Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro
Análise do comportamento e características seminais na recolha de sémen com vagina artificial no Burro de Miranda: efeito da
administração pré-recolha de PgF2α
Dissertação de Mestrado Integrado em Medicina Veterinária
CÁTIA ALEXANDRA PEREIRA CUSTÓDIO ORIENTADOR: MIGUEL NUNO PINHEIRO QUARESMA
Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro
Análise do comportamento e características seminais na recolha de sémen com vagina artificial no Burro de Miranda: efeito da
administração pré-recolha de PgF2α
Dissertação de Mestrado Integrado em Medicina Veterinária
CÁTIA ALEXANDRA PEREIRA CUSTÓDIO ORIENTADOR: MIGUEL NUNO PINHEIRO QUARESMA
COMPOSIÇÃO DO JÚRI:
Doutora Ana Patrícia Antunes Lopes
Doutora Ana Celeste Andrade Martins de Carvalho Bessa Doutor António Luís Mittermayer Madureira Rodrigues
Doutor Miguel Nuno Pinheiro Quaresma
Declaração de Responsabilidade
NOME: Cátia Alexandra Pereira Custódio
CORREIO ELECTRÓNICO: catiapereiracustodio_97@hotmail.com
DESIGNAÇÃO DO MESTRADO: Mestrado Integrado em Medicina Veterinária
TÍTULO DA DISSERTAÇÃO DE MESTRADO EM MEDICINA VETERINÁRIA:
Análise do comportamento e caraterísticas seminais na recolha de sémen com vagina artificial no Burro de Miranda: efeito da administração pré-recolha de PgF2α
ORIENTADOR: Professor Doutor Miguel Nuno Pinheiro Quaresma
ANO DE CONCLUSÃO: 2021
Declaro que esta dissertação de mestrado é resultado da minha pesquisa e trabalho pessoal e das orientações dos meus supervisores. O seu conteúdo é original e todas as fontes consultadas estão devidamente mencionadas no texto e na bibliografia final. Declaro ainda que este trabalho
Agradecimentos
À Universidade de Trás-os-Montes e Alto Douro, a todos os professores, a todos os técnicos, auxiliares e funcionários pelo conhecimento e apoio transmitidos ao longo destes seis anos assim como pelo incentivo à aprendizagem e pela disponibilidade sempre demonstrada.
Ao Professor Doutor Miguel Quaresma, por ter aceitado o desafio de ser meu orientador, por me ter acompanhado não só na elaboração desta Dissertação, mas também no meu percurso académico, mostrando sempre prazer no poder transmitir conhecimentos da área médico-veterinária, mas também ensinamentos de vida que, pelo menos eu, levo comigo para o percurso futuro. A ele, por mostrar tanto orgulho e gosto naquilo que faz, e pela sua amizade, o meu muito obrigado.
A todos os médicos, enfermeiros e auxiliares veterinários com quem cruzei caminhos ao longo deste percurso. A profissional que eu for amanhã é um pedacinho de cada um.
Obrigada pela paciência, pelos ensinamentos, pelos sorrisos por cima do cansaço, pela amizade.
Por me ensinarem que ser estagiária é motivo de orgulho, que aprender é sinal de evolução e que confiança é a ferramenta principal. À Clínica Veterinária Douro Sul, por dois verões de muita aprendizagem e diversão. Ao serviço de Animais de Produção e Equinos do HV-UTAD, obrigado. À Clínica Veterinária Dra. Marta Rebelo, onde tive oportunidade de criar amizades que se tornaram especiais para mim. Marta e Henrique, obrigado por confiarem em mim, e por tantos ensinamentos (veterinários ou não!).
Ao Centro Pedagógico Veterinário do Instituto Politécnico de Bragança (CPV-IPB) representado pelo Professor Doutor Hélder, pela Liliana e pelo Valentim que sem dúvida fizeram as minhas sextas-feiras de estágio ainda mais divertidas. Obrigado pelo amor pelos animais, e também pelos risos e pelas fotos artísticas dignas de prémio.
À Associação dos Criadores de Gado e Agricultura (ACRIGA) em especial ao Sr.
Leonardo e ao Dr. João, por me terem acompanhado de perto durante o estágio e me terem mostrado as maravilhas naturais e gastronómicas de Macedo de Cavaleiros e arredores.
À Associação para o Estudo e Proteção do Gado Asinino (AEPGA), por terem fornecido os animais para o estudo que serviu de base para a elaboração desta Dissertação, mas também obrigado por me terem recebido como vossa estagiária. A vós que tão bem me receberam, onde me senti tão em casa. Pelo vosso espírito humanitário, vontade incansável de
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A todas as pessoas que ajudaram na realização do estudo reprodutivo que teve por base a elaboração da presente Dissertação.
Aos meus Compinchas: Alice, Ana Rita, Bea, Carol, Letícia, Mariana e Tiago, por estes 5 anos de aventuras, loucuras, viagens e muito marranço. Sem vocês estes anos não teriam sido tão bonitos. Obrigado. Às Vet Girls um beijinho especial, por termos construído a nossa casa, à nossa maneira, e de forma improvável. Gosto muito de vocês.
Aos meus colegas da turma 3 (e mais tarde 5) porque conseguiram que atingisse um record inimaginável de ataques de riso, porque fizeram com que as frequências não fossem tão assustadoras, porque me ensinaram a ver que os fracassos podem ser vistos como novas oportunidades, e por fazer com que os sucessos tivessem outro sabor. Bia, Donato, Lino e Rente, obrigado.
À Oliveirinha, à Francisca e Cátia, à Lia, Érica, Diana e Anésia, por terem estado presentes ao longo desta caminhada, e terem tornado o meu percurso académico mais bonito.
À Vibratuna, a todas vós por todos os momentos que passamos, pelos “abraços que trocamos em tantas ruas”, pela música, pelas emoções, por tudo, muito obrigada. Um abracinho especial às minhas Miste, Ningúem, Lininha, Serras, Gerente, Dobby, Nora, Pistão e Croft, nunca esquecerei tudo o que vivemos juntas. “Se um dia voltares bem por perto terás um sorriso ao virar da esquina”. Obrigada da vossa Bugs.
À Sociedade Filarmónica de Salzedas, por estarem comigo há 12 anos, por tudo o que são para mim, por sempre confiarem e acreditarem em mim seja para o que for, e por todo o apoio que me deram desde sempre, mas em especial nos últimos 5 anos, obrigado. Foram tantos os que por mim passaram nesta família, mas levo de todos uma bonita amizade. Óscar, B-Badajós, J-Badajós, Pedro, Mariana, de vocês levo um carinho especial, pela paciência, pelas alegrias, mas sobretudo pelos momentos menos bons, sempre estiveram lá, obrigado.
Aos Convívios Fraternos, ao DDPJ Lamego, aos Mc 16,15 por me mostrarem o sabor e importância do abraço, e por partilharem comigo o que é Maior que tudo.
À minha família. Quem me conhece sabe que a família é o bem que mais prezo na vida. A família é o mais importante para mim, e foram vocês que me transmitiram estes valores.
Não há palavras suficientes que eu pudesse colocar aqui para vos explicar o que são para mim, e para vos agradecer. Família Geirinhas, Família Custódio e queridos padrinhos, obrigado.
Ao meu irmão, por ser um exemplo de força e de vida. Pedro, não imaginas o orgulho que tenho em ti. Aos meus pais, nunca irei conseguir agradecer o suficiente tudo o que fizeram e fazem por mim. São mesmo o melhor de mim. À minha mãe (galinha), por guardar
sempre um espaço no ninho para mim, por me transmitir todos os valores e mais alguns, pelo apoio e pelo amor, obrigada. Ao meu pai, por me ter transmitido este amor pelos animais, pelos sacrifícios e por todo o apoio e confiança em mim. Amo-vos.
Ao meu Kiko, porque nunca deixa de acreditar, e a verdadeira magia da vida está aí. Por não ter medo de amar, por partilhar o melhor e o pior da vida comigo. Por me lembrar sempre que a vida é dura, mas eu sou mais. Por me apoiar em todas as decisões e missões, por mais loucas que sejam. E por tudo o que está para vir, que seja muito e que seja juntos.
