Os resultados apresentados nas sessões anteriores demonstram que três plasmídios de alto peso molecular (os plasmídios de 43 MDa e 88MDa da linhagem SEPT13 e o plasmídio de 60 MDa da linhagem SCI4) apresentam diferentes características de patogenicidade. O plasmídio de 43 MDa, presente na transconjugante E, foi escolhido para ser totalmente seqüenciado devido à capacidade desta linhagem em promover adesão, invasão e por possuir fímbrias.
O seqüenciamento do plasmídio E utilizou uma biblioteca de 2.000 colônias, onde foi observado a presença de 42 “contigs”. Esta biblioteca não foi suficiente para fornecer a seqüência completa de todo o plasmídio devido à presença de muitos “gaps". Entretanto, muitas ORFs (open reading frame) e genes relacionados à capacidade de conjugação e transferência do DNA plasmidial foram encontrados. Além disso, foram encontradas seqüências com homologia para genes relacionados à capacidade de adesão e invasão de outras linhagens bacterianas.
A tabela XV apresenta 23 ORFs. Dentre essas, 18 apresentam mais de 90% de similaridade para genes de E. coli, de S. sonnei e S. flexneri, com homologia para genes hipotéticos ou desconhecidos, mas também para genes importantes na replicação do DNA plasmidial, como o gene repA (regulação do número de cópias do plasmídio), genes de regulação da conjugação (finO), genes envolvidos na transferência de DNA (tra V, R, I, X) , genes do plasmídio ColIb, genes de virulência (tagA), similar à lipoproteína TagA, encontrada em linhagens virulentas de Vibrio cholerae e em linhagens O157:H7 de E. coli, genes fimbriais (focD) e a ORF 52, que tem homologia com genes do plasmídio EAF de E. coli.
Tabela XV: ORFs do plasmídio E
ORF Gene/ proteína Tamanho (aa) Organismo Homologia (%) Nº acesso
ORFf276 H 276 E. coli 100 AAA97221.1|
ORF4 repA 196 E. coli 100 AAA26064.1|
ORF1 Rrf 83 S. sonnei 98 AAB39946.1|
ORFf147 H 147 E. coli 97 AAA58189.1|
ORF163 tagA 256 pO157 E. coli 96 CAC05847.1|
ORFB IS150 283 E. coli 97 AAB18535.2|
ORF H 283 S. flexneri 97 AAN42144.1|
ORFF TraV|R 103 E. coli 97 AAB61939.1|
ORF161a Col 227 pColIb E. coli 97 CAC05845.1|
ORF63 D 63 E. coli 96 AAD47185.1|
ORF169 D 169 E. coli 94 AAA99219.1|
ORF finO 186 pR100 94 CAA28566.1|
ORF73 D 73 Plasmídio F E. coli 94 AAD47179.1| ORF H 372 E. coli O157:H7 93 AAG57625.1|
ORF160 Col 103 pColIb E. coli 92 CAC05844.1|
ORF159b YccB 240 pColIb E. coli 91 CAC05843.1|
ORF197 TraX 248 S. flexneri 90 CAC05864.1|
ORF TraI 189 E. coli 90 CAA39338.1|
ORF52 EAF 39 E. coli 82 BAA84887.1|
ORF161b yceA 73 S. flexneri 76 CAC05846.1|
ORF29 p50Kb 145 S. enterica 75 BAB20536.1|
ORFJ tra 106 E. coli 73 AAB61928.1|
ORF58 FocD 863 E. coli 26 CAA21381.1|
H: hipotética D: desconhecida
A tabela XVI apresenta a homologia encontrada para os genes da região tra, a qual confere à linhagem bacteriana a capacidade de transferir genes plasmidiais para uma linhagem receptora. A maioria dos genes tra encontrados apresentam alta similaridade aos genes tra de E. coli K12 e um deles, o gene traS, é similar à região tra de Salmonella typhimurium.
