UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo
MARLON CAIANELO DIAS CAMPOS
DEGRADAÇÃO DE GATIFLOXACINA POR
PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS
CAMPINAS 2018
MARLON CAIANELO DIAS CAMPOS
DEGRADAÇÃO DE GATIFLOXACINA POR
PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS
Tese de Doutorado apresentada a Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo da Unicamp, para obtenção do título de Doutor em Engenharia Civil na área de Saneamento e Ambiente.
Orientador: Prof. Dr. José Roberto Guimarães
ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA TESE DEFENDIDA PELO ALUNO MARLON CAIANELO DIAS CAMPOS E ORIENTADO PELO PROF. DR. JOSÉ ROBERTO GUIMARÃES.
ASSINATURA DO ORIENTADOR
______________________________________
CAMPINAS 2018
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
FACULDADE DE ENGENHARIA CIVIL, ARQUITETURA E
URBANISMO
DEGRADAÇÃO DE GATIFLOXACINA POR PROCESSOS
OXIDATIVOS AVANÇADOS
Marlon Caianelo Dias Campos
Tese de Doutorado aprovada pela Banca Examinadora, constituída por:
Prof. Dr. José Roberto Guimarães
Presidente e Orientador/Faculdade de Engenharia Civil e Urbanismo - UNICAMP
Prof. Dra. Cassiana Carolina Montagner Raimundo Instituto de Química - UNICAMP
Prof. Dra. Marcia Walquiria de Carvalho Dezotti Universidade Federal do Rio de Janeiro - UFRJ
Prof. Dr. Marcos Roberto de Vasconcelos Lanza Instituto de Química de São Carlos - USP
Prof. Dr. Alexandre Nunes Ponezi
Centro Pluridisciplinar de Pesquisas Químicas, Biológicas e Agrícolas - UNICAMP
A Ata da defesa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no processo de vida acadêmica do aluno.
Em memória de minha querida avó Encarnação Caianelo, mais conhecida como Dona Lola, eu dedico este trabalho, agradecendo todo amor e carinho que recebi.
AGRADECIMENTOS
Gostaria de agradecer a minha família, meus pais Milton e Roseli, e da minha tia Ysiane por todo o apoio e incentivo dado à realização deste grande sonho. Agradeço a paciência da minha irmã Mayara, e do meu primo Leonardo por entender a reclusão familiar que o período de dedicação aos estudos solicita. Agradeço também a minha namorada Caroline pela compreensão e carinho durante esta caminhada.
Ao meu orientador de Doutorado, professor José Roberto Guimarães, o famoso Tuca, pela oportunidade de orientação e ensinamentos passados. Desde o fim da graduação eu buscava continuar na linha de pesquisa envolvendo os processos oxidativos avançados e agradeço pela confiança e oportunidade de continuar nesta área.
A todos os integrantes do grupo de pesquisa Laboratório de Processos Oxidativos (LabPox): Caio Rodrigues, Gabriela Mutter, Gabriela Reis, Glenda, Wilson Venâncio, Milena Guedes, Mylena Spina e Vanessa Urbano pelo companheirismo, troca de experiências e ensinamentos.
À Pós Doc. Milena G. Maniero Ferreira pela atenção nas correções de trabalho e momentos de descontração.
Gostaria de agradecer em especial ao Pós Doc. Caio Rodrigues, por acreditar sempre no meu potencial, pela paciência nos momentos de dificuldade, pelo apoio no desenvolvimento da pesquisa e ensinamentos transmitidos. Para mim é um exemplo profissional. Ressalto que a ajuda deste caro amigo foi essencial para o desenvolvimento deste trabalho.
Agradeço aos técnicos Priscila (do laboratório de massas - IQ), Andreza Camilotti (Laboratórios Paracelsus - IQ), Daniel Bueno, Fernando Candello e Thiago Neves (Laboratório de Saneamento - FEC) pela dedicação e ajuda nos laboratórios
Ao Dr. Vitor Vilar pela oportunidade de desenvolver um trabalho em conjunto durante o meu doutorado sanduíche na FEUP (Faculdade de Engenharia da Universidade do Porto). Embora o curto período de tempo, cerca de quatro meses, a experiência, os ensinamentos de sua orientação e conselhos, levarei para toda a vida.
Ao grupo de pesquisa LSRE/FEUP (Laboratory of Separation and Reaction Engineering): Inalmar, Belisa, Batuíra, Luciana, Franscisca, Gustavo e Jonathan, pela troca de experiências, ajuda na adaptação de outras culturas e pelos momentos de descontração.
Á Profa. Dra. Susane Rath, pelo uso dos equipamentos e instalações do laboratório e pela sua colaboração na execução desse trabalho.
Aos professores membros que compuseram a minha banca de qualificação e defesa, professora Dra. Cassiana C. Montagner Raimundo, professora Dra. Marcia Walquiria de Carvalho Dezotti, ao Dr. Marcos Roberto de Vasconcelos Lanza e ao professor Dr. Alexandre Nunes Ponezi.
À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES, pela bolsa de doutorado Sanduíche no Exterior, ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico - CNPq e a Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo – FAPESP pelo apoio financeiro.
À UNICAMP por ter me proporcionado a oportunidade de crescimento profissional e pessoal.
A todos os funcionários da Unicamp e da FEUP, que durante estes anos sempre me trataram com respeito e me ajudaram com o que fosse necessário.
“Não tenho vergonha de mudar de opinião, pois não tenho vergonha de pensar” Blaise Pascal
RESUMO
Neste estudo foi investigada a degradação da gatifloxacina (500 µg L-1) pelos processos: fotólise-UVC254nm, peroxidação ([H2O2] = 14,5 a 81,5 mg L-1); ozonização (pH 3, 7, 10 e 11;
dose = 8,4 – 168 mg L-1 O3), UVC254nm/H2O2 ([H2O2] = 14,5 a 81,5 mg L-1) e fotocatálise
heterogênea (UVC/TiO2 e UVA/TiO2). A redução da atividade antimicrobiana residual, nas
soluções submetidas a degradação, foi avaliada usando a bactéria E. coli e B. subtilis como organismo teste. A toxicidade aguda residual foi avaliada pela inibição da bioluminescência para Vibrio fischeri. Os produtos de degradação foram investigados com base em espectrometria de massa. A fotólise com UVC254nm (F = 130 JUV s-1) e a peroxidação
(81,5 mg L-1) isoladas não foram eficientes (degradação, 9 %, treação = 20 min) na degradação
da GAT em soluções aquosas. Cerca de 97% de degradação da GAT foi observada com o processo UV/H2O2 ([H2O2] = 81,5 mg L-1, F = 126 kJUV L-1). A melhor condição para degradar
a GAT por ozonização foi em pH 3 (97,5 %, treação = 15 min), sendo nesta condição removida
até 95,6 % da atividade antimicrobiana residual; nessas amostras não foram observados aumento da toxicidade para a Vibrio fischeri. Dois diferentes fotocatalisadores com TiO2,
comercialmente disponíveis foram empregados no processo UVA/TiO2, sendo a maior
degradação observada nos estudos no qual foi empregado o catalisador com 100% de anatase e irradiado com UV-A (92,5 %, F = 6,4 kJUV L-1). Os radicais hidroxila formados foram capazes
de degradar a GAT e remover a atividade antimicrobiana da solução. Foram identificados e propostos seis principais produtos de degradação, sendo que estas moléculas provavelmente apresentam menor atividade biológica do que o composto original em decorrência das modificações ocasionadas pelos radicais hidroxila nos sítios ativos do antimicrobiano. O processo UVC11W/H2O2 ([H2O2]0 = 100 a 400 mg L-1, F0 = 2 J s-1) foi por fim aplicado em
amostras de águas residuais urbanas fortificada com 100 µg L-1 de GAT, foi empregado um fotoreactor com movimento helicoidal, FluHelik, em escala de laboratorial e piloto. A conversão de GAT por unidade de volume do reator e por unidade de tempo foi de ~3,7 e ~2,3 μg GAT L-1
volume do reator min-1, respectivamente, para o laboratório e a escala piloto ([H2O2] =
400 mg L-1).
Palavras chaves: Processos oxidativos avançados, produtos de degradação, fluoroquinolonas, UV/H2O2, ozonização, fotocatálise heterogênea.
