Download/Open

Texto

(1)UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL TROPICAL. AGENTES PARASITÁRIOS EM ANIMAIS SILVESTRES, SINANTRÓPICOS E DOMÉSTICOS: ASPECTOS CLÍNICOS, EPIDEMIOLÓGICOS E DE SAÚDE PÚBLICA. VICTOR FERNANDO SANTANA LIMA. RECIFE – PE 2018 1.

(2) UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL TROPICAL. AGENTES PARASITÁRIOS EM ANIMAIS SILVESTRES, SINANTRÓPICOS E DOMÉSTICOS: ASPECTOS CLÍNICOS, EPIDEMIOLÓGICOS E DE SAÚDE PÚBLICA. VICTOR FERNANDO SANTANA LIMA. “Tese submetida à Coordenação do Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal Tropical, como parte dos requisitos para a obtenção do título de Doutor em Ciência Animal Tropical. ” Orientador: Leucio Câmara Alves Co-orientador: Rafael Antonio do Nascimento Ramos. RECIFE – PE 2018 2.

(3) Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP) Sistema Integrado de Bibliotecas da UFRPE Biblioteca Central, Recife-PE, Brasil L732d. Lima, Victor Fernando Santana. Agentes parasitários em animais silvestres, sinantrópicos e domésticos: aspectos clínicos, epidemiológicos e de saúde pública / Victor Fernando Santana Monteiro. – 2018. 128 f.: il. Orientador: Leucio Câmera Alves. Coorientador: Rafael Antonio do Nascimento Ramos. Tese (Doutorado) – Universidade Federal Rural de Pernambuco, Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal Tropical, Recife, BR-PE, 2018. Inclui referências e anexo(s). 1. Parasitos 2. Protozoários 3. Helmintos 4. Mamíferos I. Título CDD 636.089 3.

(4) UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DE PERNAMBUCO PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL TROPICAL. AGENTES PARASITÁRIOS EM ANIMAIS SILVESTRES, SINANTRÓPICOS E DOMÉSTICOS: ASPECTOS CLÍNICOS, EPIDEMIOLÓGICOS E DE SAÚDE PÚBLICA. Discente: Victor Fernando Santana Lima Aprovada em ____ de _____________ de _______.. Banca Examinadora. _________________________________________ Prof. Dr. Leucio Câmara Alves (Orientador) Departamento de Medicina Veterinária Universidade Federal Rural de Pernambuco _________________________________________ Prof. Dr. Rafael Antonio do Nascimento Ramos (Co-orientador) Unidade Acadêmica de Garanhuns Universidade Federal Rural de Pernambuco. Profa. Dra. Gílcia Aparecida de Carvalho Unidade Acadêmica de Garanhuns Universidade Federal Rural de Pernambuco _________________________________________ Profa. Dra. Maria Aparecida da Gloria Faustino Departamento de Medicina Veterinária Universidade Federal Rural de Pernambuco. Dr. Neurisvan Ramos Guerra Médico Veterinário Autônomo 4.

(5) DEDICATÓRIA. A Ana Cristina, mãe por todo amor, compreensão, apoio e incentivo a mim dedicados, com amor, dedico. 5.

(6) A Isaltina Dantas, vó, pela dedicação e por estar presente em todas as horas, com amor, dedico. 6.

(7) AGRADECIMENTOS Primeiramente agradeço a Deus, por ter me concebido o dom da vida, saúde e força para superar todas as dificuldades até chegar aqui! Às grandes mulheres da minha vida, Ana Cristina Dantas Santana “Mãe” e Isaltina Dantas “Vó”. Obrigado por sempre me incentivarem a alcançar caminhos cada vez mais distantes. Aos meus irmãos Bruno Lima, Joanna Santana, Julia Santana e Maria Clara Santana, que nos momentos de minha ausência dedicados aos estudos, sempre me fizeram entender que o futuro é feito a partir da constante dedicação no presente. Aos meus avôs e avós, tios e tias, primos e primas, que sempre me incentivaram e me deram carinho para continuar seguindo em frente na constante busca pelo conhecimento. À família Almeida, em especial Guiomar, Enoque, Alice, Carina, Arthur e Anthonny por todo apoio, força, paciência, amizade e amor. Jamais esquecerei de vocês! Aos meus orientadores Prof. Leucio Câmara Alves e Prof. Rafael Antonio do Nascimento Ramos, obrigado por me mostrarem o caminho da ciência, sempre acreditarem em mim e por todo apoio. Com certeza, exemplos a serem seguidos, pois além de excelentes pesquisadores, professores e orientadores, são acima de tudo, GRANDES AMIGOS! A todos os professores do Programa de Pós-Graduação em Ciência Animal Tropical da UFRPE, em especial ao Prof. Anísio Soares, e a Profa. Gílcia Aparecida que de alguma forma contribuíram para minha formação. A todos os colegas do IBAMA, Centro de Triagem de Animais Silvestres, Grupo de Espeleologia de Sergipe, Departamento de Ecologia e Medicina Veterinária da UFS, em especial André Beal, Jamile Prado, Sofia Schettino, Patrícia Meira, Patrício Rocha e Raone Beltrão pela grande contribuição nas expedições em Sergipe. Aos companheiros e amigos do Laboratório de Doenças Parasitárias dos Animais Domésticos da UFRPE que continuarão presentes em minha vida. Obrigado pelas palavras amigas nas horas difíceis, pelo auxílio nos trabalhos e por estarem comigo nesta etapa tão importante da minha vida.. 7.

(8) EPÍGRAFE. " Se fiz descobertas valiosas, foi mais por ter paciência do que qualquer outro talento." Isaac Newton. 8.

(9) SUMÁRIO LISTA DE TABELAS.............................................................................................................. 10 LISTA DE FIGURAS .............................................................................................................. 11 RESUMO.................................................................................................................................. 12 ABSTRACT ............................................................................................................................. 13 1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................. 14 2. REVISÃO DE LITERATURA .......................................................................................... 15 2.1 Biodiversidade animal .................................................................................................... 15 2.2 Impactos da ação antrópica no ambiente silvestre .......................................................... 16 2.3 Parasitos em animais ....................................................................................................... 17 2.4 Leishmania sp. ................................................................................................................ 18 2.5 Toxoplasma gondii .......................................................................................................... 21 2.6 Trypanosoma cruzi.......................................................................................................... 23 2.7 Cryptosporidium sp. ........................................................................................................ 25 2.8 Giardia sp. ...................................................................................................................... 27 2.9 Helmintos gastrointestinais ............................................................................................. 29 2.10 Dirofilaria immitis ........................................................................................................ 31 3. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................. 33 4. OBJETIVOS ....................................................................................................................... 49 4.1 Geral ................................................................................................................................ 49 4.2 Específicos ...................................................................................................................... 49 CAPÍTULO I........................................................................................................................... 50 Gastrointestinal parasites in feral cats and rodents from the Fernando de Noronha Archipelago, Brazil ................................................................................................................... 50 CAPÍTULO II ......................................................................................................................... 60 Survey on helminths and protozoa of free-living neotropical bats from Northeastern Brazil . 60 CAPÍTULO III ....................................................................................................................... 77 Zoonotic gastrointestinal parasites of rodents of different landscapes from Brazil ................. 77 CAPÍTULO IV ........................................................................................................................ 92 Diagnóstico parasitológico e molecular de agentes parasitários em carnívoros selvagens cativoS ...................................................................................................................................... 92 CAPÍTULO V ....................................................................................................................... 104 AGENTES PARASITÁRIOS DE IMPORTÂNCIA ZOONÓTICA EM PRIMATAS NÃOHUMANOS SELVAGENS .................................................................................................... 104 CAPÍTULO VI ...................................................................................................................... 115 Participação de animais silvestres, sinantrópicos e domésticos em áreas endêmicas para Leishmaniose Visceral ............................................................................................................ 115 5. CONCLUSÕES GERAIS ................................................................................................ 127 ANEXOS ................................................................................................................................ 128 9.

(10) LISTA DE TABELAS Capítulo I Table 1. Gastrointestinal parasites in the fecal samples of feral cats and rodents from Fernando de Noronha archipelago, Brazil. ............................................................................... 59 Capítulo II Table 1. Helminths and Protozoan observed in free-living Neotropical bat species from Brazil........................................................................................................................................ 75 Table 2. Coinfections of intestinal parasites observed in free-living Neotropical bat species from Brazil. ............................................................................................................................. 76 Capítulo III Table 1. Localities per landscape type, mesoregion, their coordinates, sizes, climate and the species of rodents captured per locality................................................................................... 89 Table 2. Frequency of zoonotic gastrointestinal parasites in the fecal samples, according to class, genus or species of parasites and rodent species............................................................ 90 Capítulo IV Tabela 1. Frequência absoluta e relativa de agentes parasitários em carnívoros selvagens cativos.....................................................................................................................................102 Capítulo V Tabela 1. Frequência absoluta e relativa de agnetes parasitários em primatas não-humanos selvagens………………………….……………………………….……………………...... 113. 10.