Tabela XVI: Homologia para região Tra
A tabela XVII apresenta seqüências de DNA com similaridade aos genes de patogenicidade, sendo a maioria deles relacionados aos processos de adesão e invasão de linhagens de E. coli K12 e E. coli O157:H7, Shigella flexneri e Shigella sonnei, Salmonella typhimurium e Salmonella typhi, Klebsiella pneumoniae, Haemophilus influenzae e Bordetella pertussis.
Genes Tra Tamanho
(aa)
Organismo Homologia
(%)
Nº acesso
TraA 121 E. coli 80 AAO49517.1|
TraB 475 E. coli 90 AAC44179.1|
TraC 876 E. coli 95 AAB61935.1|
TraD 717 E. coli 93 AAO49544.1|
TraE 188 E. coli 98 AAO49519.1|
TraF 247 E. coli 92 AAB61943.1|
TraG 938 E. coli 94 AAO49541.1|
TraH 458 E. coli 89 AAO49540.1|
TraI 1756 E. coli 97 AAO49548.1|
TraJ 509 E. coli 32 AAD27541.1|AF109305_2
TraK 242 E. coli 68 AAO49520.1|
TraL 103 E. coli 100 AAO49518.1|
TraM 127 E. coli 37 CAA42174.1|
TraN 602 E. coli 93 AAC44192.1|
TraP 193 E. coli 84 AAB07776.1|
TraQ 94 E. coli 58 AAC63070.1|
TraR 73 E. coli 94 AAO49526.1|
TraS 95 S. typhimurium 74 AAD28729.1|AF112468_8
TraT 244 E. coli 84 AAO49543.1|
TraU 330 E. coli 65 AAB61938.1|
TraV 171 E. coli 90 AAB61929.1|
TraX 248 E. coli 90 CAA39339.1|
Tabela XVII: Homologia para genes de patogenicidade
PME: proteína de membrana externa
A tabela XVIII apresenta a homologia para genes e proteínas envolvidos no controle da replicação (CopA, CopB, repA, ssDNA binding, psiA, psiB, stbA e stbB), da conjugação (finO), da expressão dos genes tra (TrbA, TrbB, TrbC, TrbD, TrbE); Gene/proteína Tamanho
(aa)
Organismo Função Homologia
(%)
Nº acesso
yehB 826 E. coli Transporte de
subunidades fimbriais
100 AAA60473.1|
focD 520 E. coli Ancoragem da fiímbria
F1C
100 BAA15975.1|
Putative PME 826 E. coli Desconhecida 100 AAC75170.1|
Putative PME 871 S. flexneri Desconhecida 97 AAN43701.1|
Putative PME 826 E. coli O157:H7 Desconhecida 95 BAB36338.1|
Hemaglutinina 226 E. coli O157:H7 Adesão 88 BAA31795.1|
Putative PME 829 S. enterica Desconhecida 78 CAD02529.1|
Prot. invasão celular
152 S. flexneri Invasão celular 38 AAK18454.1|
Prot. invasão celular
160 S. typhimurium Invasão celular 36 AAL21757.1|
mrkC 828 K. pneumoniae Ancoragem da fiímbria
MR/K tipo3
33 AAA25095.1|
F17papC 861 E. coli Ancoragem da fiímbria
F17
33 CAD33726.1|
Gene fimbrial F17 821 E. coli Síntese de subunidades
fimbriais F17
30 AAC45721.1|
hifC 837 H. influenzae, Ancoragem da fiímbria
HIF
30 AAB53096.1|
Genes fimbriais LKP
837 H. influenzae Síntese de subunidades da fímbria LKP
29 CAC93702.1|
ghfC 837 H. influenzae Ancoragem da fiímbria
LKP
29 CAD12867.1|
Hemaglutinina filamentosa
873 B. pertussis Adesão 28 CAA47266.1|
FimC 873 B. pertussis Ancoragem da fiímbria
tipo 1
28 CAA46090.1|
afaC 859 E. coli Ancoragem da adesina
afiímbrial AFA 1
28 CAA54117.1|
AafC 856 E. coli Ancoragem da fiímbria
AAF/II
27 AAD27810.1|
fimD 867 E. col Chaperone da fímbria tipo
1
27 AAB40730.1|
FotD 835 E. coli Chaperone da fímbria
987P
27 AAO73849.1|
LpfC 840 S. typhimurium Ancoragem da fiímbria
LPF
26 AAL18163.1|
Sfa (I) 876 E. coli Ancoragem da fiímbria S 26 CAC16953.2|
F1C 892 E. coli Síntese de subunidades da
fímbria F1C
26 AAN79699.1|
Porina 866 E. coli O157:H7 Reunião de subunidades
fimbriais
25 BAB33566.1|
homologia para proteínas hipotéticas (YcdA, YcgC, YchA, YcfA, YceA,YceB, YcaB) e para proteínas de exclusão de superfície, de resistência ao complemento e de mobilização.
