T E S E D E D O U T O R A D O
Mixotrofia do fitoplâncton em
um gradiente de luz e
nutrientes
Mariana Rodrigues Amaral da Costa
UFRN
U N I V E R S I D A D E F E D E R A L D O R I O G R A N D E D O N O R T E
P R O G R A M A D E P Ó S - G R A D U A Ç Ã O E M E C O L O G I A
Mixotrofia do fitoplâncton em um gradiente
de luz e nutrientes
Phytoplankton mixotrophy across nutrient and light
gradients
Mariana Rodrigues Amaral da Costa
Tese de doutorado apresentada ao
programa de Pós-Graduação em
Ecologia da Universidade Federal do
Rio Grande do Norte para obtenção
do título de Doutora em Ecologia.
Orientação: Vanessa Becker
Co-orientação: Hugo Sarmento
Orientação doutorado sanduíche:
Fernando Unrein
Mariana Rodrigues Amaral da Costa
Mixotrofia do fitoplâncton em um gradiente
de luz e nutrientes
Phytoplankton mixotrophy across nutrient and light
gradients
O presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de
Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior Brasil (CAPES)
-Código de Financiamento 001
Costa, Mariana Rodrigues Amaral da.
Mixotrofia do fitoplâncton em um gradiente de luz e
nutrientes / Mariana Rodrigues Amaral da Costa. - Natal, 2019. 94 f.: il.
Tese (Doutorado) - Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Biociências. Programa de Pós-graduação em Ecologia.
Orientadora: Profa. Dra. Vanessa Becker. Coorientador: Prof. Dr. Hugo Sarmento.
1. Seca extrema - Tese. 2. Grazing - Tese. 3. Cianobactérias - Tese. 4. Disponibilidade de luz - Tese. 5. Citometria de fluxo - Tese. 6. Traços funcionais - Tese. I. Becker, Vanessa. II. Sarmento, Hugo. III. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. IV. Título.
RN/UF/BSE-CB CDU 551.577.5
Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN Sistema de Bibliotecas - SISBI
Catalogação de Publicação na Fonte. UFRN - Biblioteca Setorial Prof. Leopoldo Nelson - -Centro de Biociências - CB
Dedico esta tese à minha família,
meu porto seguro
“Não é possível refazer este país, democratizá-lo,
humanizá-lo, torná-lo sério, com adolescentes brincando
de matar gente, ofendendo a vida, destruindo o sonho,
inviabilizando o amor. Se a educação sozinha não
transformar a sociedade, sem ela tampouco a sociedade
muda.”
Paulo Freire
1
AGRADECIMENTOS
Agradeço ao programa de pós-graduação em Ecologia da UFRN e seus excelentes docentes. Ao programa de pós-graduação de Ecologia e Recursos Naturais da UFSCar – São Carlos –SP, por ter me acolhido durante minha estadia em São Carlos. E ao Instituto de Investigações Biotecnológicas (IIB – INTECH) de Chascomús – província de Buenos Aires, Argentina.
Às agências financiadoras: Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) pela concessão de bolsa de doutorado e pela concessão da bolsa na modalidade doutorado sanduíche – edital PDSE 2016. Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo financiamento da pesquisa resultando no primeiro capítulo da tese. À Fundação de Pesquisa de São Paulo (FAPESP) pelo financiamento nos projetos que resultaram no segundo e terceiro capítulo da tese. Gostaria de ressaltar a importantíssima contribuição que essas agências têm para pesquisa, ciência e tecnologia. Fortalecer nossas agências é garantir o desenvolvimento e soberania do nosso país.
A todos os laboratórios envolvidos para o desenvolvimento dessa pesquisa: Laboratório de Recursos Hídricos e Saneamento Ambiental (LARHISA – UFRN) e seu grupo de pesquisa ELISA (Estudos em Limnologia do Semiárido), Laboratório de Ecologia Aquática (LEA – UFRN), Laboratório de Microbiologia Aquática (LAMAq – UFRN), Laboratório de Limnologia (DOL – UFRN), Laboratório de Processos e Biodiversidade Microbiana (LMPB – UFSCar), Laboratório de Ficologia (UFSCar) e ao Laboratório de Ecologia e Fotobiologia Aquática (LEFA – IIB- INTECH, Chascomús).
À minha orientadora Vanessa Becker, a quem devo muita gratidão durante todos esses anos que estamos juntas na academia e na vida. Vanessa é meu espelho. Inspiração, rigidez, amabilidade e bom humor. O que sou e o que me inspiro a ser na academia vem da força dessa mulher. Meu muito obrigada por essa parceria que ultrapassa os muros da universidade.
Ao meu co-orientador, Hugo Sarmento. Muito obrigada por todos os ensinamentos, pela paciência e todo o apoio durante todo o processo da tese. Participar de seu laboratório e de seu grupo de pesquisa foi muito importante no meu crescimento acadêmico e pessoal. Mas gostaria de ressaltar minha gratidão pelo seu convite e por me
2 acolher em São Carlos em um momento tão importante e divisor de águas na minha vida.
Ao meu co-orientador no exterior, Fernando Unrein. Meus agradecimentos por me acolher em Chascomús e no seu grupo de pesquisa. Viver em Chascomús foi uma experiência transformadora. Obrigada pelos ensinamentos e pela paciência. Um brinde ao choripan e ao churrasco argentino.
Á Inessa Bagatini, por me receber em seu laboratório de Ficologia da UFSCar com toda sua delicadeza e dedicação e por todas as ajudas no que foi necessário para melhorar esses trabalhos. Suas contribuições foram valiosas.
Uma tese de doutorado é um produto que não foi feito somente pelas minhas mãos, existe toda uma equipe por trás como já mencionado. São programas de pós-graduação de excelência, agências financiadoras, universidades públicas de alta qualidade, laboratórios equipados e seus grupos de pesquisas, professores e orientações excelentes. Nada se faz só. Mas essa tese de doutorado vai além disso, existe toda uma rede apoio, essa rede é a base fortalecedora que me sustenta no grande peso que é fazer ciência no Brasil.
Dedico e agradeço aos meus pais, Moab e Solange, meu porto seguro. Muitas (e muitas) vezes senti medo e pensei em não continuar mas segui em frente pois sabia que nunca ficaria desamparada. Ao meu irmão, Rodolfo, minha mão amiga e braço forte. Estaremos sempre juntos no caminhar e desafios da vida. À minha família, especialmente a minha avó Rosa, pelo amor, atenção e por ter segurado a nossa barra tantas e tantas vezes. Tia Lilian, meu exemplo inspirador, tia Simone e tio Júnior. Minha família é uma família de mulheres fortes e de garra. Ao meu avô João Batista em memória, ainda lembro do senhor e sua lembrança me deixa mais feliz, obrigada por inserir a poesia na minha vida.
