4.3 MÉTODOS DE ANÁLISE
4.3.1 Determinação da umidade
Amostras de 1,0 g do material vegetal previamente triturado e seco foram submetidas ao aquecimento (60 °C) em balança determinadora de umidade (Shimadzu corporation) pelo período de uma hora. Após esse tempo, foram feitas as leituras das massas e os valores foram expressos em porcentagem massa/volume (% m/m), através da média de três determinações. Foram avaliados folha seca triturada (folha em pó), o caule e a folha seca de moringa.
As análises foram realizadas em triplicata (Anexo A).
46 4.3.2 Determinação de cinzas
As cinzas são os resíduos inorgânicos que restam depois da calcinação da matéria orgânica da droga vegetal. A mesma composição mineral da droga vegetal nem sempre é igual à das cinzas, podendo haver perda por volatilização ou alguma interação entre os constituintes da amostra. Quando acontece a queima da droga vegetal, a matéria orgânica se transforma em CO2, H2O e NO2, e a cinza é formada, sendo obtido o resíduo inorgânico (CECCHI, 2003).
A determinação das cinzas é um indicativo da riqueza em elementos minerais de uma amostra. As cinzas de um material vegetal e animal são o fator inicial para se analisar minerais específicos (MORETTO, 2008).
Para o presente estudo, foram pesados 2 g de cada uma das drogas partes vegetais (folhas, caules e sementes) em cadinhos de porcelana, previamente calcinados e pesados (análise em triplicata). Pré-calcinou-se as amostras antes de ir ao forno mufla, até que ficassem enegrecidas e secas. Utilizou-se a chapa de aquecimento na capela de exaustão. Com o auxílio de uma pinça de madeira, colocou-se os cadinhos na mufla. Completou-se a carbonização na mufla a 700o C. Antes de deixá-la a 700ºC, aumentou-se a temperatura gradativamente de 100 em 100 graus a cada uma hora e meia. Foi deixada nesta temperatura por 3 horas. Foi desligada a mufla e esperou-se baixar a temperatura. As amostras foram resfriadas em um dessecador e pesadas. Retornou-se à mufla e repetiu-se o procedimento até peso constante. Para o cálculo, foi utilizada a Equação 1, a seguir.
Equação 1 Cálculo do teor de cinzas.
Fonte: Laboratório de Produtos Naturais e Quimiometria, UNIAN-SP.
Onde: c = massa do cadinho, m2 = massa final do cadinho com as cinzas, após a calcinação e m1 = massa inicial das partes de droga vegetal
4.3.3 Preparação dos extratos
Foram preparados três tipos de extratos: o extrato aquoso (H2O) preparado com água destilada, o extrato etanólico (EtOH) preparado com etanol
47 PA e o extrato hidroetanólico 50:50 (HEH) preparado a partir de água destilada e etanol. As partes da moringa (folha seca triturada (folha em pó), folhas e caule), previamente secas e trituradas foram submetidas a maceração em 250 mL de solução etanólica (50% v/v) em frasco âmbar, por 24h em mesa agitadora a temperatura de 40 °C e 70 rpm de agitação (Tabela 3).
Em seguida, os extratos foram filtrados em papel de filtro, os quais foram submetidos a quantificação de fenóis e flavonoides totais e atividade antioxidante.
Tabela 3 Tipos de extração das diferentes partes da moringa.
No. Amostra (parte da planta) Tipo de extração 1 Folha (Moringa Mais Vida) Etanol 100%
2 Etanol:H2O (50:50)
3 H2O 100%
4 Folha em pó* (Moringa Mais Vida) Etanol 100%
5 Etanol:H2O (50:50)
6 H2O 100%
7 Caule (Moringa Mais Vida) Etanol 100%
8 Etanol:H2O (50:50)
9 H2O 100%
10 Folha (MG) Etanol 100%
11 Etanol:H2O (50:50)
12 H2O 100%
13 Folha em pó* (MG) Etanol 100%
14 Etanol:H2O (50:50)
15 H2O 100%
16 Caule (MG) Etanol 100%
17 Etanol:H2O (50:50)
18 H2O 100%
19 Semente (Moringa Mais Vida) NR
20 Semente (MG) NR
*Obtida por trituração em moinho.
