FUNDAÇÃO EDUCACIONAL MIGUEL MOFARREJ FACULDADES INTEGRADAS DE OURINHOS
CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA
ROVET – CLÍNICA VETERINÁRIA IPAUSSU (SP)
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA NA CIDADE DE BAURU E REGIÃO
THAÍS DE OLIVEIRA CARDOSO
OURINHOS - SP
2015
THAÍS DE OLIVEIRA CARDOSO
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA
ROVET – CLÍNICA VETERINÁRIA IPAUSSU (SP)
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA NA CIDADE DE BAURU E REGIÃO
OURINHOS - SP 2015
Relatório de estágio Supervisionado (Parte I) e Tema de Conclusão de Curso (Parte II) apresentado ao Curso de Medicina Veterinária Roque Quagliato das FIO – requisito parcial para obtenção do título de Médico Veterinário.
Orientador: Luiz Daniel de Barros
THAÍS DE OLIVEIRA CARDOSO
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA ROVET – CLÍNICA VETERINÁRIA
IPAUSSU (SP)
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA NA CIDADE DE BAURU E REGIÃO
Esta monografia foi julgada e aprovada para obtenção do título de Médico Veterinário, no curso de Medicina Veterinária Roque Quagliato, das Faculdades Integradas de Ourinhos.
Ourinhos, Novembro de 2015.
BANCA EXAMINADORA
Prof. Izidoro Francisco Sator Faculdade de Medicina
Veterinária Roque Quagliato - FIO
Prof. Felipe Romão Gazza Faculdade de Medicina
Veterinária Roque Quagliato - FIO ORIENTADOR: Prof. Luiz Daniel de Barros
Faculdade de Medicina Veterinária Roque Quagliato - FIO
Profa. Cláudia Yumi Matsubara R. Ferreira
Coordenadora do Curso de Medicina Veterinária Roque Quagliato
Dedico este trabalho primeiramente a Deus, que me deu forças e saúde para que o pudesse fazer, e aos meus pais, Anderson e Tânia, que sem eles nada disso seria possível.
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, pelo fim de mais essa etapa da minha vida que pude enfrentar com saúde e esforço, dou graças a ti, Senhor, pelos sonhos que se concretizam. Porque dele, e por meio dele, e para ele são todas as coisas. Agradeço por nunca me deixar esquecer mesmo em meio às dificuldades, que sou uma de suas escolhidas.
Aos meus pais Anderson e Tânia, que me deram o dom da vida, que nunca mediram esforços para que eu pudesse realizar meu grande sonho, mesmo que se fosse pra deixar os seus de lado, mas que nunca deixaram faltar dedicação, carinho e amor. Obrigado por todo esforço em mim investido, espero usa-lo da forma mais honrosa possível.
As minhas irmãs, Maria Cecília e Letícia, pelo apoio, carinho, compreensão e incentivo desde o início, sempre acreditando em mim e no meu potencial.
Aos meus cunhados, Paulo Danilo e Hugo, pelo incentivo, pelos inúmeros conselhos, sempre querendo me ver crescer e me ver fazendo o que gosto.
Ao meu querido sobrinho, João Lucas, que com toda sua inteligência me questionava sobre assuntos difíceis de explicar para uma criança, mas, que por suas curiosidades fui desfrutando desses assuntos com uma visão diferente.
Agradeço também por ser a alegria da nossa família.
Ao meu noivo Francisco, daqui alguns dias marido, que desde o início me fez acreditar que era possível chegar onde eu queria através do meu próprio esforço e dedicação, ele que sempre esteve ao meu lado me colocando pra cima em dias cansados e tristes, obrigada pelo apoio, carinho e amor.
Aos meus avós, Florico e Benedita, que me deram e ainda me dão muito apoio nessa nova fase, eles sempre preocupados com a faculdade, com os estudos, com as provas, mais do que ninguém.
Ao meu avô, Jurandir (guardado no meu coração), que antes mesmo do início da faculdade, já sabia do meu sonho e se orgulhava da futura neta veterinária.
A minha família Oliveira Cardoso, que desde o início confiaram a mim, àqueles que têm animais, a saúde de seus peludinhos, e os que não, incentivando e apoiando em todos os momentos, quando precisei de pouso, de carona, de almoço, eles sempre estavam dispostos a ajudar.
Aos meus amigos-irmãos de classe, Lillian, Laís, Leonardo, Renan e Eliseu, pelo companheirismo, pela amizade, carinho e cumplicidade todos esses anos.
As minhas amigas de infância, Taís, Tatiane, Jacqueline, Maria Cláudia, Camila Marelli e Camila Martins, que me apoiaram desde o início, e mesmo de longe me mandavam mensagens de carinho, e as que estavam perto indicando para outras pessoas, pedindo socorro para atender o cachorro da tia, e que também
confiavam seus animaizinhos a mim, mesmo que esse fosse meio exótico, como um rato, que ao final ficaram todos 100%, obrigada pela confiança.
A todos os professores que passaram por nós, que contribuíram quase por inteiro da nossa formação, e que são responsáveis por nosso aprendizado, que sempre serão lembrados, da aula de um, da prática de outro, das dicas e conselhos. Se somos melhores hoje, é graças ao trabalho de vocês! Obrigada, queridos professores!
A todos os colegas de sala, obrigada por fazerem parte da minha história acadêmica, sem vocês não teria sido perfeito, como foi. Desejo muito sucesso a todos.
Ao Doutor Rodrigo G. Dalio, que em pouco tempo de convivência, confiou no meu trabalho e muito me incentivou para meu crescimento como profissional, agradeço por tudo que está me proporcionando.
A Doutora Bárbara Marchi Semeghini, que me ensinou na prática, a rotina de um laboratório de análises clínicas, sessões de acupuntura e fisioterapia, com ela aprendi muitas coisas, então vai aqui meu sincero agradecimento.
Em especial, ao meu orientador, Luiz Daniel, que mesmo de longe me ajudou, aconselhou, correu contra o tempo junto comigo, sempre de prontidão e disposto a fazer sempre o melhor.
Obrigada a todos, que colaboraram para que meu sonho se tornasse realidade, espero poder atendê-los sempre que precisarem, e o farei com muito amor e carinho.
“Que os vossos esforços desafiem as impossibilidades, lembrai-vos de que as grandes coisas do homem foram conquistadas do que parecia impossível.”
Charles Chaplin
Parte I: RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA
ROVET CLÍNICA VETERINÁRIA – IPAUSSU (SP)
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA
NA CIDADE DE BAURU E REGIÃO
CARDOSO, Thaís de Oliveira
Ocorrência de Leishmaniose Visceral Canina na cidade de Bauru e região – Ourinhos – 2015
51f. 30cm
Monografia (Trabalho de Conclusão de Curso de Medicina Veterinária) – Faculdades Integradas de Ourinhos, 2015.