Resumo
O Burro de Miranda encontra-se vulnerável à extinção, e por isso os estudos reprodutivos nesta raça são extremamente importantes no caminho da sua conservação. A fisiologia e comportamento sexual dos machos desta raça ainda foi pouco estudado.
A prostaglandina F2 alfa (PgF2α) é uma molécula que provoca a contração da musculatura lisa, e tem sido utilizada para aumentar a qualidade e quantidade do ejaculado em diversas espécies. Está descrito o seu efeito benéfico no desempenho reprodutivo em espécies como o coelho, o porco, o carneiro e o cavalo.
O estudo realizado teve como objetivo analisar alguns parâmetros reprodutivos e de comportamento na cobrição do Burro de Miranda e perceber os efeitos da administração de PgF2α nos mesmos.
A amostra era constituída por seis garanhões da raça asinina de Miranda, com diferentes idades, peso e tamanho. Foram ainda utilizadas nove fêmeas adultas como manequim. As recolhas foram realizadas com a vagina artificial de Hannover. Os parâmetros a avaliar foram divididos em parâmetros comportamentais e parâmetros da qualidade de sémen. Após a recolha dos dados, foi utilizado o Excel (Microsoft Corp, USA) e o SPSS (IBM Corp, USA) para realizar a análise estatística.
A PgF2α parece ter tido uma influência positiva no comportamento sexual dos garanhões, tornando o processo mais curto e com menos SSE. Relativamente ao número de SSE há uma clara diminuição quando é administrada a molécula, estatisticamente significativa (P=0,047). A PgF2α não teve influência no número de SCE (P=1). Houve igualmente uma influência positiva no intervalo de tempo entre exposição à fêmea e ereção (P=0,011), assim como do intervalo de tempo entre exposição à fêmea e ejaculação (P=0,011), diminuindo-os significativamente.
Quanto à qualidade do sémen esta influência parece ser nula ou negativa, dependendo do parâmetro em questão. Relativamente ao volume de sémen pré-filtração (P=0,515) e volume de sémen pós-filtração (P=0,672), a motilidade total (P=0,294) e a concentração espermática (P=0,414), estes não foram influenciados pela administração prévia de PgF2α. Contudo, a morfologia foi influenciada negativamente pela administração PgF2α, tendo diminuído significativamente a percentagem de espermatozoides com morfologia normal
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quando estes valores eram de má qualidade, diminuindo os volumes e aumentando a mobilidade. Isto pode ser útil em burros com idade mais avançada, podendo vir a aumentar a vida reprodutiva destes animais.
Palavras-chave: Reprodução animal, Burro de Miranda, macho, sémen, prostaglandina.
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Abstract
The Miranda Donkey breed is in danger of extinction, and for that, reproductive studies in this breed are of extreme importance for its conservation. Reproductive physiology and behavior of this breed male donkeys hasn´t been much studied yet.
Prostaglandin F2 alpha (PgF2α) is a molecule that causes the contraction of the smooth muscle, and it has been used to increase the ejaculation and the quality of the semen in several species. It is known that it has beneficial effects in the reproductive performance in species like the rabbit, pig, sheep and horse.
The purpose of this study is to analyze a few reproductive and behavioral parameters of the Miranda Donkey during breeding and also to understand the effect of the administration of PgF2α in these.
It was used six male donkeys of the Miranda donkey breed, with different age, weight and size. It was also used nine females as mannequin. It was used a Hannover artificial vagina.
The parameters evaluated were divided in two groups: behavioral parameters and quality of semen parameters. After data was taken, it was used Excel (Microsoft Corp, USA) and SPSS (IBM Corp, USA) for the statistics.
PgF2α seems to have had a positive influence in sexual behavior of the male donkeys, making the process shorter and with less jumps on the female without erection. These jumps showed a clear decrease when the molecule was injected, statistically (P=0,047). PgF2α
didn´t have an influence in the number of jumps with erection (P=1). There was a positive influence in the time interval between presentation to the female and erection, as well as in time between treatment and ejaculation, making both significantly shorter.
Regarding semen quality, this influence seemed to have been null or even negative, depending on the parameter. Pre-filtration volume (P=0,515), post-filtration volume (P=0,672), total motility (P=0,249) and spermatic concentration (P=0,414) were not influenced by previous PgF2α administration. However, sperm morphology was negatively influenced by PgF2α
administration, decreasing significantly the percentage of normal morphology spermatozoids.
However, a positive influence in pre-filtration (P=0,008) and post-filtration volumes (P=0,018), and also in total motility (P=0,086), when these were of low quality, decreasing the volumes and increasing the motility. This can be helpful in old donkeys, being able to prolong their reproductive life.
Key-words: Animal reproduction, Miranda Donkey, male, semen, Prostaglandin F2 alpha.
Índice Geral
Agradecimentos ______________________________________________________ vii Resumo _____________________________________________________________ xi Abstract _____________________________________________________________ xiii Índice de Figuras ______________________________________________________ xvii Índice de Tabelas _____________________________________________________ xxi Lista de abreviaturas, siglas, símbolos ou acrónimos __________________________ xxiii Capítulo 1 - Revisão Bibliográfica ________________________________________ 1 1.1.Introdução ________________________________________________________ 1 1.2. Sistema reprodutivo do macho asinino __________________________________ 10 1.3. Recolha e avaliação de sémen ________________________________________ 17 1.4. A prostaglandina F2 alfa _____________________________________________ 22 Capítulo 2 – Componente Prática _________________________________________ 27 2.1. Objetivos do Trabalho ______________________________________________ 27 2.2. Materiais e Métodos ________________________________________________ 29 2.3. Resultados e Discussão _____________________________________________ 34 2.4. Conclusões _______________________________________________________ 56 Capítulo 3 – Relatório de Estágio _________________________________________ 57 Referências Bibliográficas ______________________________________________ 77
Índice de Figuras
Figura 1 – Origem filogenética do Burro de Miranda,
adaptado de Beja-Pereira (2004) ___________________________________________ 2 Figura 2 - Distribuição mundial de asininos, adaptado de FAOSTAT (2020) _________ 3 Figura 3 - Evolução da população de asininos na Europa, na última década, adaptado de FAOSTAT (2020) ____________________________________________________ 4 Figura 4 - Evolução da população de asininos na Europa, na última década, adaptado de FAOSTAT (2020) ____________________________________________________ 4 Figura 5 – Evolução da população de asininos em Portugal na última década, adaptado de FAOSTAT (2020) ____________________________________________________ 5 Figura 6 – Mapa de Distribuição da raça, retirado de A raça Asinina de Miranda de Quaresma et. al (2005) ___________________________________________________ 6 Figura 7 – Cronograma da população do Burro de Miranda ______________________ 9 Figura 8 – Pénis em ereção do Burro de Miranda antes (em cima) e depois (em baixo) da ejaculação __________________________________________________________ 13 Figura 9 – Reflexo de Flehmen em burro da raça asinina de Miranda ______________ 16 Figura 10 - Espermatozoides de um exemplar da raça asinina de Miranda, ao microscópio ótico, na coloração de Eosina-Nigrosina. Imagens gentilmente cedidas pela Prof. Dra. Ana Celeste e pela Prof. Dra. Adelina Gama __________________________ 21 Figura 11 – Estrutura química da prostaglandina F2 alfa em 3D __________________ 22 Figura 12 – Estrutura química da prostaglandina F2 alfa ________________________ 23 Figura 13 – Esquema da síntese da prostaglandina F2 alfa _______________________ 24 Figura 14 – Recolha de sémen em macho de Burro de Miranda, com utilização de vagina artificial de Hannover ______________________________________________ 30 Figura 15 – Representação do retículo da câmara de Neubauer ____________________ 31