(11) LISTA DE FIGURAS Figura 1. Ciclo biológico de transmissão de Leishmania spp. Fonte: Raphael Lepold e Victor Fernando Santana Lima (2018)……………………………………………….………………19 Capítulo II Figure 1. Monitored species in this study: (A) Molossus molossus; (B) Myotis lavali; (C) Noctilio albiventris................................................................................................................... 73 Figure 2. Eggs of gastrointestinal parasites detected in free-living Neotropical bat species. (A) Egg of Ancylostomatidae; (B) Egg of Capillaria sp.; (C) Egg of Strongyloides sp.; (D) Egg of Vampirolepis nana. (Scale bar = 25 μm) .....................................................................73 Figure 3. Observed and expected (Jackknife 1) richness of gastrointestinal parasites species in the bats: (A) Molossus molossus; (B) Myotis lavali; (C) Noctilio albiventris........................ 74 Capítulo III Figure 1. Helminth and cestoda eggs detected by FLOTAC in wild and synanthropic rodents from Brazil (Scale bar = 25 µm). (a) Hymenolepis nana: the egg is oval, contains the presence of hooks in the oncosphere and polar filaments within the space between the oncosphere and outer shell, 40-60 µm long and 30-50 µm wide. (b) Strongyloides spp.: the egg is oval, thinshelled, 40–50 µm long and 30–34 µm wide. (c) Taenia spp.: the eggs are oval and contains one hexacanth embryo, 30-40 µm long and 30-40 µm wide. (d) Trichuris spp.: the egg is barred-shaped, colorless with a thick shell and bipolar plugs, 48–62 µm long and 29–37 µm wide…………………………………………………………………………………………...91 Capítulo IV Figura 1. Exemplar de cachorro-do-mato (C. thous) positivo para L. donovani apresentando mucosas hipocoradas (A), conjuntivite (B) e onicogrifose (C)……………………………105 Capítulo VI Figura 1. Distribuição de animais sinantrópicos e domésticos reagentes e/ou positivos para leishmaniose………………………………………............................................................... 126. 11.

(12) RESUMO Este trabalho descreve os principais aspectos clínicos, epidemiológicos e de saúde pública de animais silvestres, sinantrópicos e domésticos naturalmente infectados por agentes parasitários. Para isso foram analisadas diferentes amostras biológicas (sangue, fezes, fragmentos de pele, fígado e/ou baço) de animais silvestres, sinantrópicos e/ou cativos, e domésticos proveniente de diferentes municípios dos estados de Pernambuco e Sergipe, Brasil. Na Ilha de Fernando de Noronha os 37 gatos ferais e 30 roedores capturados foram positivos na técnica de FLOTAC® para 17 gêneros e/ou espécies de endoparasitos gastrointestinais, sendo Ancylostoma e Strongyloides os parasitos mais frequentes. Já em uma área urbana do Estado de Sergipe foram observados que os mamíferos voadores Molossus molossus, Myotis lavali e Noctilio albiventris são parasitados por helmintos e protozoários pertencentes a 11 taxóns distintos, sendo as famílias Ancylostomatidea e Hymenolepididae os enteroparasitos mais frequentes nestas espécies de morcegos neotropicias do Brasil. Em Pernambuco, foram analisadas por meio do FLOTAC® 110 amostras fecais de roedores silvestres e sinantrópicos, sendo detectado os seguintes parasitos gastrointetsinais zoonóticos: Angiostrongylus cantonensis, Aspiculuris tetraptera, Entamoeba spp., Hymenolepis nana, Moniliformes moniliformis, Syphacia obvelata, Strongyloides spp., Taenia spp. e Trichuris sp. Por outro lado, em carnívoros e primatas não-humanos selvagens cativos do CETAS-SE foram detectados por meio de testes parasitológicos, imunológicos e/ou moleculares os seguintes agentes parasitários: Ancylostoma sp., Cryptosporidium sp., Cystoisospora sp., Entamoeba sp., Giardia sp., Strongyloides sp., Toxocara sp. e Taenia sp., além de DNA do complexo Leishmania donovani e Toxoplasma gondii. Por fim, emu ma área endêmica para Leishmaniose Visceral de Pernambuco foi confirmado que Didelphis albiventris, Oligoryzomys nigripes e os cães estão participando do ciclo biológico do complexo L. donovani. Desta forma, pode-se concluir que os animais silvestres, sinantrópicos, cativos e domésticos são acometidos por diferentes agentes parasitários, sendo algumas particularmente de caráter zoonótico, oferecendo risco a saúde pública. Palavras-chave: ecossistema, helmintos, protozoários, mamíferos, zoonoses.. 12.

(13) ABSTRACT This paper describes the main clinical, epidemiological and public health aspects of wild, synanthropic and domestic animals naturally infected by parasitic agents. For this, different biological samples (blood, faeces, skin fragments, liver and / or spleen) of wild, synanthropic and / or captive animals, and domestic animals from different municipalities of the states of Pernambuco and Sergipe, Brazil, were analyzed. In the island of Fernando de Noronha, the 37 feral cats and 30 captured rodents were positive in the FLOTAC® technique for 17 genera and / or species of gastrointestinal endoparasites, with Ancylostoma and Strongyloides being the most frequent parasites. In an urban area of the state of Sergipe, it was observed that the flying mammals Molossus molossus, Myotis lavali and Noctilio albiventris are parasitized by helminths and protozoa belonging to 11 distinct taxon families, being the families Ancylostomatidea and Hymenolepididae the most frequent enteroparasites in these species of neotropicias bats of Brazil. In Pernambuco, 110 fecal samples of wild and synanthropic rodents were analyzed FLOTAC®, and the following zoonotic gastrointestinal parasites were detected: Angiostrongylus cantonensis, Aspiculuris tetraptera, Entamoeba spp., Hymenolepis nana, Moniliformes moniliformis, Syphacia obvelata, Strongyloides spp. Taenia spp. and Trichuris sp. On the other hand, the following parasitic agents were detected in parasitic, immunological and / or molecular parasites: Ancylostoma sp., Cryptosporidium sp., Cystoisospora sp., Entamoeba sp., Giardia sp., Strongyloides sp., Toxocara sp. and Taenia sp., as well as DNA from the Leishmania donovani complex and Toxoplasma gondii. Finally, in an endemic area for Visceral Leishmaniasis of Pernambuco it was confirmed that Didelphis albiventris, Oligoryzomys nigripes and dogs are participating in the biological cycle of the L. donovani complex. In this way, we can conclude that wild, synanthropic, captive and domestic animals are affected by different parasitic agents, some of which are particularly zoonotic, posing a risk to public health. Key-words: ecosystem, helminths, protozoa, mammals, zoonoses.. 13.