Orientador: Luiz Daniel de Barros
1. Leishmania infantum. 2. Zoonose. 3. Sorologia.
4.Ocorrência
SUMÁRIO
Parte I: RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA – ROVET CLÍNICA VETERINÁRIA – IPAUSSU
(SP)
1. INTRODUÇÃO...1
2. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS...9
2.1. Casuísticas...10
3. CONSIDERAÇÕES FINAIS...15
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA NA CIDADE DE BAURU (SP) – REVISÃO DE LITERATURA RESUMO...17
ABSTRACT...18
1. INTRODUÇÃO...19
2. REVISÃO DE LITERATURA...20
2.1. Agente etiológico...20
2.2. Ciclo Biológico...20
2.3 Epidemiologia...21
2.4 Patogenia...21
2.5. Manifestações clínicas...22
2.6. Diagnóstico...23
2.7. Diagnóstico diferencial...26
2.8. Tratamento...26
2.9 Prevenção e Controle...27
3. MATERIAIS E MÉTODOS...28
3.1. Área de estudo...28
3.2. Descrição dos animais...29
3.3.Testes sorológicos para o diagnóstico...29
3.4. Variáveis analisadas...29
4. RESULTADOS...30
5. DISCUSSÃO...33
6. CONCLUSÃO...35
7. REFERÊNCIAS...36
LISTA DE FIGURAS
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA – ROVET CLÍNICA VETERINÁRIA – IPAUSSU
(SP)
Figura 1: Vista da fachada da Clínica Veterinária Rovet...1
Figura 2: Vista da recepção...2
Figura 3: Vista de diversos ângulos da loja...2
Figura 4: Vista parcial do ambulatório de avaliação clínica...3
Figura 5: Vista parcial do ambulatório de preparação e observação de pós- operatório...4
Figura 6: Vista da sala de revelação do Raio X...4
Figura 7: Vista da sala de limpeza e esterilização do material cirúrgico...5
Figura 8: Vista do Centro Cirúrgico...6
Figura 9: Vista do aparelho de Raio X...6
Figura 10: Vista do armário de armazenamento de materiais...7
Figura 11: Vista da sala de internação...8
Figura 12: Vista da sala de internação de animais isolados por doenças infectocontagiosas...8
Figura 13: Vista da área de passeio com os animais ...9
LISTA DE TABELAS
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA – ROVET CLÍNICA VETERINÁRIA – IPAUSSU
(SP)
Tabela 1 – Número de casos clínicos acompanhados em cães e gatos durante o estágio curricular supervisionado, realizado no período de 01 de agosto a 30 de outubro de 2015, dividindo as enfermidades em porcentagem, casuísticas e a espécie animal acometida. Rovet, Ipaussu - SP, 2015...11 Tabela 2 – Número de procedimentos cirúrgicos acompanhados em cães e gatos durante o estágio curricular supervisionado, realizado no período de 01 de agosto a 30 de outubro de 2015, dividindo as cirurgias em porcentagem, casuísticas e a espécie animal acometida. Rovet, Ipaussu - SP, 2015...13
LISTA DE GRÁFICOS
Parte I: ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM MEDICINA VETERINÁRIA – ROVET CLÍNICA VETERINÁRIA – IPAUSSU
(SP)
Gráfico 1 – Comparação entre os atendimentos clínicos, procedimentos cirúrgicos e imunização no período de 01 de agosto a 30 de outubro no estágio curricular supervisionado na Rovet Clínica Veterinária...10
LISTA DE GRÁFICOS
Parte II: OCORRÊNCIA DE LEISHMANIOSE VISCERAL CANINA NA CIDADE DE BAURU E REGIÃO
Gráfico 1: Comparação geral do número de animais positivos e negativos para Leishmaniose...30 Gráfico 2: Comparação dos meses de Janeiro a Julho dos animais positivos e negativos para Leishmaniose...30 Gráfico 3: Comparação de acordo com faixa etária dos animais positivos e negativos para Leishmaniose...31 Gráfico 4: Comparação entre sexos dos animais positivos e negativos para Leishmaniose...31 Gráfico 5: Comparação entre animais com raça definida e sem raça definida dos animais positivos e negativos para Leishmaniose...32
LISTA DE ABREVIAÇÕES
LVC – Leishmaniose visceral canina
FMVZ – Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia QBC – Quantitative Buffy Coat
TR – Teste rápido
DPP® - Dual Plath Plataform
IGBE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística RIFI – Reação de Imunofluorescência Indireta
MS – Ministério da Saúde
MAPA – Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento CFMV – Conselho Federal de Medicina Veterinária
SRD – Sem Raça Definida
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RESUMO
Leishmaniose Visceral Americana ou Calazar, é uma doença infecciosa de caráter zoonótico e de distribuição mundial. A situação atual da Leishmaniose no território brasileiro é de frequente crescimento e expansão geográfica, sendo em 19 estados brasileiros desde a década de 80.
Segundo dados da Secretaria Municipal de Saúde da cidade de Bauru, o primeiro caso foi notificado no início do ano de 2002 e o segundo foi notificado pela FMVZ de Botucatu, residentes da cidade de Bauru. E a partir de 2003 foram relatados casos em humanos e animais todos os anos. O mosquito transmissor da doença migrou da mata para as casas, proporcionando um grande problema que se espalhou. Neste trabalho foi realizada a análise do resultado dos exames sorológicos de trezentos e treze cães com objetivo de determinar a ocorrência de anticorpos anti Leishmania infantum em cães atendidos em clínicas veterinárias da região de Bauru, tendo como resultado uma alta incidência de anticorpos anti-L. infantum circulantes em cães de Bauru e região.
Palavras-chave: Leishmania infantum. Zoonose. Sorologia. Ocorrência.
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ABSTRACT
American Visceral Leishmaniasis or kala-azar, is an infectious disease of zoonotic character and worldwide distribution. The current situation of leishmaniasis in Brazil is in frequent growth and geographic expansion, happening in 19 Brazilian states since the 80’s. According to Municipal Health Secretariat from the city of Bauru, the first case was reported at the beginning of 2002 and the second was notified by FMVZ from Botucatu city, residents of Bauru. And since 2003 there have been reported cases in humans and animals every year. The mosquito that transmits the disease migrated from the forest to the houses, providing a major problem which has spread. This work was carried out to analyze the results of serological tests of 313 dogs in order to determine the occurrence of anti Leishmania infantum antibodies in dogs presented to veterinary clinics in Bauru, resulting in a high incidence of anti-L. infantum current in dogs from Bauru and its region.
Keywords: Leishmania infantum. Zoonosis. Serology. Occurrence.
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1. INTRODUÇÃO
A Leishmaniose Visceral Canina é uma doença infecciosa considerada crônica, não contagiosa, causada pelo protozoário Leishmania spp, e do subgênero Leishmania, sendo no Brasil causada pela Leishmania (L.) infantum, transmitida através da picada de um flebotomínio infectado (FIGUEIRA, 2009).
Conhecida também por Leishmaniose Visceral Americana ou Calazar, é uma doença infecciosa de caráter zoonótico e de distribuição mundial. Possue um ciclo biológico heteroxênico, ou seja, necessita de dois hospedeiros, um vertebrado, representado por cães silvestres e domésticos, além de roedores e humanos, e de um invertebrado, representado pelo inseto vetor (RODRIGUES, 2012).