Tabela XVIII: Homologia para genes plasmidiais
Gene/proteína Tamanho (aa)
Organismo Função Homologia
(%)
Nº acesso
Dihydrofolato redutase
169 E. coli, Shigella sp Síntese de purinas e aa 100 AAA68493.1|
Resistência Sm 278 S. typhi, Shigella sp Resistência a
antimicrobianos
100 CAD57667.1|
CopA 61 E. coli Controle da replicação 100 CAA23617.1|
FinO 147 E. coli Regulação da conjugação 99 AAC44278.1|
TrbE 86 E. coli Expressão dos genes tra 98 AAO49532.1|
CopB 82 E. coli Controle da replicação 98 BAA84881.1|
repA 61 E. coli, Controle da replicação 98 CAA39382.1|
ssDNA binding 150 E. coli Controle da replicação 98 BAA31806.1|
YihA 127 E. coli GTPase 98 AAM14712.1|
TrbG 93 E. coli Expressão dos genes tra 97 AAO49524.1|
YchA 115 pColIb Hipotética 96 BAA75126.1|
TrbB 181 S. typhimurium Expressão dos genes tra 93 AAD28724.1|
YcdA 103 pColIb Hipotética 92 BAA75118.1|
YcgC 140 pColIb-P9 Hipotética 96 BAA75125.1|
YchA 115 pColIb-P9 Hipotética 93 BAA75126.1|
TrbA 115 E. coli Expressão dos genes tra 90 AAO49534.1|
psiA 239 E. coli Controle da conjugação 90 AAO49644.1|
repA 289 S. flexneri Controle da replicação 88 AAL72310.1|
psiB 144 enterobactérias Controle da conjugação 88 CAA31004.1|
TrbC 212 E. coli Expressão dos genes tra 86 AAB61940.1|
YcfA 256 pColIb de E. coli Hipotética 85 BAA75122.1|
YceB 144 pColIB-P9 (S.
typhimurium)
Hipotética 84 BAA75121.1|
Prot. exclusão superfície
243 Plamídio F-pR100 Conjugação 84 BAA97971.1|
Resistência complemento
243 E. coli Resistência ao organismo
hospediro
84 AAA26075.1|
TrbD 65 E. coli Expressão dos genes tra 81 AAO49523.1|
Prot. mobilização 165 V. salmonicida, B. Grahamii
Mobilidade 80/33 CAC81943.1|
YceA 73 pColIb-P9 Hipotética 76 BAA75120.1|
YcaB 73 pColIB-P9 (S.
typhimurium)
Hipotética 76 BAA75120.1|
pilT 175 E. coli Motilidade e retração do
pili tipo IV
42 AAL05524.1|
StbB 117 E. coli Controle da replicação 38 CAA31265.1|
5 Discussão
Apesar de todos os esforços que têm sido feitos no Brasil e em outros países para melhorar a produção comercial dos produtos aviários, muitas doenças infecciosas, principalmente aquelas causadas por E. coli, resultam em graves perdas econômicas para a indústria aviária (Morris, M. 1989). Essas infecções geralmente estão associadas com colisepticemia, onfalite e peritonite em aves jovens, e salpingite e infecções do saco aéreo em aves adultas (Levine, M.M., 1987).