(14) 1. INTRODUÇÃO O Brasil que é o quinto maior país do mundo e ocupa quase que a metade da América do Sul, é conhecido mundialmente por sua biodiversidade, já que possui mais de 14% da biota mundial (LEWINSOHN e PRADO, 2002), sendo catalogadas mais de oito mil espécies de vertebrados vivendo na Mata Atlântica, Pampas, Cerrado, Pantanal, Amazônia e Caatinga, no qual o grupo dos mamíferos é representado por mais de 730 espécies, distribuídos em 11 ordens distintas (ICMBIO, 2017). Ao longo da história, o homem, na busca pelo progresso, realocou os recursos naturais, dando o surgimento da paisagem geográfica mista de elementos naturais e processados com diferentes graus de antroponização em seu território (KAY e HOEKSTRA, 2008). Esse tipo de mudança tem influenciado em mudanças climáticas, inundações, diminuição dos mananciais, erosões, poluição, destruição da camada de ozônio e na destruição de habitats, fazendo com que populações de animais que vivem em ambientes silvestres, estejam expostos a inúmeros patógenos e parasitos, particularmente aqueles com potencial zoonótico (TAYLOR et al., 2001; KRAUSS et al., 2003). Para a Organização Mundial da Saúde 71,8% das doenças zoonóticas são originárias da vida selvagem (OMS, 2017). No qual 58% de todas as doenças que acometem humanos e animais estão ligadas aos disturbios do ecossistema, influenciados diretamente pela globalização, resultando assim, na rápida disseminação de parasitos zoonóticos (TAYLOR et al., 2001; PAGE et al., 2011). Exemplos do risco da interface silvestre-urbano tem sido relatados em diversas partes do mundo, por exemplo em Grant, Miami e Condado de Wabash Estado Americano de Indiana, 90% das populações de guaxinins (Procyon lotor) são parasitados por Baylisascaris procyonis, o qual além de infectar animais domésticos, tem sido uma ameça para populações humanas devido ao seu potencial zoonótico (PAGE et al., 2011). De forma semelhante, o helminto Gnathostoma spinigerum tem infectado humanos que se alimentam de peixes de água doce, enguias, rãs, pássaros e répteis pouco cozidos ou crus, provenientes de áreas onde existem populações de canídeos, felídeos e suídeos silvestres que atuam na manutenção do ciclo biológico deste parasito (CDC, 2018). Já na interface urbano-peri-urbano-silvestre, diferentes estudos têm relatado a participação de animais domésticos (p. ex.: cães e gatos) como dispersores de alguns parasitos zoonóticos, sendo estes animais perpetuadores do ciclo de parasitos ao se deslocarem do meio urbano para ambientes silvestres (WOODROFFE, 1997; COURTENAY et al., 2002). Uma vez que alterações ambientais têm desencadeado mudanças na cadeia epidemiológica de transmissão de alguns parasitos, particularmente os de caráter zoonótico, 14.

(15) atrelado à participação de animais silvestres, sinantrópicos, domésticos e até mesmo o homem no ciclo epidemiológico destes parasitos, objetivou-se neste estudo avaliar os diferentes aspectos clínicos, epidemiológicos e de saúde pública de animais silvestres, sinantrópicos e domésticos naturalmente infectados por agentes parasitários.. 2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1 Biodiversidade animal Entende-se por biodiversidade o conjunto de todas as espécies de seres vivos existentes em determinada época ou região (SIGNOR, 1990). Sendo assim, no mundo, são conhecidos 1,5 milhões de espécies, das quais já foram catalogadas mais de 750.000 espécies de insetos, 250.000 plantas, e mais de 41.000 vertebrados. Apesar desses valores, acredita-se que o número absoluto ultrapasse os oito milhões de espécies de seres vivos (BARBIERI, 1992; WILSON, 1994). Algumas espécies de seres vivos, especificamente alguns vertebrados são animais silvestres e/ou selvagens, embora mais de 30 espécies tenham sido domesticadas, sendo algumas para o uso na agricultura e produção de alimentos como é o caso do búfalo (Bubalus bubalis Linnaeus, 1758), bovino (Bos taurus Linnaeus, 1758), cavalo (Equus caballus Linnaeus, 1758), galinhas-d'angola (Numida meleagris Linnaeus, 1758) e suíno (Sus domesticus Erxleben, 1777). Outras são mantidas como animais de companhia, a exemplo do cão (Canis familiaris Linnaeus, 1758) e do gato (Felis catus Linnaeus, 1758) (FAO, 2017). No Brasil, a extensão territorial, diversidade geográfica e climática faz do país, um dos maiores detentores de megadiversidade do planeta, possuindo entre 15% a 20% das espécies descritas na terra. Possui a flora mais rica do mundo, com cerca de 55 mil espécies de plantas (aproximadamente 22% do total mundial); mais de 524 espécies de mamíferos, 1.677 de aves, 517 de anfíbios e 2.657 de peixes (MMA, 2002). Apesar de toda esta riqueza, a fauna silvestre está sendo ameaçada por uma verdadeira exploração predatória. O desmatamento das florestas, a poluição das águas, o comércio ilegal de animais e a caça predatória são fatores que vêm exterminando muitos mamíferos silvestres e diminuindo a riqueza da fauna (MARCHINI et al., 2011). Além do que, a expansão dos centros urbanos, principalmente em áreas não desenvolvidas, favorecendo a interface silvestres-urbano e/ou urbano-peri-urbano-silvestre entre diferentes espécies de animais tem propiciado o aumento de morbidade e mortalidade de diferentes doenças, particularmente as parasitárias (ALLEN et al., 2016).. 15.

(16) 2.2 Impactos da ação antrópica no ambiente silvestre O ambiente silvestre é um conjunto de condições que envolvem e sustentam os seres vivos na biosfera como um todo ou em parte desta, abrangendo elementos do clima, solo, água e de organismos vivos (DULLEY, 2004). Apesar da importância do ambiente silvestre para a sobrevivência de espécies animais, a degradação ambiental, cada vez mais presente nos dias atuais, para o crescimento descontrolado dos centros urbanos causam uma séries de danos muitas das vezes irreparáveis ao meio ambiente, devido à ação antrópica, e a exploração de forma errônea dos recursos naturais (ROCHA et al., 2004). Assim, se tornou clara a dependência e impotência humana diante da natureza, haja vista as últimas catástrofes, como os tsunamis, enchentes, secas, epidemias e demais fenômenos naturais decorrentes das tão temidas mudanças ambientais (ROCHA et al., 2004). Os efeitos imediatos do ambiente antrópico no meio silvestre e sobre a saúde humana podem ser observados em diferentes regiões do mundo, com um simples olhar. Para a Organização Mundial da Saúde, a ação antrópica tem influenciado diretamente sobre a saúde humana e animal, onde as mudanças ambientais implicam na alteração do equilíbrio do ecossistema, promovendo a dispersão de doenças que muitas vezes são de grande impacto na saúde pública (OMS, 2018). Mas vale ressaltar que em se tratando das doenças, Peakall e Boyd (1987) destacam que os animais silvestres além de excelentes bioindicadores, algumas espécies podem atuar como organismos sentinelas de doenças, no qual poderão monitorar os níveis de impacto prejudiciais ao meio ambiente, em escala temporal e espacial. Um dos exemplos clássicos de animais sentinelas são as aves, pois quando seus habitats começam a sofrer alterações antrópicas surge um desequilíbrio nas relações parasitohospedeiro, alterações na estrutura da comunidade de vetores, assim como na dispersão dos parasitos, aumentando assim o número de doenças parasitárias causadas principalmente por protozoários (LOBATO, 2012). Outra prova do problema da proximidade humana com a fauna silvestre está no aumento do número de casos de febre amarela no Brasil. Onde os primatas tem exercido o papel de sentinelas da doença em áreas, silvestres, peri-urbanas e urbanas (MS, 2017). Neste contexto, sabe-se que diferentes espécies de animais adaptados a áreas antropizadas podem ser competentes e aumentar a transmissão de doenças para espécies mais raras. Embora a prevalência de doenças na vida silvestre tenda a ser maior em paisagens antropizadas, os efeitos de mudanças antrópicas na paisagem na ocorrência de doenças ainda são pouco conhecidos (BREARLEY et al., 2011). 16.

(17) 2.3 Parasitos em animais O parasitismo decorre da presença de macroparasitos e/ou microparasitos, e ainda constitui um dos mais sérios problemas na Medicina Veterinária da Conservação e na Clínica de Pequenos Animais (ZAPALSKI e HUBERT, 2011), e em Saúde Pública no Brasil, comprometendo de forma heterogênea cerca de 25% da população mundial (CDC, 2018). Esse tipo de doença tem sido descrita em diversas partes do mundo, mas tem sido comumente relatada em países da África, América Central e do Sul, e Ásia (GRANROTHWILDING et al., 2014). Sendo conhecidas mais de 120 doenças parasitárias de animais silvestres, domésticos e humanos, causadas por artrópodes, insetos, helmintos e/ou protozoários, sendo alguns destes agentes etiológicos conhecidos devido aos impactos ocasionados à saúde de humanos e animais parasitados (CDC, 2017). Neste contexto, acredita-se que três quartos dos animais são infectados por algum parasito oportunista. E, por serem encontrados em diversas espécies de animais, os parasitos conseguem sobreviver ao se instalar dentro ou sobre o corpo de seus hospedeiros, podendo ter uma ação maléfica sobre o organismo (BOWMAN et al., 2007). Entretanto, esse tipo de interação parasite-hospedeiro é extremamente importante, uma vez que esses organismos podem desempenhar um importante papel ecológico, sendo fundamentais para a manutenção de algumas espécies de animais (GRANROTH-WILDING et al., 2014), adaptando-se ao longo dos anos a diferentes hospedeiros, garantindo assim, sua longevidade e perpetuação em diferentes hospedeiros e ambientes (CHOLEWIŃSKI et al., 2016). Como resultado da adaptação dos parasitos, pode-se destacar diferentes formas de transmissão, sendo a vetorial a mais comum (SUMRUAYPHOL et al., 2016), embora existam transmissão por contato direto, ingestão de água e alimentos contaminados, sanguínea, transplacentária e iatrogênica (VYTHILINGAM et al., 2008). Apesar dos grandes avanços tecnológicos e modernização da medicina veterinária, as doenças parasitárias ainda são consideradas um grave problema à saúde dos animais, principalmente quando se refere às espécies de parasitos zoonóticas, ocasionam sérios problemas à saúde de humanos e animais (JOY et al., 2008). No que se refere às implicações epidemiológicas das doenças parasitárias na interface entre humanos, animais domésticos e silvestres, sabe-se há mais de duas décadas a importância bilateral das doenças parasitárias para a conservação da biodiversidade e para a saúde humana (DASZAK et al., 2000). 17.

