das águas. Devido a degradação da matéria orgânica por bactérias aeróbias, pode ocorrer o consumo do oxigênio dissolvido (OD) pelos microrganismos, que leva a depleção de oxigênio nos corpos d`água. De acordo com Jordão e Pessoa (2009) as substâncias orgânicas presentes nos esgotos são constituídas principalmente por: compostos de proteína, carboidratos, gorduras e óleos, uréia, surfactantes, fenóis e outros em menor quantidade.
A matéria orgânica carbonácea pode ser classificada quanto a forma e tamanho (suspensão ou dissolvida), e quanto a biodegradabilidade (inerte ou biodegradável). Devido às diferentes formas que a matéria orgânica se apresenta, é usual que seja determinada por métodos indiretos, tais como: demanda química de oxigênio (DQO), demanda bioquímica do oxigênio (DBO), e carbono orgânico total (VON SPERLING, 2005).
16 3.1.5. Impactos ambientais negativos relacionados ao lançamento de efluentes domésticos sem tratamento prévio
Nos ecossistemas aquáticos o nitrogênio e o fósforo são elementos indispensáveis ao crescimento dos organismos vivos, porém seu acúmulo pode levar ao crescimento excessivo de algas, o que causa o fenômeno conhecido como eutrofização.
O acúmulo de nitrogênio e fósforo em corpos d’água tem várias origens, algumas pontuais, como
despejo de efluentes domésticos e industriais, e outras difusas, devido ao excesso de fertilizantes na agricultura, que são carreados para os rios, lagos e lençóis subterrâneos. Desta forma, a medida que o nitrogênio e o fósforo são descarregados nos corpos d’água, as condições básicas para o crescimento das algas é satisfeita. A partir daí, ocorre a proliferação desses organismos que se desenvolvem próximo à superfície e aproveitam ao máximo a radiação solar disponível. Algumas espécies de algas produzem substâncias tóxicas que podem afetar a saúde do homem e causar a morte de animais (TUNDISI, 2003).
A densa população de algas que cobre a superfície dos corpos d`água decompõe-se e libera matéria orgânica. Ao morrerem os organismos tendem a decantar, e sua decomposição utiliza o OD presente na água, podendo levar à mortandade de organismos aquáticos que dependem do oxigênio para sobreviver. Os principais efeitos na eutrofização são (TUNDISI, 2003):
Ausência de oxigênio na água, que provoca a mortalidade de peixes e leva à liberação de gases com odor (metano e gás sulfídrico);
Deterioração dos valores recreacionais do corpo d`água;
Altas concentrações de matéria orgânica;
Diminuição do OD na água;
Diminuição da biodiversidade.
A eutrofização é um problema mundial e tem provocado impactos ecológicos, econômicos e na saúde pública nos mais diversos países. Por exemplo, no Golfo do México uma área de
aproximadamente 12000 km² é conhecida como “zona morta” devido à ausência de vida marinha
17 da primavera e no verão. A solução para o problema é a redução de 20% no uso de fertilizantes, o tratamento de efluentes das criações de suínos, e a recomposição de áreas alagadas do rio Mississipi (TUNDISI, 2003). Estimou-se em 2003 um investimento da ordem de 10 bilhões de dólares para a recuperação e um prazo de 10 anos para que o ecossistema se recuperasse. Atualmente de acordo com Smith e Hanna (2014) a zona morta tem aumentado a cada ano e estima-se um investimento da ordem de 82 bilhões para recuperação da área.