Com o objetivo de relacionar genes plasmidiais com fatores que podem ser responsáveis pela virulência de linhagens de E. coli de origem aviária, foram estudadas duas linhagens de E. coli. A linhagem SEPT13 foi isolada de uma ave com quadro clínico de septicemia e possui 3 plasmídios de alto peso molecular (88, 56 e 43 MDa). A linhagem SCI4 foi isolada de uma ave com sinais clínicos da síndrome de cabeça inchada em aves e possui 2 plasmídios de alto peso molecular (98 e 60 MDa).
O estudo realizado por Doetkott et al. (1996) revelou que linhagens de E. coli isoladas de aves geralmente possuem plasmídios de alto peso molecular e estes, em sua maioria, possuem genes relacionados à virulência. Nesse estudo foram examinadas 30 linhagens de E. coli de origem aviária e dessas, 17 continham de um a quatro plasmídios maiores que 50 Kb, e onze linhagens possuiam plasmídios maiores que 100 Kb.
A análise do perfil plasmidial das linhagens selvagens (SEPT13 e SCI4) e das
linhagens mutantes (azuis e KmR), que resultaram da mutagênese com o transposon
TnphoA, permitiu detectar nas mesmas os plasmídios que sofreram alteração do peso molecular e, conseqüentemente, alteração na migração em gel de agarose. Para confirmar a presença do transposon TnphoA nos plasmídios das mutantes ST16, A, mut. 05 e mut. 23 foi realizado o Southern-Blotting, utilizando como sonda um fragmento de DNA do transposon TnphoA.
Estas mutantes foram selecionadas em meio de cultura contendo o antibiótico canamicina, marca de resistência do transposon, e apresentam aumento do peso molecular
do DNA plasmidial quando comparadas com as linhagens que as originaram. Este aumento do peso molecular é evidenciado pela diminuição da migração do DNA no gel de agarose.
A sonda molecular utilizada para o ensaio de hibridização foi um fragmento de 3.450 pb do transposon TnphoA. O DNA plasmidial das linhagens em estudo foram digeridos aleatoriamente com 3 diferentes enzimas de restrição. Através dos resultados apresentados no ítem 4.4 pode-se observar que todas as mutantes por nós estudadas hibridaram com a sonda utilizada, demonstrando que as diferenças de migração do DNA plasmidial, encontradas nos géis de agarose, se devem realmente à presença do transposon TnphoA inserido no plasmídio destas linhagens.
O teste de patogenicidade em pintos de um dia de idade foi feito através da inoculação da bactéria por via subcutânea. Os resultados mostraram que a linhagem SEPT13 tem uma DL 50% de 4 x 105 U.F.C/mL. Este resultado caracteriza esta linhagem como sendo de alta patogenicidade. Quando o teste foi realizado com a mutante ST16,
observou-se que esta mutante teve a DL50% modificada para 1,2 x 1012 U.F.C/mL,
sugerindo que o transposon TnphoA se inseriu em genes responsáveis pela patogenicidade presentes no plasmídio de 88 MDa. Quando o plasmídio de 88 MDa mutagenizado foi transferido para a linhagem MS101 originando a transformante A, foi observado que esta também não se mostrou patogênica no ensaio com pintos de um dia de idade, assim como a mutante ST 16, da qual foi originada.
A correlação entre um plasmídio de alto peso molecular e patogenicidade também foi encontrada no trabalho de Sekizaki et al. (1989). Estes autores correlacionaram a presença de um plasmídio de 95 MDa com a capacidade da linhagem em estudo de ser patogênica nos ensaios in vivo. Outros autores também têm mostrado uma possível relação entre genes plasmidiais e virulência (Nolan et al., 1992; Silveira et al., 1994; Wooley et al., 1996).