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Figura 17 – Diagrama de caixas com variável independente (Nome) e variável dependente (SSE), mostrando a dispersão de cada indivíduo. De realçar a diferente média e desvio padrão do Marquês quando comparado com os restantes burros da população _____________________________________________________________ 47 Figura 18 – Diagrama de caixas com variável independente (Nome) e variável dependente (ITEj), mostrando a dispersão de cada indivíduo. De realçar o ponto 37 no Tonho, correspondente à recolha número 37 do estudo, em que o indivíduo teve um ITEj excecional de 23 minutos _________________________________________________ 49 Figura 19 – Gráfico de comparação de médias do VPreF (ml) e VPosF (ml) nos diferentes grupos do estudo. De realçar a grande diferença de valores médios no Sebastião para o grupo controlo e prostaglandina ______________________________ 51 Figura 20 – À esquerda: pistola lança-doses com agente da tuberculose aviaria (Mycobacterium avium) para a prova da tuberculina (acima) e pistola lança-doses com agente da toberculose bovina (Mycobacterium bovis) para a prova da tuberculina (abaixo) para a prova intradérmica da tuberculina; À direita: recolha de sangue em bovino na veia jugular para pesquisa de Brucella bovis __________________________ 61 Figura 21 - Realização da prova intradérmica da tuberculina: tricotomia (esquerda), utilização do cutímetro (centro), administração de Mycobacterium bovis (direita) _____ 62 Figura 22– Desparasitação sistémica com Dectomax © por via subcutânea (esquerda) e vacinação com Covexin10 © por via intramuscular (direita) _____________________ 62 Figura 23 - Utilização do emasculador no testículo direito, de forma transcutânea, em bovino mirandês, para castração ___________________________________________ 63 Figura 24 – Recolha de sangue para pesquisa de Brucelose em cabra da raça Preta do Montesinho de sangue para pesquisa de Brucelose em cabra da raça Preta do Montesinho ___________________________________________________________ 63 Figura 25 – À esquerda: prolapso uterino com visualização dos cotilédones (relevos de cor vermelho escuro dispersos pelo útero) em bovino da raça mirandesa com 9 anos de 64
idade, e com rotura da artéria uterina; À direita: úbere de bovino da raça Holstein-Frísia com mamite clínica nos quatro tetos ________________________________________
Figura 26 – Realização de ecografia para diagnóstico de gestação em ovinos da raça Ile de France, 35 a 40 dias pós-cobrição, com visualização de cotilédones. Colocação da sonda imediatamente cranial ao úbere _______________________________________ 64 Figura 27– Visualização de raças autóctones ao longo do estágio na ACRIGA: raça ovina galega-bragançana (em cima), raça caprina preta de Montesinho (em baixo e à esquerda) e raça bovina mirandesa (em baixo e à direita) 65 Figura 28 – À esquerda: contagem de ovos de parasitas ao microscópio ótico para o estudo de resistência aos antiparasitários em caprinos da raça Preta do Montesinho; à direita: realização de ecografia hepática em ovino ______________________________ 66 Figura 29 – Em cima: fratura do corno esquerdo em caprino da raça Preta de Montesinho; em baixo: resolução cirúrgica de fratura no corno esquerdo em caprino da raça Preta do Montesinho, através de tratamento térmico, com utilização de bisturi elétrico _______________________________________________________________ 67 Figura 30 – Caso de ginecomastia em caprino macho inteiro – em cima: imagem térmica dos testículos e úbere com uma temperatura testicular de 35,7ºC; em baixo:
imagem fotográfica correspondente. Imagens gentilmente cedidas pela Liliana Santos e pelo Prof. Dr. Hélder Quintas ______________________________________________ 68 Figura 31 – Imagens radiográficas: posição anormal do feto no útero materno – em forma de “U” (imagem à esquerda); estrutura anatómica do feto em forma de “U”.
Imagens gentilmente cedidas pelo Prof. Dr. Hélder Quintas______________________ 69 Figura 32 – Maneio de cascos em caprino da raça Preta do Montesinho, com a avaliação de ângulos ____________________________________________________________ 69 Figura 33 – Limpeza de cascos em asininos com resolução de abcessos _____________ 72 Figura 34– Resolução de sarcoide de tipo pendular com utilização de elástico ________ 72 Figura 35 – Burranco com paralisia do nervo radial do membro anterior esquerdo
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Figura 36 – Burranco com paralisia do nervo radial do membro anterior esquerdo consequente da compressão do mesmo por parte de um seroma ____________________ 73 Figura 37– Tratamento de feridas provocadas pelo prurido consequente de ectoparasitas (piolhos) e visualização de seborreia e alguns _________________________________ 74 Figura 38 – Tratamento de úlcera de córnea no globo ocular esquerdo de burranco, provocada pela presença de material vegetal na pálpebra inferior __________________ 74 Figura 39– Em cima: à esquerda, uma fêmea da raça Burro de Miranda apresentando sinais de cio (mastigação, orelhas descidas até ao pescoço) e à direita, macho da raça asinina de Miranda com reflexo de Flehmen; em baixo: cobrição natural em burros da raça asinina de Miranda __________________________________________________ 75 Figura 40 – Administração de colostro artificial por via nasogástrica em burranco da raça asinina de Miranda, devido a falha na transferência da imunidade materna consequente de uma mamite clínica na progenitora, que o impedia de mamar _________ 76
Índice de Tabelas
Tabela 1 – Caraterísticas morfológicas e físicas do Burro de Miranda _____________ 7 Tabela 2 – Caraterísticas individuais dos 6 garanhões em estudo __________________ 29 Tabela 3 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo + grupo tratamento), dos parâmetros SSE (Saltos Sem Ereção), SCE (Saltos Com Ereção), ITE (Intervalo Tratamento – Ereção), ITEj (Intervalo Tratamento – Ejaculação) __________ 34 Tabela 4 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo e grupo prostaglandina), dos parâmetros VPreF (Volume Pré-Filtração) e VPosF (Volume Pós- Filtração) _____________________________________________________________ 35 Tabela 5 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo e grupo prostaglandina), dos parâmetros Mobilidade e Concentração Espermática ___________ 36 Tabela 6 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo e grupo prostaglandina), do parâmetro Morfologia Normal _____________________________ 37 Tabela 7 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo e grupo prostaglandina), do parâmetro Anomalias morfológicas do espermatozoide __________ 37 Tabela 8 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo) para os parâmetros SSE (Saltos Sem Ereção), SCE (Saltos Com Ereção), ITE (Intervalo Tratamento – Ereção) e ITEj (Intervalo Tratamento – Ejaculação) _________________ 39 Tabela 9 – Resultados do parâmetro SSE com e sem Marquês ____________________ 40 Tabela 10 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo), dos parâmetros VPreF (Volume Pré-Filtração) e VPosF (Volume Pós-Filtração) _________ 41 Tabela 11 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo), dos parâmetros Concentração e Mobilidade Espermática ___________________________ 42 Tabela 12 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo), do parâmetro Morfologia Normal _____________________________________________ 43 Tabela 13 – Resultados individuais e totais de todas as recolhas (grupo controlo), do
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Tabela 14 – Caraterísticas gerais comportamentais e de qualidade de sémen no Burro de Miranda ____________________________________________________________ 45 Tabela 15 – Comparação de média de SSE entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _____________________________________________________________ 46 Tabela 16 – Comparação de média de SCE entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _____________________________________________________________ 47 Tabela 17 – Comparação de média de ITE (min.) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________________________________________ 48 Tabela 18 – Comparação de média de ITEj (min.) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________________________________________ 48 Tabela 19 - Análise univariada do parâmetro ITEj (min.) pelo método do Modelo Linear Geral excluindo apenas uma recolha de 23 minutos do Tonho _____________________ 49 Tabela 20 – Comparação de média de VPreF (ml) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________________________________________ 50 Tabela 21 – Comparação de média de VPosF (ml) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________________________________________ 52 Tabela 22 – Comparação de média de MT (%) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _____________________________________________________________ 52 Tabela 23 – Comparação de média de Concentração Espermática (x106 spz/ml) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________________ 53 Tabela 24 – Comparação de média de % de espermatozoides com Morfologia Normal (%) entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo _________________________ 53 Tabela 25 – Comparação de média de % de espermatozoides com anomalias morfológicas entre os dois grupos em estudo para cada indivíduo __________________ 54 Tabela 26 - Comparação de média de % de espermatozoides com anomalias morfológicas entre os dois grupos em estudo, para cada tipo de anomalia ____________ 54 Tabela 27 – Casuística apresentada durante o Estágio Curricular na ACRIGA, CPV- IPB e AEPGA, com classificação em espécie, área e número de intervenções _________ 58
Lista de abreviaturas, siglas, símbolos ou acrónimos
ACRIGA – Associação de Criadores de Gado e Agricultores AEPGA – Associação para o Estudo e Proteção do Gado Asinino C – Cortisol
CAB – Centro de Acolhimento ao Burro
CALP – Centro de Atividades Lúdico-Pedagógicas CE – Concentração Espermática
COX - Cicloxigenase
CPV-IPB – Centro Pedagógico Veterinário do Instituto Politécnico de Bragança CVBM – Centro de Valorização do Burro de Miranda
DGAV – Direção Geral da Alimentação e Veterinária
FAO - Organização das Nações Unidas para a Agricultura e Alimentação FSH – Hormona Estimuladora dos Folículos
GnRH – Hormona Libertadora de Gonadotropinas
INIAV – Instituto Nacional de Investigação Agrária e Veterinária ITE – Intervalo Tratamento-Ereção
ITEj – Intervalo Tratamento-Ejaculação LH – Hormona Luteinizante
MT – Mobilidade Total Pg H2 – Prostaglandina H2 PGF2α – Prostaglandina F2 alfa
xxiv SSE – Saltos Sem Ereção
T – Testosterona
First: Think.