(18) Desde então, existem inúmeras dúvidas sobre o que ocorre quanto à transmissão de doenças parasitárias em áreas de interface entre humanos, animais domésticos e silvestres, sabendo-se que a proximidade entre humanos, espécies domésticas e silvestres oferece inúmeras oportunidades para o surgimento de interações interespecíficas, por exemplo, cães domésticos (Canis familiaris) que podem ser dispersores de inumeros parasitos no ambiente silvestre, ou então, a presença humana que está se intensificando em praticamente todos os ambientes, e a urbanização que tem alterado a biologia de hospedeiros, vetores e parasitos (CURI, 2014). Outro exemplo. de que o comportamento humano pode afetar na dinâmica da. transmissão de doenças parasitárias entre espécies domésticas e silvestres, foi relatada em cães selvagens africanos (Lycaon pictus), sendo verificado que exemplares que viviam próximos de vilas pastoriais, onde existiam cães domésticos que eram criados soltos, foram mais afetados por doenças (ALEXANDER e MCNUTT, 2010; WOODROFFE et al., 2012). Não obstante, na clínica de pequenos animais, as doenças parasitárias são extremamente comuns em cães e gatos, os ácaros causadores de sarna, gastroenterites por helmintos e protozoários, e as hemoparasitoses estão entre as enfermidades parasitárias mais comuns (LABRUNA e PEREIRA, 2001 BOWMAN et al., 2003). Leishmaniose por exemplo vêm sendo considerada uma das hemoparasitoses de cães de maior importância na clínica médica veterinária devido à sua frequência (GONTIJO et al., 2011). Já os helmintos como Ancylostoma caninum e A. tubaeformei estão entre os parasitos gastrointestinais mais comuns em cães e gatos, podendo gerar quadros de hemorrágica aguda ou crônica acompanhada por diarreia sanguinolenta e/ou mucoíde, além de deficiência de ferro e anemia (URQUHART et al., 1996; BOWMAN et al., 2003).. 2.4 Leishmania sp. Parasito intracelular obrigatório, pertencente à Ordem Kinetoplastida, Família Trypanosomatidae, o gênero Leishmania possui dois subgêneros Leishmania e Viannia. São parasitos digenéticos, capazes de infectar diversas espécies de animais domésticos, silvestres, e de insetos vetores flebotomíneos (BEDOR, 2003). No Velho e Novo Mundo são conhecidas mais de 30 espécies de Leishmania, responsáveis por desencadear a Leishmaniose Tegumentar (LT) ou Leishmaniose Cutânea (LC) e Leishmaniose Visceral (LV) (MURRAY et al., 2005; DAVID e CRAFT, 2009).. 18.

(19) No Brasil, mais de cinco espécies do gênero Leishmania são conhecidas, duas agrupadas no subgênero Leishmania: Leishmania (Leishmania) infantum chagasi e Leishmania (Leishmania) amazonensis; e seis no subgênero Viannia: Leishmania (Viannia) braziliensis, Leishmania (Viannia) guyanensis, Leishmania (Viannia) lainsoni, Leishmania (Viannia) lindenbergi, Leishmania (Viannia) naiffi e Leishmania (Viannia) shawi (LAINSON e SHAW, 1998; SILVEIRA et al., 2002). A biologia de Leishmania spp. é complexa (NEVES, 2005), necessitando da participação de dois hospedeiros, um vertebrado e outro invertebrado (Figura 1) (ALVES e FAUSTINO, 2005; NEVES, 2005). Assim, a sua transmissão se dá através da inoculação de promastigotas durante o hematofagismo das fêmeas de flebotomíneos (RAMOS et al., 2004). No hospedeiro vertebrado, as formas promastigotas invadem células linfocitárias e iniciam o processo de replicação para assim, infectar outras células e disseminar-se pelo organismo. Em alguns casos a multiplicação do parasito nos hospedeiros vertebrados sofre influência da resposta imune protetora, onde o parasito pode ser destruído em função da ação dos linfócitos T (ROITT et al., 1999; CAMPOS, 2007; MURRAY et al., 2005; GAMA et al., 2004).. Figura 1. Ciclo biológico de transmissão de Leishmania spp. Fonte: Raphael Lepold e Victor Fernando Santana Lima (2018). 19.

(20) A LT e LV já foram relatadas em mamíferos terrestres como o “cão” (Canis familiaris), “cachorro-do-mato” (Cerdocyon thous), “caxiú-preto” (Chiropotes satanus), “equino” (Equus caballus), “gambá-de-orelha-preta” (Didelphis marsupial), gambá-deorelha-branca (Didelphis albiventris), “gato” (Felis catus), “macaco-prego” (Cebus apela), “preguiça-de-dois-dedos” (Chloepus tridactylus), “quati” (Nasua. didactylus),. “preguiça-de-três-dedos” (Bradypus. nasua), “rato-preto” (Rattus rattus), “tamanduá-mirim”. (Tamandua tetradactyla) e “tatu-galinha” (Dasypus novemcinctus) (TRAVI et al., 1981; ROQUE e JANSEN, 2014; GONZÁLEZ et al., 2015; KASSAHUN et al., 2015; PAIZ et al., 2015; PAŞA et al., 2015). Em morcegos (quirópteros) Leishmania é relatada em Carollia perspicillata, Molossus molossus, M. rufus, Glossophaga soricina, Nyctinomops laticaudatus, Eumops glaucinus, E. auripendulus, Artibeus literatus, Sturnira lilium e Myotis nigricans no Brasil (ROQUE e JANSEN, 2014) O diagnóstico clínico da leishmaniose é bastante complexo, apesar da ausência de sinais clínicos patognomônicos, como descrito por Santos (2015), que ao realizar o exame clínico em 20 espécimes de cachorro-do-mato (C. thous) no estado de Pernambuco, não observou sinais clínicos compatíveis com as leishmanioses. Porém quando sintomáticos, são observados: alterações cutâneas, linfadenomegalia local ou generalizada, perda de peso, aumento do tamanho do baço e do fígado, onicogrifose e apatia (MAIA e CAMPINO, 2008; QUEIROZ et al., 2010). Atualmente existe uma variedade de métodos para o diagnóstico de Leishmania em animais. Os métodos parasitológicos que envolvem a punção de órgãos, fornecem a certeza da infecção, por possibilitarem a visualização do parasito em microscopia óptica (QUINNELL e COURTENAY, 2009). Outro método parasitológico consiste na cultura in vitro de fragmentos de tecidos ou aspirados, e na inoculação em cobais de laboratório (MAIA e CAMPINO, 2008). A imuno-histoquímica também é uma técnica de diagnóstico direto que se baseia na detecção de amastigotas de Leishmania em secções coradas de tecidos. Já a PCR ou PCR em tempo real são testes mais sensíveis e específicos para identificação de DNA de Leishmania em amostras de sangue e/ou tecidos de seus hospedeiros (HEID et al., 1996; OLIVEIRA, 2012). Entretanto no Brasil, os testes imunocromatográficos, imunofuorêscencia indireta e ELISA ainda são os mais utilizados, particularmente em cães (FARIA, 2013).. 20.