Fonte: Arquivo pessoal.
4.3.3.1 Determinação do teor de sólidos solúveis
2,5 mL de cada um dos extratos descritos na Tabela 3, foram levados a secura em um béquer de 50 mL em estufa de secagem durante
48 aproximadamente uma hora, a fim de determinar o teor de sólidos solúveis. A análise foi feita em triplicada.
Para se determinar o teor de sólidos solúveis presentes em cada extrato utilizou-se a seguinte fórmula (Equação 2):
% m/v
=
(𝒎−𝒃) . 𝟏𝟎𝟎 𝑽𝒐Equação 2 Cálculo do teor de sólidos solúveis.
Onde:% m/v é o teor de sólidos solúveis. (m – b) é massa do béquer com o extrato (m) - a massa do béquer sem o extrato (b). Vo é o volume de extrato utilizado para análise de sólidos solúveis.
4.3.4 Determinação do teor de fenóis totais
A determinação do teor de fenóis totais foi baseada no método de Folin – Ciocalteau. Esta técnica emprega este reagente que complexa com um fenol, dando uma reação colorida, que pode ser medida pelo valor da absorbância a 760 nm.
4.3.4.1 Determinação da curva padrão
Construiu-se uma curva padrão a partir da solução estoque (1 mg/mL, ou 0,010 g de ácido gálico em 10 mL de água). As concentrações da curva estão na faixa de 3,0; 4,0 a 12,0 g/mL. Transferiu-se para um balão volumétrico de 10 mL contendo aproximadamente 5 mL de água destilada uma alíquota correspondente a cada concentração da solução de ácido gálico e 800 µL do reagente Folin – Ciocalteau. Agitou-se por alguns segundos e no intervalo de 1 a 8 minutos acrescentou-se 1,2 mL de uma solução tampão de carbonato-tartarato de sódio a 20% deixando-se reagir em banho a 20º C. Decorrido o tempo de 2 horas, faz-se o acerto do volume final a 20C, agitou-se por alguns segundos, e fez-se a leitura a 760 nm (em espectrofotômetro). Calculou-se a equação da curva padrão pelo método dos mínimos quadrados.
49 4.3.4.1 Determinação do teor de fenóis totais – extratos
A partir dos extratos preparados e da determinação da concentração em
% m/V, fez-se a diluição dos mesmos e preparou-os a uma concentração de 0,3% m/V. Realizou-se o procedimento a partir deste ponto em triplicata.
Transferiu-se uma alíquota de 0,2 mL (200L) para um balão volumétrico de 10 mL (1:50) contendo aproximadamente 5 mL de água destilada. Adicionou-se 800
L do reagente Folin – Ciocalteau (Merck). Agitou-se por alguns segundos e no intervalo de 1 a 8 minutos acrescentou-se 1,2 mL da solução de carbonato-tartarato de sódio a 20%. Completou-se o volume de água até próximo ao menisco. A solução foi ser mantida em um banho a 20C. Decorrido o tempo de 2 horas, fez-se o acerto do volume final a 20C. Agitou-se por alguns segundos, e fez-se a leitura a 760 nm (em espectrofotômetro). Determinou-se o valor de fenóis totais pela equação da reta numa planilha de cálculos.
4.3.5 Determinação do teor de flavonoides totais
Para a determinação da curva padrão, foi preparada uma solução estoque de quercetina em metanol.
4.3.5.1 Determinação do teor de flavonoides totais – expressos em quercetina
Construiu-se uma curva padrão utilizando-se soluções metanólicas de quercetina em concentrações de 3,0; 4,0 a 12,0 g/mL. Transferiu-se para um balão volumétrico de 10 mL contendo aproximadamente 5 mL de metanol, uma alíquota correspondente a cada concentração de quercetina e 200 µL da solução de cloreto de alumínio. Acertou-se o volume final a 15C, agitou-se por alguns segundos. Decorrido o tempo de 30 minutos, fez-se a leitura em 425nm.