No início, essa doença concentrava-se em áreas rústicas ou em pequenas localidades rurais, porém, hoje em dia está disseminada em grandes e médios centros urbanosdo norte, e agora no sul e oeste do Brasil (HARHAY, 2011), e se não tratada, pode evoluir para óbito em pouco tempo após o aparecimento dos sinais clínicos (SÃO PAULO, 2004). Com a mudança do quadro epidemiológico da leishmaniose para os grandes centros urbanos, foi possível esclarecer o alto adensamento populacional humano e canino nas periferias, o processo da verticalização das cidades é constante, e o estado imunológico da população é alterado, por conta de fatores como estresse, desnutrição, drogas, enfermidades transmissíveis, dentre elas, o HIV (NAVEDA, et.al. 2006).
A situação atual da Leishmaniose no território brasileiro é de frequente crescimento e expansão geográfica, sendo registrado em 19 estados brasileiros desde a década de 80, e a partir de 2003 todas as Unidades Federadas registraram casos de Leishmaniose (ALVES et.al., 2008).
Os primeiros registros do agente transmissor, Lutzomyia longipaplpis no estado de São Paulo, foi na década de 70, em pequenas regiões, formadas pela extensão da Serra da Mantiqueira a leste do estado de São Paulo. A partir daí, em meados de 1997 o protozoário foi descoberto na região oeste do estado, na cidade de Araçatuba, seguida do encontro da infecção por L.infantum em cães em 1998, e a ocorrência de casos humanos em 1999. Com
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isso, a doença passou a ser registrada em diversas regiões com transmissão unicamente urbana (D’ANDREA, 2008).
Segundo dados da Secretaria Municipal de Saúde da cidade de Bauru, o primeiro caso foi notificado no início do ano de 2002, em uma clínica particular, em um animal residente no bairro Higienópolis. O segundo caso foi notificado pela FMVZ de Botucatu, residentes da cidade de Bauru. E a partir de 2003 foram relatados casos em humanos e animais todos os anos (SMS/Bauru, 2013).
Este estudo teve como objetivo determinar a ocorrência de anticorpos anti Leishmania infantum em cães atendidos em clínicas veterinárias da região de Bauru.
2. REVISÃO DE LITERATURA 2.1. Agente Etiológico
As leishmanioses são um grupo de doenças causadas pelo protozoário do gênero Leishmania (D’ANDREA, 2008), subdivididas em dois subgêneros, Leishmania e Viannia, causadoras de doenças cutâneas, mucocutâneas e viscerais em cães, seres humanos e outros mamíferos (BAIÃO, 2010). O agente etiológico da leishmaniose visceral é a L. infantum, espécie semelhante à L. donovani, encontrada em alguns países do Mediterrâneo e da Ásia (GONTIJO, 2004).
A L. infantum é um protozoário tripanosomatídeo parasita intracelular obrigatório do sistema fagocítico mononuclear, que possui apenas uma forma aflagelada (amastigota) e uma flagelada (promastigota) (BRASÍLIA, 2006).
No ciclo de transmissão da doença, os reservatórios são os cães selvagens e domésticos e duas são as espécies de flebotomíneos predominantes são: Lutzomyia longipalpis e L. cruzi (ALMEIDA, 2012).
2.2. Ciclo Biológico
O principal meio de transmissão da Leishmaniose Visceral Canina ocorre através da picada do inseto flebotomíneo, na maioria das vezes fêmea, da família Psychodidae, subfamília Phlebotominae, de L. longipalpis, mais conhecido como “mosquito-palha”, “birigui” ou “tatuquira”, que conduzem as
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formas promastigotas, ingeridas junto com o sangue para animais susceptíveis ou para humanos (SONODA, 2007).
A transmissão acontece pela picada da fêmea, que na sua fase adulta pica os mamíferos para se alimentarem. Têm o hábito noturno, mas podem também picar durante o dia. Nos flebótomos, o agente vive fora da célula, no lúmen do trato digestivo em forma amastigota, ingeridas durante o repasto sanguíneo, onde ali se diferenciam das flageladas sendo inoculadas na pele dos mamíferos durante a picada. E o homem, por sua vez, passa a ser um hospedeiro acidental, não sendo importante para a manutenção dos parasitas (PIAZZOLLA, 2007).
2.3. Epidemiologia
A mudança do ciclo de transmissão, que antes era alta nas regiões silvestres e rurais, hoje também se desenvolve em grandes centros urbanos (GONTIJO, 2004). Alguns fatores prevalentes que contribuem para a alta incidência da leishmaniose e expansão para diversas regiões brasileiras, relacionados ao mau uso e ocupação de áreas de transição, formando favelas em péssimas condições de vida entre as zonas urbanas e rurais, resultando no desequilíbrio ambiental e consequentemente na entrada do vetor e mamíferos infectados em áreas isentas da doença (RODRIGUES, 2012). Esse fato ocorre devido a não eliminação rápida dos reservatórios, da diversidade epidemiológica das regiões afetadas, capacidade adaptativa do vetor, medidas insuficientes ou ineficazes para o controle vetorial, além de inúmeros fatores não conhecidos (SILVA, 2011).
2.4. Patogenia
A L. infantum se aloja em forma de amastigotas dentro do sistema fagocítico mononuclear, principalmente nas células de Kupffer do fígado, células reticulares e macrófagos presentes no baço, medula óssea e linfonodos do homem. Nos flebótomos, as leishmanias se desenvolvem até atingirem a forma flagelada, chamada de fase de promastigota (VIANA, 2013).
Estudos apontam a patogenia da leishmaniose como sendo baseada na resposta inadequada do sistema imunitário, que por sua vez desenvolve duas respostas, a humoral, com a produção de anticorpos e envolvimento dos
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linfócitos B, e a celular, com desenvolvimento de células T. Partindo desse ponto, o fator decisivo para evolução da doença acontece dependente do tipo de resposta que o animal desenvolve contra o parasita. Para manter o hospedeiro assintomático, a leishmaniose necessita da participação dos Th1, quando há uma resposta do tipo celular, para que os macrófagos consigam combater à infecção. Já os animais que desenvolvem a resposta do tipo humoral, com a presença de células Th2 e uma grande produção de anticorpos, desenvolvem um quadro severo e prognóstico reservado, devido à deposição de complexos imunes (PINHÃO, 2009).
2.5. Manifestações clínicas
As manifestações clínicas variam de animal para animal, condicionados pela imunidade de cada um, da cepa do protozoário inoculado e dos órgãos que forem afetados (RODRIGUES, 2012). Essa doença nos animais tem início muito duvidoso, com desenvolvimento lento e sistemicamente severo, cujas manifestações dependem inteiramente do estado do animal, que varia do aparente estado sadio a um severo estágio final (BRASÍLIA, 2006), assim sendo classificadas clinicamente, segundo RODRIGUES, 2012, como assintomáticos, oligossintomáticos e sintomáticos. Na maioria dos casos, os animais positivos para Leishmaniose são assintomáticos e não apresentarão sinais clínicos em nenhuma fase (BAIÃO, 2010), sendo esses casos mais comumente encontrados em áreas endêmicas (SONODA, 2007).