(21) 2.5 Toxoplasma gondii T. gondii é o agente etiológico da toxoplasmose, uma zoonose parasitária de distribuição cosmopolita, que afeta praticamente todos os animais endotérmicos, inclusive o homem, sendo classificado taxonomicamente no Reino Protista, Filo Protozoa, Classe Apicomplexa, Ordem Eucoccidiida, Família Sarcocystiidae e Gênero Toxoplasma (DUBEY e BEATTIE, 1988). No que se diz respeito a biologia do T. gondii, este ocorre nos felídeos (hospedeiros definitivos) e nos hospedeiros intermediários, que estão relacionados à reprodução sexuada e assexuada, respectivamente (BLACK e BOOTHROYD, 2000). Desta forma, os felídeos são os hospedeiros definitivos mais importante, pois são capazes de eliminar oocistos nas fezes, podendo contaminar o ambiente (MENEZES, 2011). Os hospedeiros intermediários se infectam ao ingerir alimentos ou água contaminados com oocistos esporulados, assim, ocorre a liberação dos esporozoítos no intestino, chegando a diversos órgãos na forma de trofozoítos. Nestes órgãos, ocorre uma rápida multiplicação, se desenvolvendo em taquizoítos, caracterizando a fase aguda da doença (BOWMAN et al., 2010). Nos hospedeiros intermediários, a reprodução do parasito se dá de forma assexuada, em todo o organismo, produzindo cistos teciduais. Em resposta ao sistema imune desses hospedeiros, a multiplicação torna-se mais lenta e os taquizoítos são chamados de bradizoítos, definindo a fase crônica da toxoplasmose. Os felídeos ao ingerir tecidos com cistos se infectam novamente (MENEZES, 2011). Desta forma, diferentes espécies de animais silvestres têm sido disgnósticada com T. gondii (TENTER et al., 2000). Anticorpos IgG anti-T. gondii têm sido observados em canídeos silvestres no Brasil, com a prevalência da infecção variando de 19,2% em cachorrosdo-mato (C. thous) provenientes de São Paulo (PROENÇA et al., 2013) a 35,1% em graxaimdo-campo (Lycalopex gymnocercus) e raposa-do-campo (Lycalopex vetulus) (GENNARI et al., 2004; CATENACCI et al., 2010). Em Pernambuco, Santos (2015) ao avaliar 20 C. thous provenientes da Região Metropolitana de Recife e Petrolina observou que 20% dos animais apresentaram anticorpos IgG anti-T. gondii. Na Ilha de Fernando de Noronha, T. gondii já foi detectado em amostras biológicas de animais silvestres, sinantrópicos e domésticos a saber: Bos taurus, Bubulcus ibis, Canis familiaris, Capra hircus, Equus caballus, Felis catus, Gallus domesticus, Ovis aries, Rattus norvegicus e Rattus rattus (COSTA et al., 2012; SILVA et al., 2017). Outros mamíferos estão listados como hospedeiros do T. gondii, dentre estes estão Alouatta guariba, Callithrix jacchus, Callithrix penicillata, Cebus apela, Didelphis 21.

(22) marsupialis aurita, Felis sp., Macacca mulata, Marmosa sp., Saimiri sp. e Proechimys sp. (NERY-UIMARÃES e FRANKEN, 1971; FERRARONI e MARZOCHI, 1980; SALATA et al., 1985). Quanto ao papel dos quirópteros na epidemiologia de T. gondii a espécie Carollia perspicillata está envolvida na cadeia epidemiológica deste parasito no estado da Bahia (JESUS, 2015). É importante destacar que o curso da toxoplasmose é variavel dentre as espécies de animais, por exemplo alguns animais silvestres como os saguis (Callithrix sp.) são extremamente susceptíveis à doença e podem vir a óbito em até 11 dias após o contato inicial com o agente (CASAGRANDE et al., 2013). Em um surto da doença em macacos-de-cheiro (Saimiri sciureus), os animais morreram em um período de quatro semanas (BORST e VAN KNAPEN, 1984) e micos-leões-dourados (Leontopithecus rosalia rosalia) em um zoológico morreram poucas horas após serem observados clinicamente sadios (PERTZ et al. 1997). Embora, normalmente os sinais clínicos da toxoplasmose sejam determinados pelo local e pela extensão dos danos ao(s) órgão(s) envolvido(s). Os sintomas mais frequentes incluem a depressão, anorexia, febre seguida por hipotermia, efusão peritoneal, icterícia e dispneia (ÁVILA, 2009). Lappin (2004) acrescenta que a infecção por T. gondii pode causar ainda hiperestesia muscular, perda de peso, convulsões, ataxia, diarreia e uveíte em felídeos. Barr (2003) acrescenta sinais neurológicos como convulsões, tremores, paresia/paralisia e déficits de nervos cranianos a hospedeiros infectados pelo agente. No que se refere ao diagnóstico de T. gondii os testes sorológicos, moleculares e isolamento do protozoário são recomendados (DUBEY, 1993). Entretanto, como os sinais clínicos da toxoplasmose animal podem ser inespecíficos e comuns a outras enfermidades, a detecção de anticorpos anti-T. gondii pode ser uma boa ferramenta no diagnóstico dessa zoonose, sendo o Teste de Aglutinação Direta Modificada (MAT), Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI) e Ensaio de Imunoadsorção Enzimática (ELISA) capazes de detectar anticorpos IgG e IgM, e as técnicas moleculares, como a Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) útil para a identificação do agente infeccioso em tecidos e secreções (DUBEY, 2010). A toxoplasmose é uma protozoonose de distribuição mundial, que em termos de saúde pública é uma das principais causadoras de alterações neonatais em gestantes, e encefalites em pacientes HIV (LAPPIN, 2004). Estimando-se que pelo menos um terço da população humana global esteja cronicamente infectada pelo parasito (TENTER et al., 2000).. 22.

(23) 2.6 Trypanosoma cruzi. T. cruzi é um protozoário hemoflagelado pertencente ao Filo Sarcomastigophora, Classe Zoomastigophora, ordem Kinetoplastida, Família Typanosomatidae e ao Gênero Trypanosoma, que infecta uma variedade de espécies de mamíferos na natureza, tendo como vetores mais de 130 espécies de triatomíneos, dentre os mais conhecidos destacam-se Triatoma infestans, Panstrongylus megistus, T. brasiliensis, T. pseudomaculata e T. sordida (GARCIA et al., 2007). Durante muito tempo, T. cruzi foi considerado um parasito exclusivo de animais silvestres, sendo transmitido naturalmente entre animais e triatomíneos. Entretanto, sabe-se que essa doença parasitária se transformou em uma importante antropozoonose com a invasão do homem no ambiente natural e adaptação dos vetores ao ambiente urbano, tornando-se em um problema de saúde pública (COURA e DIAS, 2009). Assim, os ciclos de transmissão doméstico e silvestre podem ocorrer de forma isolada ou sobreposta, dependendo do grau de interação entre os susceptíveis e os vetores, podendo diversas espécies de mamíferos se tornarem reservatórios do parasito, mantendo a circulação do agente no ambiente (MILES et al., 2003). O ciclo de transmissão se inicia quando o triatomíneo, ao se alimentar do sangue do hospedeiro vertebrado, elimina, em suas fezes, formas tripomastigotas metaciclicas, as quais através de mucosas ou do ferimento na pele entram na circulação sanguínea do hospedeiro vertebrado. O parasito é fagocitado por macrófagos e assim se transforma na forma amastigota, onde no interior das células se multiplicam por divisão binária, e em seguida se transformam em tripomastigotas que rompem as células e se dissemimam pela corrente sanguínea. Se o animal infectado for picado novamente por um triatomíneo, os parasitos em seu sangue serão transmitidos ao inseto (MS, 2017). Em estudos realizados em parques nacionais, os três principais fatores que estão modulando o ciclo de transmissão de T. cruzi entre pequenos mamíferos, são: I) perda de biodiversidade; II) aumento da abundância de marsupiais; III) e variação sazonal, sugerindo que estes mesmos fatores devam influenciar a infecção pelo parasito em mamíferos de médio porte (como o cachorro-do-mato) e os de grande porte, em outras regiões do País (SOLÍSFRANCO et al., 1997). Centenas de animais silvestres estão listados como reservatórios silvestres de T. cruzi, dentre eles carnívoros, logomorfos, marsupiais, morcegos, primatas não-humanos e os roedores. Já os cães, gatos e alguns animais de produção como os caprinos e suínos estão. 23.