Calculou-se a equação da curva padrão pelo método dos mínimos quadrados.
50 4.3.5.2 Determinação de flavonoides totais – extratos
A partir dos extratos preparados e da determinação da concentração em
% m/V, fez-se a diluição dos mesmos e preparou-os a uma concentração de 0,5% m/V. Fez-se o procedimento a partir deste ponto em triplicata. Pipetou-se 200µL desta solução para um balão de 10 mL contendo aproximadamente 5mL de metanol. Acrescentou-se 200L da solução de cloreto de alumínio 5%, completou-se os 10 mL do balão volumétrico com metanol até próximo do menisco e agitou-se por alguns segundos. Manteve-se a solução a aproximadamente 15 C por 30 minutos. Após este tempo, acertou-se o menisco e fez-se a leitura da absorbância em 425 nm. Calculou-se a concentração de flavonoides totais expressos em quercetina, usando a equação da reta, pela planilha de cálculos.
4.3.6 Análise por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (HPLC)
Na análise por cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC), foi empregado um método analítico implementado no equipamento HPLC Merck Hitachi – Lachrom série L7000, existente no Laboratório de Produtos Naturais, UNIAN-SP, utilizando na separação a coluna C18 Lichrochart-Lichrospher Merck (Darmstadt, Alemanha) 100 RP-18 - 5 µm, 12,5 cm, otimizando-se as condições de temperatura e eluição, com obtenção de cromatogramas que apontassem os picos de substâncias químicas passíveis de serem eleitas marcadores, obtidas em corridas conjuntas no mesmo sistema e com leitura no detector de rede de rede de diodos (DAD) disponível no equipamento. O gradiente utilizado na separação está descrito na Tabela 4.
51 Tabela 4 Gradiente utilizado na separação por HPLC.
Tempo (min) % H2O (com 5% de ácido fórmico)
%Metanol Fluxo (mL)
0,0 100 0 0,75
4,0 100 0 0,75
5,0 90 10 1,00
13,0 90 10 0,80
14,0 80 20 0,80
21,0 80 20 0,80
22,0 70 30 0,80
35,0 70 30 0,80
36,0 100 0 0,80
40,0 100 0 0,80
* Detector de rede de diodos, análise em múltiplos comprimentos de onda: 245nm, 280nm, 320nm e 336nm. Tempo de análise 40 minutos, coluna C18.
Fonte: Laboratório de Produtos Naturais-UNIAN-SP.
4.3.6 Fingerprinting em espectrometria de massas
As condições usadas na análise por espectrometria de massas (MS) em ionização por eletrospray, foram em modo positivo e negativo. As condições do detector foram: capilar 3,0kV, cone 30 V, temperatura da fonte 150oC, temperatura de dessolvatação 300oC, energia de colisão 25 V (no modo MS/MS).
As análises por inserção direta (fingerprinting) foram feitas no mesmo equipamento e condições.
4.3.7 Avaliação da atividade supressora de radicais livres
Este método tem por base a redução do radical 2,2’-difenil-1-picrilhidrazila (DPPH) em solução de etanol, o qual apresenta o máximo de absorção a 515-528nm. Ao fixar um H, abstraído ao antioxidante em estudo, observa-se uma diminuição na absorbância, o que permite calcular após estabelecimento do equilíbrio da reação, a quantidade de antioxidante gasta para reduzir 50% do DPPH(ED50) (BANSKOTA et al., 2000; VEIGA et al., 2017). Após realizada a cinética de descoloração do radical (Figura 10) foi feito um gráfico de absorbância (em %) versus a concentração do extrato (g/mL) e calculada a
52 CE50 (concentração que elimina 50% dos radicais livres), através do método dos mínimos quadrados. A reação é mostrada na Figura 9 a seguir.