Quando inoculado, o agente pode causar três tipos de resposta no organismo do animal: 1) reação no local com consequente eliminação do parasito fagocitado; 2) fagocitose por macrófagos inativos (histiócitos) e interação entre parasita e hospedeiro com persistência no organismo de forma latente e por tempo indeterminado, a chamada fase assintomática; 3) fagocitose e multiplicação dos parasitos dentro dos macrófagos com distribuição para o sistema mononuclear fagocitário (VIANA, 2013).
As afecções dermatológicas são comumente encontradas nos animais, presentes de forma isolada ou em conjunto com outros sinais. A hiperqueratose é o sinal mais importante, quando ocorre o espessamento da camada epiderme e uma excessiva descamação da mesma, despigmentação e ressecamento dos focinhos e coxins como um sinal característico da doença (SAITO, 2008).
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Quadros de descamação nos pavilhões auriculares e região periocular, eczema, alopecia, rarefação pilosa, úlceras, nódulos intradérmicos na mufla, pina, onicocrifose sendo este último decorrente da presença do parasita na matriz ungueal, são comuns (RODRIGUES, 2012).
Animais que já estão com sinais dermatológicos, sem dúvidas irão apresentar quadros sistêmicos, uma vez que o parasito já se disseminou pelo corpo todo do animal antes de aparecer nas extremidades (RODRIGUES, 2012). Os sinais clínicos são inespecíficos, como febre, hepatoesplenomegalia discreta e palidez cutâneo-mucosa, tosse e diarreia. O quadro pode evoluir para hepatoesplenomegalia severa, persistência da febre, piora da palidez cutâneo-mucosa e emagrecimento contínuo (SANTA CATARINA, 2015). O estágio final da doença está relacionado com as manifestações viscerais que ocorrem com a migração do protozoário para as vísceras pela via sanguínea e linfática. A lesão renal é uma das principais causas de morte da Leishmaniose visceral canina. Os sinais neurológicos por encefalites, meningites, mielites também podem ser observados (BAIÃO, 2010).
2.6. Diagnóstico
Devido a grande diversidade de sinais e sintomas inespecíficos observados da doença, o diagnóstico clínico se torna impossível, sem o auxílio de exames laboratoriais (SONODA, 2007).
O método diagnóstico mais eficiente e confirmatório que existe é o exame direto de aspirado de baço, linfonodos ou medula óssea, porém, muito complexo e invasivo (VIANA, 2013). O material é coletado e depois é feito esfregaço sobre lâmina de vidro, sendo então fixado com metanol, por três minutos, e corado pela técnica de Giemsa, Leishman ou Wright, por 40 minutos, em média. As lâminas são avaliadas em microscópio, procurando as formas de amastigotas que podem estar dentro ou fora dos macrófagos; elas são formas arredondadas, com citoplasma azul pálido, núcleo excêntrico e cinetoplasto em forma de bastonete, de cor idêntica à do núcleo (SANTA CATARINA, 2015).
Hoje em dia a tecnologia permitiu o desenvolvimento de novos métodos capazes de avaliar de maneira eficaz a presença da Leishmania, e traçar meios de prevenção e controle da doença (VIANA, 2013).
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O teste sorológico e a cultura tecidual são exames auxiliares adicionais aos testes convencionais. Os sorológicos comprovam a presença de anticorpo, mas não necessariamente a doença ativa. Uma sorologia positiva em um cão com sinais clínicos característicos confirma fortemente o diagnóstico de leishmaniose, porém, uma sorologia negativa não descarta a possibilidade da doença (SAITO, 2008).
Métodos parasitológicos que envolvem a punção de órgãos, embora possua especificidade elevada, tem sensibilidade variada, sendo maior para baço (93-99%) do que para a medula óssea (53-86%) ou aspirados de linfonodos (53-65%) (GENEVA, 2010), podendo também ser encontrada no liquido sinovial (LIRA, 2005). A especificidade desse método é de 100%, porém, a sensibilidade depende muito de alguns fatores como o grau de parasitemia, o tipo de material biológico coletado e o tempo de leitura da lâmina, resultando 80% para os cães sintomáticos e menores ainda para cães assintomáticos (BRASÍLIA, 2006). Também não são úteis para realização de um levantamento epidemiológico que requer uma técnica fácil, rápida e segura (OLIVEIRA, 2009).
Outro procedimento parasitológico consiste na cultura in vitro de fragmentos de tecidos ou aspirados, inoculados em animais de laboratório, principalmente hamsters. Esse procedimento não é normalmente empregado, uma vez que é necessário um bom tempo para verificação do resultado (FARIA, et.al, 2012).
Uma técnica rápida e direta de fluorescência utilizada na identificação de parasitas hemáticos tem sido proposta para o diagnóstico da Leishmaniose Visceral Canina, o “Quantitative Buffy Coat” (QBC), que foi descrito devido à facilidade de coleta do material, execução e rapidez, e segundo o autor, deveria ser avaliada para programas de controle de reservatórios (LIRA, 2005).
Em 2011, foi preconizado pelo MS uma nova técnica prática e inovadora de triagem, o teste rápido DDP®, realizada através de imunoensaio cromatográfico para testes de diagnóstico rápido. O TR DPP® é um teste qualitativo para detecção de anticorpos anti-Leishmania que utiliza a proteína recombinante K28 (fragmentos K 26, K 39 e K9) como antígeno. Este novo método permitiu novas expectativas para diagnóstico e controle da doença ao agilizar o diagnóstico, proporcionando maior rapidez na eliminação de cães
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soropositivos, e consequentemente a diminuição dos casos humanos (FUNED, 2013).
Inúmeros são os testes sorológicos que podem ser utilizados, como fixação de complemento, aglutinação direta, imunofluorescência indireta (RIFI), imunoenzimático com diferentes modificações e western blot, entre outros. Os testes sorológicos ELISA e RIFI são os principais testes de diagnóstico utilizados na LVA humana e canina, empregados nos programas nacional e estadual de vigilância e controle da LVC para identificação de reservatórios infectados (LAURENTI, 2009).
A RIFI é uma técnica de fácil manipulação, utiliza o antígeno promastigotas de L. infantum fixadas na lâmina (OLIVEIRA, 2009). Porém, em grandes quantidades, a RIFI tem algumas desvantagens, com relação ao tempo para diagnóstico, pois a manipulação das lâminas para leitura é muito demorado e requer muito tempo quando há uma grande quantidade de análises para fazer, nos casos de inquéritos epidemiológicos. E também a sua especificidade, que apesar de ser a mais confiável, ela é prejudicada devido às reações cruzadas com doenças causadas por outros tripanossomos, como o agente causador da doença de Chagas, contudo, não deve ser utilizada como ferramenta conclusiva, principalmente em áreas endêmicas de Chagas (SONODA, 2007). É indicado para confirmação sorológica, em casos de animais que forem sujeitos ao sacrifício e que queiram uma contraprova (TÁVORA, et.al.2007).