ABSTRACT
This study investigated the degradation of gatifloxacin (500 μg L-1) by photolysis-UVC 254nm,
peroxidation ([H2O2] = 14,5 to 81,5 mg L-1); ozonization (pH 3, 7, 10 and 11) and
UVC254nm/H2O2 ([H2O2] = 14,5 to 81,5 mg L-1) and heterogeneous photocatalysis (UVC/TiO2
and UVA/TiO2). The reduction of residual antimicrobial activity in the solutions submitted to
degradation was evaluated using E. coli and B. subtilis bacteria as a test organism. The residual acute toxicity was evaluated by inhibition of bioluminescence for Vibrio fischeri. The degradation products were investigated based on mass spectrometry. Photolysis with UVC254nm
(F = 130 JUV s-1) and peroxidation (81,5 mg L-1) were not efficient (degradation, 9%, treation =
20 min) in the degradation of GAT in aqueous solutions. About 97% degradation of GAT was observed with the UV/H2O2 process ([H2O2] = 81,5 mg L-1, F = 126 kJUV L-1). The best
condition to degrade GAT by ozonization was at pH 3 (97,5%, treaction = 15 min), in which
condition up to 95,6% of the residual antimicrobial activity was removed; No increase in Vibrio
fischeri toxicity was observed in these samples. Two differents TiO2 catalysts were used in the
UVA/TiO2 process, with 100% anatase and UV-A irradiated (92,5%, F = 6,4 kJUV L-1) were the
highest degradation observed in the studies. The hydroxyl radical formed were able to degrade the GAT and remove the antimicrobial activity of the solution. Six main degradation products have been identified and proposed, and these molecules probably present less biological activity than the original compound due to the modifications caused by the hydroxyl radicals in the active sites of the antimicrobial. The process UVC11W/H2O2 ([H2O2] 0 = 100 to 400 mg L-1, F0
= 2 J s-1) was finally applied to samples of urban waste water fortified with 100 μg L-1 of GAT, photorreactor with helicoidal movement, FluHelik, in scale of laboratory and pilot. The GAT conversion per unit volume of the reactor and per unit time was ~ 3.7 and ~ 2.3 μg GAT L-1 reactor volume min-1, respectively, for the laboratory and the pilot scale ([H2O2] = 400 mg L-1).
Keywords: Advanced oxidative processes, degradation products, fluoroquinolones, UV/ H2O2,
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Estrutura representativa do ácido nalidíxico. ... 26
Figura 2: Estrutura representativa da Gatifloxacina. ... 27
Figura 3: Comportamento da molécula da GAT em relação ao pH e pKa. ... 30
Figura 4: Vias de antimicrobianos no ambiente. ... 33
Figura 5: Principais processos durante fotocatálise... 47
Figura 6: Sistema operacional: (A) reservatório; (B) tubo de quartzo e lâmpada UV-C; (C) agitador magnético; (D) bomba peristáltica. ... 54
Figura 7: Sistema utilizado para ozonização: (A) gerador de ozônio, (B) frasco com lavador de gás – reator, (C) frasco para consumo de ozônio residual, (D) pedra porosa para distribuição de ozônio. ... 56
Figura 8: Curva de saturação de oxigênio para os ensaios de fotocatálise heterogênea (pH 6, T : 25°C). ... 61
Figura 9: Procedimento utilizado no ensaio de atividade antimicrobiana. (A) 100 μL de tampão fosfato são adicionados nos poços de A2 a B12; (B) 300 μL da amostra é adicionado em A1; (C) 200 μL são transferidos do poço A1 para os poços adjacentes da coluna 2, da coluna 2 para a 3, e assim sucessivamente até completar 22 diluições, no penúltimo poço 200 μL são descartados e o 24º poço é usado como branco; (D) são inoculados em todos os poços 100 μL de bactéria cultivada. ... 65
Figura 10: Metodologia utilizada para os ensaios de degradação da gatifloxacina ... 67
Figura 11: Varredura UV-Vis de uma solução de GAT (5 – 35 mg L-1). ... 68
Figura 12: Curva analítica utilizada para a quantificação da GAT em HPLC. ... 70
Figura 13: Fluxo fotônico (F) calculado para as lâmpadas UVC e UVA. ... 72
Figura 14: Efeitos de condições extremas para GAT: temperatura (60 °C), pH (3 a 10) e concentração de peróxido (81,5 mg L-1) ... 73
Figura 15: (A) Degradação de GAT (500 μg L-1) e (B) monitoramento do pH durante a (■) fotólise (max = 254 nm), (●) peroxidação ([H2O2]0 = 81,5 mg L-1), e UV/H2O2 ([H2O2]0= (▲) 14,5 mg L-1, (►) 27,5 mg L-1, () 54,5 mg L-1, (▲) 68 mg L-1, e () 81,5 mg L-1). .... 74
Figura 16: (A) Degradação de GAT e (B) monitoramento do pH em ensaios usando () água ultrapura, (■) água de microcosmo, (■) água de mineral, e (●) água de abastecimento ([H2O2]0 = 81,5mg L-1). ... 77
Figura 17: Avaliação da ozonização de (500 μg L-1) GAT (em pH 3 (), 7 (■), 10 (●), e 11 (▲). (a) e (b) Degradação. ... 81
Figura 18: Avaliação da ozonização de (500 μg L-1) GAT (em pH 3 (), 7 (■), 10 (●), e 11 (▲). (a) Dose de ozônio x ozônio consumido; (b) Evolução do pH. ... 82
Figura 19: Adsorção da GAT ao semicondutor TiO2 P25 (■) e TiO2 PC500 (■) durante dez minutos de agitação. ... 83
Figura 20: Degradação por fotólise UVC (●) e UVA (▲) e fotocatálise heterogênea
(UVC/TiO2 P25, [TiO2] = 50 mg L-1) (▲) e (UVA/TiO2 P25, [TiO2] = 50 mg L-1) (▲). ... 85
Figura 21: Degradação por fotólise UVC (◄) e fotocatálise heterogênea (UVC/TiO2 P25),
variando a concentração de Titânio em: [TiO2] = 5,0 mg L-1 (▲); [TiO2]= 15,0 mg L-1 ();
[TiO2]= 25,0 mg L-1 (■); [TiO2]= 50,0 mg L-1 (●);[TiO2]= 100,0 mg L-1 (●). ... 86
Figura 22: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (P25) em
suspensão (pH 6) e irradiado com UVA. A concentração de dióxido de titânio nos ensaios foram de: CTiO2 = 10 mg L-1 (■); [TiO2] = 25 mg L-1 (●); [TiO2]= 50 mg L-1 (▲); [TiO2] = 100
mg L-1 (▼); [TiO2] = 150 mg L-1 (◄) e [TiO2] = 200 mg L-1 (■). ... 87
Figura 23: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (PC500) em
suspensão (pH 6) e irradiado com UVA. A concentração de dióxido de titânio nos ensaios foram de: [TiO2] = 10 mg L-1 (●); [TiO2] = 25 mg L-1 (■); [TiO2] = 50 mg L-1 (■); [TiO2] =
100 mg L-1 (◄) e [TiO2] = 200 mg L-1 (►). ... 88
Figura 24: Degradação por fotólise UVC (●) e UVA (▲) e fotocatálise heterogênea (UVC/TiO2 P25, [TiO2]= 50 mg L-1)(▲) , (UVA/TiO2 P25, [TiO2]= 50 mg L-1)(▼) e
(UVA/TiO2 PC500, [TiO2]= 50 mg L-1)(■). ... 90
Figura 25: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (P25) em
suspensão ([TiO2]= 50 mg L-1) e irradiado com UVA. O pH inicial da solução foi de: pH 4
(■); pH 6 (●) e pH 9 (▲). ... 92 Figura 26: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (PC500) em
suspensão ([TiO2] = 25 mg L-1) e irradiado com UVA. O pH inicial da solução foi de: pH 4
(▲); pH 6 (■) e pH 9 (●). ... 94 Figura 27: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea UVA/TiO2 empregando