+ Agente..H
N N
NO2
NO2 C6H5
O2N
N HN
NO2
NO2 C6H5
O2N
Ag. Oxidante Ag. Redutor
(se reduz – cor violeta) (se oxida – cor amarela)
Figura 9 Reação de sequestro do radical livre (método do DPPH) pelo extrato da planta. Onde Agente H é o extrato de planta avaliado.
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 10 Descoloração do radical livre DPPH. (violeta) pelo extrato da planta (até ficar amarelo).
A mudança de cor é mostrada na reação química da Figura 9.
Fonte: Arquivo pessoal.
DPPH
53 A partir dos extratos preparados e da determinação da concentração em
% m/V, fez-se a diluição dos mesmos e preparou-os a uma concentração de 0,01% m/V. Fez-se o procedimento a partir deste ponto. Preparou-se onze poços, enumerando-os de 0 até 10. Foram adicionados volumes de álcool em µL (1000, 960, 920, 880, 840, 700, 660, 620, 580, 540, 500) respectivamente em cada poço e posteriormente foram adicionados volumes dos extratos a 0,01%
m/V em µL (0, 40, 80, 120, 160, 200, 240, 280, 320, 360, 400) respectivamente em cada poço.
O volume de DPPH (1000 µL) foi adicionado no 1º poço e o cronômetro ligado, desligando-o depois de um minuto. O DPPH foi adicionado nos outros tubos a cada um minuto. A leitura foi feita em espectrofotômetro após 30 minutos da adição do DPPH no 1º tubo no comprimento de onda de 517 nm.
Foi feito um gráfico de absorbância (em %) versus a concentração do extrato (g/mL) e calculada a CE50 (concentração que elimina 50% dos radicais livres), através do método dos mínimos quadrados.
4.3.8 Análise estatística
Os dados relativos a quantidade de fenóis e flavonoides quantificados nos extratos da moringa foram submetidos a análise de variância e teste de Tukey, com nível de significância de 5%, utilizando o software PAST Versão 3.22 (HAMMER et al., 2001).
4.3.9 Análise quimiométrica
Na análise quimiométrica, os dados processados são representados por uma matriz X. No presente estudo, as linhas representam as amostras de moringa enquanto cada coluna (p) representam as variáveis (por exemplo, as análises físico-químicas e biológicas). As amostras são representadas como pontos no espaço dimensional. Portanto, um dos objetivos desta análise é justamente reduzir o espaço para duas ou três dimensões, que é a limitação humana para identificar, classificar e reconhecer objetos.
54 A matriz T chamada de “scores” representará a posição de uma amostra nesse novo espaço. A matriz V chamada de “loadings” representará uma matriz que descreve o peso de cada variável nesse novo eixo de coordenadas (conhecido como coordenadas principais, PCs), neste caso, as análises fisico-químicas e biológicas das amostras. No presente trabalho, foi empregado na análise multivariada, o software Uscrambler X10.4, 2016 (CAMO AS, Trondheim, Norway).
55 5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
A seguir, estão descritos os resultados experimentais obtidos a partir das folhas, folhas em pó e caules da planta analisada. A confirmação botânica da espécie foi realizada pela empresa Moringa Mais Vida e encontra-se no Apêndice A.
5.1 Teor de Umidade
Com respeito às análises de umidade por infravermelho, os resultados são mostrados na Tabela 5.
Tabela 5 Teor de umidade (%) das drogas vegetais de moringa.
Amostra (parte da planta) Teor de umidade (%)
Média DP CV(%) Inc.
FL 10,62 0,37 3,48 2,01
PFL 9,88 0,27 2,73 1,58
CL 12,25 0,15 3,06 1,77
S 5,95 0,13 2,18 1,26
FLMG 9,32 0,39 4,18 2,42
PFLMG 5,74 0,25 4,29 0,01
CLMG 8,54 0,22 2,58 1,49
Onde: DP é o desvio padrão de três determinações, CV (%) é o coeficiente de variação ((média/DP)*100) e Inc a incerteza simples (DP/raiz 3). NR o ensaio não foi realizado. Drogas vegetais da Moringa mais vida: FL é a folha, PFL a folha em pó, CL o caule. Drogas vegetais de Minas Gerais (MG): FLMG a folha, PFLMG a folha em pó, CLMG o caule.