O teste ELISA é uma técnica que permite detectar anticorpos ou antígenos, conforme o que se pretende. Baseia-se na reação antígeno- anticorpo, havendo uma última reação com um anticorpo marcado, que provoca uma reação colorida no caso do resultado ser positivo (PINHÃO, 2009). Um teste ELISA negativo não isenta a possibilidade do animai estar livre da doença, já que os testes sorológicos só são capazes de detectar anticorpos anti-leishmania de um mês e meio a quatro meses após a infecção. Desta maneira o cão pode estar infectado, porém, ser soronegativo no momento da vacinação (BOSSLER, 2012).
São consideradas positivas as reações fluorescentes em soros com diluição >1:40 e nível ELISA (NE) >3 (QUEIROZ, 2009).
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Os exames laboratoriais solicitados para fechar diagnóstico desta doença são bem parecidos com os solicitados por médicos de humanos, sendo eles, os exames parasitológico e/ou sorológico, e para a determinação de qual exame ser utilizado é preciso que se conheça a área de transmissão, o histórico de outros casos, o método utilizado e sua interpretação clínica do caso (VIANA, 2013).
2.7. Diagnóstico diferencial
Dentre os diagnósticos diferenciais para a LVC, a dermatite esfoliativa e alopecia podem ser claramente confundidas com pênfigo foliáceo e eritematoso, lúpus eritematoso sistêmico e discoide, dermatose responsiva ao zinco, síndrome hepato-cutânea, adenite sebácea e linfoma, sendo elas diferenciadas através de biópsia cutânea, exames histopatológicos, dentre outros. A presença de vesículas e pústulas pode sugerir pênfigo, as lesões despigmentadas podem sugerir lupus e as lesões nodulares lembram linfoma.
Outro diferencial é a enterobacteriose de curso prolongado (Associação de esquistossomose com salmonella e outro tipo de enterobacteriose), onde infere quadros perfeitamente iguais da LVC (BAIÃO, 2010).
2.8. Tratamento
O tratamento de animais com titulação maior ou igual 40 no teste RIFI, é proibido, conforme Portaria Interministerial nº 1.426/2008 do MS e do MAPA e Parecer da Advocacia- Geral da União nº 1243/2009 (Ministério da Saúde, 2015), sendo sugerida pelos especialistas a eutanásia, pelo fato da não interrupção do ciclo de transmissão (RODRIGUES, 2012), sem diminuição das chances de disseminação da doença (BOSSLER, 2012). Porém, existem trabalhos que comprovam que após o tratamento da LVC, há uma diminuição na forma circulante de Leishmanias no organismo, fazendo com que as manifestações clínicas se tornem mais discretas. Na verdade, o tratamento nos animais sugere um quadro de melhora temporária no quadro clínico, e uma diminuição dos títulos de anticorpos anti-Leishmania, mas, não impede que o cão seja portador da doença, podendo assim transmitir a doença, uma vez que ele ainda atua como um reservatório (ARTACHO, 2009).
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Dentre as tentativas de protocolos de tratamento, estão descritos os antimoniais, o alopurinol (leishmaniostático), anfotericina B (antibiótico de escolha), aminosidina (antibiótico do grupo dos aminoglicosídeos), imidazóis, pentamidina (antibiótico de segunda escolha), miltefosina, e o tratamento de suporte, caso seja necessário de acordo com o estado clínico do animal (RODRIGUES, 2012). A utilização desses medicamentos não previne nem diminui as chances de recidiva (BOSSLER, 2012).
Por isso, a proibição imposta pela Portaria tem a justificativa de que os animais que estão em tratamento se mantêm como reservatórios e disseminadores da infecção para o vetor, e que não há provas científicas da redução ou interrupção do ciclo de transmissão, já que há um grande risco de resistência aos medicamentos disponíveis para tratamento das leishmanioses em humanos, e que não existe nenhuma medida preventiva que seja eficaz e que garantam a não disseminação da doença através dos animais em tratamento (ARTACHO, 2009).
2.9. Prevenção e Controle
As medidas preventivas devem ser tomadas a partir do perfil epidemiológico de cada região, de acordo com a realidade do local, pois conforme o tempo passa o perfil muda e fica cada vez mais difícil o controle e prevenção da doença (PORTES, 2008). Atualmente, as áreas de risco são as mais assistidas pelos programas de prevenção, visto que há uma grande demanda de recursos financeiros para suprir as carências sociais, onde o uso de determinada alternativa de controle seja eficaz e que seja economicamente viável. (NAVEDA, et. Al. 2006).
A Secretaria de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde é um órgão público federal responsável pelo Programa de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral (PVCLV) no país, que visa a redução das taxas de morbi-mortalidade e letalidade, por meio de ações de diagnóstico e tratamento precoce dos casos humanos, eliminação dos reservatórios caninos soropositivos, redução da população de flebotomíneos e conscientização da população. Baseado nestes objetivos, o programa realizou estratégias de controle, sendo elas, a detecção e tratamento de casos humanos, controle dos reservatórios domésticos e controle de vetores (ARTACHO, 2009).
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Para que o programa de controle seja realizado fidedignamente, os profissionais da saúde que atuam nas redes assistenciais sejam eles postos de saúde, hospitais regionais ou clínicas, devem estar bem preparados para as possíveis detecções de casos suspeitos de LV no homem. Eles devem estar treinados para reconhecer os sinais clínicos característicos de LV, permitindo um diagnóstico precoce da doença e a introdução imediata da terapêutica, o que reduz a taxa de letalidade (PAIXÃO, 2008).
Segundo o Conselho Federal de Medicina Veterinária (CFMV), através da resolução nº.1000 de 11 de maio de 2012, a medida mais eficaz e coerente é a eutanásia, mesmo se tratando de animais de alto valor afetivo e econômico, sendo obrigatória a notificação, conforme o Decreto do Senado Federal número 51.838 de 14 de Março de 1963 (BOSSLER, 2012).
A vacinação não é recomendada pelo Ministério da Saúde como medida de saúde pública, sendo somente indicada para animais saudáveis, com sorologia negativa, para proteção individual do animal. Não existe nenhum trabalho que comprove o efeito curativo com a vacina, pois, os cães permanecem parasitados mesmo depois da cura clínica, que é a melhora dos sintomas (SANTA CATARINA, 2015).
O controle químico do vetor é uma medida eficiente no controle dessa doença. Recomenda-se o uso de repelentes naturais e/ou químicos nos animais, pulverização com inseticidas nos ambientes domésticos e peridomiciliares e futuramente, a vacinação dos animais não infectados.
Produtos como pour-on e o uso de coleira a base de Deltametrina 4% - Scalibor® são maneiras eficazes de repelir o flebótomo no cão (ARTACHO, 2012).