Agradeço a Gentil Santos que esteve presente em todo esse processo e com esse será o quarto título que ele esteve ao meu lado, você foi muito importante na minha rede de apoio.
Existem pessoas que foram diretamente e ativamente importantes na construção desse trabalho e na minha vida pessoal. Esse doutorado me proporcionou três casas, uma casa para cada capítulo:
3 Gostaria de agradecer a minha primeira casa, Natal – RN, UFRN, aos amigos de laboratório. Meu núcleo: Fabiana Araújo, Gabi Moura, Maria Marcolina, Pablo Rubim e Danyhelton, vocês estiveram presentes em todo esse processo desde quando eu era IC até chegar aqui. Carrego vocês no meu coração. Obrigada por tornar o trabalho um ambiente leve e divertido. Aos amigos GREMLINS: Ewaldo, Anízio, Fabíola, Letícia Quesado, Radmila, Iagê, Maiara Menezes, Leo Teixeira, Gustavo Girão, Camila Cabral, Laissa, Regina e Carol Medeiros. É tão importante ter um grupo como o nosso, onde são todos amigos, nos ajudando em qualquer momento e sem competição. Não é todo lugar que encontramos essa parceria.
Agradeço aos LIMNIONS: Carlos Júnior, Gabi Trigueiro, Jéssica Leite, Hérika Calvalcante, Jade e Jéssica Pápera. Vocês são braço forte. Obrigada.
A todos os responsáveis pelo trabalho de campo e laboratório que resultaram no capítulo 1 da tese, especialmente a Rosemberg Menezes, coordenador do projeto, além de Seu Edson, Anísio, Cleto, Lenice, Isaac Falcão, Juliana Leroy, Bruno Wanderley, Regina Nobre, Pedro Junger e Barbara Bezerra.
Gostaria de agradecer a minha segunda casa, Chascomús na Argentina, especialmente Juliana Ospina e Marión Perez, se levo grandes amizades desse momento são vocês. Obrigada por abrirem as portas da sua casa e das suas vidas. Agradeço muito também a Victoria Quiroga, por todo o apoio na citometria e todas as trocas de conhecimentos. Aos amigos do LEFA: Juli, Paula Huber, Mariana Odriozola, Manuel Castro, Pepe, Sebastian Metz, Nadia Diovisalvi, María Eugenia Llames, Leonardo Lagomarsino, Paulina Fermani, Marcela Ferraro e Horacio Zagarese. E a todos os amigos que fiz em Chascomús: Lisset Ruiz, Melisa Alberti, Estefanía Vásquez, Rosario Lastra e a todos que participaram dos asaditos e por compartilhar o vinho.
Se eu pudesse voltar no tempo não mudaria a decisão de ir para lá. Foi uma experiência transformadora e de autoconhecimento. Obrigada a todos que fizeram parte dessa minha história.
Quero agradecer minha terceira casa, São Carlos – SP. São Carlos foi um marco na minha vida. Meu muito obrigada a República Potilombia: Pedro e Laura e os agregados (Mika, Paulita e Helena). Nesse apartamento da rua episcopal fui muito feliz.
4 Agradeço especialmente ao Pedro, pela convivência diária tanto em casa como no laboratório, você faz parte tanto do GREMLINS, como do LMBP, das coletas do doutorado, da potilombia e da minha vida diária. Muito obrigada meu irmão.
Agradeço a Michaela Ladeira (Milkinha), parceira de laboratório, de comidinhas, vinhos e discos, viagens e da vida. Você é inspiração.
Agradeço a Helena Vieira, minha experiência em São Carlos não teria sido tão extraordinária sem a sua companhia. Muito obrigada por me inserir na sua vida, na vida de seus amigos, no Natal com sua família. Que bom que cruzamos o mesmo caminho em momentos tão importantes de nossas vidas.
Ao LMBP: Pedro, Mika, Erick (e Sofia) e Henrique. Especialmente ao Henrique que foi meu braço forte e com a ajuda dele saiu os experimentos do terceiro capítulo. Meu melhor IC <3. Aos amigos do laboratório de Ficologia da UFSCar: Inessa, Nathan, Marcelo, Guilherme e Naiara.
À rede de apoio dos amigos de São Carlos, amigos de café e cerveja, almoços e lanches. Principalmente os cafés das marocas: Helena, Popinho, Luiza e Carol. A todos que cruzaram meu caminho. Cada um é especial na minha vida. Fui muito feliz com vocês. Obrigada por transformar um ano em cinco.
Por fim, mas não menos especial, minha rede de apoio das amizades que estão sempre comigo, aquelas amigas de sempre e para sempre: Franzinha, Larinha e Jaci; Lara, Katy e Juliana. Não existe Maricota sem elas e não existe elas sem Maricota.
Ao decidir fazer doutorado e me dedicar à pesquisa, eu nutria o desejo que com o meu trabalho eu poderia mudar o mundo. Mal sabia eu que o doutorado mudaria a mim. Somos resultados de nossas experiências de vida e o doutorado me proporcionou muitas vivências. Mahalo.