Quando o teste de patogenicidade foi realizado com a linhagem recombinante E (plasmídio de 43 MDa), esta linhagem mostrou-se não patogênica, indicando que o
plasmídio de 43 MDa não deve estar diretamente relacionado à expressão de genes de patogenicidade, ou possui genes para esta finalidade mas necessita de outros para se expressar.
Quanto à produção de hemolisina, todas as linhagens parentais, mutantes e transconjugante mostraram-se negativas, resultado semelhante ao encontrado por Emery et al., 1992.
O ensaio que utilizou o corante vermelho de congo foi realizado como indicativo da capacidade das linhagens bacterianas em invadir tecidos. Este ensaio não apresentou bons resultados já que algumas linhagens não absorveram o corante mas mostraram-se invasivas no ensaio celular in vitro. Um resultado inverso aconteceu com a transconjugante 04 que se mostrou positiva no ensaio com o corante vermelho de congo, mas negativa nos ensaio de invasão celular in vitro. Desta forma, os resultados indicam que este método não é ideal para testes com E. coli de aves, usado como indicativo de capacidade de invasão.
A produção de colicina V, que é mediada por genes plasmidiais presentes no plasmídio col V, não foi observada em nenhuma das linhagens estudadas. A produção desta colicina está, geralmente, associada à patogenicidade em linhagens de E. coli. Entretanto, a colicina V não é determinante de virulência, visto que linhagens não produtoras dessa colicina, mas que possuem plasmídios de alto peso molecular, apresentam-se virulentas quando testadas em animais (Quakenbusch & Falkow, 1979; Milch et al., 1979). Este fato também foi verificado no trabalho de Fantinati et al. (1994), onde a maioria das linhagens patogênicas estudadas apresentaram plasmídios de alto peso molecular, mas apenas 4 foram produtoras de colicina V.
Além da colicina V, outras colicinas já foram descritas em E. coli, todas elas codificadas exclusivamente por genes plasmidiais (Riley, M.A., 1993).
Analisando a produção de colicinas pelas linhagens em estudo, foi observado que a linhagem SEPT13 mostrou-se produtora das colicinas Ia, Ib, E1, E3, K e B, assim como
a mutante ST16. A linhagem recombinante A, bem como a linhagem E não foram produtoras de nenhuma colicina. Assim, podemos observar que o plasmídio de 88 MDa não parece estar envolvido na produção de colicinas, pois a mutante ST16 produziu as mesmas colicinas que a linhagens SEPT13, contudo, quando o plasmídio de 88 MDa foi transferido para a linhagem MS101, gerando a transformante A, não houve produção de nenhuma colicina. O plasmídio de 43 MD também parece não estar envolvido na produção de colicinas já que a linhagem E não produziu nenhuma das colicinas estudadas.
Apesar de não existir correlação entre a produção de colicinas e a presença dos plasmídios de 43 MDa e 88 MDa, presentes na linhagem SEPT13, a hipótese de que tal característica seja codificada por genes plasmidiais desta linhagem não pode ser descartada, visto que os plasmídios de 56, 2,7 e 4,7 MDa não foram isolados e não tiveram suas características de patogenicidade estudadas.
A transconjugante 04 (SCI4 x MS101), assim como a linhagem SCI4, produzem as mesmas colicinas (Ia, Ib, E1, E3, K e B). Este resultado sugere que genes relacionados à produção de colicinas podem estar presentes no plasmídio de 60 MDa. Entretanto, estes genes não foram mutagenizados pelo transposon TnphoA, pois a mutante 23 (pRT733 x Tr.04) continua produzindo as colicinas citadas acima.