3. MATERIAIS E MÉTODOS 3.1 Área de estudo
A cidade de Bauru, localizada no interior do estado de São Paulo, é o município mais populoso do centro-oeste paulista, com 343.937 hab., segundo a última apuração do IBGE em 2010. No início do século XX o desmatamento da região rural para a construção da Estrada de Ferro Noroeste do Brasil e a expansão da zona urbana fez com que a cidade registrasse muitos casos de leishmaniose, pois o mosquito transmissor da doença migrou da mata para
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as casas, proporcionando um grande problema que se espalhou e se tornou epidemia, fazendo com que a doença fosse chamada de "úlcera de Bauru".
3.2. Descrição dos animais
Foi realizada a análise do resultado dos exames sorológicos de trezentos e treze cães, de várias raças, incluindo Shitzu, Yorkshire, Poodle, Pitbull, Chow-chow, Dálmata, Border collie, Beagle, Bull Terrier, Teckel, Pequinês, Boxer, Pinsher e os sem raça definida, ambos os sexos e idade igual ou superior a três meses. A pesquisa foi realizada através de um banco de dados do Laboratório de Análises Clínicas Edan, situado na cidade de Bauru. A pedido de diversas clínicas, o laboratório realizava os exames ELISA e RIFI, para diagnóstico da Leishmaniose Visceral Canina.
3.3 Testes sorológicos para o diagnóstico
As análises sorológicas foram realizadas por ELISA e RIFI. A técnica de Ensaio imunoenzimático (ELISA) ligado à enzima, utiliza um Kit com licença no Ministério da Agricultura – MAPA No.7.434/2000 seguindo recomendações do fabricante. Reação de Imunofluorescência Indireta (RIFI), Kit com licença no Ministério da Agricultura – MAPA No. 9.347/2007. As amostras de soro foram diluídas para a dupla de 1:40 a 1 : 640 e amostras com título igual ou superior a 1:40 foram consideradas reagente. Controle positivo e negativo foram incluídos nos testes como referência.
3.4 Variáveis analisadas
As informações foram coletadas a partir do próprio laudo de cada animal, sendo possível avaliar no geral as características da população canina estudada. As seguintes variáveis foram consideradas: Gênero (Masculino / Feminino); Idade (anos ≤1, 1 a 3 anos , 3 a 6 anos , > 6 anos); Raça (Definida / Não definida); e meses do ano (De Janeiro a Julho).
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4 RESULTADOS
Dentre os 313 indivíduos, 114 (36,4%) eram soropositivos, o que sugere que os mesmos foram expostos ao Leishmania infantum., sendo que 199 (66,3%) eram soronegativos (Gráfico 1), durante os meses de janeiro a julho.
Todos os animais foram positivos no ELISA e RIFI
Gráfico 1: Comparação geral do número de animais positivos e negativos para leishmaniose
Gráfico 2: Comparação dos meses de Janeiro a Julho dos animais positivos e negativos para Leishmaniose
0 50 100 150 200 250
POSITIVOS NEGATIVOS
0 5 10 15 20 25 30 35 40
Janeiro Fevereiro Março Abril Maio Junho Julho
POSITIVO NEGATIVO
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Gráfico 3: Comparação de acordo com faixa etária dos animais positivos e negativos para Leishmaniose
0 20 40 60 80 100 120 140 160
≤ 1 ano 1 a 3 anos 3 a 6 anos > 6 anos
Total Positivos
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200
Macho Fêmea
Total Positivos
Gráfico 4: Comparação entre sexos dos animais positivos e negativos para Leishmaniose
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Em todos os casos foi possível determinar o mês de diagnóstico. Esta parasitose foi diagnosticada todos os meses, de janeiro a julho (gráfico 2), sendo Julho o mês em que foram diagnosticados mais casos e Abril o de menor casuística.
Gráfico 5: Comparação entre animais com raça definida e sem raça definida dos animais positivos e negativos para Leishmaniose
0 50 100 150 200 250
Raça definida SRD
Total Positivos
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4. DISCUSSÃO
Bauru hoje totaliza treze casos de Leishmaniose Visceral Americana em 2015. No Estado de Mato Grosso (MT), na região Centro-Oeste do país, o primeiro registro de leishmaniose humana foi a partir de 1973, no entanto, a disseminação da doença para muitos municípios foi observada em 1998, incluindo Cuiabá, capital do estado (PORTES, 2008). Em 2010, 313 casos de leishmaniose visceral humana (VL) foram registrados em Centro-Oeste do Brasil, com o Estado de Mato Grosso contribuindo com 54 casos (ALMEIDA, 2012).
Casos humanos ocorrem devido à má administração de programas de controle e prevenção da Leishmaniose. Segundo FARIA, 2012, as medidas preconizadas pelo Ministério da Saúde (MS) para o controle da LV, além da eutanásia de cães infectados, são indicadas também o controle de vetores, o diagnóstico e o tratamento de casos humanos. Nesse contexto, o controle da LVC é de suma importância para a redução de casos humanos, porém esse controle deve ser feito de forma mais criteriosa, de modo a levar em consideração o cão como um fator de risco real para a transmissão da LV para o homem e não adotar, simplesmente, a eliminação indiscriminada de animais, muitos provavelmente sem potencial de transmissão, como forma de controle, até mesmo porque em muitos estudos a exterminação pura e simples de cães não tem reduzido a incidência da enfermidade (OLIVEIRA, 2009).
No presente trabalho, a maioria dos animais que foram diagnosticados soropositivos a LVC eram machos, conforme gráfico 4 acima. Porém, alguns autores como SCHIMMING et. al. e PINHÃO relatam que não existe predisposição sexual e etária nos cães doentes.
Os animais sem raça definida foram os mais diagnosticados, conforme gráfico 5. Isto pode ser devido ao grande número de raças cruzadas, e consequentemente grande número de animais sem raça definida espalhados pela cidade. Dentre os cães de raças, os de grande porte foram acometidos, pois pelo seu porte, estes animais passam frequentemente mais tempo na área externa dos lugares, o que pode explicar a sua elevada frequência (PINHÃO, 2009).
Os testes utilizados neste estudo (RIFI e ELISA) apresentaram boa sensibilidade e especificidade, demonstrando que os mesmos podem detectar
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uma grande população de animais infectados e, assim, identificar a população de cães que deve ser retirada da área de ocorrência da enfermidade. Já VIANA, 2013 em uma de suas análises comprovou que o teste imunocromatográfico (TR DPP®) associado ao ELISA são as melhores opções para um diagnóstico rápido, fácil e eficiente. Porém, ao contrário dos testes convencionais Elisa e RIFI, algumas limitações quanto à utilização do TR DPP® para o diagnóstico da LV deve ser destacadas, que são incapazes de identificar a recidiva da doença, e isso pode acontecer devido a persistência do anticorpo no organismo após a cura.
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6. CONCLUSÃO
Conclui-se que há uma alta ocorrência de anticorpos anti-L. infantum circulantes em cães de Bauru e região, o que é para nós um alerta para a utilização de ferramentas de controle, pois é uma doença de importância em saúde pública pela sua magnitude, transcendência e pouca vulnerabilidade às medidas de controle. Deve se realizar periodicamente campanhas de conscientização da população quanto ao controle de vetores no ambiente, e fazer o controle de reservatórios por meio de inquéritos sorológicos.