(24) entre os hospedeiros domésticos, mantendo um importante elo na interface silvestredoméstico na transmissão do parasito (DEANE et al., 1984). Dentre as espécies silvestres do Norte do Brasil consideradas hospedeiros de T. cruzi, Lainson et al. (1979) relatam mais de 13 espécies de animais, sendo os marsupiais (Didelphinae), porcos-espinhos (Coendou spp), tatus (Dasypus novemcinctus) e quatis (Nasua nasua), os mais afetados. No sudeste do Brasil, Zetun et al. (2014) ao avaliarem amostras sanguíneas de Akodon spp., Callomys venustus, Conepatus chinga, Chaetophractus vellerosus, Desmodus rotundus, Didelphis albiventris, Felis geoffroyi, Monodelphis dimidiata, Oligoryzomys spp. e Tolypeutes matacus, concluíram que apenas os didelfídeos estavam participando do ciclo de T. cruzi.. De forma semelhante, em Pernambuco, D. albiventris participam da cadeia. epidemiológica deste protozoário (SANDES, 2014). No âmbito da Mata Atlântica Costeira verificou-se um distinto cenário enzoótico, em que o mico-leão-dourado (Leontopithecus rosalia) é a espécie silvestre mais infectada, quando comparada com os marsupiais e roedores, deixando claro que o ciclo de T. cruzi varia de acordo com o ambiente e diversidade de hospedeiros (VAZ, 2006). Quanto ao quirópteros, mais de 10 espécies são listadas como hospedeiros dos tripanossomatídeos, dentre estes T. cruzi, destacando-se os de morcegos das espécies: Artibeus lituratus, A. planirostris, Carollia perspicillata, Chiroderma doriae, C. villosum, Desmodus rotundus, Diphylla ecaudata, Glossophaga soricina, Lasiurus blossevillii, Myotis nigricans, Myotis riparius, Phyllostomus hastatus, Platyrrhinus lineatus e Sturnira lilium (LOURENÇO, 2016). Algumas espécies animais quando infectadas por T. cruzi podem apresentar quadro clínico de encefalite, miocardite ou cardiomiopatia que se desenvolve em conseqüência do dano causado pelo parasito às células do miocárdio ou reações imunomediadas (TILLEY e SMITH, 2003), além de febre, adenomegalia, hepatoesplenomegalia, conjuntivite, meningoencefalite, fraqueza, intolerância à exercícios, síncope e morte súbita (NELSON e COUTO, 2006). Quanto ao diagnóstico da tripanossomíase,. recomenda-se utilizar métodos. parasitológicos, sorológicos e moleculares para confirmação da doença tanto na fase aguda como na crônica. O exame parasitológico direto é a técnica “padrão ouro” para diagnóstico por meio da pesquisa a fresco de tripanossomatídeos (gota espessa), o método de concentração (Strout, microhematócrito ou capa leucocitária), e estiraço sanguíneo 24.

(25) (LOURDES, 2013). Para a detecção de anticorpos anti-T. cruzi da classe IgM e/ou IgG, são utilizados o ensaio Imunoenzimático, Imunofluorescência Indireta ou Hemaglutinação Indireta (FERNADES e CHIARI, 1990). A prova de quimioluminescência também permite a identificação de anticorpos da classe IgG, embora ainda não seja reconhecida pelo Ministério da Saúde (MS, 2013). Já a PCR tem sido utilizada na detecção de DNA de T. cruzi em animais assintomáticos (SANDEZ, 2014).. 2.7 Cryptosporidium sp. O gênero Cryptosporidium é classificado como eucarionte pertencente ao Filo Apicomplexa, classe Gregarinomorphe, Família Cryptosporidiidae, sendo protozoários parasitos entéricos que se desenvolvem no epitélio da mucosa intestinal ou gástrica de seus hospedeiros (XIAO et al., 1998; RYAN et al., 2014). Recentemente, por meio de advento da filogenética molecular alguns taxons apicomplexanos foram modificados, no qual o Cryptosporidium que era Coccidia, agora encontra-se no grupo das gregarinas na base de Apicomplexa (BORNER e BURMESTER, 2017). São conhecidas 31 espécies de Cryptosporidium são conhecidas (ZAHEDI et al., 2016), C. muris, C. andersoni, C. parvum, C. hominis, C. wrairi, C. felis e C. cannis são descritos comumente em mamíferos; C. baïleyi, C. meleagridis e C. galli em aves; C. serpentis e C. saurophilum em répteis; e C. molnari exclusivamente em peixes (XIAO et al., 2004). Em seres humanos mais de 20 espécies de Cryptosporidium spp. de diferentes genótipos tem sido relatadas (RYAN et al., 2014). Entretanto, C. parvum é responsavel pela maioria das infecções descritas em seres humanos e mamíferos, mesmo que C. muris, C. felis e C. meleagridis também tenham sido apontadas em algumas dessas infecções (DIDIER et al., 2004). No que diz respeito ao ciclo biológico do parasito, sabe-se que é monoxeno, com diferentes estágios de desenvolvimento: excistação, merogonia, gametogonia, fertilização, formação da parede dos oocistos e esporogonia (GELLIN e SOAVE, 1992). E a liberação de oocistos presentes nas fezes dos hospedeiros infectados pode acarretar na contaminação ambiental, principalmente das fontes d’água, os quais tem sido reconhecido como maiores veiculadores do parasito pela possibilidade de atingir uma grande diversidade de hospedeiros (LABERGE et al., 1996).. 25.

(26) Há evidências de que um grande número de hospedeiros animais possam estar envolvidos na transmissão desse parasito (APPELBEE et al., 2005). Em animais silvestres e sinantrópicos Cryptosporidium sp. já foi registrado em roedores, já que a ausência de especificidade para o hospedeiro sugere que esses pequenos mamíferos podem ser reservatórios desse agente parasitário (SINSKI et al., 1998). Assim, Lallo e colaboradores (2008) pesquisaram oocistos de Cryptosporidium em amostras fecais de roedores, marsupiais, primatas, morcegos, largatos e sapos, sendo observado o parasitismo exclusivamente em roedores da espécie Akodon montensi, Thaptomys nigita e Sciurus aestuans. De forma semelhante, Dall´Olio e Franco (2004) ao investigarem a ocorrência de espécies de Cryptosporidium na fauna natural de pequenos mamíferos silvestres da Mata Atlântica de três áreas serranas do Sudeste brasileiro, detectou C. muris e C. parvum em Akodon serrensis e Oryzomys ratticeps, ambas espécies de roedores. Em primatas não-humanos a infecção pelo gênero Cryptosporidium já foi registrada nas espécies: Alouatta caraya, Ateles paniscus, Callithrix penicillata, Cebus apela, Cercopithecus aethiops, Gorilla gorila, Macaca sinica, Papio hamadryas, Pan troglodytes, Presbytis entellus, Saimiri boliviensis e Trachypithecus vetulus (MURIUKI et al., 1997; NIZEYI et al., 1999; EKANAYAKE et al., 2006; VENTURINI et al., 2006; SILVA et al., 2008). Em aves C. meleagridis, C. baileyi e C. galli já foram relatados parasitando galinhas, perus, frangos e pássaros (XIAO et al., 2004). No Brasil, Anas platyrhynchos, Gallus gallus e Coturnix japonica, já foram detectados eliminando oocistos de Cryptosporidium sp., no qual o percentual de positividade variou de 56 a 100% (GOMES et al., 2009). Todos os mamíferos domésticos são apontados como hospedeiros de Cryptosporidium spp.: bovinos, ovinos, caprinos, camelos, suínos, equinos, cães e gatos (ONG et al., 2002; XIAO et al., 2004; ZHANG et al., 2013). A infecção por Cryptosporidium spp. causa em animais inflamação e atrofia das vilosidades intestinais resultando em perda da superfície de absorção e desequilíbrio no transporte de nutrientes (THOMPSON et al., 2008). Em animais silvestres e sinantrópicos por exemplo, a criptosporidiose pode se manifesta com maior ou menor expressão clínica, apesar de que os animais parasitados podem apresentar anorexia, letargia, perda de peso, diarreia e desconforto abdominal (DELGADO et al., 2003). No que se refere ao diagnóstico desse protozoário gastrointestinal ainda é considerado um desafio, uma vez que não existe unanimidade para recomendar uma técnica como sendo a melhor, embora inúmeros método tenham sido utilizadas em diferentes espécies animais, tais 26.