100 mg L-1 de catalisador em suspensão. (▲) FH em condições normais de dissolução de oxigênio (1,3 mg O2 L-1), () com a adição de 14,5mg L-1 e (■) 81,5mg L-1 de peroxido de
hidrogênio. a) representa a Fotocatálise Heterogênea usando o TiO2 P25 e b) usando o TiO2
PC500. ... 96 Figura 28: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea UVA/TiO2 empregando
100 mg L-1 de catalisador em suspensão. (▲) FH em condições normais de dissolução de
oxigênio (1,3 mg O2 L-1) e (●) com a adição artificial de oxigênio (8 mg O2 L-1. a) representa
a Fotocatálise Heterogênea usando o TiO2 P25 e b) usando o TiO2 PC500. ... 97
Figura 29: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (PC500) em
suspensão ([TiO2] = 25 mg L-1), irradiado com UVA usando como matriz a água ultrapura
(■), água de abastecimento (●) , água mineral (▲) e água de microcosmo (●). ... 99 Figura 30: Degradação da gatifloxacina por fotocatálise heterogênea com TiO2 (PC500) em
suspensão ([TiO2] = 25 mg L-1), irradiado com UVA usando como matriz a água ultrapura, e
variando a concentração inicial de GAT em 50 μg GAT L-1 (●), 100 μg GAT L-1 (■), 250 μg
GAT L-1 (▲), 500 μg GAT L-1 (), 2000 μg GAT L-1 (◄), e 5000 μg GAT L-1 (■). ... 100 Figura 31: Estruturas moleculares dos produtos de degradação propostos para a GAT durante a peroxidação ([H2O2] = 81 mg L-1) assistida por radiação UV. ... 102
Figura 32: Rotas de degradação propostas para a ozonização (Dose = 168 mg O3 L-1) em pH
Figura 33: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas a degradação por (A) fotólise e peroxidação ([H2O2]0 = 81,5 mg L-1), (B) UV/H2O2 ([H2O2]0 = 54,5 mg L-1), e (C)
UV/H2O2 ([H2O2]0 = 81,5 mg L-1). (A), (B), e (C) representam os ensaios de atividade
antimicrobiana com E. coli. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 110 Figura 34: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas a degradação por (A) fotólise e peroxidação ([H2O2]0 = 81,5 mg L-1), (B) UV/H2O2 ([H2O2]0 = 54,5 mg L-1), e (C)
UV/H2O2 ([H2O2]0 = 81,5 mg L-1). (A), (B), e (C) representam os ensaios de atividade
antimicrobiana com B. subtilis. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 111 Figura 35: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por ozonização em pH 3 (a), ozonização em pH 7 (b), e ozonização em pH 10 (c). (a), (b), e (c) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com B. subtilis. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. 115 Figura 36: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por ozonização em pH 3 (a), ozonização em pH 7 (b), e ozonização em pH 10 (c). (a), (b), e (c) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com E.coli A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 116 Figura 37: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por fotocatálise heterogênea (UVC/TiO2) com concentrações de dióxido de titânio (P25)
utilizando 25 mg L-1. (A) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com B.subtilis. (B) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com B. subtilis. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. 118 Figura 38: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por fotocatálise heterogênea (UVA/TiO2) com concentrações de dióxido de titânio (P25) variando
em (a) 15 mg L-1, (b) 25 mg L-1, e (c) 100 mg L-1. (a), (b), e (c) representam os ensaios de
atividade antimicrobiana com B. subtilis. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 119 Figura 39: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por fotocatálise heterogênea (UVA/TiO2) com concentrações de dióxido de titânio (P25) variando
em (A) 15 mg L-1, (B) 25 mg L-1, e (C) 100 mg L-1. (A), (B), e (C) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com E. coli A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 120 Figura 40: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por fotocatálise heterogênea (UVA/TiO2) com concentrações de dióxido de titânio (PC500)
variando em (a) 25 mg L-1, (b) 50 mg L-1, e (c) 100 mg L-1. (a), (b), e (c) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com B. subtilis. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 121 Figura 41: Curva dose resposta para as soluções de GAT submetidas à degradação por fotocatálise heterogênea (UVA/TiO2) com concentrações de dióxido de titânio (PC500)
variando em (a) 25 mg L-1, (b) 50 mg L-1, e (c) 100 mg L-1. (a), (b), e (c) representam os ensaios de atividade antimicrobiana com E. coli. A barra de erros nos gráficos corresponde a um intervalo de confiança de 95%. t representa o tempo de reação. ... 122
Figura 42: Toxicidade e H2O2 residual durante a degradação de GAT por fotólise (A) e por
UV/H2O2 com (B) [H2O2]0 = 14,5 mg L-1, (C) [H2O2]0 = 54,5 mg L-1, e (D) [H2O2]0 = 81,5 mg
L-1. ... 124 Figura 43: Evolução dos efeitos da toxicidade residual de amostras tratadas por ozonização em pH 3(■), pH 7 (■), pH 10 (■) e pH 11 (■). Os pontos e linhas representam as alterações na bioluminescência da fotobactéria V. fischeri após 15 min de exposição. ... 127 Figura 44: Evolução dos efeitos da toxicidade residual de amostras tratadas por UVA/TiO2
P25 em 80 min de reação, utilizando 10 mg L-1 (■), 50 mg L-1 (■), e 100 mg L-1 (■) de catalisador. Os pontos e linhas representam as alterações na bioluminescência da fotobactéria
V. fischeri após 15 min de exposição. ... 128
Figura 45: Evolução dos efeitos da toxicidade residual de amostras tratadas por UVA/TiO2
PC500 em 40 min de reação, utilizando 10 mg L-1 (■), 50 mg L-1 (■), e 100 mg L-1 (■) de catalisador. Os pontos e linhas representam as alterações na bioluminescência da fotobactéria
V. fischeri após 15 min de exposição. ... 129
Figura 46: Sistema operacional em escala laboratorial utilizado para o reator FluHelik nos processos UVC/H2O2. ... 151
Figura 47: Esquema utilizado para a escala laboratorial utilizando o reator FluHelik para os processos UVC/H2O2. ... 151
Figura 48: Esquema utilizado para a escala piloto utilizando o reator FluHelik para os
processos UVC/H2O2 ... 153
Figura 49: A) Sistema operacional em escala piloto utilizando o reator FluHelik (circulado em vermelho) para os processos UVC/H2O2. B) Reator FluHelik e válvulas. C) Rotâmetro.
... 154 Figura 50: Metodologia utilizada para os ensaios de degradação da gatifloxacina envolvendo o fotorreator FluHelik. ... 159 Figura 51: Eficiência de remoção da GAT usando luz UVC e sistema UVC/H2O2, para
diferentes concentrações iniciais de H2O2 e potencial de lâmpadas UVC, usando no modo de
única fluxo de passagem pelo reator FluHelik ([GAT]0 = 100 μg L-1; Q = 50 L h-1; = 49 s).