5
Sumário
Agradecimentos ... 1 Lista de Figuras ... 6 Lista de Tabelas ... 9 Apresentação da Tese ... 10 Fluxograma da Tese ... 12 Resumo ... 13 Abstract ...15 Introdução Geral ...16Fitoplâncton e abordagens funcionais ... 16
Eventos climáticos extremos e a dinâmica fitoplanctônica ... 17
Mixotrofia como importante traço funcional do fitoplâncton ... 20
Capítulo 1 ... 31
Capítulo 2 ... 45
Capítulo 3 ... 63
Considerações Finais ... 81
6
Lista de Figuras
Introdução geral
Fig. 1 Esquema do modelo teórico da mudança da composição da comunidade fitoplanctônica em resposta ao grau de eutrofização e concentração da turbidez inorgânica devido à redução da capacidade máxima de volume de reservatórios e lagos rasos. O azul representa um ambiente com baixa disponibilidade de nutrientes e alta disponibilidade de luz, a área verde representa um ambiente eutrofizado com alta biomassa de cianobactérias e a área marrom representa um ambiente com baixa disponibilidade de luz e alta turbidez inorgânica de material em suspensão particulado devido a ressuspensão do sedimento para a coluna d’água. A linha vermelha pontilhada representa um nível crítico de nível de água dos reservatórios e lagos rasos...20 Capítulo 1
Fig. 1 Study area of the Piranhas-Açu River watershed showing the 16 reservoirs distributed in the two sub-basins, Piancó sub-basin (PB) and Seridó sub-basin (SB). Isohyets show the differences in annual precipitation. The reservoirs in SB are located in the drier region, within the isohyets of 500 mm, and those in PB are located within the isohyets of 700 mm. ………..35 Fig. 2 Box plots of some of the environmental variables a) maximum volume storage (Vol %), b) maximum depth (Zmax), c) Secchi disk depth, d) water:evaporation ratio, e) total phosphorous, and f) chlorophyll-a in the two regions (PB and SB) and in the two sampling periods: dry and extremely dry (ED). The dotted lines separate the studied periods. The box plot shows the median, minimum, maximum, first, and third quartiles. The results of the two-way ANOVA are shown for each variable. ……….37 Fig. 3 Box plots of the total phytoplankton biomass in log scale (a) and species richness (b) in the two regions (PB and SB) and in the two sampling periods: dry and extremely dry (ED). The dotted lines separate the studied periods. The box plot shows the median, minimum, maximum, first, and third quartiles. The results of the two-way ANOVA are shown for each variable………38 Fig. 4 Relative biomass of the phytoplankton morphological functional traits (A) and the physiological functional traits (B) between the two regions (PB and SB) and the two study periods (dry and extremely dry) ...………38 Fig. 5 Box plot of the significant functional traits: large round/ovoid shape (A),
nitrogen-fixing (B) and potential mixotrophs (C) between the two regions (PB and SB) and the two studied period: dry and extremely dry (ED). The box plot shows the median, minimum, maximum, first, and third quartiles. The results of the two-way ANOVA are shown for each variable. ……….39 Fig. 6 Linear regression between the biomass of the potential mixotrophic algae and the source of turbidity: (a) inorganic suspended solids (ISS) and (b) organic suspended solids (OSS). Data represent the two regions PB (black circles) and SB (black triangles) together during the extremely dry period. …..………39
7 Fig. 7 RDA ordination of the phytoplankton functional traits and the environmental variables in the studied period. Dark squares and circles represent the dry period. White squares and circles represent the extremely dry period (ED). Squares represent the Piancó sub-basin (PB), and circles denote the Seridó sub-basin (SB). Volume (vol), euphotic zone (Zeu), turbidity (Turb), total phosphorous (TP), conductivity (Cond), dissolved oxygen (DO), chlorophyll-a (Chla), small round/ovoid (small), large round/ovoid (large), coenobial (Coe), filamentous (filam), complex shapes (shapes), colonies (colonial), nitrogen fixing (Nfix), potential for mixotrophy (mix.), high light requirement (HighLight), and low light requirement (LowLight). ……….40 Fig. 8 Schematic diagram of the effect of water volume reduction altering the phytoplankton functional traits groups. HL = high light acquisition, Nfix = nitrogen fixation. Dashed lines imply the critical threshold for the column depth. ………..41
Capítulo 2
Fig. 1 Experimental design illustrating unialgal and mixed cultures under three distinct light regimes. High light (HL) consist in direct incident light in the C. obovata monoculture, in M. aeruginosa monoculture and in the mixed cultures (C. obovata + M.
aeruginosa, C+M). Low light (LL) consisted in a physical barrier (culture tissue flask
with sediment diluted in medium WC) above the single and co-cultures. Low light + sediment (Sed) consisted in the same light intensity from LL treatment but with the sediment inside the treatment flasks. This experimental design was performed with axenic and non-axenic (bacteria-added) cultures.………..50 Fig 2. Trends in Cryptomonas obovata (a) and Microcystis aeruginosa (b) carbon biomass through experimental period (days) for the axenic experiment in High light (HL), Low Light (LL) and Sediment (SED) treatments in the single and co-cultures.
Error bars (n=3) are standard deviations.
……….52 Fig 3. Trends in Cryptomonas obovata (a) and Microcystis aeruginosa (b) carbon biomass relative to the initial time through experimental period (days) for the non-axenic experiment in High light (HL), Low Light (LL) and Sediment (SED) treatments observed in the single and co-cultures. Error bars (n=3) are standard deviations……….52 Fig. 4 Growth Rates (day-1) for Cryptomonas ovata and Microcystis aeruginosa in
single and co-cultures in experiment (a) without bacteria (axenic) and (b) with bacteria (non-axenic). HL= high light treatment, LL = low light treatment and SED = sediment treatment. Bars describe the standard deviation. Two-way ANOVA results for
competition and effect of light limitation with F and p-value are shown. (a) and (b) are the results from Tukey’s post-hoc test..………..53
8
Capítulo 3
Fig 1 – The 3x3 factorial experimental design for ingestion and food vacuoles staining experiments ……….67 Fig. 2 Cell-specific grazing rates (CSGR, bact.ind-1.h-1) from the short-term grazing experiments for C. marssonii measured by flow cytometry (A) and by epifluorescence microscope (B) and for O. tuberculata measured by flow cytometry (C) and by epifluorescence microscope (D) between the distinct nutrient treatments: high nutrient (HN), medium nutrient (MN) and low nutrient (LN); and between the distinct light treatments: high light (HL), low light (LL) and total darkness (D). Bars are the standard deviation (n=3), p is the p-values from the two-way ANOVA, L = light and N = nutrient. Letters “a” and “b”, denotes differences by pots-hoc test for the nutrient treatments and letters “c” and “d” denotes differences by the post-hoc test for the light
treatments. ………..71
Fig 3 – General model of the type II linear regression comparing specific grazing rates (CSGR) obtained by flow cytometry and epifluorescence microscopy in short-term ingestion experiments with C. marsonii and O. tuberculata. Dashed line indicates a 1:1 ratio and solid dark line is the linear regression for data points. (R2 = 0.50, p-value <
0.001).………...72 Fig 4 - Cytograms of food vacuoles experiment using Lyso-Tracker (LyT) for Chlamydomonas
sp. in the nine treatments combinations. HN = high nutrient, MN = medium nutrient, LN = low
nutrient, HL = high light, LL = low light and D = total darkness. Red dots are cells before the addition of LyT and black dots are cells after the addition of LyT. ………73 Fig 5 – Cytograms of food vacuoles experiment using Lyso-Tracker (LyT) for C. marsonii in the nine treatments combinations. HN = high nutrient, MN = medium nutrient, LN = low nutrient, HL = high light, LL = low light and D = total darkness. Blue dots are cells before the addition of LyT and black dots are cells after the addition of LyT. ………73 Fig 6 – Cytograms of food vacuoles experiment using Lyso-Tracker (LyT) for O. tuberculata
in the nine treatments combinations. HN = high nutrient, MN = medium nutrient, LN = low nutrient, HL = high light, LL = low light and D = total darkness. Red dots are cells before the addition of LyT and black dots are cells after the addition of LyT. ………74
9
Lista de Tabelas
Introdução geral
Tabela 1 – Metodologias propostas para estudar grazing em protistas ...22
Capítulo 1
Table 1 - Groups of the phytoplankton functional traits identified in the study ………36
Capítulo 2
Table 1 – Two-way ANOVA showing differences in C. obovata and M. aeruginosa ..54
Capítulo 3
Table 1 - Summary of the experiments performed ………...67 Table 2 – Two-way ANOVA for LyT experiment between treatments. Asterisks (*)
indicate significant or marginally significant values. ……….74
Table 3 – Comparison of study methodologies and significant results related to
treatments, n.s. indicate no significant differences between treatments (light and nutrients). HN = High nutrient treatment, LN = Low nutrient treatment and LL = low light treatment. ………75
10
Apresentação da Tese
Este trabalho foi realizado na Universidade Federal do Rio Grande do Norte, Programa de Pós-Graduação em Ecologia, sob a orientação da professora Dra. Vanessa Becker (UFRN), e na Universidade Federal de São Carlos (UFSCar) sob a coorientação do professor Dr. Hugo Sarmento (UFSCar). Além disso, conta com a parceria do professor Dr. Fernando Unrein, do Instituto de Investigaciones Biotecnológicas (IIB-INTECH), CONICET, Chascomús, Argentina, supervisor do doutorado sanduíche realizado de maio de 2017 a janeiro de 2018.