Second: Believe.
Third: Dream.
And finally: Dare -Walt Disney
Capítulo 1 – Revisão Bibliográfica 1.1. Introdução
Origem dos asininos domésticos
O burro, Equus africanus asinus, é um ungulado que pertence à família Equidae e ordem Perissodactyla (Yilmaz, 2012). Inicialmente, acreditava-se que a determinação genética de um ancestral especificado não seria possível, pois os seus parentes selvagens foram considerados extintos (Blench, 1997). Mais tarde, através da sequenciação dos genes de 52 raças de todo o mundo foi possível provar que os progenitores do burro doméstico são o Burro Selvagem da Núbia (Equus africanus africanus) e o Burro Selvagem da Somália (Equus africanus somaliensis) do qual ainda existem exemplares (Beja-Pereira, 2004). Destes, a teoria difilética de Sanson sugere que nasceram dois troncos principais: Equus asinus africanus e Equus asinus europeus (Ruiz, 2000; Quaresma, 2005), sendo o último o principal ascendente das raças Catalã, Zamorano-Leonesa, Piamonte, Sardenha, Sicília, Poitu, Gastonha, e “Mamoth Jackstok” (Quaresma, 2005), assim como a raça do Burro de Miranda. A origem filogenética do burro, mais especificamente do Burro de Miranda, está representada na Figura 1.
A sua domesticação teve lugar, contemporaneamente à do cavalo, mas em áreas geográficas diferentes, no Nordeste Africano, há mais de 5000 anos (Beja-Pereira, 2004).
Alguns autores consideram mesmo que esta domesticação ocorreu previamente à dos cavalos (Svendsen, 1997; Garcia, 1999; Carette, 2000). O local exato da sua domesticação não é fácil de determinar, mas através do estudo da história das línguas (sabendo que os primeiros termos associados a este animal apareceram nas línguas africanas), surgiu a hipótese de que foi neste continente que se iniciou a sua domesticação (Blench, 1997), o que foi mais tarde comprovado por estudos filogenéticos (Beja-Pereira, 2004).
A domesticação do burro possibilitou o desenvolvimento das populações, a nível agrícola, de transporte e consequentemente, a nível socioeconómico. Isto levou ao crescimento da espécie e ao aparecimento de diversas raças pela África e Ásia e, mais tarde, pela Europa (Beja-Pereira, 2004). Ao longo da história o burro teve várias aptidões como produção de leite, trabalho, carga, transporte, carne e, mais recentemente, lazer, companhia e mesmo de apoio à terapia psicológica (Yilmaz, 2012).
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Esta espécie é extremamente resiliente quando comparada com outros animais domésticos (Kugler, 2008). De facto, é considerada uma espécie particularmente tolerante a ambientes secos, de temperaturas elevadas, com maior escassez de água e com alimentos pobres em nutrientes (Grinder, 2006; Yilmaz, 2012).
Pela sua rusticidade, as caraterísticas do burro não sofreram grandes mudanças ao longo da história (Kugler, 2008). Este ungulado pode ter um peso entre 80 e 480 kg, uma altura entre 80 e 160 cm, uma longevidade entre 30 e 35 anos e uma pelagem geralmente cinzenta, castanha ou preta, embora alguns possam apresentar pelagens diferentes (Kugler, 2008).
Atualmente, o burro ainda tem um importante papel na agricultura e no transporte dos seus criadores em meios rurais e nos países em desenvolvimento, sendo de grande relevância económica nestes locais. Tem também um relevante papel social e cultural, como é o caso do Burro de Miranda na região de Trás-os-Montes.
Figura 1– Origem filogenética do Burro de Miranda, adaptado de Beja-Pereira (2004), Quaresma (2005)
Distribuição geográfica dos asininos
Existem cerca de 185 raças, oficialmente reconhecidas, de asininos no mundo (FAO, 2006; Kugler, 2008). Os registos mais recentes relativamente à distribuição e população de asininos no mundo são do ano de 2018, pela FAOSTAT. Nesse ano registou-se uma população mundial de cerca de 50 milhões de burros, dos quais 60% em África, 26% na Ásia, 13,2% na América e apenas 0,8% na Europa (aproximadamente 395 mil indivíduos) (FAOSTAT, 2020), como apresentado na Figura 2.
É de notar também que, analisando os dados disponíveis, desde 2010 a população mundial de burros aumentou até o ano de 2016, sendo esse crescimento mais acentuado nos anos de 2012 e 2015 (Figura 3). Desde esse ano, tem-se verificado uma ligeira diminuição da população (FAOSTAT, 2020). No caso da Europa (Figura 4), desde 2010 que se verifica uma diminuição bastante acentuada, excetuando o último ano em que se verifica um ligeiro aumento (FAOSTAT, 2020). Contudo, neste Continente, o declínio da população asinina não é um fenómeno recente, sendo que entre 1944 e 1994 verificou-se uma diminuição de 67% na população europeia de asininos (Quaresma, 2015).
60
26
13,2
0,8 0
ÁFRICA ÁSIA AMÉRICA EUROPA OCEANIA
Distribuição mundial de asininos
%
Figura 2 - Distribuição mundial de asininos, adaptado de FAOSTAT (2020), http://www.fao.org/faostat/en/#data/QA/visualize
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Relativamente a Portugal (Figura 5), sabe-se que no início do século XX a população de asininos aumentou até o ano de 1934, ano em que se registavam 268 mil indivíduos. Contudo, desde meados do século XX que a população tem vindo a diminuir (Barbosa, 2003), sendo essa diminuição bastante drástica nos últimos anos (FAOSTAT, 2020).
Em 2018 existiam 7.884 animais registados (FAOSTAT, 2020). Em conclusão, entre 1961 e 2017, a população de asininos diminuiu cerca de 96% (FAOSTAT, 2020).
0 10 000 000 20 000 000 30 000 000 40 000 000 50 000 000 60 000 000
2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018
340 000 360 000 380 000 400 000 420 000 440 000 460 000
2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018
Figura 4 - Evolução da população de asininos na Europa, na última década, adaptado de FAOSTAT (2020), http://www.fao.org/faostat/en/#data/QA/visualize
Figura 3 - – Evolução da população de asininos no mundo, na última década, adaptado de FAOSTAT (2020), http://www.fao.org/faostat/en/#data/QA/visualize
O problema da diminuição de população de asininos é comum a todas as raças do mundo e acredita-se que o mesmo tenha na origem a diminuição da sua importância na atividade agrícola (Quaresma 2013), pela mecanização progressiva da mesma. Em Portugal poderia acrescentar-se como motivos o aumento de população envelhecida no país (Pinto, 2006) e a migração dos portugueses – sobretudo jovens – do interior para o litoral do país (INE, 2011).