... 161 Figura 52: Efeito da vazão na cinética de degradação da GAT ([GAT]0=100 μg L-1; lâmpada
UVC de 11 W; Q = 100 L h-1) (); e para os processos de UV/H2O2 ([GAT]0=100 μg L-1;
lâmpada UVC de 11 W; [H2O2]0 = 100 mg L-1): ): Q = (); 20 L h-1 (), 50 L h-1 (), 100 L
h-1 () e 180 L h-1. ... 162 Figura 53: Eficiência de remoção da GAT usando um sistema UVC/H2O2 em modo de
fluxo de passagem única (■ ) com um ou dois reatores FluHelik (■) associados em série ([GAT]0 = 100 μg L-1; [H2O2]0 = 100 mg L-1; lâmpada de UVC 11 W). ... 163
Figura 54: Efeito do [H2O2]0 na cinética de degradação da GAT usando o sistema
UVC/H2O2 sobre o modo de fluxo de múltiplas passagens [GAT]0 = 100 μg L-1; lâmpada de
UVC de 96 W UVC; Q = 7500 L h-1): [H2O2]0 (); 50 (), 100 (), 200 () e 400 () mg
L-1. ... 164
Figura 55: Efeito da [H2O2]0 na cinética de degradação da GAT usando um sistema
lâmpada UVC de 11 W; Q = 100 L h-1; Água residual urbana fortificada com GAT: [H
2O2]0 =
100 (), 200 () e 400 () mg L-1; água destilada fortificada com GAT: [H
2O2]0 = 100 mg L-1
(). ... 165 Figura 56: Efeito do [H2O2]0 na cinética de degradação da GAT usando um sistema UVC/H2O2
sobre o modo de múltiplas passagens em escala laboratorial: [GAT]0 = 100 μg L-1; lâmpada
UVC de 96 W; Q = 7500 L h-1; Água residual urbana fortificada com GAT; [H
2O2]0 = 100 (,)
e 400 (,) mg L-1. Símbolos abertos: água destilada; símbolos fechados efluente real. ... 166
Figura 57: Perfil do pH durante a cinética de degradação da GAT usando sistema UVC/H2O2
sobre fluxo de múltiplas passagens em escala laboratorial: [GAT]0 = 100 μg L-1; lâmpada UVC
de 11 W ; Q = 100 L h-1; água residual urbana fortificada com GAT: : [H
2O2]0 = 100 (), 200
() e 400 () mg L-1; água destilada com GAT: [H
2O2]0 = 100 mg L-1 (). ... 167
Figura 58: Perfil do pH durante a cinética de degradação da GAT usando sistema UVC/H2O2
sobre fluxo de múltiplas passagens em escala piloto: [GAT]0 = 100 μg L-1; lâmpada UVC de
96 W; Q = 7500 L h-1; [H2O2]0 = 100 (,) e 400 (,) mg L-1. Símbolos abertos: água
destilada; símbolos cheios: água residual real. ... 167 Figura 59: Curva dose resposta para as soluções de GAT ([GAT]0 = 100 μg L-1) submetidas à
degradação usando sistema UVC/H2O2 sobre fluxo de múltiplas passagens em escala:
laboratorial (lâmpada UVC de 11 W ; Q = 100 L h-1, a) ; água destilada fortificada com GAT : [H2O2]0 = 100 mg L-1 e b) água residual urbana fortificada com GAT: [H2O2]0 = 400
mg L-1) e piloto ( lâmpada UVC de 96 W ; Q = 7500 L h-1; c) água residual urbana fortificada com GAT : [H2O2]0 = 100 mg L-1 e d) água residual urbana fortificada com GAT : [H2O2]0 =
400 mg L-1. Os resultados representam os ensaios de atividade antimicrobiana com E.coli.170 Figura 60: Curva dose resposta para as soluções de GAT ([GAT]0 = 100 μg L-1) submetidas à
degradação usando sistema UVC/H2O2 sobre fluxo de múltiplas passagens em escala:
laboratorial (lâmpada UVC de 11 W ; Q = 100 L h-1, a) ; água destilada fortificada com GAT : [H2O2]0 = 100 mg L-1 e b) água residual urbana fortificada com GAT: [H2O2]0 = 400
mg L-1) e piloto ( lâmpada UVC de 96 W ; Q = 7500 L h-1; c) água residual urbana fortificada
com GAT : [H2O2]0 = 100 mg L-1 e d) água residual urbana fortificada com GAT : [H2O2]0 =
400 mg L-1. Os resultados representam os ensaios de atividade antimicrobiana com B. subtilis. ... 171
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Propriedades físico-químicas da gatifloxacina. ... 29
Tabela 2: Potencial redox (padrão de redução) para algumas espécies oxidantes. ... 38
Tabela 3: Tipos de Processos Oxidativos Avançados. ... 39
Tabela 4: Características da água mineral. ... 52
Tabela 5: Características da água de abastecimento ... 52
Tabela 6: Características da água de microcosmo. ... 53
Tabela 7: Dosagens de ozônio (mg L-1) referentes ao tempo de ozonização. ... 58
Tabela 8: Concentrações de H2O2 em diferentes proporções com a GAT. ... 60
Tabela 9: Parâmetros de monitoramento da reação (SRM) para a gatifloxacina. ... 62
Tabela 10: Parâmetros utilizados para a análise de conformidade para a fase móvel: ácido oxálico (0,015 mol L-1) e metanol, 60:40 v/v. ... 69
Tabela 11: Parâmetros da metodologia utilizados na quantificação de GAT no HPLC. ... 70
Tabela 12: Avaliação da recuperação do analito pelos cartuchos de extração no pH da solução de GAT (pH = 6,6). ... 71
Tabela 13: Avaliação da recuperação do analito pelos cartuchos de extração no pH 3. ... 71
Tabela 14: Variação dos valores de pH inicial e final durante os processos de fotocatálise heterogênea UVA/TiO2 P25 e UVA/TiO2 (PC500) variando a concentração de dióxido de titânio de 0 a 200 mg L-1. ... 91
Tabela 15: Correlação entre a degradação e a remoção da atividade antimicrobiana para os processos de fotólise e UV/H2O2. ... 108
Tabela 16: Correlação entre a degradação e a remoção da atividade antimicrobiana para a ozonização. ... 113
Tabela 17: Correlação entre a degradação e a remoção da atividade antimicrobiana para a fotocatálise heterogênea. ... 118
Tabela 18: Dimensões do Fotorreator Fluhelik em escala laboratorial. ... 150
Tabela 19: Dimensões do Fotorreator Fluhelik em escala piloto. ... 153
Tabela 20: Características físico-químicas de água residual urbana coletada. ... 155
Tabela 21: Metodologia utilizada para determinar a caracterização da água residual urbana. ... 156
Tabela 22: Correlação entre a degradação da GAT pelo processo UV/H2O2 e a remoção da atividade antimicrobiana... 169
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
% Porcentagem
μg Micrograma
AAM Atividade antimicrobiana
ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária
B. subtilis Bacillus subtilis
BC Banda de Condução
BV Banda de Valência
Cds Sulfeto de Cádmio
CIP Ciprofloxacina
CE Contaminantes ou poluentes emergentes
cm Centímetro
CLAE Cromatografia Líquida de Alta Eficiência
CO2 Dióxido de Carbono
dinterno Diâmetro Interno
DNA Ácido desoxirribonucleico
E0 Potencial eletroquímico
e- Elétron
EC50 Concentração efetiva para causar dano a 50% da
população de organismos
E. coli Escherichia coli
ETA Estação de Tratamento de Água
ETAR Estação de Tratamento de Águas Residuais
ETE Estação de Tratamento de Esgoto
eV Elétron-volt
FEC Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e
Urbanismo
F Radiação ultravioleta utilizada (JUV L-1)
F0 Fluxo de Fótons
FluHelik Inovativo Fotorreator FQ Fluoroquinolona GAT Gatifloxacina H2O Água H2O2 Peróxido de Hidrogênio HO• Radical Hidroxila
HPLC Cromatografia à Líquido de Alta Eficiência (high performance liquide chromatography)
IBGE Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística
J Joule
Kd coeficiente de partição ou distribuição solo-água
kg Quilograma
L-1 Litro
LOQ Limit of Quantification (Limite de Quantificação)
MIC Concentração Inibitória Mínima
min Minutos mg Miligrama N Nitrogênio nm Nanômetro O2 Oxigênio O2•- Superóxido O3 Ozônio
PEQ Potency Equivalent Values (Potência Equivalente)
pH Potencial Hidrogeniônico
POA Processos Oxidativos Avançados
ppb Partes por bilhão
ppt Partes por trilhão
s Segundo
SANASA Sociedade de Abastecimento de Água e Saneamento S/A
SPE Extração em Fase Sólida
SRM Monitoramento de reação selecionado
UFC Unidades Formadoras de Colônia
UNICEF Fundo das Nações Unidas para a Infância
USEPA United States Environmental Protection Agency
UPLC-MS/MS. Cromatógrafo de Ultra-Alta Eficiência Acoplado a um Espectrômetro de Massas Sequencial
UV Ultravioleta
UV/H2O2 Fotoperoxidação assistida por radiação ultravioleta
UV/TiO2 Fotocatálise com TiO2 em Suspensão
V Volt
v/v Volume/Volume
V. fischeri Vibrio fischeri
W Watts
WO3 Trióxido de tungstênio
ZnO Óxido de Zinco
ZnS Sulfeto de Zinco
Sumário
1. CAPÍTULO 1: DEGRADAÇÃO DE GATIFLOXACINA POR PROCESSOS
OXIDATIVOS AVANÇADOS ... 23
1.1. INTRODUÇÃO ... 23
1.2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ... 25
1.2.1. Poluentes de Preocupação Emergente ... 25
1.2.2. Gatifloxacina ... 26
1.2.2.1. Propriedades ... 29
1.2.3. Ocorrência no Ambiente ... 31
1.2.4. Impactos Ambientais ... 33
1.2.5. Desenvolvimento de Bactérias Resistentes ... 34