No ano de 2008 em Qingdao na China ocorreu o maior crescimento de algas já registrado no país, que foi causado pela aquicultura extensiva. Cerca de 400 km² ao longo da costa ficaram recobertos por uma massa algal e foram retiradas mais de 150.000 toneladas de biomassa (Figura 6A) (LIU et al., 2009). Na Austrália em 2009 houve um crescimento de algas azuis no lago Hume que se estendeu por 600 km², cobrindo quase a totalidade do lago (Figura 6B) (LAUDER, 2009). Na região do Mediterrâneo (Figura 6C), o acúmulo de nutrientes propicia o crescimento da posidonia marinha (Posidonia oceânica); todos os anos essa biomassa é recolhida e levada para aterros sanitários (COCOZZA et al., 2011). O material retirado desses ambientes causa aumento dos resíduos nos aterros sanitários, custos com transporte e retirada. Entretanto, essa biomassa poderia ser reutilizada na agricultura como fertilizante, ou para a produção de biocombustível.
No Brasil um caso de eutrofização ocorre na Lagoa da Pampulha, localizada em Belo Horizonte/MG (Figura 6E). A ocupação inadequada e os escassos investimentos em saneamento básico trouxeram sérias consequências ambientais para o local, que perdeu 50% do seu volume original e de acordo com o Instituto Mineiro de Gestão das Águas (IGAM, 2014) apresenta-se no grau hipereutrófico, que é o estágio o mais avançado de eutrofização. De acordo com Martins (2014) as obras de revitalização da lagoa iniciaram em 2013, e estimou-se um gasto de 120 milhões de reais.
Além da eutrofização, o nitrogênio pode causar outros impactos negativos aos ambientes aquáticos.
No processo de nitrificação há consumo de OD no corpo d’água, o que pode causar morte dos
18 miligramas por litro, dependendo do tempo de exposição, pode ser letal à maioria das espécies de peixes (VON SPERLING, 2005).
Figura 6 - Ambientes eutrofizados (A. Qingdao- China; B. Lago Hume- Austrália; C. Mediterrâneo; D. Golfo do México; E- Lagoa da Pampulha).
Fonte: Liu et al. (2009); B- Lauder, (2009); C- Cocozza et al. (2009); D- Smith e Hana, (2014); E- Martins, (2014).
O nitrogênio em seus diversos níveis de oxidação apresenta diferentes graus de toxicidade para os organismos. Em geral os níveis letais são: nitrito > 0,5 mg L-1, nitrato > 5,0 mg L-1 e amônia entre
0,6 e 2,0 mg L-1 (VON SPERLING e MOTA, 2009).
O nitrogênio amoniacal é a forma mais encontrada nos efluentes, e de acordo com o valor de pH, encontra-se na forma de íon amônio (NH4+) ou não ionizada (NH3). Para valores de pH menores
ou iguais a 7, a forma ionizada é predominante. O aumento do valor de pH favorece o descolamento
do equilíbrio para a prevalência da forma não ionizada (SANT’ ANNA, 2013).
Devido à toxicidade à vida, o lançamento de nitrogênio amoniacal total é regulado pelo Conselho Nacional de Meio Ambiente (CONAMA) por meio da resolução 430/2011, que determina a concentração máxima de lançamento em 20 mg L-1 e a CONAMA 357/2005 estipula diferentes
19 Tabela 1 - Concentrações permitidas de nitrogênio amoniacal em diferentes classes de corpos d`água.
Classe (águas doces) Valores permitidos Classe 1 e 2 3,7 mg L-1N, para pH ≤ 7,5
2,0 mg L-1N, para 7,5 < pH ≤ 8,0
1,0 mg L-1N, para 8,0 < pH ≤ 8,5
0,5 mg L-1 N, para pH > 8,5
Classe 3 e 4 13,3 mg L-1N, para pH ≤ 7,5
5,6 mg L-1N, para 7,5 < pH ≤ 8,0
2,2 mg L-1N, para 8,0 < pH ≤ 8,5
1,0 mg L-1 N, para pH > 8,5
Fonte: Brasil (2005).
Assim como o nitrogênio, o fósforo constitui um dos principais nutrientes para os processos biológicos, ou seja, é um dos chamados macronutrientes, por ser exigido também em grandes quantidades pelas células. Nos efluentes domésticos há quantidades substanciais de fósforo (5 mg L-1 a 30 mg L-1), nas formas: orgânica; inorgânica complexa (polifosfatos), como aquelas
utilizadas em detergentes; e ortofosfato inorgânico solúvel. Diferentemente do nitrogênio, o fósforo não é tóxico quando em excesso e nem causa doenças (VON SPERLING, 2005).