0 2 000 4 000 6 000 8 000 10 000 12 000 14 000 16 000
2010 2011 2012 2013 2014 2015 2016 2017 2018
Figura 5 – Evolução da população de asininos em Portugal na última década, adaptado de FAOSTAT (2020), http://www.fao.org/faostat/en/#data/QA/visualize
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O Burro de Miranda
Portugal é considerado um “Hot Spot” de biodiversidade do planeta, contando com cerca de 50 raças autóctones de espécies pecuárias (Carolino, 2019). Isto deve-se ao facto do nosso país apresentar uma rica variedade de condições, com climas, solos, rios e condições geográficas diversos, criando assim um extenso número de possibilidades de ambientes diferentes, propícios a diferentes espécies de fauna e flora (Carolino, 2019).
Em Portugal, existem duas raças autóctones de asininos oficialmente reconhecidas: o Burro de Miranda e o Burro Anão da Graciosa. O primeiro tem origem no Planalto Mirandês, onde se encontra instalada a Associação para o Estudo e Proteção de Gado Asinino (AEPGA), que em muito tem contribuído para o (re)conhecimento e conservação desta raça. Foi reconhecida pelas autoridades nacionais em 2002, tendo então sido criado o Livro Genealógico da raça, do qual esta associação é responsável (Quaresma, 2005).
O solar da raça é a região do Planalto Mirandês, local onde ainda reside a maior parte da população. O núcleo da raça pode ser encontrado por todo o Nordeste de Portugal (Figura 6), em concelhos como Miranda do Douro, Bragança, Vimioso e Mogadouro (Quaresma, 2005).
A raça asinina mirandesa, devido à sua proximidade geográfica e semelhanças físicas, tem muito provavelmente uma origem genética comum com o burro Zamorano-Leones, (Garcia, 1990; Quaresma, 2005), faltando, no entanto, ainda estudos genéticos que o provem definitivamente.
Figura 6 – Mapa de Distribuição da raça, retirado de A raça Asinina de Miranda de Quaresma et. al (2005).
Tabela 1 – Caraterísticas morfológicas e físicas do Burro de Miranda, adaptado da descrição por Quaresma (2005)
Na Tabela 1 são descritas as caraterísticas morfológicas dos indivíduos desta raça. É de notar ainda que a expressão, temperamento e dinâmica de movimentos do Burro Mirandês são caraterísticos. É, no entanto, fácil de confundir com o seu familiar próximo, o Burro Zamorano- Leonês. Comparativamente ao Burro de Miranda, o Burro Zamorano-Leonês tem, em média um maior tamanho e o comprimento do pelo é, regra geral, maior (Quaresma, 2005).
Os animais da raça portuguesa são essencialmente utilizados em tração, sela e carga, demonstrando assim uma aptidão para a lavoura tradicional (Quaresma, 2005).
Atualmente são utilizados também na produção de leite para o fabrico de produtos de cosmética
Caraterística Descrição
Corpo De grande conformação, rústico;
Altura ao garrote No animal adulto é superior a 1,20m, sendo a altura recomendada 1,35m;
Membros Articulações volumosas, com pelo mais comprido na zona dos cascos;
Cabeça Volumosa de perfil reto, fronte larga com uma ligeira concavidade na linha média e coberta de abundante pelo (semelhante a uma
“franja”)
Face Arcadas orbitárias muito salientes, com lábios grossos e fortes (lábio inferior pendente dando-lhe uma expressão caraterística. Orelhas grandes e largas na base, revestidas com pelo abundante. Olhos de pequeno tamanho.
Pelagem Cor castanho escuro, com regiões mais claras nos costados, e na região peri-ocular e perioral
Temperamento Dócil
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importância da conservação das raças autóctones levou ao desenvolvimento de programas de conservação e melhoramento nestes animais ao longo dos últimos anos (Carolino, 2019). Em 2007, foi lançado pela Organização das Nações Unidas para a Agricultura e Alimentação (FAO) o Plano de Ação Mundial para os Recursos Genéticos Animais. Em 2013, o Instituto Nacional de Investigação Agrária e Veterinária (INIAV) e a Direção Geral da Alimentação e Veterinária (DGAV) realizaram um Plano Nacional para os Recursos Genéticos Animais.
Além destes planos internacional e nacional, as nossas raças autóctones são também alvo de programas de conservação e melhoramento genético, que são geralmente da responsabilidade de Associações de Criadores. Estes programas têm como métodos a preservação de variabilidade genética, conservação de material genético no Banco Português de Germoplasma Animal, seleção de animais reprodutores que melhor se adequam às caraterísticas da raça, e ainda, seleção de animais que possuam melhores índices e parâmetros reprodutivos (Carolino, 2019).
No Burro de Miranda, os fatores mais limitantes para a sobrevivência da raça são o elevado número de fêmeas que iniciam a sua vida reprodutiva tardiamente e o reduzido número de ciras que cada uma tem (Quaresma, 2016). Além disso, outros fatores limitantes são o reduzido número de machos, a sua desigual contribuição na reprodução genética, criando afunilamentos na variedade genética e elevada endogamia, a idade avançada da maioria dos criadores (Quaresma, 2015) e, ainda, a elevada taxa de mortalidade neonatal. A estes acrescem ainda o facto de cerca de metade das fêmeas não se reproduzirem (Quaresma, 2016) e existir, de forma geral, uma reduzida taxa reprodutiva na raça (Quaresma, 2014). Aliado ao número reduzido de machos, está também o facto de muitos destes animais serem castrados, com vista a ficarem mais dóceis, deixando ainda mais reduzido o número de machos que podem contribuir efetivamente para a descendência da raça (Barbosa, 2003). Por outro lado, um fator que pode ser importante para a recuperação e manutenção da raça é o número de fêmeas adultas ainda presente na população, e a sua baixa taxa de mortalidade (Quaresma, 2005).
Em 2003 existiam, no Concelho de Miranda do Douro, 255 animais registados no Livro da Raça, dos quais 213 eram fêmeas e 42 machos (Quaresma, 2005). Em 2005 o total de animais registados chegou aos 1.704, nos Concelhos de Miranda do Douro, Vimioso, Mogadouro, Bragança, Macedo de Cavaleiros, Freixo de Espada à Cinta, Vinhais, etc.
(Marques, 2006). Em 2012, existiam 589 indivíduos registados do Burro de Miranda, sendo 545 fêmeas (aproximadamente 93% da população) e 44 machos (aproximadamente 7% da população), com idade inferior a 20 anos (Quaresma, 2015). Em 2019 estavam registadas 780
fêmeas e 60 machos, perfazendo um total de 840 indivíduos potencialmente reprodutores da raça (SPREGA, 2019) e em 2020 registavam-se 816 indivíduos, 756 fêmeas e 60 machos (SPREGA, 2020). Esta descrição cronográfica da raça do Burro de Miranda está graficamente representada na Figura 7.
Tendo em conta as taxas reprodutivas e outros fatores populacionais estudados entre 2002 e 2012, se não houvesse alterações, esta raça poderia apresentar no ano de 2045 menos de 100 de indivíduos (Quaresma, 2015). Apesar disso, o ligeiro aumento da população desta raça nos últimos anos, pode sugerir que mudanças estão a ser feitas no maneio reprodutivo e na sensibilização dos criadores. Contudo, é extremamente importante a realização de estudos reprodutivos na raça, e a sensibilização dos proprietários para o bem-estar e produção destes animais, não só por se tratar da conservação de uma raça autóctone, mas também por ser um animal importante na conservação da fauna e flora natural do seu território.
Figura 7 – Cronograma da população do Burro de Miranda
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1.2. Sistema reprodutivo do macho asinino
Ainda que existam muitas semelhanças entre o sistema reprodutor dos burros e dos cavalos (Tibary, 2008), existem algumas particularidades nos asininos que são importantes de referir. Podemos encontrar as mesmas tanto na fêmea como no macho, sendo diferenças importantes no maneio e estudo reprodutivo da espécie. Dentro destas diferenças do sistema reprodutivo podemos abordar diferentes subtemas como a anatomia reprodutiva, a fisiologia reprodutiva, e o comportamento sexual, entre outros.