A utilização de ferro pelas linhagens de E. coli de origem aviária verificada através da produção do sideróforo aerobactina é freqüentemente relatada a genes presentes no plasmídio Col V ou em genes presentes no cromosso bacteriano (Williams, P.H., 1979; Braum, 1981; Stuart et al., 1980), embora existam trabalhos que mostrem que várias linhagens de E. coli produzem o sideróforo aerobactina mesmo na ausência do plasmídio ColV (Linggood et al., 1987).
No trabalho desenvolvido por Dho & Lafont (1984), os autores encontraram uma correlação entre a capacidade de crescimento das linhagens de origem aviária em condições limitadas de ferro e a patogenicidade. O mesmo acontece no trabalho de Ike et al. (1992), onde os autores relatam a existência de um plasmídio de 100 MDa, o qual
confere à linhagem em estudo a capacidade de resistência ao soro e a capacidade de produzir o sideróforo aerobactina.
No presente trabalho, a linhagem SEPT13 mostrou-se produtora de aerobactina e também mostrou-se patogênica no ensaio in vivo. Entretanto, a produção de aerobactina não pode ser correlacionada aos plasmídios de 88 MDa e 43 MDa, visto que a mutante ST16 também foi produtora de aerobactina, mas a transformante A a qual possui apenas o plasmídio de 88 MDa mutagenizado não expressou este sideróforo. O mesmo acontece com a transconjugante E, que possui o plasmídio de 43 MDa, mas não produz aerobactina.
A capacidade de adesão das linhagens em estudo foi verificada através dos testes de adesão em células HEp-2 e em células de traquéia de aves, microhemaglutinação com eritrócitos de diferentes animais e através da visualização de fímbrias pelo ensaio de microscopia eletrônica.
Os ensaios de adesão e invasão revelaram que o plasmídio de 43 MDa, presente na linhagem SEPT13 e que foi transferido para a transconjugante E, possui genes que estão envolvidos na capacidade da linhagem SEPT13 de aderir e invadir células. Estes genes, responsáveis pela capacidade de adesão e invasão, provavelmente, foram mutagenizados pelo transposon TnphoA, pois a mutante 05 perdeu estas características.
Ao observarmos a transconjugante 04 (SCI4 x MS101), verificamos que esta adere às células HEp-2 e também ao epitélio de traquéia. Dessa forma, podemos relacionar o plasmídio de 60 MDa, presente nesta transconjugante e na SCI4, à capacidade de adesão dessas linhagens. A mutante 23 perdeu a capacidade de adesão em células HEp-2 e em células de traquéia, sugerindo que genes de adesão foram mutagenizados pelo tranposon TnphoA.
No trabalho de Baldini et al. (1983), um plasmídio de 55 MDa foi transferido de uma linhagem de E. coli enteropatogênica, com habilidade para aderir às células HEp-2, para a linhagem receptora HB101, a qual não adere ou invade culturas celulares de HEp-
2. Após a transferência desse plasmídio, a linhagem HB101 adquiriu a capacidade de adesão. A presença do plasmídio de 55 MDa também foi relacionado à capacidade de adesão da linhagem em estudo no ensaio in vivo.
Ginns et al. (2000) demonstraram que a capacidade de adesão de uma linhagem de E. coli isolada do pericárdio de uma ave com colibacilose pode ser atribuída à presença de um plasmídio de alto peso molecular. Quando a linhagem em estudo teve o plasmídio curado, esta perdeu a habilididade de colonização das células da traquéia e, quando o plasmídio foi reintroduzido, a capacidade de adesão foi restaurada. Entretanto, a transferência desse plasmídio para a linhagem receptora DH5α não a tornou mais adesiva, demonstrando que genes cromossômicos adicionais são necessários para a total expressão de alguns fatores de virulência da bactéria.
Visto que a infecção de aves com linhagens de E. coli pode ocorrer após a infecção inicial do trato respiratório com vírus que debilitam o sistema imune, a capacidade de adesão mediada por adesinas fimbrias ou afimbriais, expressas por essas linhagens, torna-se um dos mais importantes passos para a colonização efetiva dos tecidos hospedeiros e para o estabelecimento do processo infeccioso. Dho-Moulin & Fairbrother (1999) relatam as fímbrias tipo 1, tipo P e curli, além da hemaglutinina sensível a temperatura (Tsh) como sendo as principais adesinas envolvidas no mecanismo de patogenicidade de E. coli de origem aviária.