O lançamento de fósforo não é regulado pelo CONAMA 430/2011. Entretanto, a CONAMA 357/ 2005, estipula diferentes concentrações permitidas de acordo com a classe do corpo d’água e
se o ambiente é lótico, lêntico ou intermediário (Tabela 2).
A CONAMA 430/11 que dispõe sobre as condições e padrões de lançamento de efluentes, não regulamenta o lançamento de microrganismos em efluentes. A CONAMA 357/05 estabelece que para o uso de recreação de contato primário deverão ser obedecidos os padrões de qualidade de balneabilidade, previstos na CONAMA 274/00. Para os demais usos a resolução estipula diferentes
concentrações permitidas de acordo com a classe do corpo d’água.
20 Classe (águas doces) Valores permitidos
Classes 1 e 2 0,020 mg L-1 P para ambiente lênticos
0,025 mg L-1 P para ambiente intermediário
0,1 mg L-1 P para ambiente lótico
Classes 3 e 4 0,050 mg L-1 P para ambiente lênticos
0,075 mg L-1 P para ambiente intermediário
0,15 mg L-1 P para ambiente lótico
Fonte: Brasil, 2005.
Uma recomendação que não faz parte da legislação brasileira, mas merece destaque, é da Organização Mundial da Saúde (OMS) de 1989. Essa recomendação refere-se ao uso, na irrigação, de efluentes de estações de tratamento de esgoto e adota como indicadores de qualidade microbiológica a concentração de coliformes fecais e ovos de helmintos. A Tabela 3 apresenta as recomendações da OMS para o uso direto de efluentes tratados na agricultura.
Tabela 3 - Recomendação da OMS para o uso de efluentes na agricultura.
Categoria Condições de reúso Grupo exposto
Ovos de helmintos/L (média aritmética) Coliformes fecais/100mL (média geométrica) Tratamento recomendado para atingir a qualidade microbiológica
A Irrigação de culturas que são ingeridas cruas, campos de esporte e parques públicos
Trabalhadores, consumidores,
público ≤1 ≤1000
b
Lagoas de estabilização em série
ou tratamento equivalente.
B
Irrigação de culturas não ingeridas cruas como cereais,
para a indústria, pastos, forragens e árvores
Trabalhadores ≤1 recomenda Não se
Retenção em lagoas de estabilização por 8 a
10 dias ou remoção equivalente de helmintos e coliformes
fecais.
C
Irrigação de culturas da categoria B se o público e os
trabalhadores não ficam expostos
Nenhum Não se aplica Não se aplica
Pré – tratamento requerido pela técnica
de irrigação aplicada, mas não menos do que
tratamento primário.
21 Além dos problemas causados pelos macronutrientes e microrganismos patogênicos, a matéria orgânica presente nos efluentes gera o consumo do oxigênio dissolvido, que tem como consequência a morte da macrofauna dos ambientes aquáticos. A CONAMA 430/11 estabelece que a DBO5 dias, 20 °C deverá apresentar a concentração máxima de 120 mg L-1 para efluentes
sanitários, sendo que este limite somente poderá ser ultrapassado no caso de efluente de sistema de tratamento com eficiência de remoção mínima de 60% de DBO, ou mediante estudo de autodepuração do corpo hídrico que comprove atendimento às metas do enquadramento do corpo receptor. Para a determinação da eficiência de remoção de carga poluidora em termos de matéria orgânica, para sistemas de tratamento como lagoas de estabilização, a amostra do efluente deverá ser filtrada. A importância dos tipos de DQO está relacionada com o tipo de sólidos encontrados no efluente tratado, por exemplo, as lagoas facultativas apresentam algas no efluente tratado, logo a DQO particulada do efluente final poderá ser maior do que a de entrada.