Anatomia
Apesar de grandes semelhanças entre o burro e o cavalo (tal como na fêmea), existem diferenças anatómicas importantes entre as duas espécies.
Pénis
O pénis do burro tem um comprimento proporcionalmente maior que o do cavalo (Pugh, 2002; Tibary, 2008), e em cada lado da sua base, conseguimos observar a presença de mamilos (Canisso, 2019). Sabe-se ainda que durante a ereção e ejaculação, a glande do pénis apresenta uma mais marcada dilatação da glande (Miragaya, 2018), como se apresenta na Figura 8.
Testículos
Os testículos dos asininos são proporcionalmente maiores que os do cavalo (Pugh, 2002; Tibary, 2008) e têm uma forma mais globosa (Canisso, 2019). O seu volume total varia entre 250 e 500 mm3 (Canisso, 2009; Quartuccio, 2011), e apresentam uma ligeira inclinação crânio-dorsal (Canisso, 2019). El Wishy (1974), descreveu as dimensões testiculares dos asininos com 8 cm de comprimento, 5 cm de largura e 5 cm de altura. Por outro lado, Kreuchauf em 1983 e 1984 obteve medidas de 8,5 x 6 x 6 cm para os valores biométricos do testículo. Por fim, um estudo com 6 asininos machos da raça Pêga com idades entre 3 e os 9 anos, obteve como média para o testículo esquerdo 10,12 cm de comprimento, 7,38 cm de largura e 7,68 cm de altura, e para o testículo direito 10,35 cm de comprimento, 6,73 de largura e 7,12 de altura (Morais, 1993). A biometria testicular permite o diagnóstico de alterações testiculares, e permite o cálculo da produção espermática diária (Varner,1991). Em 1983, de forma a tornar mais objetiva a avaliação testicular em garanhões, e a sua comparação, surgiu o Índice Testicular (IT), que é também superior nos burros do que nos cavalos (Kenney, 1983).
No geral, a estrutura anatómica do escroto é muito semelhante entre todos os equídeos, contudo, nos burros parece ser mais pendular (Canisso, 2019). Esta estrutura cutânea
é extremamente importante na termorregulação do testículo, em conjunto com o plexo pampiniforme – conjunto da artéria testicular e veias testiculares – que mantêm a temperatura do testículo entre 4 a 5 ºC mais baixa que a temperatura corporal (Canisso, 2019). De acordo com Mai (2014), o escroto do burro apresenta uma ligeira assimetria dividida pela rafe média.
Tal como noutros órgãos, podemos dividir o testículo em parênquima e interstício.
No parênquima, podemos encontrar os túbulos seminíferos, onde ocorre a espermatogénese (Canisso, 2019). No interstício temos as células de Leydig que são responsáveis pela produção de androgénios (Canisso, 2019).
Além disso, podemos encontrar junto ao testículo outras estruturas importantes no transporte e armazenamento dos espermatozoides, como o epidídimo, cordão espermático, plexo pampiniforme e o músculo cremáster. O epidídimo é de maior tamanho que no cavalo, podendo a sua cauda ser vista como um ponto saliente numa vista caudal dos testículos (Canisso, 2019). A sua saliência ajuda na distinção entre duas situações: a rotação testicular – em que o testículo roda sobre si mesmo menos de 180º e não é patológico, pois não compromete o fluxo sanguíneo –, e a torção testicular – em que o testículo roda sobre si mesmo mais de 180º comprometendo o fluxo sanguíneo (Canisso, 2019). O corpo desta estrutura projeta-se na superfície dorso-lateral do testículo (Mai, 2014).
O cordão espermático é acompanhado pelo músculo cremáster desde o anel inguinal a nível abdominal até ao testículo. O cordão espermático no burro tem uma arquitetura histológica única, pois as camadas musculares quer da cápsula quer das veias são espessas, melhorando a eficácia de aporte sanguíneo ao testículo (Noronha, 2001).
Todas estas particularidades da anatomia testicular no burro, fazem com que este seja o animal doméstico com maior eficácia na produção espermática (Canisso, 2019).
Glândulas anexas
Tanto o burro como o cavalo têm 4 glândulas anexas, a saber, de cranial para caudal:
a ampola, a glândula vesicular, a próstata e as glândulas bulbouretrais.
A ampola é mais muscular e espessa nos equídeos do que noutras espécies, sendo maior no burro (Pugh, 2002; Tibary, 2008; Canisso, 2019). A camada mucosa desta estrutura é mais glandular no burro do que nos cavalos e a sua anatomia caraterística permite que a incidência de obstrução da ampola seja menor no caso dos burros (Canisso, 2019). A glândula
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ampola é possível palpar a próstata (Canisso, 2019). Por último, as glândulas bulbouretrais são duas, palpáveis na linha média, imediatamente após a entrada do ânus (Canisso, 2019). Sabe- se que durante a ereção e ejaculação, as glândulas anexas ou acessórias aumentam de tamanho (Miragaya, 2018).
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Espermatogénese
A espermatogénese e espermiogénese são os processos de transformação das espermatogónias nos espermatozoides maduros, nos túbulos seminíferos (Rooji, 1968; Hess, 2007). O lado interno dos túbulos está coberto de células somáticas de Sertoli que garantem a nutrição e o suporte das células da linha germinativa (Ehmcke, 2006; Wistuba, 2007). Estes processos estão divididos em várias fases que se definem tendo por base alguns fatores como a distribuição e morfologia das células em desenvolvimento, e a forma e cromatina do núcleo das células em desenvolvimento (Leblond, 1952; Franca, 1998; Almeida, 2006).
A espermatogónia A é a célula indiferenciada mais importante da espermatogénese tendo como função a própria renovação e a sua diferenciação em espermatogónias do tipo B.
Posteriormente, as espermatogónias do tipo B diferenciam-se em espermatócitos primários e após a meiose em espermatócitos secundários. Destes últimos e depois de mais um processo de redução genómica, surgem as espermátides, as células haploides, dando assim início ao processo de espermiogénese. É neste processo que as espermátides sofrem alterações morfológicas como a redução citoplasmática e condensação do núcleo, a formação do acrossoma e da cauda, dando origem ao espermatozoide (Rooji and Grootegoed, 1998; Rooji and Russel, 2000; Wistuba, 2007).
O processo de maturação e formação do espermatozoide é um processo complexo e organizado, com uma forte dependência endócrina e mediado pelas células somáticas, células de Sertoli, células mioides peritubulares e as células de Leydig (Wistuba, 2007). Ao contrário de outros vertebrados (Swierstra, 1963; Amann, 1981; Al-maliki, 2011) a investigação acerca das particularidades na espermatogénese e espermiogénese no burro é escassa (Amann, 1981).
De acordo com Hamdi (2016), à visualização microscópica, as células germinativas apresentavam várias estratificações nos túbulos seminíferos. Na primeira camada visualizavam- se três tipos de espermatogónias – A, B e intermédia. Nas seguintes camadas apresentavam-se seis tipos de espermatócitos – Pre-leptóteno, Leptóteno, Zigóteno, Paquiteno, Diplóteno e Diacinese. Este último era responsável pela produção de espermatócitos secundários que por sua vez davam origem às espermátides. A última camada continha dezassete fases de diferenciação de espermátides. A espermatogénese nos asininos tem uma duração de 47,5 dias (Neves, 2002).
Fisiologia e Comportamento
Nesta espécie a puberdade ocorre entre os 16 e os 20 meses, ainda que estes sejam geralmente só usados para reprodução a partir dos 3 anos (Álvarez, 2005). Está descrito o aparecimento de espermatozoides no ejaculado em burros Amiata aos 18,7 meses de idade (Rota, 2018). Contudo, a sua capacidade máxima reprodutiva ocorre apenas por volta dos 5 anos, altura em que o volume testicular e a produção espermática atingem o seu máximo (Thompson, 1992).