Fonte: Arquivo pessoal.
O caule da Moringa Mais Vida foi o que apresentou o maior teor de umidade (12,25 ± 0,15%). A semente apresentou o menor teor (5,95 ± 0,13%).
As demais partes apresentaram teores muito semelhantes, em torno de 10%. Os dados brutos se encontram no Anexo A.
O excesso de água em material vegetal possibilita a ação enzimática, podendo propiciar o desenvolvimento de fungos e bactérias, além de ocasionar erros de pesagem devido à diminuição do teor ativo (FARIAS, 2003). Quando estes valores de umidade são comparados com os valores de umidade de matérias-primas para preparações farmacológicas descritas na Farmacopeia Brasileira (FARMACOPEIA BRASILEIRA, 2010, vol.II) (de 8 a 14%), tem-se os
56 resultados adequados para as partes da planta analisada.
5.2 Teor de Cinzas
Os resultados da análise de cinzas são apresentados na Tabela 6. Não existe padrão farmacopeico para a planta em estudo, com respeito ao teor de cinzas. Os dados brutos encontram-se no Anexo B.
Tabela 6 Teor de cinzas (%) das drogas vegetais de moringa.
Amostra (parte da planta) Teor de cinzas (%)
Média DP CV(%) Inc.
FL 9,57222 0,14852 1,55157 0,08575
PFL 9,66892 0,23846 2,46628 0,13768
CL 7,49902 0,05646 0,75294 0,03260
S 3,43075 0,01286 0,37492 0,00743
SDG 3,20644 0,05766 1,79825 0,03329
FLMG 9,22910 0,07431 0,80514 0,04290
PFLMG 9,35992 0,01461 0,15614 0,00844
CLMG 7,41077 0,11870 1,60172 0,06853
Onde: DP é o desvio padrão de três determinações, CV(%) é o coeficiente de variação ((média/DP)*100) e Inc a incerteza simples (DP/raiz 3). Drogas vegetais da Moringa mais vida:
FL é a folha, PFL a folha em pó, CL o caule, S a semente e SDG a semente desengordurada.
Drogas vegetais de Minas Gerais (MG): FLMG a folha, PFLMG a folha em pó, CLMG o caule.
Fonte: Arquivo pessoal.
A Tabela 7 mostra alguns resultados da análise de cinzas, comparados aos do presente trabalho. A literatura menciona, na maioria dos trabalhos pesquisados, a determinação de cinzas somente em folhas de moringa, não tendo sido encontrados dados referentes a outras partes da planta.
57 Tabela 7 Teor de cinzas (%) da folha de moringa Mais Vida e de MG comparado com a de alguns autores.
Amostra (parte da planta) Teor de cinzas (%)
FL Mais Vida 9,57
FLMG 9,22
Anwar; Bhanger, 2003 6,60
Anwar; Rashid, 2007 6,53 a 6,60 Jongrungruangchok et al., 2010 6,39 a 7,99
Shi et al., 2011 8,53 a 11,00
Zhang et al., 2011 11,20
Qwele et al., 2013 1,62
Campas-Baypoli et al., 2014 5,80 Valdéz-Solana et al., 2015 10,71 Castillo-Lopéz et al., 2017 6,56 a 8,03
Fonte: Arquivo pessoal.
O valor médio do teor de cinzas relatado por alguns autores, é de 7,50%, sendo o encontrado no presente trabalho, bem próximo à média descrita na Tabela 7.
5.3 Teor de Sólidos Soluveis
As folhas previamente secas e trituradas foram submetidas a maceração, e posteriormente extraídas com seletividade de solvente, como também o pó, com preparações aquosas (H2O), etanólica (EtOH) e hidroetanólica (HEH-50-50%), afim de determinar o teor de sólidos solúveis (%m/V), tal como, observou-se o rendimento extrativo (Figura 11).