Cabe a nós, Médicos Veterinários, estarmos atentos a leishmaniose, orientando e educando a população, pois temos o importante papel na Saúde Pública e na educação sanitária garantindo assim a compreensão e o envolvimento da comunidade no sentido de se produzir ações de vigilância e controle da leishmaniose nos seus vários aspectos.
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6 REFERÊNCIAS
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FARIA, A. R.; ANDRADE, H. M. Diagnóstico da Leishmaniose visceral canina:
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VIANA, V. M. A. Prevalência da infecção por Leishmania donovani a partir do ELISA com antígenos rK39, rK26 e intradermorreação de Montenegro.
39f. Monografia de Conclusão do Componente Curricular MED-B60.
Universidade Federal da Bahia. Salvado (Bahia), 2013.
1
1 INTRODUÇÃO
No estágio curricular, o acadêmico tem a oportunidade de colocar em prática todos os conhecimentos teóricos adquiridos durante o curso de medicina veterinária, vivenciando no seu dia-a-dia a profissão na sua forma prática. E através do estágio, o aluno terá a oportunidade de estar em contato com diferentes situações clínicas, diversos tipos de cirurgias, situações de emergência, e também condutas técnicas profissionais, dentre inúmeras outras situações e, instituindo, dessa forma, pensamento profissional diante da vivência clínica.
O estágio foi realizado na Rovet Clínica Veterinária (Figura 1), localizada na cidade de Ipaussu, região sudoeste do interior do estado de São Paulo, na área de Clínica Médica e Cirúrgica de Pequenos Animais, sob supervisão do Médico Veterinário Dr. Rodrigo Guidio Dalio, no período de 01 de agosto de 2015 a 30 de outubro de 2015, totalizando a carga horária de 450 horas de acordo com o cumprimento mínimo de horas necessárias para a realização do estágio curricular.
Figura 1: Fachada da Clínica Veterinária ROVET – Ipaussu (SP) Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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A Clínica é constituída por uma estrutura física composta por: recepção, loja, ambulatórios, sala de preparação e pós-operatório, sala de revelação do raio-X, sala de lavagem e esterilização dos matérias, centro cirúrgico e raio x, sala de internação, sala de internação de animais isolados por doenças infectocontagiosa.
A recepção possui uma mesa para atendimento, um computador onde estão os cadastros dos animais, contendo histórico clínico, data de nascimento, controle de vacinação, sendo um funcionário responsável pelo caixa e pagamento de contas, cadeiras para espera do atendimento ou para alguma outra eventualidade (Figura 2) Na sala ao lado encontra-se uma lojinha com diversos tipos de produtos, como coleiras, brinquedos, mordedores, arranhadores, casinhas estofadas, petiscos e rações (Figura 3).
Figura 2: Recepção
Figura 3: Vista de diversos ângulos da loja
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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As salas ambulatoriais são duas, sendo uma delas a principal, onde são efetuadas as imunizações e consultas, que possui uma geladeira, uma pia com gabinete, uma mesa de granito, outra mesa com cadeira para anotações, um armário com medicações para venda e uso diário, uma prateleira com alguns produtos para venda e uma balança (Figura 4). O outro ambulatório é utilizado para preparação do animal para cirurgia (acesso venoso, tranquilização, intubação, tricotomia) e também para deixar o animal em observação no período pós-operatório. A sala é composta por uma mesa alta de granito com suporte para soro, duas baias com colchões térmicos (Figura 5).Dentro dessa mesma sala existe duas divisórias, uma salinha escura de revelação dos filmes de raio-x (Figura 6), e uma de esterilização e limpeza de materiais, contendo um gabinete com pia, um armário de armazenagem dos instrumentais cirúrgicos limpos, um microscópio e um esterilizador de instrumentais e matérias de campo (Figura 7).
Figura 4: Vistas parciais do ambulatório de consulta e vacinação
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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Figura 5: Ambulatório de preparação e recuperação
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Figura 6: Revelação Raio-x
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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O centro cirúrgico é equipado com aparelho de anestesia inalatória da marca Oxigel, sistema de anestesia Revolution, um cilindro de 20 kg, um monitor conectado ao aparelho de eletrocardiograma e parâmetros Delta Life, um bisturi elétrico Brasmed VetPlus e US de limpeza de tártaro Brasmed. Uma mesa cirúrgica em inox com regulagem de altura, um foco de luz, uma prateleira onde ficam acomodados os aparelhos de anestesia, sugador e ultrassom. Ao lado existe um armário que estão colocados os anestésicos, sondas, cateteres, lâminas, laringoscópio,bisturi elétrico, luvas e outros utilizados no centro cirúrgico (Figura 8). Também no centro cirúrgico está o aparelho de raio-x da marca Astex, VetMax digital programável com dois coletes de chumbo e protetores de tireóide (Figura 9).
Figura 7: Sala de limpeza e esterilização do material Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Figura 8: Centro cirúrgico
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Figura 9: Aparelho de Raio-X
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Existe um armário, entre os ambulatórios e o centro cirúrgico, que é guardado os materiais autoclavados, roupas cirúrgicas, jaquetões, jalecos, materiais de estoque, aparelhos como desfibrilador, endoscópio e etc (Figura 10).
A sala de internação possui 6 baias de ferro, emborrachadas por baixo, uma pia e um armário para colocação de jornais, cobertas e lençóis, focinheiras, colares de proteção, matérias e medicações mais utilizadas e rações (Figura 11).
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Figura 10: Armário de armazenamento de materiais
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A sala de isolamento de animais possui uma área total de 3m2, contendo duas baias, separadas das outras, tendo em vista que estas são utilizadas para animais com doenças infecto-contagiosas (Figura 12).
Figura 11: Sala de internação
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
Figura 12: Sala de isolamento para animais com doença infecciosa
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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E por último, um espaço para passeio com os animais, com piso antiderrapante, dois corredores com grade e um espaço com grama (Figura 13).
O horário de atendimento é dividido em turnos, das 8 horas às 12h, e das 13 horas e 30 minutos às 18h, com um intervalo para almoço de uma hora e meia.
Além do médico veterinário responsável, existe também uma funcionária responsável pelos recebimentos e pagamentos de contas da clínica e uma zeladora que faz a limpeza de todo espaço. Após as 18h o médico veterinário deixa seu celular disponível 24 horas para casos de emergência.
2 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
As atividades acompanhadas durante o período de estágio curricular obrigatório incluíram atendimentos clínicos, procedimentos odontológicos, cirúrgicos e anestésicos, exames radiográficos e exames de ultrassonografia.
Todos os animais que chegam para avaliação são pesados e depois é feita a anamnese, exame físico, coleta de materiais para exame, se necessário,
Figura 13: Quintal para passeio com os animais
Fonte: Arquivo pessoal, 2015
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possível diagnóstico e passado o tratamento indicado para cada caso. Nos casos julgados necessários para internação, é feita uma ficha de avaliação do animal, um prontuário no qual o médico veterinário prescreve a medicação indicada para cada caso, e os estagiários ficam responsáveis por fazer a avaliação diária e repetir o protocolo prescrito.