(27) como centrifuge-flutuaçãoem solução de Sheather, coloração por safranina azul de metileno (MUNDIM et al., 1995), auramine-fenol (CASEMORE et al., 1984), centrifuge-sedimentação pelo formol-éter com posterior confecção dos esfregaços, com utilização da coloração de Ziehl-Neelsen modificada (HENRIKSEN e POHLENZ, 1981) e o método de Kinyoun (BRASIL, 1996), ELISA (ROBERT et al., 1990), imunofluorescência direta (BORGES et al., 2007), além da Reação em Cadeia de Polimerase (MORGAN et al., 2000). Vale ressaltar que Cryptosporidium sp. é um dos principais protozoários causadores de doenças diarreicas do mundo (OMS, 2017), acreditando-se que seja o segundo agente parasitário que contribui para doença diarreica em crianças, estimando-se que surgem cerca de 2,9 milhões de casos anualmente só no continente africano (SOW et al., 2016). 2.8 Giardia sp. Giardia é um protozoário flagelado com ciclo de vida direto, cuja transmissão fecaloral se dá especialmente pela água contaminada com cistos (THOMPSON, 2000). Este protozoário flagelado pertence ao Filo Sarcomastigophora, Subfilo Mastigophora, Classe Zoomastigophora, Ordem Diplomonadida e Família Hexamatidae. É um dos mais prevalentes parasitos intestinais de humanos e animais, sendo descrito pela primeira vez a mais de 330 anos (SOGAYAR e GUIMARÃES, 2000). Giardia duodenalis (sinonimo de Giardia lamblia e Giardia intestinalis) é uma das espécies que infectam os mamíferos, incluindo os humanos, e estima-se que cause 2,8 bilhões de casos de doenças intestinais por ano globalmente (THOMPSON, 2000), com maior prevalência em países em desenvolvimento (FENG e XIAO, 2011). Além de G. duodenalis, existem outras espécies de Giardia que afetam diferentes animais, por exemplo: G. agilis que parasita anfíbios; G. ardeae e G. psittaci que hospedam o trato intestinais de aves, e G. muris e G. microti parasitando roedores (MONIS et al., 2008). Plutzer et al. (2010) destacam ainda que algumas espécies como a G. canis, G. simondi, G. cati, G. bovis, G. enterica e G. duodenalis são filogeneticamente semelhantes. G. duodenalis consiste em oito conjuntos genotípicos (A a H) com diferentes especificidades de hospedeiros, sendo o genótipo A de humanos, bovinos e outros mamíferos; B em humanos, primatas e outros mamíferos, C e D em cães e outros canídeos; E principalmente em animais com cascos, incluindo bovinos, ovinos e caprinos e, mais recentemente, em humanos; F em gatos e humanos; G em roedores; e H em mamíferos marinhos (RYAN e CACCIÒ, 2013).. 27.

(28) A infecção nesses animais ocorre na maioria das vezes pela ingestão de cistos em água e/ou alimentos contaminados. No intestino delgado, os trofozoítos sofrem divisão binária e chegam à luz do intestino, onde ficam livres ou aderidos à mucosa intestinal, por mecanismo de sucção, e em seguida ocorre a formação de cistos que são eliminados no ambiente (BOWMAN et al., 2010). Por ser considerada uma das principais causas de enterites no homem e nos animais, relatos da infecção em animais silvestres tem sido descrito na literatura. Apesar de que o papel dos animais silvestres na epidemiologia da giardíase ainda é desconhecido, porém testes moleculares sugerem que alguns desses animais representam fontes de infecção para o homem (FAYER, 2006; APPELBEE et al., 2005). No Brasil, cistos de Giardia sp já foram encontrados nas fezes de ouriço-cacheiro (Coendou villusus) que habitavam fragmentos de mata no Alto Tietê - SP (LALLO et al. 2008). Outras espécies de pequenos mamíferos como o Didelphis albiventris, Mus musculus, Rattus norvegicus e Rattus rattus estão listados como hospedeiros silvestres da Giardia sp. (DUNALP et al., 2002; PEREIRA et al., 2002). Em um criatório conservacionista localizados nos municípios de Cachoeira do Sul e Santa Maria-RS, Silva et al (2008) identificaram giardíase em quatro primatas de duas espécies, Cebus apella e Callithrix jacchus, assim como foi observado o parasito em Alouatta fusca, Alouatta pigra, Callithrix argentata, Cercopithecus erythrogaster, Macaca fuscata e M. mulatta (MAJEWSKA e KASPRZAK, 2000; SESTAK et al., 2003; ITAGAKI et al., 2005; VITAZKOVA e WADE, 2006). Em carnívoros selvagens o parasitismo por Giardia sp. tem sido relatado em Cerdocyon thous (cachorro-do-mato), Felis serval (serval), Leopardus tigrinus (gato-domato), Leopardus weidii (gato-maracajá), Panthera tigres (tigre), Panthera leo (leão), Panthera onca (onça-pintada), Puma concolor (onça-parda) e Ursus arctos (urso-pardo) (OLIVEIRA et al., 2008; AGHAZADEH et al., 2015). Mesmo que os animais eliminem os cistos de parasitos nas fezes, estes hospedeiros podem apresentar ou não sinais clínicos da enfermidade (VIGNARD-ROSEZ et al., 2006). Todavia, animais com giardíase comumente apresentem fezes de consistência pastosas a aquosas com odor fétido, em grandes volumes, com esteatorréia e flatulência, geralmente sem muco ou sangue, caracterizando uma síndrome mal absortiva por enteropatia de intestino delgado, dor abdominal, desidratação, perda de peso, podendo vir a óbito em função da evolução no quadro clínico (MUNDIM et al., 2003; SILVA et al., 2007). 28.

(29) Segundo Taylor et al. (2007), os cistos de Giardia podem ser detectados nas fezes por inúmeros métodos, no qual o exame direto de esfregaço fecal, ou concentração fecal por acetato-formalina e sulfato de zinco, seguido de exame microscópico, são as técnicas mais tradicionais. Entretanto, existem outras ferramentas para o diagnóstico, dentre estas o método de. centrífugo-flutuação. em. sulfato. de. zinco,. FLOTAC®,. Mini-FLOTAC®,. imunofluorescência direta e PCR (BARDA et al., 2003; PAULINO, 2005; SOARES et al., 2008; LENZI, 2013). Vale destacar que, apesar dos avanços e melhoria da qualidade sanitária em alguns países, a giardíase ainda continua representando um significativo problema médico-sanitário, exercendo um impacto na saúde pública, tendo em vista o grande número de pessoas acometidas, acompanhados de grandes surtos, e as várias alterações orgânicas provocadas em seus hospedeiros, principalmente em crianças, uma vez que este parasito tem sido apontado como responsavel por alterar o crescimento e funções cognitivas (CARDOSO et al., 1995; FENG e XIAO, 2011).. 2.9 Helmintos gastrointestinais Os helmintos constituem um grupo de parasitos distribuídos em três Filos: Nematoda, Acanthocephala e Plathyelmintes, sendo este último dividido em duas classes: Trematoda e Cestoda (URQUHART et al., 1998). Há muito tempo, sabe-se que as helmintíases estão na sua maioria das vezes relacionadas com as condições de vida do hospedeiro e do ambiente onde os animais vivem, sendo mais prevalentes em locais onde não há boas condições de higiene (CARMO e SALGADO, 2003). Acredita-se que entre 30 a 100 milhões de espécies de vertebrados e invertebrados sejam parasitados por helmintos (REAKA-KUDLA et al., 1997). Uma vez que estes parasitos são considerados excelentes modelos de estudo em ecossistemas naturais e alterados (BRANDÃO, 2007), a identificação das principais espécies animais que atuam como transmissores de parasitos é de extrema importância na adoção de medidas de controle (BRACK, 1987). Identificação de helmintos em animais domésticos é mais comum, em cães e gatos são observando-se com maior frequência o parasitismo por Ancylostoma spp., Toxocara spp., Dipylidium caninum, Echinostoma spp, Strongyloides spp. e Trichuris spp. (LIMA et al., 2014). Já em silvestres, a identificação destes parasitos gastrointestinais ainda é um desafio, 29.