A tese de doutorado está estruturada pela composição de três capítulos na forma de artigos científicos. O primeiro capítulo intitulado “Extreme drought favors
potential mixotrophic organisms in tropical semi-arid reservoirs” foi publicado na
edição especial – Phytoplankton & Biotic Interactions da Hydrobiologia, em março de 2019. Este capítulo avaliou o efeito de duas áreas distintas em um gradiente de precipitação pluviométrica no semiárido brasileiro sobre a estrutura e dinâmica fitoplanctônica utilizando uma abordagem de traços funcionais. O estudo teve como objetivo testar a hipótese que a redução do nível da água favorece a dominância de cianobactérias em condições normais de seca, porém em eventos de seca extrema, as algas com potencial de mixotrofia serão favorecidas devido à limitação de luz causada pelo aumento da ressuspensão do sedimento. Este estudo contou com a parceria do Dr. Rosemberg Fernandes Menezes, da Universidade Federal da Paraíba, coordenador do projeto intitulado “Impactos da redução da precipitação pluviométrica sobre a qualidade da água e biodiversidade aquática de ecossistemas lacustres da Caatinga”.
O segundo capítulo da tese intitulado “Effects of inorganic turbidity and light
availability in the competition of cyanobacteria and mixotrophic algae” teve como
objetivo simular, em laboratório, o cenário observado no primeiro capítulo onde a baixa disponibilidade de luz, devido à alta turbidez inorgânica causada pela ressuspensão de sedimento, leva ao sucesso competitivo de algas mixotróficas em detrimento de cianobactérias. No estudo encontramos taxas de crescimento maiores para a espécie mixotrófica no tratamento onde foi adicionado sedimento e com a presença de bactérias. Os experimentos desse capítulo foram realizados na Universidade Federal de São Carlos (UFSCar) sob a supervisão do professor Dr. Hugo Sarmento, com parceria da professora Dra. Inessa Bagatini Lacativa do laboratório de Ficologia da UFSCar, a ser submetido para a revista Journal of Plankton Research.
11 No terceiro manuscrito da tese intitulado “Effects of light and nutrients on
phytoplankton phagotrophy: a comparison of different methods for estimating mixotrophy”, teve como objetivo quantificar taxas de grazing sob diferentes condições
de luz e nutrientes, comparando diferentes métodos para estimar a mixotrofia. O estudo foi realizado durante o estágio de doutorado sanduíche na Argentina, no Instituto de Pesquisas Biotecnológicas (IIB-INTECH) durante o período de maio de 2017 a janeiro de 2018, sob a coordenação do professor Dr. Fernando Unrein. Neste capítulo foram realizados experimentos de grazing de duas espécies de algas flageladas (Ochromonas tuberculata e Cryptomonas marsonii), apontadas na literatura como espécies de metabolismo mixotrófico, na predação de dois tipos de presas distintas (bactérias coradas com fluorescência - FLB, fluorescent label bacteria; e microesferas sintéticas - beads). Nesses experimentos, foram manipulados diferentes níveis de luz e nutrientes, recursos que podem afetar o metabolismo mixotrófico das algas. Além disso, também foram realizados experimentos marcando vacúolos digestivos das algas, utilizando Lyso-Tracker, um corante fluorescente verde que tinge compartimentos ácidos de células vivas, sendo utilizados como um proxy para identificar atividade mixotrófica das algas. Os objetivos desse capítulo foram determinar taxas de bacterivoria por algas flageladas em distintas condições de luz e nutrientes, e testar novas metodologias para estimar mixotrofia, comparando com metodologias clássicas, com a finalidade de facilitar a quantificação das taxas de ingestão. Este trabalho será submetido para Limnology and Oceanography Methods.
O presente trabalho foi realizado com apoio da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - Brasil (CAPES) - Código de Financiamento 001.