2.1 Casuística
Durante o período de estágio foi acompanhado o atendimento clinico de 517 casos, sendo 447 em cães, e 70 casos em felinos conforme os gráficos e tabelas abaixo,sendo a imunização a maior porcentagem de casuística, 233 animais no total, realizando as seguintes vacinas: múltipla canina e felina, vacina antirrábica e vacina contra gripe.Os atendimentos clínicos totalizam 94 casos e as cirurgias acompanhadas somam 190 procedimentos cirúrgicos.
2.1.1 Gráfico de casuística
Gráfico 1 – Comparação entre os atendimentos clínicos, procedimentos cirúrgicos e imunização no período de 01 de agosto a 30 de outubro no estágio curricular supervisionado na Rovet Clínica Veterinária.
0 50 100 150 200 250
Imuniz. Cirurgias Clínica
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2.1.2 Tabelas de casuística
Tabela 1 – Número de casos clínicos acompanhados em cães e gatos durante o estágio curricular supervisionado, realizado no período de 01 de agosto a 30 de outubro de 2015, dividindo as enfermidades em porcentagem, casuísticas e a espécie animal acometida. Rovet, Ipaussu - SP, 2015.
CASOS CLÍNICOS CÃES % GATOS % Total
Total (%)
Erliquiose 67 14,988 0 0 67 12,959
Parvovirose 5 1,118 0 0 5 0,967
Botulismo 1 0,223 0 1,369 1 0,193
DASPE 3 0,671 0 0 3 0,580
Atopia 1 0,223 0 0 1 0,193
Cinomose 2 0,447 0 0 2 0,386
Sarna demodécica 5 1,118 0 0 5 0,967
Adenocarcinoma 1 0,223 2 2,739 3 0,580
Carcinoma mamário 0 0 1 1,369 1 0,193
Erliquiose+Babesiose 1 0,223 0 0 1 0,193
Luxação de tíbia 0 0 1 1,369 1 0,193
Artrose 3 0,671 0 0 3 0,580
Gastrointerite Alimentar 10 2,237 2 2,739 12 2,321 Fratura completa da 3ª
falange 0 0 1 1,369 1 0,193
Fratura completa do radio
e ulna 1 0,223 3 4,109 4 0,773
Fratura do ílio 1 0,223 0 0 1 0,193
Hérnia diafragmática 1 0,223 0 0 1 0,193
Piometra 7 1,565 2 2,739 9 1,740
Cardiopatia 5 1,118 0 0 5 0,967
Hipoproteinemia 1 0,223 1 1,369 2 0,386
Hepatopatia 10 2,237 4 5,479 14 2,707
Hipoadrenocorticismo 0 0 1 1,369 1 0,193
Hiperadrenocorticismo 1 0,223 0 0 1 0,193
IRC 0 0 2 2,739 2 0,386
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Pseudociese 3 0,671 0 0 3 0,580
Diagnóstico de gestação 15 0,335 1 1,369 16 3,094
Ferimento de membro 6 1,342 1 1,369 7 1,353
Ferimento por mordedura 4 0,894 1 1,369 5 0,967
Contaminação bucal 3 0,671 0 0 3 0,580
Otite 18 4,026 0 0 18 3,481
Tétano 1 1,369 0 0 1 0,193
Piodermite 5 1,118 1 1,369 6 1,160
TVT 1 0,223 0 0 1 0,193
Papiloma 1 0,223 0 0 1 0,193
Vaginite 1 0,223 0 0 1 0,193
Intoxicação por
medicamento 2 0,447 1 1,369 3 0,580
Inflamação da gl. Ad anal 3 0,671 0 0 3 0,580
Infecção urinária 2 0,447 2 2,739 4 0,773
Envenenamento por
carbamato 1 0,223 1 1,369 2 0,386
Atropelamento 6 1,342 2 2,739 8 1,547
Úlcera de córnea 4 0,894 1 1,369 5 0,967
Obesidade 9 2,013 4 5,479 13 2,514
Miíase 2 0,447 0 0 2 0,386
Ceratoconjuntivite seca 1 0,223 0 0 1 0,193
Imunização 206 46,085 27 36,986 233 45,067
Sarna otodécica 0 0 1 1,369 1 0,193
Urolitíase 2 0,447 2 2,739 4 0,773
Glaucoma 1 0,223 0 0 1 0,193
Gastroenterite 5 1,118 0 0 5 0,967
Verminose 1 0,223 2 2,739 3 0,580
Neuropatia 1 0,223 1 1,369 2 0,386
Parto induzido 2 0,447 1 1,369 3 0,580
Lesão muscular 3 0,671 0 0 3 0,580
Epilepsia 1 0,223 0 0 1 0,193
Pancreatite 1 0,223 0 0 1 0,193
13
Hipersensibilidade
alimentar 2 0,447 0 0 2 0,386
Luxação de patela 9 2,013 0 0 9 1,740
TOTAL 447 100 70 100 520 100
Tabela 2 –Número de procedimentos cirúrgicos acompanhados em cães e gatos durante o estágio curricular supervisionado, realizado no período de 01 de agosto a 30 de outubro de 2015, dividindo as cirurgias em porcentagem, casuísticas e a espécie animal acometida. Rovet, Ipaussu - SP, 2015.
Procedimentos cirúrgicos CÃES % GATOS % TOTAL % Ovário Salpingo histerectomia (OSH) 83 59,713 35 68,628 118 62,105
Orquiectomia 7 5,035 5 9,804 12 6,315
Prevenção de cálculo dentário 12 8,633 0 0 12 6,315
Mastectomia bilateral 4 2,877 0 0 4 2,105
Piometra 5 3,597 2 3,922 7 3,684
Mucometra 1 0,719 1 1,96 2 1,052
Cistotomia 0 0 2 3,921 2 1,052
Enucleação ocular 0 0 1 1,961 1 0,526
Hérnia diafragmática 1 0,719 0 0 1 0,526
Luxação de patela 4 2,877 0 0 4 2,105
Fratura de fêmur 2 1,438 0 0 2 1,052
Caudectomia 2 1,438 0 0 2 1,052
Gastrotomia 1 0,719 0 0 1 0,526
Tumor de boca 1 0,719 0 0 1 0,526
Cesariana 7 5,045 2 3,921 9 4,936
Reconstrução de mandíbula 1 0,719 0 0 1 0,526
Flap 3ª pálpebra 2 1,438 0 0 2 1,052
Corpo estranho 2 1,438 0 0 2 1,052
Hérnia por mordedura 1 0,719 1 1,961 2 1,052
Hérnia umbilical 1 0,719 0 0 1 0,526
Tumor de testículo 1 0,719 0 0 1 0,526
Penectomia 0 0 2 3,922 2 1,052
14
Enteroanastomose 1 0,719 0 0 1 0,526
TOTAL 139 100 51 100 190 100