Valor médio = 7,50%
58
(A)
(B)
Figura 11 Aspecto dos extratos de diferentes partes e solventes. (A) Alguns frascos antes da extração. (B) Cores diferentes após a extração.
Fonte: Arquivo pessoal.
59 A Tabela 8 apresenta o teor % de sólidos solúveis destas extrações. Os dados brutos se encontram no Anexo C.
Tabela 8 Teor de sólidos solúveis nas partes da moringa em diferentes solventes.
Partes da planta Solvente de extração % Sólidos ((média/DP)*100) e Inc a incerteza simples (DP/raiz 3).
Fonte: Arquivo pessoal.
O sucesso de uma extração é estreitamente dependente do sistema solvente escolhido. Neste aspecto, pode-se dizer que a seletividade da extração pode atingir um elevado grau, trabalhando-se com a polaridade relativa dos solventes e dos constituintes que se pretende extrair (SIMÕES et al., 2003). O ensaio do teor de sólidos solúveis indica a quantidade de substâncias extraíveis, ou seja, solúveis em determinado sistema solvente. É um método empregado na seleção do solvente mais adequado à extração das substâncias de interesse de uma planta ou como indicativo para o ajuste da quantidade de matéria-prima a ser utilizada visando uma concentração final determinada de substância de interesse no produto da extração.
5.4 Teor de Fenóis
Com respeito ao teor de fenóis, mostrado na Tabela 9 e Figura 12,
60 observa-se que a amostra que apresentou o menor conteúdo foi a das folhas (Moringa Mais Vida) extraída com etanol. A amostra com o maior conteúdo foi a das folhas de MG, extraídas com etanol, indicando que a grande variação pode ser atribuída às condições de plantio, solo, chuva, entre outras.
Tabela 9 Teor de fenóis totais nas partes da moringa em diferentes solventes.
Partes da planta Número % Fenóis* DP CV (%) Inc. determinações, CV(%) é o coeficiente de variação ((média/DP)*100) e Inc a incerteza simples (DP/raiz 3).
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 12 Teor de fenóis totais (%) nas amostras em diferentes condições de extração. Para os números, vide Tabela 8.
Fonte: Arquivo pessoal.
0,00
61 Shih et al. (2011) relataram que o teor de fenóis variou entre 0,07 a 2,00%
em amostras de folha de moringa coletadas em diferentes épocas do ano. Zhang et al. (2011) relataram que o teor de fenóis em folhas de moringa foi de 1,53%.
Bholah et al. (2015) encontraram valores de fenóis totais que variaram de 1,65 a 6,41%, dependendo da parte da planta e também utilizando diferentes métodos de extração, como a decocção e a extração metanólica. Ilyas et al. (2015) encontraram o percentual de 9,53% de fenóis na infusão de folhas de moringa.
Leone et al. (2015b) relataram que folhas secas de moringa em infusão, apresentaram teores de fenóis que variaram de 1,60 a 10,00%, dependendo do processo extrativo e do solvente utilizado. Em outra publicação dos mesmos autores (Leone et al., 2015a) foi relatado que dependendo do cultivar, o teor de fenóis totais variou de 2,54 a 3,55%. Rodriguez-Pérez et al. (2015) encontraram em folhas de moringa um teor bem menor de fenóis, variando de 0,08 a 2,8%.
Os resultados de fenóis descritos no presente trabalho, estão de acordo com os relatados por Shih et al. (2011), Zhang et al.(2011) e Rodriguez-Pérez et al., (2015). Os dados brutos das análises realizadas estão no Anexo D.
5.5 Teor de flavonoides totais
Na análise do teor de flavonoides totais, cujos resultados são mostrados na Tabela 10 e Figura 13, observa-se que a amostra que apresentou o menor conteúdo foi a do caule (MG) extraído com etanol. A amostra com o maior conteúdo foi a do pó das folhas de Minas Gerais extraídas com etanol.