12
Fluxograma da Tese
13
Resumo
Eventos de precipitação e flutuações do nível de água são fatores ambientais que afetam de modo determinante o funcionamento de ecossistemas aquáticos, influenciando a dinâmica fitoplanctônica e seus recursos. O cenário climático futuro prevê um aumento na frequência e intensidade das secas nas regiões semiáridas. Eventos de seca podem levar à redução do nível de água e consequente aumento da disponibilidade de nutrientes, turbidez e condutividade, favorecendo a dominância de cianobactérias. Porém, estudos recentes demonstram que algas mixotróficas possam ser melhores competidoras em condições mais extremas, como eventos de secas prolongadas. Organismos mixotróficos desempenham funções importantes, como produtores e consumidores, e isto é refletido na estrutura da teia trófica. Nesse trabalho avaliamos o efeito do gradiente de precipitação pluviométrico na região semiárida sobre a estrutura da comunidade fitoplanctônica, baseada na abordagem dos traços funcionais. Confirmamos nossa hipótese que em períodos de seca os principais traços funcionais fitoplanctônicos recrutados são algas fixadoras de nitrogênio e com formas filamentosas e/ou coloniais, esses traços são relacionados com dominância de cianobactérias, porém em evento extremo de seca, com volumes hídricos críticos, há um colapso das cianobactérias e a substituição de dominância de algas com potencial mixotrófico. Para confirmar que a redução da disponibilidade de luz, causada pela ressuspensão do sedimento era o principal fator que altera esse padrão de substituição na comunidade fitoplanctônica, realizamos em laboratório experimentos de competição entre uma espécie de cianobactéria (Microcystis aeruginosa) e uma alga mixotrófica (Cryptomonas obovata) manipulando a luz e adição ou não de sedimento, em ambientes com altos níveis de nutrientes. Além disso, realizamos experimentos de grazing para estimar taxas de bacterivoria por algas flageladas mixotróficas (Cryptomonas marsonii e
Ochromonas tuberculata) em distintas condições de luz e nutrientes, a fim de propor
novas metodologias para facilitar a quantificação dessas taxas. Observamos que as algas mixotróficas obtiveram maiores taxas de crescimento nos tratamentos com adição de sedimento somente quando bactérias estavam presentes e calculamos maiores taxas de
grazing via citometria de fluxo do que através da microscopia de epifluorescência e essa
relação foi forte e significativa. Além disso, observamos que a técnica de marcação de vacúolos digestivos das algas mixotróficas demonstrou ser uma boa metodologia para estimar mixotrofia. Nosso estudo demonstra a importância das algas mixotróficas em ambientes eutrofizados, como os sistemas do semiárido afetados pela baixa
14 disponibilidade hídrica, e compara metodologias que facilitam a quantificação de taxas de bacterivoria permitindo entender um melhor sobre essa forma mista de nutrição. Portanto, o estudo da mixotrofia implica em melhor compreender seu papel na estrutura e funcionamento das teias tróficas aquáticas.
Palavras-chave: Seca extrema, Grazing, Cianobactérias, Cryptophyceae, disponibilidade de luz, Citometria de Fluxo, Traços Funcionais.
15
Abstract
Precipitation events and water level fluctuations are environmental factors that affects aquatic ecosystem functioning influencing phytoplankton dynamic and their resources. Nutrient availability and trophic state of arid and semi-arid regions are controlled by quantity and rain periodicity. Future climate scenario predicts an increase in intensity and frequency of droughts in semi-arid regions. Drought leads to water level reduction and consequently increase nutrients concentrations, turbidity, salinity and conductivity, favoring cyanobacteria blooms. However, recent studies shows that mixotrophic algae can be better competitors under more extreme conditions, such as prolonged periods of droughts. Mixotrophic organisms play important role as producers and consumers reflecting in the structure of food webs. In this work, we evaluate the effect of precipitation gradient in semi-arid region on the structure of phytoplankton community based on a trait-based approach. We confirm the hypothesis that in dry period the main phytoplankton traits are related to a high cyanobacteria biomass (nitrogen fixation, filaments, coloniality), however, in extremely drought periods with critical water level, cyanobacteria collapse and shifts the dominance to mixotrophic algae. To confirm that the reduction on light availability caused by sediment resuspension was the main factor on phytoplankton pattern, we performed laboratory experiments with competition between cyanobacteria and a mixotrophic species, manipulating light and sediment addition in systems with high levels of nutrients. Besides this, we also performed grazing experiments to estimate bacterivory by flagellate algae in distinct light and nutrients conditions and propose new methodologies to facilitate ingestion rates quantification. Our study shows the importance of mixotrophic algae in eutrophic environments, such as semi-arid systems affected by hydric deficit, and compare methodologies in order to facilitate bacterivory rates quantification, allowing a better knowledge about this kind of mixed nutrition. Therefore, research about mixotrophy implies in paradigmatic changes in how we understand aquatic food webs nowadays, in particular this is even more critic when it links to shifts in environmental conditions in a changing climatic world.
Key-words: Extreme drought, Grazing, Cyanobacteria, Cryptophyceae, light
16
Introdução Geral
Fitoplâncton e abordagens funcionais
O fitoplâncton é um grupo de microrganismos polifiléticos amplamente distribuídos nos ecossistemas aquáticos, com representantes de vários grupos de algas e bactérias fotossintetizantes que respondem às condições ambientais com diferentes estratégias adaptativas para seu crescimento, sobrevivência e reprodução (Reynolds, 2006). São amplamente, mas não exclusivamente foto-autotróficos, portanto, seu crescimento depende da captação de energia luminosa suficiente para sustentar a fixação de carbono via fotossíntese. Juntamente com as macrófitas e o perifíton são considerados produtores primários e sustentam a base da cadeia trófica aquática. Autotrofia também requer absorção de nutrientes inorgânicos disponíveis no meio aquático, sendo então luz e nutrientes recursos importantes para o fitoplâncton (Reynolds, 2006).
Desta forma, a composição da comunidade fitoplanctônica afeta as teias tróficas aquáticas e o ciclo biogeoquímico de muitos elementos, como o carbono, nitrogênio e fósforo, devido aos diferentes requerimentos e modos de aquisição desses elementos pelos principais grupos fitoplanctônicos (Falkowski et al. 2004, Litchman & Klausmeier, 2008), por exemplo, alguns grupos de cianobactérias possuem a capacidade de fixar nitrogênio e estocar fósforo (Padisák, 1997) e diatomáceas possuem grande eficiência de sequestro de carbono (Smetacek, 1999). Outro fator importante na estrutura trófica aquática é a palatabilidade e estratégia nutricional das espécies fitoplanctônicas, que influenciam diretamente no fluxo de energia para os demais níveis tróficos (Sterner & Elser, 2002).
Há um crescente interesse na ecologia de comunidades em trabalhar com os papéis funcionais e adaptações estruturais das espécies, de forma a compreender melhor como os sistemas são organizados, e distinguir diferenças no fluxo de energia e na estrutura das comunidades. As abordagens funcionais trabalham com o conceito de nicho ecológico das espécies (Salmaso & Padisák, 2007, Reynolds et al., 2012, Litchman & Klausmeier 2008). O nicho da comunidade fitoplanctônica é bem definido de acordo com os processos fisiológicos, morfológicos e ecológicos e estão distribuídos em três principais eixos: i) aquisição de recursos, ii) crescimento e iii) evitar a predação (Litchman & Klausmeier 2008).