1.2.6. Métodos de Remoção ... 36
1.2.7. Processos Oxidativos Avançados ... 37
1.2.7.1. Peroxidação Assistida por Radiação Ultravioleta (UV/H2O2) ... 41
1.2.7.2. Ozonização (O3/HO-) ... 43
1.2.7.3. Fotocatálise Heterogênea (UV/TiO2) ... 45
1.3. OBJETIVOS ... 50
1.4. MATERIAIS e MÉTODOS ... 51
1.4.1. Reagentes e Microrganismos ... 51
1.4.1.1. Solução Estoque ... 53
1.4.1.2. Preparo de Amostras ... 53
1.4.2. Sistema Operacional para o Processo UV/H2O2 ... 53
1.4.3. Sistema Operacional para a Fotocatálise Heterogênea ... 54
1.4.4. Sistema Operacional para Ensaios de Ozonização ... 55
1.4.5. Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (HPLC) ... 58
1.4.6. Espectro de UV-visível ... 59
1.4.7. Extração em Fase Sólida ... 59
1.4.8. Peróxido Residual ... 59
1.4.10. Espectrometria de Massas ... 61
1.4.11. Padrão Interno ... 62
1.4.12. Actinometria ... 63
1.4.13. Testes Biológicos ... 64
1.4.13.2. Avaliação da Atividade Antimicrobiana ... 64
1.4.14. Metodologia de Estudo ... 66
1.5. RESULTADOS e DISCUSSÃO ... 68
1.5.1. Validação da Metodologia Analítica para o HPLC - UV ... 68
1.5.3. Medida da Intensidade e Cálculo da Dose Irradiada ... 72
1.5.4. Avaliação da Degradação da Gatifloxacina ... 72
1.5.4.1. Fotólise, Peroxidação e Peroxidação Assistida por Radiação UV ... 72
1.5.4.2. Efeito das Matrizes ... 75
1.5.5. Ozonização ... 78
1.5.5.1. Efeito do pH ... 78
1.5.6. Fotocatálise Heterogênea ... 83
1.5.6.1. Avaliação da Fonte de Irradiação entre UVC e UVA ... 83
1.5.6.3. Variação do Catalisador entre P25 e PC500 ... 88
1.5.6.4. Efeito do pH ... 90
1.5.6.5. Efeito da Adição de Peroxido de Hidrogênio ... 94
1.5.6.6. Efeito da Adição de Oxigênio ... 96
1.5.6.7. Efeito da Variação das Matrizes ... 97
1.5.6.8. Concentração Inicial do Fármaco ... 99
1.5.7. Produtos de Degradação ... 100
1.5.7.1. UV/H2O2 ... 101
1.5.7.2. Produtos de Degradação Propostos para Ozonização ... 103
1.5.8. Testes Biológicos ... 106
1.5.8.1. Avaliação da Atividade Antimicrobiana Residual ... 106
1.5.8.1.1. UV/H2O2 ... 107
1.5.8.1.2. Atividade Antimicrobiana Residual para Ozonização ... 112
1.5.8.1.3. Atividade Antimicrobiana Residual para Fotocatálise Heterogênea... 117
1.5.8.2. Avaliação da Toxicidade Utilizando Vibrio Fischeri ... 123
1.5.8.2.1. UV/H2O2 ... 123
1.5.8.2.2. Avaliação da Toxicidade Aguda para Ozonização ... 125
1.5.8.2.3. Avaliação da Toxicidade Aguda para Fotocatálise Heterogênea ... 127
1.6. CONCLUSÕES ... 130
1.7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ... 132
2. CAPÍTULO 2: SISTEMA USANDO O INOVADOR FOTORREATOR FLUHELIK EM APLICAÇÕES REAIS ... 148
2.2. MATERIAL e MÉTODOS ... 150
2.2.1. Sistema Operacional - Escala Laboratorial ... 150
2.2.2. Sistema Operacional - Escala Piloto ... 152
2.2.3. Aquisição de Efluente Real ... 155
2.2.4. Quantificação do Analito por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência ... 157
2.2.5. Actinometria ... 157
2.2.6. Metodologia de Estudo ... 158
2.3. RESULTADOS E DISCUSSÕES ... 160
2.3.1. Degradação da Gatifloxacina - Efluente Sintético ... 160
2.3.2. Ensaios para o Efluente Real ... 164
2.3.3. Atividade Antimicrobiana Residual para FluHelik ... 168
2.4. CONCLUSÕES ... 172
1. CAPÍTULO 1: DEGRADAÇÃO DE GATIFLOXACINA POR PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS
1.1.
INTRODUÇÃOA Gatifloxacina é um agente antimicrobiano sintético pertencente à família das fluoroquinolonas, sendo utilizada na medicina humana e veterinária para o tratamento de infecções causadas por bactérias Gram-positivas e Gram-negativas (AL-ABDULLAH et al. 2012). Após a administração, este antimicrobiano não é completamente metabolizado, devido à sua baixa absorção no trato digestivo (RUSU et al. 2015). Este medicamento pode ser excretado através das fezes e urina, nas suas formas não-metabolizadas ou como metabolitos ativos, promovendo assim à contaminação de matrizes ambientais como efluentes aquosos (RODRIGUES-SILVA et al. 2014; RUSU et al. 2015).
As estações de tratamento convencionais de água (ETA) e esgoto (ETE) não estão projetadas para eliminar completamente estes compostos (HUBRICKA et al. 2013), resultando na sua introdução contínua para o meio ambiente. Sabe-se que antimicrobianos da família das fluoroquinolonas ocorrem em matrizes aquosas na faixa de µg L-1 a ng L-1. Além disso, os seus efeitos agudos e crônicos na microbiota permanecem desconhecidos (DOORSLAER et al. 2011; LEAL et al. 2012).
A presença de antimicrobianos no ambiente tem causado preocupação, pois gera a possibilidade de desenvolver bactérias resistentes, podendo ainda levar a perda da atividade antimicrobiana para diferentes classes de compostos em decorrência da resistência cruzada (FENT et al. 2006; RUSU et al. 2015; HONG et al. 2015). Hong et al., (2015) relataram que a incidência de bactérias resistentes na água tenha aumentado em razão da presença de agentes antimicrobianos. ADACHI et al., (2013) relataram a presença de fluoroquinolonas em rios urbanos, além de encontrar Escherichia coli e outras bactérias resistentes a fluoroquinolonas. Visto a ineficiência de processos convencionais na remoção destas substâncias, é indispensável o desenvolvimento de alternativas eficazes em mineralizar ou desativar os princípios ativos destes compostos, contribuindo desta forma, para uma diminuição do desenvolvimento de cepas resistentes. Uma opção é aplicar processos avançados, os quais são capazes de eliminar estes compostos.
Os processos oxidativos avançados (POA) oferecem uma técnica complementar para o tratamento de matrizes aquosas contaminadas com antimicrobianos, incluindo antimicrobianos pertencentes a família das fluoroquinolonas (RODRIGUES-SILVA et al. 2013; RODRIGUES-SILVA et al. 2014; PERES et al. 2015; de OLIVEIRA et al. 2015; URBANO et al. 2017). POA baseiam-se na formação do radical hidroxila (HO●), um oxidante não-seletivo, que possui a capacidade de mineralizar compostos orgânicos em virtude do seu elevado potencial de redução (E0 = 2,73 V). Os radicais hidroxila se sobressaem entre vários
outros oxidantes, em decorrência das suas propriedades de desinfecção e da sua capacidade para destruir contaminantes orgânicos recalcitrantes em água.
Após a aplicação dos processos oxidativos avançados, podem ser formados intermediários com atividade biológica igual ou superior ao composto original. Dessa forma torna-se importante avaliar não só a degradação do fármaco, mas também a atividade biológica residual na solução, a qual no caso da gatifloxacina refere-se à atividade antimicrobiana (RODRIGUES-SILVA et al. 2013). O POA aplicado na degradação de fluoroquinolonas pode ocasionar a degradação do fármaco, e consequentemente, ser eficiente em remover a sua atividade antimicrobiana residual ao modificar grupos da molécula importantes para a atividade biológica. Além disso, testes de toxicidade aguda são importantes para a compreensão do impacto no ambiente dessas soluções submetidas a tratamento quando descarregados no ambiente (LI et al. 2014).
Por fim, a aplicação desses processos de tratamento de efluentes em casos reais ainda são um desafio de engenharia, visto todas as dificuldades relacionadas ao desenvolvimento de reatores que possam ser aplicados em escala piloto e industrial. O desenvolvimento de fotorreatores capazes de minimizar as limitações de transferência de massa e fótons dentro do meio de reação são desejáveis. No presente estudo foi aplicado um fotorreator, nomeado de FluHelik, usando ferramentas de dinâmica de fluidos computacionais (CFD), o qual apresentava dinâmicas de fluidos e propriedades de irradiação únicas devido ao movimento helicoidal do fluido ao redor da lâmpada UVC. A aplicação do reator FluHelik é investigada no CAPÍTULO 2 desta tese de doutorado e os resultados foram desenvolvidos conjuntamente entre a FEC/UNICAMP e o LSRE/FEUP (Laboratory of Separation and Reaction Engineering/Portugal), durante os 4 meses de doutorado sanduíche realizado pelo aluno Marlon Caianelo Dias Campos, na cidade do Porto (Portugal).