3.2. Microalgas
O termo microalgas não possui valor taxonômico, são organismos com tamanho variado, entre 5 - 50 µm, que possuem clorofila a e outros pigmentos fotossintéticos, envolve seres unicelulares e multicelulares, planctônicos e bentônicos. Podem ser procariontes ou eucariontes. As células procariotas não possuem organelas delimitadas por membrana (plastídios, mitocôndria, núcleo, complexo de Golgi, flagelo), sendo representadas pelas cianobactérias. Já as células eucariotas apresentam organelas envoltas por membrana, compreendendo o restante das microalgas (LEE, 2008; LOURENÇO, 2006).
A fonte de luz das microalgas pode ser natural (luz solar) ou artificial. A luz artificial apresenta vantagens, como a regulação de um determinado comprimento de onda, e não afeta o desempenho das algas por excesso de luz. Entretanto, a luz solar é um recurso gratuito enquanto que a luz artificial gera um gasto com energia, porém esse empecilho pode ser contornado se forem utilizadas fontes de luz com baixo consumo energético, como os LEDs.
22 últimas décadas. Dentre as suas aplicações pode-se citar: fixação de carbono, produção de biocombustíveis, alimentação animal, e tratamento de águas residuais.
Muitas são as características utilizadas para a classificação das algas, como a natureza das clorofilas presentes, polímeros de reserva de carbono, a estrutura da parede celular e o tipo de mobilidade, quando existente (MADIGAN, 2004). A partir das estruturas celulares, as algas são distribuídas nas seguintes divisões (BICUDO e MENEZES, 2006): Cyanophyta, Rhodophyta, Chrysophyta, Phaeophyta, Cryptophyta, Pyrrophyta, Euglenopyhta, eChlorophyta.
O crescimento de microalgas pode ser realizado por processo autotrófico, heterotrófico, mixotrófico e fotoheterotrófico. Em cultura fotoautotrófica, as microalgas utilizam luz como fonte de energia e carbono inorgânico (CO2, por exemplo) como fonte de carbono para formar energia
química através da fotossíntese. Diferente deste, o cultivo heterotrófico é realizado quando a espécie de microalga utiliza carbono orgânico como fonte de energia e de carbono. O mixotrófico ocorre quando a microalga, sob fotossíntese, utiliza como fonte de carbono para o seu crescimento compostos orgânicos e CO2. Já o cultivo fotoheterotrófico ocorre quando a microalga requer luz
quando utiliza compostos orgânicos como fonte de carbono, sendo este cultivo diferente do mixotrófico pelo fato de que naquele a luz é requerida como fonte de energia e neste são utilizados compostos orgânicos para este propósito (BRENNAN e OWENDE 2010; CHEN et al., 2011). Os nutrientes e o CO2 absorvidos pelas microalgas são utilizados para o seu crescimento, e a
composição química desses microrganismos é basicamente nitrogênio, lipídios e ácidos graxos. Sabe-se, que a porcentagem de cada componente varia de acordo com a espécie e as condições ambientais onde são cultivadas e o meio de cultivo (MIAU, 2006).
O crescimento das microalgas é afetado pela disponibilidade de nutrientes no meio de cultivo e de luz, como dito anteriormente, mas além desses fatores a temperatura e o valor de pH influenciam. De acordo com Lourenço (2006) a faixa ideal de temperatura em países de clima tropical é em torno de 20 a 30 ºC, e o valor de pH deve permanecer próximo à neutralidade, porém o consumo de CO2 pelas microalgas torna a concentração dos íons bicarbonato e carbonato baixas, e como
consequência há um aumento do pH, alterando o equilíbrio do meio para básico.
23 o pH é com a injeção de CO2 (KUMAR et al., 2010). Park e Craggs (2011) estudaram a influência
da adição de CO2 em lagoas de alta taxa (LAT), e concluíram que a biomassa algal tem maior taxa
de crescimento em LATs com o acréscimo desse gás.