17 Uma abordagem bastante utilizada na ecologia de comunidades baseada na teoria do nicho ecológico é a de traços funcionais, que trabalha as relações entre traços, gradientes ambientais, interações entre espécies e performances de desempenho (McGill et al., 2006). O fitoplâncton é ideal para implantar estudos baseado nessa abordagem devido aos múltiplos traços já bem definidos, rápido tempo de geração e por ser excelente para modelagem (Litchman et al., 2007). Abordagens baseadas em traços funcionais da comunidade fitoplanctônica são projetadas para um grupo de espécies com propriedades fisiológicas, morfológicas e ecológicas similares, indicando, assim, as estratégias ecológicas ideais para certas condições de habitat (Reynolds, 2006; Naselli-Flores & Barone, 2012).
Classificações morfo-funcional do fitoplâncton são cada vez mais utilizadas em estudos ecológicos de diferentes ecossistemas aquáticos (Reynolds, 1994, Reynolds et al., 2002; Salmaso & Padisák, 2007; Litchman & Klausmeier, 2008; Kruk et al., 2010). A abordagem de traços funcionais apresentado por Litchman & Klausmeier, 2008, classifica os traços do fitoplâncton por função ecológica (reprodução, aquisição de recursos, evitar predadores) e por tipo (morfológico, fisiológico, comportamental e história de vida). Esses traços variam em um gradiente ambiental e sofrem vários mecanismos estruturadores da comunidade (Litchman & Klausmeier, 2008). Classificações baseadas em características morfológicas e funcionais são poderosos preditores da dinâmica ecossistêmica (Reynolds & Irish, 1997; McGill et al. 2006; Brasil & Huszar, 2011).
Eventos climáticos extremos e a dinâmica fitoplanctônica
Eventos hidrológicos alteram as condições físicas e químicas da água, sendo reconhecidos como direcionadores da estrutura e dinâmica fitoplanctônica (Huszar & Reynolds 1997; Naselli-Flores & Barone, 2000, Medeiros et al., 2015). Apesar de características hidrológicas distintas entre reservatórios e lagos naturais, os mecanismos seletivos do fitoplâncton não são, de fato, diferentes nas respostas à flutuação de disponibilidade de recursos (Reynolds, 1999). Nestes sistemas, há uma marcada heterogeneidade espacial na produtividade fitoplanctônica devido aos gradientes longitudinais da morfologia da bacia, velocidade de fluxo, tempo de residência, sólidos em suspensão, luz e disponibilidade de nutrientes (Thornton et al., 1990). As variações verticais devido à presença ou não de estratificação da coluna d’água também
18 interferem na disponibilidade destes recursos (luz e nutrientes) e, consequentemente, nos atributos da comunidade fitoplanctônica (Becker et al., 2010).
Devido às mudanças climáticas, há uma forte necessidade em se conhecer como alterações no clima e nas condições ambientais podem afetar a estrutura trófica e a função dos ecossistemas. Alterações na temperatura, aumento do dióxido de carbono atmosférico e aumento na frequência e intensidade de eventos extremos (seca e inundações) são considerados os principais estressores que contribuem para as mudanças climáticas (Woodward et al., 2010). De acordo com o Painel Intergovernamental sobre Mudanças Climáticas (IPCC), as regiões semiáridas tropicais estão entre as que mais sofrerão com o aquecimento global da Terra (IPCC, 2014), onde as previsões mostram um aumento na frequência e intensidade das secas (Marengo et al., 2009; Roland et al., 2012). Estas regiões são caracterizadas por altas temperaturas e precipitação anual inferior à evapotranspiração potencial, levando a um déficit hídrico durante a maior parte do ano, o que influencia diretamente na disponibilidade e a qualidade da água da região (Barbosa et al., 2012; Figueiredo & Becker, 2018).
A comunidade fitoplanctônica desenvolveu várias estratégias adaptativas referentes a mudanças nas condições ambientais. Como o fitoplâncton responde às mudanças climáticas depende de sua plasticidade fenotípica e a adaptação de organismos dentro das populações (Schimidt et al., 2018). Muitas espécies podem tolerar mudanças nas concentrações de carbono (Raven et al., 2011), outras como dinoflagelados, crisofíceas e criptofíceas, podem mudar suas estratégias nutritivas para mixotrofia dependente de recursos limitantes (Ward et al., 2011, Unrein et al., 2014). Quantificar o papel que cada resposta tem na adaptação do fitoplâncton é um campo crescente em estudos experimentais.
O grau de eutrofização dos lagos e reservatórios também constitui relevância para o fitoplâncton, quanto maior o grau de trofia maior a biomassa fitoplanctônica, principalmente de grupos de cianobactérias potencialmente tóxicas e formadora de florações (Naselli-Flores et al., 2007, Paerl & Otten, 2013). A eutrofização é caracterizada como um processo de enriquecimento dos ecossistemas aquáticos por aumento nas concentrações de nutrientes, principalmente nitrogênio e fósforo (Dodds et al., 2009), porém o grau de eutrofização pode ser agravado por atividades antrópicas, como por exemplo, poluição pontual e difusa (Dodds et al., 2009, Paerl & Otten, 2013).
Além disso, alterações nos padrões de temperatura e precipitação podem ter consequências diretas e indiretas no processo de eutrofização e na comunidade
19 fitoplanctônica, como redução da diversidade de espécies e floração de cianobactérias potencialmente tóxicas que afetam a qualidade da água (Jeppesen et al., 2015).
Estudos sobre a dinâmica fitoplanctônica em regiões áridas e semiáridas mostram a relevante importância das condições ambientais e dos fatores físicos para a estrutura da comunidade (Naselli-Flores & Barone, 2005; Zohary et al., 2010, Costa et al., 2018). O regime de luz possui profundo impacto sobre a dinâmica do fitoplâncton e a dominância de espécies depende de fatores chave como intensidade de luz, profundidade da coluna d’água e regime de mistura (Huisman & Weissing 1994, Zohary et al., 2010).
Eventos de seca podem levar à redução no nível da água, afetando os principais recursos para o fitoplâncton, concentrando nutrientes em um menor volume de água e reduzindo a transparência da água, seja pelo auto sombreamento da biomassa de algas e/ou cianobactérias ou pelo aumento da turbidez inorgânica de material particulado, devido à ressuspensão de sedimento para a coluna d’água (Costa et al., 2016). A literatura mundial aponta que essas condições ambientais são favoráveis para a dominância de cianobactérias (Moss et al., 2001; Soares et al., 2013, Jeppesen et al., 2015, Brasil et al., 2016). Porém um novo cenário vem sendo observado na região semiárida brasileira nos eventos de seca prolongada, o nível crítico hídrico desfavorece o grupo de cianobactérias, havendo maior contribuição de algas eucariontes adaptadas a baixa luz e com metabolismo mixotrófico (Medeiros et al., 2015, Costa et al., 2016, 2019).