1.2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
1.2.1. Poluentes de Preocupação EmergenteOs contaminantes de preocupação emergente (CE) são produtos químicos sintéticos ou naturais que não são normalmente monitorados no ambiente, seja pela falta de métodos ou por questões de custo. No ambiente, os CE podem causar efeitos adversos, conhecidos ou não, à saúde humana e a biota. Com a ampliação do conhecimento, é possível utilizar o termo “emergente” a compostos que, até então, não causavam preocupação científica. O desenvolvimento de novos métodos analíticos vem permitindo a detecção de CE em matrizes ambientais e/ou biológicas em faixas cada vez menores (µg L-1 ou ng L-1).
CE não estão inclusos em programas de monitoramento de rotina pelos orgão nacionais de meio ambiente e saúde, e seu destino e efeitos ecotoxicológicos ainda são pouco conhecidos. O lançamento de CE no ambiente tem aumentado com a produção de novos compostos químicos decorrentes dos avanços tecnológicos ou, conforme mudanças na forma de usar e eliminar substancias químicas já existentes são aplicadas (GEISSEN et al; 2015). Os CE podem se dispersar no ambiente por meio de fontes pontuais de poluição, como por exemplo no lançamento de esgoto urbano e industrial diretamente nos corpos de água receptores.
A classificação dos CE podem ser divididas em mais de 20 classes dependendo da sua origem (http: // www.norman-network.net). As classes de maior importância são: produtos farmacêuticos (analgésicos, anti-inflamatórios, antimicrobianos), pesticidas (agricultura), produtos de desinfecção, produtos de cuidado pessoal e produtos químicos industriais. Em vista dos potenciais impactos dos CE sobre a vida aquática e a saúde humana, faz-se necessário ações de prevenção/e ou minimização da exposição em virtude do principio de precaução.
No Brasil, a Política Nacional de Meio Ambiente (Lei 6.938, de 31/08/1981) pressupõe ações antecipatórias à ocorrência do dano ambiental, de maneira que quando há incerteza científica formal, ou existe um risco potencial sério e irreversível, devem-se adotar medidas que possam prevenir o dano a ser causado.
Entre as preocupações com CE, pode ser destacado o consumo inadequado de antimicrobianos no Brasil decorrente do costume desta população em se automedicar e os potenciais riscos que este comportamento pode ocasionar. Para controlar o consumo progressivo, e excessivo, de antimicrobianos no Brasil, a vigilância sanitária aprovou a resolução RDC 20/2011 (ANVISA, 2011), que dispõe sobre o controle de medicamentos à base de substâncias antimicrobianas, de uso isolado ou em associação com outros fármacos, sob
prescrição médica. Depois da criação desta norma, é necessário a apresentação da receita médica para a compra de antimicrobianos em qualquer farmácia. Desta forma, diminuiu a quantidade de antimicrobianos utilizados de forma desnecessária.
1.2.2. Gatifloxacina
A Gatifloxacina (C19H22FN3O4) é um agente antimicrobiano sintético pertencente à
família das fluoroquinolona, e é utilizada na medicina humana e veterinária para o tratamento de infecções causadas por bactérias Gram-positivas e Gram-negativas (AL-ABDULLAH, 2012).
As fluoroquinolonas pertencem a um importante grupo de antimicrobianos, as quinolonas, que foram descobertas por LESHER et al., (1962), ao sintetizar o ácido nalidíxico (Figura 1). Desde então, diversas quinolonas foram desenvolvidas pelas alterações no núcleo da quinolona, decorrente de adição de diferentes substituintes nas posições N-1, 6, 7 e C-8 (OWENS et al., 2005), sendo estes compostos formados classificados em grupos ou gerações que vão da primeira à quarta geração, da qual a gatifloxacina pertence à quarta geração.
Figura 1: Estrutura representativa do ácido nalidíxico.
(Adaptado de RODRIGUES-SILVA et al, 2013).
A adição do íon fluoreto na posição C-6, proporcionou um aumento no espectro de atuação contra as bactérias Gram-positivas. Com a adição de um segundo fluoreto na posição C-8, houve um aumentou a absorção e da meia-vida da quinolona no organismo humano;
entretanto, esta modificação resultou no aumento da fototoxicidade para estes compostos. Outra modificação importante foi adicionar um grupo piperazina na posição C-7, ampliando o espectro de ação para bactérias aeróbias Gram-negativas. No entanto, uma vez que o grupo metila foi adicionado ao nitrogênio da piperazina, verificou-se que o tempo de meia-vida e a biodisponibilidade foram aumentados. Ao ser adicionado um grupo ciclopropril na posição N-1,4 foi verificado um aumento no espectro de atuação contra bactérias aeróbias patogênicas Gram-negativas e Gram-positivas (ANDRIOLE, 2005).
A atividade antimicrobiana da gatifloxacina resulta da inibição da enzima DNA girase e da topoisomerase IV. A DNA girase é uma enzima importante que atua na replicação, transcrição e reparação do DNA bacteriano. A enzima topoisomerase IV é conhecida por desempenhar uma função-chave na partição do DNA cromossômico durante a etapa de divisão celular da bactéria. Diferentemente de muitas quinolonas, a atividade antimicrobiana da GAT não é afetada pelos inibidores da síntese proteica ou do RNA e não requer divisão celular. A GAT foi desenvolvida quimicamente com o intuito de maximizar a atividade antimicrobiana e diminuir a possibilidade de desenvolver resistência antimicrobiana para as fluoroquinolonas, pela adição de um grupo ciclopropila na posição N-1 e de um grupo metóxi na posição C-8 da molécula base das quinolonas (XIAO et al., 2008).
A estrutura molecular da GAT está apresentada na Figura 2, onde pode ser observado o grupo ciclopropila na posição N1, o ácido carboxílico na posição C3, flúor na posição C6, o anel piperazínico na posição C7 e o grupo metóxi na posição C8.
Atualmente, a GAT é comercializada através de 159 marcas de remédios distribuídas entre países como: Argentina, Colômbia, Peru, Venezuela, Vietnam, Brasil, Nova Zelândia, Oman, África do Sul, Tailândia, Cingapura, Israel, Chile, Canada, Turquia, Geórgia, Filipinas, Estados Unidos da América, Miamar, Bangladesh, China e Índia (DRUGS, 2015). No Brasil, atualmente a GAT é vendida com o nome comercial de Tequin, e Zymar e Zymaxid. A marca Tequin (empresa farmacêutica Kyorin, Japão) disponibiliza a GAT na forma de comprimidos usados no tratamento de infecções do trato respiratório, de pele ou do trato urinário. Já as marcas Zymar (Allergan, EUA) e Zymaxid (Allergan, EUA) são usadas (tópico ocular) na medicina veterinária e humana para o tratamento de conjuntivites bacterianas.
1.2.2.1. Propriedades
As propriedades físico-químicas da molécula sintética de GAT são apresentadas na Tabela 1.
Tabela 1: Propriedades físico-químicas da gatifloxacina.
Fórmula química C19H22FN3O4
Grupo terapêutico Fluoroquinolona (4ª geração)
Número CAS 112811-59-3
Nome IUPAC 1-ciclopropil-6-fluoro-8-metóxi-7- (3-metillpiperazin -1-yl) - 4-oxo-quinolina-3-ácido carboxílico
Massa molar 375,394 g mol-1
Ponto de fusão (°C) Ponto de ebulição (°C)
162 607,8; a 760 mmHg
Solubilidade 40-60 mg mL-1
(em meio aquoso, pH 2 a 5, temperatura ambiente (15 a 30 ºC)) pKa1 (meio ácido) 5,6 * pKa2 (meio básico) 8,8* Ponto isoelétrico (pH) 7,36* Coeficiente de partição n-octanol-água (log P) 2,6 Meia vida biológica no organismo 7 a 14 h Fonte: * CHEMICALIZE (2016); (PubChem, 2016).
O valor de pH do meio pode influenciar as propriedades físico-químicas e biológicas das fluoroquinolonas, pois podem modificar o grau de ionização das moléculas (ROSS, RILEY, 1994); sendo assim, faz-se necessário compreender os valores de pKa das
moléculas. Os fármacos geralmente são substâncias compostas de grupos ácidos e básicos. Desta maneira moléculas podem ser encontradas em diferentes graus de ionização estando no
estado neutro, catiônico, aniônico ou zwiteriônico. Na forma zwiteriônica estes compostos apresentam tanto cargas negativas como positivas (KÜMMERER, 2009).