O sucesso no crescimento de microalgas pode ser alcançado com uma quantidade suficiente de CO2, e um meio de cultivo que contenha os macronutrientes (nitrogênio e fósforo). Entretanto,
pode ocorrer redução no crescimento da biomassa algal mesmo com estas condições no seu ponto ótimo, um dos fatores que podem reduzir o crescimento é a luz em excesso. Quando há um estresse nas microalgas devido ao excesso de luz, ocorre um fenômeno conhecido como fotoinibição (CHEN et al., 2011).
O excesso de luz pode inibir a fotossíntese através de dois processos: fotoinibição dinâmica e fotoinibição crônica. A fotoinibição envolve danos aos centros de reação, especialmente no fotossistema II (FSII), quando eles são superexcitados. No fotossistema II, ocorre perda da proteína (Dl) envolvida na transferência de elétrons entre P680 (Centro de reação do FSII) e PQ (Plastoquinona); esta proteína pode ser recuperada posteriormente (processo reversível) (TAIZ e ZIEGER, 2009).
A fotoinibição crônica é um processo irreversível e envolve diretamente os pigmentos receptores de luz, os quais, ao absorverem muita luz, ficam muito tempo excitados e interagem com o O2 produzindo radicais livres, como superóxido (O2-), podendo destruir os pigmentos. Há algumas
defesas bioquímicas utilizadas pelos organismos, como a enzima superóxido dismutase e o ascorbato peroxidade que destroem os radicais livres. No entanto estas defesas são insuficientes se a exposição a alta luminosidade é prolongada (TAIZ e ZIEGER, 2009).
As microalgas são capazes de sintetizar seus componentes orgânicos a partir de nutrientes inorgânicos obtidos do ambiente. Esse processo é conhecido como assimilação de nutrientes, como nitrogênio e fosforo, que envolve uma série de reações bioquímicas complexas (TAIZ e ZEIGER, 2009).
24 O nitrato necessita ser reduzido à amônia para que esta seja incorporada em aminoácidos. Assim, a energia gasta para a assimilação do nitrogênio amoniacal é menor do que para a assimilação do nitrato, explicando a preferência das microalgas pelo primeiro (ASSUNÇÃO, 2009). A amônia é incorporada em compostos orgânicos por duas principais vias metabólicas: glutamina sintetase e glutamato sintase (LAVIN e LOURENÇO, 2005). Inicialmente, o glutamato e o NH4+ reagem para
formar glutamina pela ação da glutamina sintetase. É a principal via de conversão da amônia livre em glutamina que, não sendo tóxica, pode ser transportada. Já o glutamato é produzido pela ação
da glutamato sintase, que catalisa a aminação redutiva do α-cetoglutarato usando glutamina como doadora de nitrogênio (NELSON e COX, 2006).
As microalgas contêm aproximadamente cerca de 1% em peso seco de fósforo, mas em condições
onde este se encontra em excesso na água, elas são capazes de armazenar fósforo “extra” na forma
de polifosfato para o uso como recurso interno, referido como absorção de luxo. É um recurso importante, pois este armazenamento permite o crescimento das microalgas mesmo quando a fonte de fósforo está esgotada (POWELL, 2009; BROWN, 2014; ESTEVES, 1998).
O fósforo extra armazenado pelas microalgas é estocado sob a forma de polifosfato, e utilizado quando a concentração de fósforo externa é limitante ou está se tornando escassa. Os polifostafos são divididos em dois tipos: polifosfato ácido solúvel e polifosfato ácido insolúvel. O polifosfato ácido solúvel apresenta cadeias mais curtas e são as moléculas envolvidas no metabolismo das microalgas, enquanto que o polifosfato ácido insolúvel são de cadeias mais longas e são utilizados para o armazenamento de fósforo. As demais formas de fósforo nas microalgas estão sob a forma dos fosfolipídios, e o fósforo presente nas moléculas de DNA e RNA (POWELL, 2009).