A influência da sazonalidade na produção espermática e na qualidade do sêmen, parece não ser muito clara, existindo evidências da sua influência (Canisso, 2019) mas também estudos que apontam para o contrário (Gastal, 1997). Alguns autores consideram que a influência da sazonalidade se evidencia na líbido, e não na qualidade do sémen (Pugh, 2002), com exceção de um elevado volume e menor concentração nos meses de inverno (Carluccio, 2013).
Após a visualização da fêmea em cio, inicia-se o processo de cortejamento que dura, segundo diferentes autores, de 15 a 20 minutos (Thompson, 1992), ou 5 a 30 minutos no máximo (Miragaya, 2018). Portanto, um tempo mais longo do que os 10 minutos que dura o processo no cavalo (Tibary, 2008; Miragaya, 2018) com um tempo desde a penetração até à ejaculação de 6 a 12 segundos (Kreuchauf, 1984; Gastal, 1996; Gastal, 1997). Durante o cortejamento o macho pode morder o pescoço e os membros da fêmea, realizando movimentos de mastigação quando se aproxima da cabeça da mesma (Thompson, 1992; Tibary, 2008). O garanhão cheira a região perianal da fêmea, realizando a seguir o reflexo de Flehmen (Thompson, 1992; Tibary, 2008) como se mostra na Figura 9. No burro, verificam-se quase sempre uma série de saltos antes da ereção por parte do macho (Miragaya, 2018). Aquando da exposição parcial do pénis, o burro parece perder o interesse na fêmea, fixando o olhar apenas num ponto, durante os quais ocorre o levantamento da cauda, concluindo a ereção (Thompson, 1992). Na monta, de uma forma geral, desde o início dos movimentos pélvicos até à ejaculação há um intervalo de tempo de, no máximo, 60 segundos (Thompson, 1992). É importante referir que nem sempre a primeira ereção acaba em ejaculação (Gastal, 1996).
A nível hormonal, são várias as moléculas envolvidas no comportamento e fisiologia reprodutiva do burro. As mais importantes são a hormona libertadora de
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Aquando da puberdade, a Kisspeptina é libertada pelo cérebro e estimula a libertação de GnRh no hipotálamo. Esta induz a libertação de gonadotropinas, a LH e a FSH da hipófise. A LH estimulas as células de Leydig a produzir a T, enquanto que a FSH estimula as células de Sertoli a dar suporte às células germinativas dos túbulos seminíferos e induz a espermatogénese (Wistuba, 2007).
A LH é uma hormona produzida pela adeno-hipófise e tem um papel importante na estereidogénese (Roser, 2001; Veronesi, 2011). Os esteroides têm uma função reguladora na fisiologia reprodutiva, contudo os estudos realizados nesta hormona apresentam conclusões contraditórias (Thompson, 1986; Rabb, 1989; Hoffmann, 1999; Veronesi, 2011). Após a
Figura 9 – Reflexo de Flehmen em burro da raça asinina de Miranda, foto captada pela autora
estimulação sexual, os níveis de C aumentam no sangue de cavalos machos, o que interfere com a esteroidogénese (Rabb, 1989; Colborn, 1991; Villani 2006; Veronesi, 2011).
Dividindo o processo de monta em três fases – ereção, ejaculação e desmonta - a fase de ereção parece ser influenciada pela LH, enquanto que a fase de ejaculação parece ser influenciada pela LH e pelos metabolitos de PGFM. A T parece influenciar todas as fases, provavelmente relacionado com a sua importância no comportamento sexual do garanhão. O C parece ter um aumento significativo cerca de 20 minutos após a ereção (Veronesi, 2011).
1.3. Recolha e avaliação de sémen Procedimento
Tal como nos cavalos é possível treinar os burros para ejacularem numa vagina artificial e usar posteriormente o seu sémen (fresco, refrigerado ou congelado) para inseminação artificial (Pugh, 2002). Além da monta em manequim e apesar de ser o método mais comum para recolha de sémen em garanhões, existem outros métodos para este procedimento, como estimulação química, massagem manual do pénis com toalha quente e húmida e preservativo, mas estes métodos não são tão eficazes (Crabtree, 2010; Costa, 2010). A bibliografia sugere que é necessário mais tempo para proceder à recolha de sémen em burros do que em cavalos (entre 30 a 60 minutos), sendo esse tempo ainda maior nos animais mais jovens (Gastal, 1997), que pode mesmo demorar até 90 minutos, devido ao tempo que precisam para atingir a excitação e a ereção (Panzani, 2020).
O local de recolha de sémen é também de grande importância, tanto no sucesso como na segurança de quem procede à dita recolha. O espaço deve ser por isso amplo, limpo e com pavimento adequado. São necessárias, no mínimo, três pessoas: uma para orientar o macho, uma para orientar a fêmea e uma última para orientar a vagina artificial, e proceder à recolha propriamente dita. É importante que estes três operadores tenham alguma experiência e permaneçam todos do mesmo lado os animais, geralmente o esquerdo (Crabtree, 2010; Costa, 2013).
Após todo o comportamento de cortejamento descrito anteriormente, e quando o garanhão está pronto para a ejaculação, o operador responsável pela vagina artificial deve agarrar com a mão direita no pénis do animal e inseri-lo na vagina artificial, segurando-a com
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Vagina artificial
Pode ser utilizada qualquer tipo de vagina artificial, mas as mais utilizadas são as de Hannover, Colorado ou Missouri (Crabtree, 2010). A primeira tem uma válvula permite que a vagina artificial se adapte perfeitamente à pressão adequada para determinado pénis. A necessidade de utilizar mangas de plástico descartáveis torna-se desvantajoso em relação a outras vaginas artificiais. A segunda, é eficaz em manter a sua temperatura durante um longo período de tempo, e por isso, é utilizada normalmente em regiões mais frias, mas tal como a de Hannover, é pesada. A vagina Missouri é leve e flexível, mas por outro lado, e menos eficaz a manter a temperatura (Costa, 2013). Seja qual for a vagina artificial utilizada, a mesma deve ser previamente higienizada e lubrificada, recorrendo a um lubrificante comercial não espermicida (Canisso, 2019). A mesma é preparada com água quente - entre 51-55 ºC (Canisso, 2019) para o interior da vagina se encontrar a uma temperatura entre 45 e 50 ºC, embora diferentes animais possam ter preferências diferentes (Crabtree, 2010; Costa, 2013). O filtro pode ser colocado na vagina artificial ou então pode-se proceder à filtração pós-colheita (Canisso, 2019). Além disso, também o pénis deve ser lavado em água morna previa e posteriormente à recolha (Crabtree, 2010; Costa, 2013).
Avaliação
A avaliação do sémen passa pela avaliação do aspeto e volume deste, e principalmente da anatomia e comportamento do espermatozoide, isto é, consiste numa avaliação macroscópica e avaliação microscópica. Ao fazer a avaliação macroscópica devemos estar atentos a dois parâmetros e mantê-los constantes, que são a luz (nociva para o espermatozoide) e a temperatura a que se encontra o ejaculado, que deve ser próxima dos 37º C (Crabtree, 2007; Costa, 2013). Em termos macroscópicos devemos avaliar a cor e aspeto do ejaculado, o volume (pré e pós-filtração), e o pH, embora o último não se meça com muita regularidade. A cor pode variar entre uma cor creme até um branco mais acinzentando, dependendo da concentração, da espécie e do próprio indivíduo. A hematospermia e piospermia são sinais preocupantes e indicam alguma lesão ou infeção do aparelho genital (Crabtree, 2007;
Costa, 2013).