A GAT é uma fluoroquinolona que estruturalmente pode estar protonada no grupo carboxílico (pKa1 = 5,6) e desprotonada na porção da amina terciaria
(pka2 = 8,8). A forma aniônica da GAT prevalece em meio alcalino (pH > pKa2), enquanto que
a forma catiônica predomina em meio ácido (pH < pKa1). O comportamento da molécula da
GAT em relação ao pH e pKa, pode ser observado na Figura 3.
Figura 3: Comportamento da molécula da GAT em relação ao pH e pKa.
Fonte: modificado de CHEMICALIZE (2016).
Na administração da gatifloxacina por via oral, a absorção ocorre no trato
gastrointestinal, sendo que a principal rota de eliminação é a renal, onde mais de 70% da dose é excretada na forma inalterada na urina (48 horas após administração oral e intravenosa). A biotransformação da gatifloxacina é muito baixa (menos de 1%), sendo eliminada na urina na forma de dois tipos de metabólitos (etilenodiamina e metiletilenodiamina).
1.2.3. Ocorrência no Ambiente
Os agentes antimicrobianos possuem baixa absorção no trato digestivo, desta maneira não são totalmente metabolizados pelo organismo e após a administração são excretados, muitas vezes ainda na sua forma inalterada por via de fezes e urina, afetando assim o ambiente e podendo contaminar a água superficial pelo desaguamento de efluentes de ETE e o solo via uso veterinário (RODRIGUES-SILVA et al. 2014; RUSU et al. 2015; KUMMERER
et al. 2009).
As estações de tratamento convencionais de água e esgoto não são projetadas para a remoção de compostos de preocupação emergentes (MOREIRA et al. 2016), como as fluoroquinolonas. Nestas estações convencionais de tratamento de efluentes, compostos como os antimicrobianos apresentam baixa eficiência de remoção do meio líquido (47 a 77%) (DOORSLAER et al. 2014), ocorrendo apenas uma remoção parcial do contaminante (HUBLICKA et al., 2013), principalmente, através da adsorção no lodo (LI et
al., 2010). Além disso, os compostos antimicrobianos não são facilmente biodegradáveis
(KUMMERER et al. 2009; LI et al., 2014), apresentando degradação biológica menor que 10% em ETE (JIA et al.2012, LI e ZHANG, 2010).
Os antimicrobianos por não serem removidos completamente em estações de tratamento de efluentes convencionais acarretam numa continua introdução destes compostos no ambiente aquático e, deste modo, pode ocasionar a contaminação de água superficial e subterrânea, favorecendo o aparecimento destes poluentes na água de abastecimento humano (VAZ-MOREIRA et al., 2014).
Devido a incapacidade da remoção total através do tratamento convencional em ETE e a continua introdução de antimicrobianos no ambiente, compostos como a gatifloxacina já foram encontradas em matrizes ambientais como a água superficial (41 ng L-1) (XIAO et al., 2008). A gatifloxacina também é reportada em esgoto bruto e em efluentes secundários de estações de tratamento de esgoto, nas concentrações de 40 e 66 ng L-1, respectivamente (JIA et
al., 2012). E por conta da ineficiência de remoção em ETE convencionais, a GAT também foi
relatada em elevadas concentrações nos lodos biológicos (49 µg kg-1), indicando que os processos convencionais de tratamento apenas proporcionam uma transferência de massa da água para o lodo (adsorção). A alta adsorção de fluoroquinolonas ao lodo de ETE poderia ser
justificada por meio de suas propriedades físico-químicas, como o alto valor de Kd (coeficiente
de partição ou distribuição solo-água) apresentado (LI et al. 2013).
O coeficiente de distribuição ou partição sólido-água (Kd) é utilizado para verificar
a transferência de massa na sorção de compostos presentes no meio, sendo estimado com a relação entre as concentrações de uma substância nas fases líquida e sólida em condições de equilíbrio (SUÁREZ et al., 2008). Um valor acima de 1 para o Kd representa que o analito
possui maior afinidade pelo material particulado, enquanto que um valor de Kd baixo tende a
ter baixa interação com o material particulado do efluente, o que promoveria uma maior lixiviação desses compostos e conduzindo a dispersão pelo lençol freático. As fluoroquinolonas possuem um Kd acima de 1 (MANIERO et al., 2014) e tendem a ter uma afinidade pelo lodo
das ETE. Dessa forma, ao ser utilizado o lodo proveniente de ETE como biossólidos, pode resultar na incidência de fluoroquinolonas no ambiente agrícola pela lixiviação desses compostos (SANTOS et al., 2015;).
De acordo com SUÁREZ et al. (2008), os fármacos em um sistema de tratamento biológico, tem a absorção atribuída às interações dos grupos alifáticos e aromáticos dos contaminantes na água com a membrana celular lipofílica dos microrganismos existentes na biomassa (lodo) ou com as porções lipídicas ligadas aos sólidos em suspensão. A característica hidrofóbica ou hidrofílica de um fármaco determina se este é capaz de absorver nas matrizes sólidas encontradas em uma ETE, sendo estipuladas pelo coeficiente de partição octanol/água (Kow), obtido pela distribuição do equilíbrio entre octanol e água (SILVA e FERREIRA, 2003).
Os fármacos que possuem log Kow < 2,5 são identificados como altamente hidrofílicos e com
baixa tendência de absorção na biomassa e nos sólidos em suspensão contendo lipídios e, consequentemente, alta biodisponibilidade (IWA, 2010). Para as moléculas com log Kow entre
2,5 e 4,0, a absorção nestas matrizes é considerada moderada. Já para os fármacos que apresentam log Kow > 4,0, a hidrofobicidade e a tendência de sorção nos sólidos são
consideradas altas (TER LAAK et al., 2005). Para a gatifloxacina o valor de n-octanol-água (log P ou Kow) é de 2,6 (Tabela 1), o que insere a molécula no grupo de moléculas com tendência
moderada de absorção.
As principais rotas de como os antimicrobianos são introduzidas no ambiente são observadas na Figura 4.
Figura 4: Vias de antimicrobianos no ambiente.
Adaptado de: RODRIGUES-SILVA et al. 2014.
1.2.4. Impactos Ambientais
A presença de antimicrobianos no ambiente tem causado preocupações quanto à saúde humana e a qualidade do meio ambiente. Depois de serem utilizados no combate de organismos infecciosos, podem permanecer no ambiente e ocasionar efeitos tóxicos residuais que não são totalmente conhecidos (DOORSLAER et al., 2014; LEAL et al., 2012).
A continuidade destes antimicrobianos no meio ambiente pode atingir a microbiota e impactar organismos não alvos, sendo que estes podem apresentar uma grande importância ambiental e, ao serem expostos podem ocasionar desequilíbrio naquele ecossistema (BRAIN et
al., 2009).
Segundo DOORSLAER et al.,(2014), as contínuas descargas de fluoroquinolonas no ambiente combinadas com os longos tempos de residência em solos e sedimentos, podem criar condições tóxicas para os organismos aquáticos e resultar num potencial risco ambiental para a bactéria V. fischeri, a cianobactéria M. aeruginosa e plantas aquáticas sensíveis.
DOORSLAER et al., (2014) relatam que a poluição causada por FQ como Ciprofloxacina, levofloxacina, ofloxacina, sarafloxacina e enrofloxacina podem ameaçar os organismos aquáticos de água doce.
De acordo com GIRARDI et al., (2011), longos tempos de residência ambiental das fluoroquinolonas no solo ([Ciprofloxacina] = 200 μg kg-1) causam desiquilibrios na
composição e na atividade das comunidades microbianas presentes nesta matriz. Conforme Maul et al., (2006), exposições contínuas de Ciprofloxacina (80 a 540 μg kg-1) afetaram a composição de comunidades microbianas presentes em sedimentos de água doce.
Ainda que a toxicidade aguda para os organismos superiores ocorra em concentrações de FQ superiores às ambientais, os efeitos negativos da exposição prolongada em baixas concentrações não podem ser descartados até que sejam elucidados os efeitos toxicológicos crônicos (DOORSLAER et al, 2014).
1.2.5. Desenvolvimento de Bactérias Resistentes
Embora os antimicrobianos possam ser encontrados no ambiente em níveis de concentração (µg L-1 e ng L-1) menores do que nas doses administradas (mg L-1), ainda assim
há preocupação de que possam causar o desenvolvimento de bactérias resistentes, mesmo nestes níveis de concentração (RIZZO et al., 2013).
Além possibilitar o aparecimento de bactérias patogênicas resistentes, a presença de antimicrobianos no meio ambiente poderia facilitar a resistência cruzada, a qual seria capaz de ocasionar a perda de atividade biológica de outras famílias de antimicrobianos (FENT et al., 2006; RUSU et al., 2015; HONG et al., 2015).