(30) pois algumas espécies produzem ovos muito semelhantes, sendo difícil à identificação taxonomica, apesar de que a utilização da morfometria pode ser uma boa opção (SLOSS et al., 1999). Dentre os registros da composição da fauna helmíntica de algumas espécies de animais silvestres, destacam-se estudos em quirópteros no Brasil, os quais identificaram 59 espécies de helmintos. Destes, 28 são nematódeos (Allintoshius spp., Anoplostrongyluss spp., Aonchotheca spp., Biacantha spp., Bidigiticauda spp., Capillaria spp., Carostrongylus spp., Cheiropteronema. spp.,. Histiostrongylus. spp.,. Litomosoides. spp.,. Migonella. spp.,. Molostrongylus spp., Parahistiostrongylus spp., Physaloptera sp., Stilestrongylus spp., Tenoranema spp. e Torrestrongylus sp.), 23 trematódeos (Acanthatrium spp., Anenterotrema spp., Castroia spp., Chiropterotrema spp., Gymnoacetabulum spp., Hasstilesia spp., Maxbrauniun spp., Neodiplostomum spp., Nudacotyle spp., Ochoterenatrema spp., Parabascus spp., Paralecithodendrium spp., Tremajoannes spp. e Urotrema spp.) (SANTOS e GIBSON, 2015), e apenas seis cestódeos (Cycloskrjabinia sp., Mathevotaenia spp., Atriotaenia spp., e Vampirolepis spp.), e dois acantocéfalos (Moniliformis moniliformes e Neoncicola artibei) são conhecidos em morcegos (SANTOS e GIBSON, 2015). Em roedores, é sabido que estes animais vêm se adaptando às diversas mudanças ambientais que estão ocorrendo em todo o mundo (RATZOOMAN, 2006). Em função desses acontecimentos, algumas espécies têm sido consideradas hospedeiros de diversos helmintos (p. ex.: Ancylostoma, Capillaria, Echinococcus, Echinostoma, Hymenolepis, Paragonimus, Railleitina, Strongyloides, Taenia e Trichinella), onde desempenham um papel importante nos ciclos de espécies zoonóticas (MALSAWMTLUANGI e TANDON, 2009; MILLAZZO et al., 2010; OGUNNIYI et al., 2014). Dentre os helmintos já registrados em roedores deve-se dar uma atenção especial a Angiostrongylus cantonensis, Angiostrongylus costaricensis e Capillaria hepatica, pois ocasionam doenças severas em humanos e animais (CHECHULIN et al., 2011; FUEHRER et al., 2011). Em carnívoros silvestres como a raposa (Cerdocyon thous) onça pintada (Panthera onca) e parda (Puma concolor) ovos de Ancylostomatidae, Ascaridadae, Spiruroidea, Physaloptera sp. (Nematoda: Acuariidae) e Oncicola sp. (Acantocephala: Pachisentidae) são descritos na literatura (BRANDÃO, 2007). Interessantemente, os canídeos e felídeos silvestres apresentam uma grande diversidade de gêneros de helmintos (Capillaria, Spirometra, Strongyloides, Toxocara e Trichuris), especialmente Puma concolor (SNAK et al., 2017). Em primatas, particulamente em macacos-prego (C. apella) duas espécies/morfotipos de nematódeos (Physaloptera sp. e Trichuroidea), uma espécie/morfotipo de Trematoda 30.

(31) (Trematoda) e uma de Spirometra sp. (Cestoda: Taeniidae) são descritas. Já em guaribas (Allouatta caraya). cinco espécies/morfotipos. de. nematódeos (Trichostrongyloidea,. Strongyloides sp., Ascaridiae e Tripanoxyurius minutus (Nematoda: Oxyuridae) já foram detectadas em amostras fecais (BRANDÃO, 2007). Snak et al. (2017) relata ainda presença de ovos de Ancylostoma spp. e Strongyloides spp. em amostras fecais de bugios (Alouatta caraya), macacos-aranha (Ateles paniscus), sanguis (Callithrix sp.) e macacos-prego (Cebus sp.). Clinicamente, o parasitismo por helmintos pode desencadear o surgimento de quadros diarreicos, além de lesões mecânicas provocadas pelas formas adultas em seus hospedeiros (JONES, 2000), além disso, alguns helmintos podem ocasionar dificuldade no ganho de peso, falhas na pelagem, e obstrução intestinal (NELSON et al., 2001). Para o diagnóstico de ovos e larvas de helmintos gastrointestinais dos animais, diferentes métodos coproparasitológicos tem sido utilizado, dentre estes destacam-se a técnica de Willis (flutuação), Hoffman e cols. (Sedimentação espontânea), centrifugo-sedimentação, centrifugo-flutuação, o exame direto e a técnica de Baerman (PELCHEBISK et al., 2010; BARDA et al., 2014). Apesar de que durante muitos anos o diagnóstico coproparasitológico de helmintoses gastrointestinais foi um desafio na Medicina Veterinária, principalmente na Clínica Médica de Animais Silvestres, devido à baixa sensibilidade de algumas testes coprológicos, métodos de diagnóstico parasitológico mais sensíveis e eficazes como a técnica de FLOTAC® e MiniFLOTAC® estão sendo incluídos na rotina laboratorial de grandes centros de pesquisas humanas e animais em todo o mundo, sendo capaz de detectar estruturas parasitárias em animais que habitam áreas de baixa endemicidade, e em casos onde as infecções são assintomáticas (RINALDI e CRINGOLI, 2014; LIMA et al., 2016; LIMA et al., 2017). Vale lembrar que algumas espécies de animais sinantrópicos têm vivido em ambientes numa perfeita associação com humanos, onde este tipo de interação favorece a transmissão de diversos helmintos gastrointestinais. Quando infectados estes animais podem contaminar o ambiente, alimentos e fontes de água, representando uma ameaça para humanos e outras espécies animais (PARAMASVARAN et al., 2009).. 2.10 Dirofilaria immitis O nematódeo Dirofilaria immitis é transmitido por culicídeos dos gêneros Aedes, Culex e Anopheles (SILVA e LANGONI, 2009). Taxonomicamente D. immitis é classificado na Ordem Spirurida, Subordem Spirulina, Superfamília Filaroidea e Família Filaridae (BOWMAN, 2010). 31.

(32) Quando um mosquito infectado pica um canídeo (hospedeiro definitivo) deposita larvas de terceiro estádio (L3) entram na pele por penetração ativa. As larvas recém-chegadas ao organismo migram para o tecido subcutâneo e muscular mudando para L4, em seguida, invadem o sistema vascular e por volta de 100 dias, após a infecção, chegam às artérias pulmonares do coração, se alojando no ventrículo direito e nas artérias pulmonares dos lobos caudais do hospedeiro, mudando para L5, onde atingem a maturidade sexual, acasalam e o ciclo se completa com a liberação de microfilárias na corrente sanguínea (ALMOSNY, 2002). O mosquito, ao realizar o repasto sanguíneo em um hospedeiro infectado previamente, ingere as microfilárias, larvas de primeiro estádio (L1), provenientes da corrente sanguínea do animal, passando a ser hospedeiro intermediário, onde no seu interior, as larvas irão se desenvolver, migrando dos túbulos de Malpighi para o aparelho bucal do culicídeo, até serem inoculadas em um novo hospedeiro vertebrado (ALMOSNY, 2002). Apesar de apresentar distribuição mundial, a dirofilariose tem sido descrita principalmente em países da África, Ásia, Austrália, Europa e da América do Sul e do Norte (OTRANTO et al., 2009). Em áreas endêmicas, como o Brasil a prevalência de infecções por D. immitis varia de 2,8 a 62% em canídeos (LABARTHE et al., 2014). Mas, o homem e outros mamíferos, como os felinos selvagens, são considerados hospedeiros acidentais (SCHREY e TRAUTVETTER, 1998; MATTOS et al., 2008; LAN et al., 2012). Dentre os reservatórios silvestres deste nematódeo estão listadas algumas espécies de canídeos selvagens como os coiotes, cão selvagem australiano, furões, guaxinim, lobo-guará e raposas. (NELSON et al., 2003; SARQUIS, 2012). Os canídeos silvestres naturalmente infectados apresentam poucas alterações clínicas, pois necropsias realizadas nesses animais demonstraram que, apesar da presença de parasitos adultos, as alterações patológicas orgânicas são mais brandas, acreditando-se que fatores como seleção natural e maior resposta imune protetora podem contribuir para uma maior resistência ao desenvolvimento de doença clínica secundária à infecção por D. immitis nestes animais (SACKS e BLEJWAS, 2000). Interessantemente, furões, lontras e ariranhas são considerados hospedeiros definitivos atípicos, uma vez que estudos experimentais comprovoram que estes animais são susceptíveis a infecção, pois a baixa carga parasitária pode gerar sérios riscos à saúde e a vida desse animal (SNYDER et al., 1989; POWERS, 2009). De forma semelhante, os felinos selvagens também são considerados hospedeiros atípicos de D. immitis, sendo relatada a ocorrência do parasito em leopardos (MURATA et al., 2003), gato-do-mato-pequeno (FILONI et al., 2009), leão africano (YBÁÑES et al., 2012) e gato-bravo-de-patas-negras (DEEM et al., 1998). 32.