3.3. Microalgas e o tratamento de efluentes
As microalgas podem ser usadas para diversos fins, como para a produção de vitaminas, ácidos, e pigmentos usados nas indústrias alimentícia, de cosméticos e têxtil. Elas também têm potencial para produção de biocombustíveis e biofertilizantes (ANDERSEN, 2005; CHISTI, 2007; KATSUDA et al., 2004; VARFOLOMEEV; WASSERMAN, 2011).
25 bioprodutos (MUÑOZ et al., 2006). Atualmente, pesquisas mais avançadas são desenvolvidas por países como Estados Unidos, Taiwan, México e Austrália, pois o tratamento de efluentes com microalgas é altamente atraente pela capacidade de transformar energia solar em biomassa útil e incorporar nutrientes como nitrogênio e fosforo que são os principais causadores da eutrofização (ABDEL-RAOUF et al., 2012).
As microalgas necessitam de água e nutrientes para se desenvolverem, ambos presentes no esgoto. Enquanto crescem, as microalgas removem os nutrientes do efluente e fornecem oxigênio para a degradação aeróbia da matéria orgânica pelas bactérias. Essas por sua vez produzem o CO2 que é
um subproduto da respiração, e serve como fonte de carbono para as microalgas, Figura 7. Diversos estudos afirmam que as microalgas podem apresentar taxa de crescimento elevada quando cultivadas em esgoto (YUN et al., 1997; CHO et al., 2011; MUTANDA et al., 2011).
Figura 7 - Relação de simbiose entre microalgas e bactérias.
Fonte: adaptado de Cetesb (2013).
Além da remoção de nitrogênio e fosforo nos efluentes, as microalgas podem ser empregadas na redução de matéria orgânica, redução de bactérias (incluindo organismos indicadores de contaminação fecal) e também para e remoção de metais pesados.
As microalgas podem crescer em diferentes efluentes, como: efluentes domésticos, efluentes agropecuários, efluentes de dejetos suínos, e efluentes industriais (PITTMAN et al., 2011). O uso mais comum das microalgas são no tratamento com sistemas de lagoas de estabilização e LATs. 3.4. Fotobiorreatores
26 parcialmente fechados, que apresentam como vantagem a maior produção de biomassa. Os fotobiorreatores podem ser construídos com diferentes materiais: policloreto de vinila (PVC), vidro, fibra de vidro, poliuretano, e tijolos (ANDERSEN, 2005; CHISTI, 2007; MATA el al., 2010).
Além de ter como vantagem maior produção de biomassa, os fotobiorreatores apresentam menor risco de contaminação da cultura de microalgas, possibilidade do controle da temperatura e pH, e melhor homogeneização, o que permite melhor contato das microalgas com a luz. Entretanto, o custo de produção é mais elevado do que quando comparado com os sistemas abertos. O custo deve-se ao processo de mistura ou injeção de gás, além da iluminação artificial que pode ser utilizada (ANDERSEN, 2005; BRENNAN; OWENDE, 2010; CHISTI, 2007).
Diferentes configurações de fotobiorreatores foram concebidas, tais como: tubulares, de placas, tanques agitados, coluna de bolhas, e laminares (BRENNAN e OWENDE, 2010; CHISTI, 2007; ANDERSEN, 2005; XU et al., 2009). Os tubulares consistem em tubos transparentes paralelos ou em forma de espiral, e as microalgas são distribuídas através dos tubos por meio de bombas. Os fotobiorreatores de placas apresentam como vantagem o volume reduzido, as placas são colocadas na vertical ou horizontal, paralelas ou inclinadas. Os fotobiorreatores de coluna de bolhas são colunas verticais que possuem injetores de ar com velocidade constante, são fáceis de operar e de tamanho compacto (XU et al., 2009). Fotobiorreatores de tanques agitados são simples para se construir e operar, e ideais para diferentes espécies de microalgas. Os tanques agitados podem trabalhar em sistema contínuo ou em batelada, e podem ter diferentes capacidades e formações (MUÑOZ et al., 2006).