O volume de ejaculado e o número de espermatozoides é geralmente maior no burro em comparação ao do cavalo, para a mesma massa corporal (Tibary, 2005), com um volume de 10 a 80 mililitro (Kreuchauf, 1984; Gastal, 1996; Gastal, 1997). Este volume apresenta uma grande variabilidade interindividual e intraindividual em equinos, sendo que esta variabilidade pode
ter origem em alguns fatores como a raça, a idade, a frequência de ejaculação, a época do ano, e a duração da excitação (Picket, 1970; Picket, 1976; Gebauer, 1974; Papa, 1987; Morais, 1990;
Gastal, 1991; Samper, 2007). O ejaculado dos equinos é formado por uma porção espermática e uma porção gel (Nishikawa, 1959; Kreuchauf, 1984; Davies-Morel, 1999). A porção gel do ejaculado é geralmente menor em burros do que em cavalos (Canisso, 2009; Gastal, 1997;
Canisso, 2010), e é uma caraterística individual que depende de vários fatores como o indivíduo, época, ano, frequência da recolha, excitação sexual, idade e raça (Nishikawa, 1959;
Kreuchauf, 1984; Gebers, 1995). Por fim, o pH é semelhante ao do cavalo, sendo aproximadamente de 7,6 (Kreuchauf, 1984; Gastal, 1996; Gastal, 1997). Um estudo realizado em 3 burros catalães com idade entre os 5 e os 8 anos, vieram confirmar os valores anteriores com um volume pós-filtração de 52,31 ± 18,20 ml, e um pH de 7,8 ± 0,29 (Miró, 2013)
Para a avaliação microscópica do ejaculado, devem ser analisados vários parâmetros nos espermatozoides, como a concentração, a mobilidade total e progressiva, e por fim, a sua morfologia. O espermatozoide pode ser dividido em cabeça, pescoço e a cauda, que se divide por sua vez em porção intermédia, peça principal e final (Brito, 2007; Costa, 2013), como se vê na Figura 9. O espermatozoide do garanhão asinino tem à volta de 60 µm de comprimento (Brito, 2007; Costa, 2013), sendo a sua área, segundo Contri (2012), de cerca de 7µm2. A concentração espermática depende da eficiência da espermatogénese e da secreção de gel pelas glândulas sexuais acessórias (Varner, 1991).
Na determinação da qualidade de um ejaculado, o teste laboratorial mais utilizado é a determinação da percentagem de espermatozoides móveis. Esta avaliação é rápida, simples e pouco dispendiosa, contudo, por ser tão subjetiva, está sujeita a erros (Canisso, 2008). Além disso, uma boa mobilidade não nos dá necessariamente a indicação de um bom potencial fecundante do animal (Canisso, 2008). A mobilidade deve ser avaliada o mais rapidamente possível após a recolha, utilizando material adequado e limpo. É importante a utilização de platina térmica para a visualização da lâmina ao microscópio (Varner, 2008; Crabtree, 2010;
Costa, 2013). A viabilidade aparente dos espermatozoides (mobilidade total), costuma rondar os 80-88%, sendo a mobilidade progressiva ligeiramente inferior (70-80%) (Kreuchauf, 1984;
Gastal, 1996; Gastal, 1997). A primeira representa a percentagem de espermatozoides, observados no campo ao microscópio, que apresenta alguma mobilidade, e a segunda por sua
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Além do método convencional com microscópio ótico, podemos avaliar a mobilidade dos espermatozoides utilizando o método computacional. Este último tem como vantagem a possibilidade de analisar parâmetros como a velocidade de trajeto, velocidade progressiva, velocidade curvilínea, amplitude lateral de cabeça, frequência de batimentos de cauda, retilinearidade, linearidade, velocidade rápida, deslocamento lateral de cabeça (Arruda, 2000; Canisso, 2008).
No estudo referido anteriormente com 3 asininos da raça catalã, verificaram-se valores de concentração espermática de 273,26 ± 11,54 x 106 espermatozoides por mililitro, e uma mobilidade de 77,19 ± 12,53% (Miró, 2013). Segundo vários autores, a mobilidade total do ejaculado do burro está compreendida entre 70 e 100% (Nishikawa, 1959; Bielansky, 1962;
Kreuchauf, 1984; Henry, 1987; Arruda, 1989; Morais, 1990; Costa, 1991; Gastal, 1991; Santos, 1994; Gerber, 1995).
Tal como nos cavalos, a cabeça do espermatozoide é assimétrica e o acrossoma subdesenvolvido (Bielansky e Kaczmarski, 1979; Magistrini, 2000). Em 1952 e 1959, Nishikawa observou algumas diferenças entre o espermatozoide do burro e o do garanhão, tendo no primeiro uma cauda mais longa e uma cabeça com formato mais globoso.
As anomalias na morfologia espermática, podem surgir em diferentes apresentações. Inicialmente, estas eram classificadas como primárias e secundárias, quando as anomalias surgiam no processo de espermatogénese ou maturação, respetivamente (Blom, 1950). Mais tarde foi ainda acrescentada a classificação de anomalias terciárias, quando estas surgiam consequentemente da manipulação após a recolha (Dott, 1975). Em 1971, Rao sugeriu ainda a classificação em anomalias maiores e menores. Contudo, a classificação que parece adaptar-se melhor à classificação de anomalias em equídeos é a apresentada por Nishikawa (1959). Segundo esta classificação, as anomalias são divididas em anomalias da cabeça, anomalias do pescoço, e anomalias da cauda, dependendo da localização da anomalia, como o nome indica. Como exemplos de anomalias da cabeça temos a micro e macrocefalia, os espermatozoides piriformes, e os espermatozoides vacuolizados. Ainda, temos a aplasia da cauda e a fratura da peça intermédia como anomalias dos espermatozoides, entre muitas outras (Crabtree, 2010).
Figura 10 - Espermatozoides de um exemplar da raça asinina de Miranda, ao microscópio ótico, na coloração de Eosina-Nigrosina. Imagens gentilmente cedidas pela Prof. Dra. Ana Celeste e pela Prof. Dra. Adelina Gama.
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1.4. A prostaglandina F2 alfa
As prostaglandinas são uma família de moléculas constituídas por uma cadeia de 20 carbonos com um anel de 5 lados (Russel, 1975; Cohen, 1977). Estruturalmente falando, existem 5 grupos de prostaglandinas que diferem no grupo funcional a que está associado o seu anel, e denominam-se por A, B, C, E ou F (Cohen, 1977). Quanto ao índice numérico que se encontra posteriormente à letra, este indica o grau de insaturação da molécula, isto é, o número de ligações duplas presente na cadeia (Cohen, 1977). Por último, as designações alfa e beta, referem-se à localização do grupo hidroxilo de C-9 relativamente ao grupo carboxilo: se se encontram ipsilateralmente então representa-se com alfa (α), se se encontram contralateralmente, então representa-se por beta (β) (Cohen, 1977).
Assim, a prostaglandina F2 alfa (PgF2α), estruturalmente falando, é uma molécula com 20 carbonos, incluindo um anel com 5 carbonos, cujo grupo hidroxilo de C-9 está localizado do mesmo lado da cadeia que o grupo carboxílico. A sua estrutura química está representada nas Figuras 10 e 11.
Figura 11 – Estrutura química da prostaglandina F2 alfa em 3D, retirado de https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/5283078#section=3D-Conformer
A origem destes mediadores lipídicos está no ácido araquidónico (um ácido gordo), que através da via das Cicloxigenases (COX), forma a prostaglandina H2 (Pg H2) que é percursora de outras prostaglandinas (Frungieri, 2007). Posteriormente, a Pg H2 dá origem à PgF2α através de uma enzima ketoredutase (Urade, 1995; Smith, 2000; Watanabe, 2002;
Frungieri, 2007), como representado na Figura 12. Desta forma, podemos concluir que a enzima reguladora na produção de PG é a COX (Frungieri, 2007), e por isso, alterações ou a ausência desta enzima, pode provocar a diminuição ou ausência da PgF2α.
O grupo de COX envolvidas é constituído pela COX-1 e pela COX-2 (Nelson, 2013). Está descrito que, tanto nos processos fisiológicos como nos patológicos, alguns destes podem ocorrer exclusivamente na presença de uma das enzimas, enquanto outros ocorrem na presença das duas enzimas e por fim, existem alguns processos, os quais estão destinados a uma das enzimas, todavia, na ausência da mesma o processo pode ser realizado pela outra (Smith, 2001; Frungieri, 2007).
Figura 12 – Estrutura química da prostaglandina F2 alfa, retirada de https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/compound/5283078