Diante desse cenário de mudanças climáticas, propomos um modelo teórico onde a redução volume dos reservatórios e lagos rasos aumenta o grau de trofia (i.e oligotrófico/mesotrófico para eutrófico/hipereutrófico), e a concentração da turbidez inorgânica e material suspenso particulado alteram a composição da comunidade fitoplanctônica. Em maiores volumes de água e menor concentração de nutrientes, os grupos fitoplanctônicos favorecidos seriam as algas verdes (clorofíceas) e algas mixotróficas (e.g. crisofíceas) que são adaptadas à limitação por nutrientes e possuem uma maior demanda por luz. A redução do nível de água, com eventos regulares de seca, aumenta os níveis de eutrofização tornando um ambiente propício para o estabelecimento de florações de cianobactérias potencialmente tóxicas (Cylindrospermopsis raciborskii, Microcystis aeruginosa) afetando a biodiversidade aquática desses ambientes. Porém, inferimos que existe um nível crítico de volume de água em eventos extremos de seca, como seca prolongada, aumentando a turbidez
20 inorgânica do sistema, com redução brusca da disponibilidade de luz. Neste caso, favorecendo grupos das diatomáceas e de espécies flageladas com metabolismo mixotrófico (criptofíceas), apesar da alta concentração de nutrientes. O mecanismo por trás disso provavelmente é o aumento da biomassa fitoplanctônica sedimentada como fonte de carbono para a comunidade de bactérias heterotróficas, que por sua vez são consumidas pelas espécies fitoplanctônicas que podem mudar a estratégia nutritiva de autotrofia para heterotrofia via fagocitose (i.e. mixotrofia) (Fig. 1).
Fig. 1 Esquema do modelo teórico da mudança da composição da comunidade fitoplanctônica em resposta ao grau de eutrofização e concentração da turbidez inorgânica devido à redução da capacidade máxima de volume de reservatórios e lagos rasos. O azul representa um ambiente com baixa disponibilidade de nutrientes e alta disponibilidade de luz, a área verde representa um ambiente eutrofizado com alta biomassa de cianobactérias e a área marrom representa um ambiente com baixa disponibilidade de luz e alta turbidez inorgânica de material em suspensão particulado devido a ressuspensão do sedimento para a coluna d’água. A linha vermelha pontilhada representa um nível crítico de nível de água dos reservatórios e lagos rasos.
Mixotrofia como importante traço funcional do fitoplâncton
A mixotrofia é uma estratégia nutricional que combina autotrofia e heterotrofia em um mesmo organismo, envolvendo o uso de luz para produzir energia química e a capacidade de ingestão e digestão de compostos orgânicos (Sanders, 1991, Jones, 1997). Esta estratégia nutricional é um importante traço funcional fitoplanctônico no qual representa uma vantagem adaptativa quando as condições ambientais são limitantes (i.e. baixa concentração de nutrientes e/ou baixa disponibilidade de luz) (Rothhaupt, 1996). Antigamente se acreditava que as algas eram autotróficas obrigatórias, porém estudos
21 recentes mostram que muitas espécies de fitoplâncton possuem metabolismo mixotrófico e argumentam que esta estratégia pode ser mais regra do que exceção tanto em ambientes marinhos como em ecossistemas continentais (Mitra et al., 2014; Ward & Follows, 2016; Stoecker et al., 2017; Gerea et al., 2018), podendo contabilizar de 50% a 95% da bacterivoria total nos oceanos (Unrein et al., 2007, 2014; Hartmann et al., 2012, Mitra et al., 2013).
A combinação de estratégias nutricionais mistas faz com que esses organismos possuam papéis de produtores e consumidores, e isto é refletido em efeitos na estrutura e dinâmica trófica aquática, no fluxo de carbono e nutrientes se relacionando com processos ecossistêmicos e manutenção da biodiversidade (Sinistro et al., 2006, Beisner et al., 2019). Portanto, é relevante incorporar a mixotrofia em modelos biogeoquímicos, Os principais fatores que influenciam a contribuição relativa da nutrição autotrófica
versus heterotrófica nos organismos mixotróficos é a fisiologia da própria espécie e as
condições ambientais (Hansen, 2011). Apesar de ser uma estratégia adaptativa que confere uma vantagem competitiva, ela representa um custo energético alto aos organismos.
A mixotrofia é frequentemente observada em criptofíceas, crisofíceas, primnesiofíceas e dinoflagelados, mas raramente é observada em clorofíceas, e devido a esses grupos apresentarem pelo menos um flagelo em suas estruturas, podemos nos referir a eles como fitoflagelados mixotróficos (Selosse et al., 2017). Fitoflagelados mixotróficos juntamente com nanoflagelados heterotróficos representam uma fração muito relevante na bacterivoria total nos ecossistemas aquáticos (Unrein et al., 2007; Gerea et al., 2018), e possuem uma ampla gama de comportamentos e habilidades na aquisição de carbono para energia ou crescimento celular (Stoecker et al., 2017). Fitoflagelados estão amplamente distribuídos em ambientes aquáticos, e nos últimos 30 anos vem sendo amplamente estudado em ecossistemas continentais, confirmando sua atividade heterotrófica com a utilização de presas fluorescentes ingeridas como um método para estimar mixotrofia (Floder et al., 2006; Saad et al., 2016; Anderson et al., 2017).
Estudos com o tema da mixotrofia vêm crescendo e se tornando um hot topic na ecologia aquática devido sua importância nos processos e funções ecossistêmicas. Porém, apesar da mixotrofia ser reconhecida atualmente como comum, estando presente em todos os ambientes e numa grande diversidade de espécies planctônicas (Selosse et al., 2017) ainda é difícil quantificar seus efeitos e contribuição para os ecossistemas
22 aquáticos devido à falta de informações (Ward & Follows, 2016; Stoecker et al. 2017, Beisner et al., 2019). Uma razão para isso é a dificuldade de medir quais células estão ingerindo e acessar qual a contribuição da heterotrofia desses organismos mixotróficos.
São necessárias estimativas através do tempo e espaço para avaliar quais as condições ambientais e/ou habitats que podem favorecer a mixotrofia. Existem algumas metodologias propostas para se estudar o grazing de protistas com a finalidade de quantificar o impacto de protistas na comunidade bacteriana. Dentre elas podemos citar estudos manipulando a comunidade por métodos de filtrações, inibição e diluição, utilizando presas marcadas fluorescentemente para quantificação de taxas de ingestão e estimativas da atividade mixotrófica (Tabela 1).