62 Tabela 10 Teor de flavonoides totais (%) nas partes da moringa em diferentes solventes.
Partes da planta Número Flavonoides (%)* determinações, CV(%) é o coeficiente de variação ((média/DP)*100) e Inc a incerteza simples (DP/raiz 3).
Fonte: Arquivo pessoal.
Figura 13 Teor de flavonoides totais (%) nas amostras em diferentes condições de extração. Para os números, vide Tabela 10.
Fonte: Arquivo pessoal.
A amostra que apresentou o maior teor de flavonoides foi a das folhas (MG) extraídas com etanol:água (50:50) e a que apresentou o menor teor foi a das folhas (Moringa Mais Vida) extraídas nas mesmas condições.
Zhang et al. (2011) relataram que o teor de flavonoides em folhas de moringa foi de 6,16%. Bholah et al. (2015) encontraram valores de flavonoides
0,00
63 totais que variaram de 0,25 a 1,61%, dependendo da parte da planta e também utilizando diferentes métodos de extração, como a decocção e a extração metanólica. Ilyas et al. (2015) encontraram o percentual de 6,54% de flavonoides na infusão de folhas de moringa. Leone et al. (2015b) relataram que folhas secas de moringa em infusão, apresentaram teores de fenóis que variaram de 1,23 a 8,63%, dependendo do processo extrativo e do solvente utilizado. Os resultados de flavonoides obtidos no presente trabalho, estão de acordo com os relatados por Bholah et al. (2015). Os dados brutos das análises realizadas estão no Anexo D.
5.6 Análise Cromatográfica por HPLC
A análise cromatográfica por HPLC mostrou picos que podem ser ácidos aromáticos e flavonoides cuja concentração varia, dependendo do tipo de extração. Esses resultados são mostrados nas Figuras de 14 a 19.
Folhas da moringa extraídas em Etanol Folhas da moringa extraídas em EtOH:H2O (50:50)
Folhas da moringa extraídas em H2O
Figura 14 Análise cromatográfica por HPLC das folhas da moringa (Moringa Mais Vida) em diferentes processos de extração. A área circulada em vermelho corresponde ao espectro UV de um flavonoide, ainda não identificado.
Fonte: Arquivo pessoal.
1,60, 2923598 11,80, 157740 28,71, 554144
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
Absorbance (AU) 1,61, 2832902 8,77, 250202 11,43, 205828 28,68, 440683 30,61, 926383
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
1,60, 11643631,77, 31634 16,79, 482530 28,79, 227446 30,74, 85878 34,18, 61816
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45
64
Folhas da moringa (MG) extraídas em etanol Folhas da moringa (MG) extraídas em etanol:água (50:50)
Folhas da moringa (MG) extraídas em água
Figura 15 Análise cromatográfica por HPLC da folha da moringa (Minas Gerais, MG) em diferentes processos de extração. A área circulada em vermelho corresponde ao espectro UV de um flavonoide, ainda não identificado.
Fonte: Arquivo pessoal.
1,65, 44346562,33, 46333 11,24, 33466 28,09, 93611
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 RetentionTime(min)
0,00 0,02 0,04 0,06 0,08 0,10
Absorbance (AU) 1,61, 3881725 11,31, 2563487 16,01, 241865 27,77, 899150 29,83, 171714 33,03, 50055
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 RetentionTime(min)
0,00 0,05 0,10 0,15 0,20
Absorbance (AU)
1,53, 291361,61, 2374389 11,35, 3138789 27,45, 1210513
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 RetentionTime(min)
0,00 0,05 0,10 0,15 0,20
Absorbance (AU)
65
Folhas da moringa em pó extraídas em etanol Folhas da moringa em pó extraídas em etanol:água (50:50)
Folhas da moringa em pó extraídas em água
Figura 16 Análise cromatográfica por HPLC das folhas da moringa em pó (Moringa mais vida) em diferentes processos de extração. A área circulada em vermelho
Figura 16 Análise cromatográfica por HPLC das folhas da moringa em pó (Moringa mais vida) em diferentes processos de extração. A área circulada em vermelho