Pelo ensaio de microscopia eletrônica verificamos que a linhagem SEPT13 possui vários tipos de fímbrias (longas e curtas). Com o objetivo de determinar se a expressão de alguma dessas fímbrias era determinada por genes presentes nos plasmídios A (88 MDa) ou E (43 MDa), estes plasmídios foram transferidos através das técnicas de conjugação e transformação, respectivamente, para a linhagem receptora HB101, a qual não possui nenhuma fímbria.
A microscopia eletrônica revelou que a transconjugante E expressou apenas fímbrias curtas, semelhante àquelas encontradas na linhagem SEPT13. A mutante 5 (pRT733 x E) não apresentou nenhum tipo de fímbria, sugerindo que o transposon
TnphoA deve ter interrompido a seqüência de genes responsáveis pela expressão desta fímbria e, conseqüentemente, pela capacidade de adesão conferida pelo plasmídio de 43 MDa.
A linhagem A, a qual contém o plasmídio de 88 MDa mutagenizado também possui capacidade de adesão em linhagens celulares, entretanto, esta linhagem não apresentou nenhum tipo de fímbria. Estes resultados sugerem que este plasmídio pode conter genes que codificam adesinas afimbriais, que conferem à transformante A a capacidade de adesão.
As fímbrias curtas presentes na transconjugante E, provavelmente, são codificadas por genes do plasmídio de 43 MDa, encontrado nesta transconjugante e deve ter correlação com a capacidade de adesão desta linhagem nos ensaios” in vitro”. Embora estas fímbrias não possam ser relatadas com sendo do tipo 1, P ou curli, podemos sugerir que outros tipos de fímbrias, ainda não conhecidas e caracterizadas, existem em E. coli de origem aviária e que a linhagem SEPT13 possui diversos genes para estabelecer infecção no organismo hospedeiro, pois esta linhagem apresenta diferentes plasmídios que podem conter genes de adesão fimbriais e afimbriais, que possibilitam à linhagem causar septicemia.
A técnica de PCR foi realizada para tentar identificar as fímbria presentes nas linhagens SEPT13, SCI4 e nas transconjugantes E e Tr. 4. As linhagens SEPT13 e SCI4 possuem genes responsáveis pela expressão da fímbria tipo 1, curli e também possuem o gene tsh, o qual codifica a hemaglutinina sensível à temperatura. As duas linhagens não apresentaram o gene papA, responsável pela expressão da fímbria P.
Como era esperado, em nenhuma das transconjugantes foi amplificado o gene para fímbria tipo 1 e P, que são características cromossômicas e também não houve amplificação para o gene da fímbria curli.
A adesina Tsh foi descrita por Provence & Curtis (1994) como sendo uma proteína com capacidade de aglutinar eritrócitos de galinha, e que tem alta homologia
com a protease de IgA produzida por linhagens de Haemophilus influenzae e Neisseria gonorrhoeae. Dozois et al. (2000) sugerem que esta proteína deve ser, direta ou indiretamente, responsável pela capacidade de adesão aos eritrócitos do organismo hospedeiro e que, também, pode atuar como uma importante adesina nos estágios iniciais da colonização do trato respiratório das aves. Estes autores confirmaram ainda que linhagens que expressam a adesina Tsh produzem mais lesões no saco aéreo de pássaros quando comparadas com mutantes tsh, embora a ausência desta adesina não impeça o aparecimento de infecções. Dho-Moulin et al. (1997) também relacionaram a expressão da adesina Tsh com o processo de patogenicidade em linhagens de E. coli de origem aviária. Neste estudo, entre 300 linhagens estudades, 90,6% eram patogênicas.