Os métodos utilizados em pesquisas com mixotrofia têm suas origens em abordagens que foram desenvolvidas para estudar e distinguir a heterotrofia e a autotrofia (Beisner et al., 2019). Devido a essa variedade de metodologias os resultados de vários estudos não podem ser diretamente comparáveis, porém pode-se fazer observações gerais sobre o impacto do grazing de protistas na comunidade bacteriana (Medina et al., 2017).
Tabela 1 – Metodologias propostas para estudar grazing em protistas
Método Presas Quantificação Referência
Diluição FLB, FLA CF Landry et al. 1995
Fracionamento de tamanho BH ME Wright and Coffin,
1984
Inibidores metabólicos BH ME Sherr et al., 1986
Ingestão de
presas lábeis fluorescentemente
FLA, FLB, RLB, FMP ME e CF Vazquez-Dominguez et al., 1999, Hollibaugh et al., 1980)
Marcadores de vacúolos digestivos FLA, FLB, RLB, FMP
ME e CF Sintes & del Giorgio, 2010,
Anderson et al., 2017
FLB = bactérias lábeis fluorescentes, FLA = autótrofos lábeis fluorescentes, BH = bactérias heterotróficas, RLB = bactérias lábeis radioativas, FMP = beads de látex. CF = citometria de fluxo, ME = microscopia de epifluorescência.
O método mais comum para se quantificar grazing é o uso de microscópio de epifluorescência para observar presas (naturais ou artificiais) marcadas
23 fluorescentemente ingeridas pelos protistas (Unrein et al., 2007; McKie-Krisberg et al., 2014; Saad et al., 2016), o uso de presas marcadas permite o cálculo de taxas de ingestão específica por cada protista em incubações de curto tempo de duração ou de longo tempo por desaparecimento utilizando medidas em microscópio de epifluorescência. Além disso, pode ser usado para identificar características morfológicas das espécies (e.g. posição dos cloroplastos, forma geral, presença e forma da lórica). Apesar de comumente usada em estudos de ingestão de presas, essa metodologia requer um longo tempo em microscópio e treinamento de pessoas qualificadas.
Portanto, é necessário incluir e combinar novas metodologias que permitam obtenção de resultados acurados mais ágeis, desta maneira mais experimentos e mais amostras ambientais poderiam ser analisadas promovendo mais informações em um menor intervalo de tempo. Entretanto, não existem ainda protocolos consolidados. Sugerimos que a citometria de fluxo pode ser uma alternativa para quantificar mixotrofia rotineiramente devido sua alta capacidade de quantificar e distinguir milhares células em minutos através da fluorescência de pigmentos das células dos organismos, heterótrofos podem ser identificados usando corantes de DNA (fluorescência verde) e autótrofos através da autofluorescência de seus pigmentos próprios.
Outra abordagem que pode ser utilizada para estudar a atividade mixotrófica é a identificação de vacúolos digestivos de protistas que estão atuando heterotroficamente. Essa metodologia consiste em marcar os vacúolos digestivos utilizando fluorocromos, os mais usuais são LysoSensor Blue DND-167 (Carvalho & Granéli, 2006) e LysoTracker Green (DND-26) (Sintes & del Giorgio, 2010; Anderson et al., 2017). Esse método depende da acidificação dos vacúolos digestivos (lisossomos) dos protistas para a digestão de presas ingeridas.
Já estão sendo proposta novas alternativas como a análise de estudos de genômica e metagenômica para indicar o potencial para mixotrofia em protistas. Estudos genômicos são capazes de identificar mudanças na expressão de genes durante a alternância de autotrofia para a heterotrofia (Liu et al., 2015). Métodos futuros vão se beneficiar dos avanços que vêm sendo feitos em nanotecnologia, micromanipulação e microscopia combinada com isótopos estáveis e estudos genômicos (Beisner et al., 2019).
24 É importante compilar dados para observar o que vêm sendo realizado em estudos sobre mixotrofia em protistas, e analisar as lacunas de conhecimentos de forma a preenchê-las. Nesse sentido, teremos mais dados efetivos que nos permita entender melhor sobre essa forma mista de nutrição, e promover novas metodologias capazes de facilitar os estudos nessa área, melhores estimativas vão permitir modelos mais confiáveis para predizer mudanças nos ambientes aquáticos.
O estudo da mixotrofia implica em mudanças paradigmáticas da forma de como se compreende a ecologia das teias tróficas aquáticas, em particular em ecossistemas aquáticos continentais eutrofizados, isso é ainda mais crítico quando conectamos às alterações das condições ambientais em um mundo que enfrenta rápidas mudanças climáticas.
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31
CAPÍTULO 1
EXTREME DROUGHT FAVORS POTENTIAL MIXOTROPHIC ORGANISMS IN TROPICAL SEMI-ARID RESERVOIRS
Mariana R. A. Costa1, Rosemberg F. Menezes 2,3, Hugo Sarmento4, José L. Attayde2, Leonel da S.L.
Sternberg5 & Vanessa Becker1,6
1Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Programa de Pós-Graduação em Ecologia,
Natal, RN, Brazil.
2Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Departamento de Ecologia, Natal, RN, Brazil. 3 Universidade Federal da Paraíba (UFPB), Campus II, Departamento de Fitotecnia e Ciências
Ambientais, Areia, PB, Brazil.
4Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), Departamento de Hidrobiologia, São Carlos – SP,
Brazil.
5Department of Biology, University of Miami, Coral Gables, Florida, USA
6Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Departamento de Engenharia Civil, Natal, RN,
Brazil.
Corresponding author: E-mail: [email protected]
Publicado na edição especial da Hydrobiologia – Phytoplankton & Biotic Interactions
45
CAPÍTULO 2
EFFECTS OF INORGANIC TURBIDITY AND LIGHT IN THE COMPETITION BETWEEN A BLOOM-FORMING
CYANOBACTERIA AND A MIXOTROPHIC PHYTOFLAGELLATE
Mariana R. A. Costa1, Henrique Miceli Gonçalves2, Inessa Lacativa Bagatini3 Fernando Unrein4, Vanessa Becker1,5 & Hugo Sarmento2.
1Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Programa de Pós-Graduação em
Ecologia, Natal, RN, Brazil.
2Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), Departamento de Hidrobiologia, São Carlos
– SP, Brazil.
3 Universidade Federal de São Carlos (UFSCar), Departamento de Botânica, São Carlos – SP,
Brazil.
4 Instituto de Investigaciones Biotecnológicas (IIB-INTECH) – Instituto Tecnológico de
Chascomús – CONICET. Chascomús, Argentina.
1,5 Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN), Departamento de Engenharia Civil,
Natal, RN, Brazil
Corresponding author: E-mail: [email protected]