O desenvolvimento de organismos resistentes a antimicrobianos conduz a necessidade de elaborar medicamentos cada vez mais potentes e com maior espectro de ação, sendo que no caso dos antimicrobianos demorou-se quase três décadas para o desenvolvimento de uma nova classe destes compostos (LING et al., 2015), sendo que desde 1987 não apareciam novas fórmulas disponíveis.
O relatório da organização mundial de saúde sobre a resistência bacteriana (WHO, 2014), reporta a presença em hospitais de organismos como a Escherichia coli, Nontyphoidal
ADACHI et al., (2013) relatam a ocorrência de Escherichia coli em rios urbanos e de outras bactérias que adquiriram resistência a fluoroquinolonas.
O Centro Europeu de Prevenção e Controle de Doenças (ECDC, 2016), também observou a ocorrência de bactérias patogênicas resistentes (Escherichia coli, Salmonella,
Campylobacter, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa) às fluoroquinolonas em
países como a Grécia, Malta, Luxemburgo e alguns outros países europeus, desde os anos 90. Em consequência disso, na Europa foram banidos os usos de antimicrobianos para fins não terapêuticos/profilaxia, com o propósito de diminuir o consumo e assim reduzir a ocorrência de organismos resistentes (COGLIANI et al., 2011).
A avaliação da atividade antimicrobiana residual pode ser determinada por testes de toxicidade com organismos, também chamados bioensaios. Os bioensaios são testes realizados em laboratório que determinam o grau ou o efeito biológico de uma substância desconhecida ou de uma substância-teste (como fármacos, hormônio, químicos, etc.). Este teste é realizado através da comparação experimental entre o efeito da substância testada com os efeitos provocados por uma substância conhecida, em uma cultura de células vivas ou usando um organismo-teste (USEPA).
Os bioensaios podem ser considerados de toxicidade agudos ou crônicos. Nos ensaios de toxicidade aguda, os efeitos são determinados observando se um efeito adverso ocorre em um curto período de tempo, que abrange apenas parte do ciclo de vida do organismo-teste, após a administração de uma única dose da substância testada ou após múltiplas dosagens. Normalmente os ensaios de toxicidade aguda são utilizados para a avaliação da mortalidade ou imobilidade dos organismos, influência das reações químicas, metabolismo, etc. Entretanto, nos testes de toxicidade crônica, os organismos-teste são observados ao longo de uma grande parte do seu tempo de vida, após a exposição a substância testada (exposição prolongada). Os testes de toxicidade crônica são usualmente realizados para determinar parâmetros como reprodução, crescimento e deformidades.
O bioensaio realizado neste estudo para a avaliação da atividade antimicrobiana consiste num teste de toxicidade crônica (8 horas de contato com as bactérias E.coli e
B.subitilis), enquanto que a avaliação da toxicidade residual é um teste de toxicidade aguda (15
min de contato entre a fotobactéria V.fischeri e a amostra). Os bioensaios podem fornecer informações sobre:
Concentração na qual a substância provoca efeito adverso observado em 50% dos indivíduos observados (EC50)
Capacidade da substância em provocar câncer (carcinogenia) Capacidade da substância em provocar danos ao feto (teratogenia)
Capacidade da substância em desregular a atividade endócrina (desruptor endócrino) Capacidade de bioacumulação da substância em tecido específico (ex. adiposo, nervoso)
ou órgão (ex. fígado, rim).
1.2.6. Métodos de Remoção
Os processos de tratamento utilizados em ETA convencionais (VIENO et al., 2007) e a fotólise (WAMMER et al., 2013) não são eficientes na remoção de fluoroquinolonas do ambiente aquático, o que gera um grande interesse em desenvolver tecnologias que permitam a remoção destes fármacos (TERNES et al., 2004). No Brasil existe apenas uma instalação piloto de estudo para a aplicação de processos oxidativos avançados, localizada em Campinas-SP em uma unidade de ETE da Sanasa.
VIENO et al., (2007) avaliaram a remoção de fluoroquinolonas (ciprofloxacina, norfloxacina e ofloxacina) em estação piloto de tratamento de água, e observaram que no final dos processos de coagulação, floculação e sedimentação foi removido cerca de 3,0% dos fármacos contidos no efluente (exceto a ciprofloxacina: 30% de remoção). As etapas de coagulação, floculação e sedimentação utilizam reagentes químicos para proporcionar a aglomeração dos poluentes e, posteriormente, a separação da água por precipitação. Desta forma, estas etapas no processo de tratamento de água convencional apenas promoveram a transferência das fluoroquinolonas de fase e não causaram a alteração química dos mesmos, o que resultou numa baixa eficiência de remoção na água (RODRIGUES-SILVA et al., 2014).
Em decorrência da dificuldade destes processos convencionais em remover os fármacos de matrizes aquosas, torna-se essencial o aprimoramento de tecnologias eficientes na mineralização e na remoção da atividade antimicrobiana de fluoroquinolonas, promovendo, desta forma, um efluente tratado que, ao ser lançado no ambiente, não promova o surgimento de bactérias patogênicas resistentes.
Entre diversos processos de tratamento de efluentes contaminados com compostos orgânicos (bio-recalcitrantes) e patógenos (atuais e emergentes), os processos oxidativos
avançados (POA) tem se mostrado uma alternativa tecnológica para a redução/desinfecção destes contaminantes (MALATO et al., 2009).
1.2.7. Processos Oxidativos Avançados
Os processos oxidativos avançados (POA) baseiam-se em formar espécies químicas altamente reativas (principalmente o radical hidroxila HO●) capazes de degradar moléculas recalcitrantes em compostos biodegradáveis (MALATO et al., 2009). Estes processos oxidativos avançados têm sido aplicados para a degradação de quinolonas (RODRIGUES-SILVA et al., 2014), fluoroquinolonas (PERES et al., 2015; OLIVEIRA et al., 2016) e sulfonamidas (URBANO et al., 2016; URBANO et al., 2017) em soluções aquosas.
Os radicais hidroxila são oxidantes não seletivos, que reagem com a maioria dos compostos orgânicos (GUIMARÃES, 2013), capazes de oxidá-los até mineralização total (dióxido de carbono, água e ânions inorgânicos), em consequência de seu grande potencial de redução (E0 = 2,73 V), quando comparado com os demais oxidantes convencionais (MALATO
Tabela 2: Potencial redox (padrão de redução) para algumas espécies oxidantes.
Espécie Potencial Redox (V) Condições
Flúor 3,03
Radical Hidroxila (HO●) 2,73
Oxigênio atômico (O) 2,42
Ozônio (O3) 2,07 ácido
Peróxido de hidrogênio (H2O2) 1,78 ácido
Radical hidroperoxila (HO2●) 1,70
Permanganato de potássio (KMnO4) 1,68 ácido
Dióxido de cloro (ClO2) 1,57 ácido
Gás cloro (Cl2) 1,36 ácido
Oxigênio (O2) 1,23
Bromo 1,09
Ácido hipocloroso (HOCl) 0,95 ácido
Hipoclorito de sódio (NaOCl) 0,94 básico
Iodo 0,54
Fonte: Adaptado de TEIXEIRA, JARDIM (2004).
Durante a degradação de contaminantes orgânicos, o radical hidroxila pode apresentar constante de velocidade de reação variando entre 106 a 109 mol-1 L s-1, que é 106 a 1012 vezes mais rápido que o ozônio (ANDREOZZI et al. 1999; ZHANG et al. 2015). Os mecanismos que envolvem essas reações de oxidação com os contaminantes orgânicos (RH ou RX, sendo X = átomo pertencente ao grupo dos halogênios) são: abstração de hidrogênio (Equação 1), transferência de elétrons (Equação 2), ou adição radicalar (Equação 3) (HUANG
et al., 1993; LEGRINI et al., 1993).
𝐻𝑂● + 𝑅𝑋 → 𝑅𝑋●+ + 𝑂𝐻− (2)
𝐻𝑂● + 𝑅𝑋 → 𝐻𝑂𝑅𝑋● (3)
Os POA podem ser divididos em sistemas homogêneos e heterogêneos, conforme mostrado na Tabela 3. Além disso, as principais tecnologias baseadas em POA podem ser divididas em processos:
Químicos (processo Fenton).
Fotoquímicos (O3/UV, H2O2/UV, O3/H2O2/UV, foto-Fenton, fotocatálise heterogênea).
Sonoquímicos (US, O3/US, H2O2/US, fotocatálise/US, sono-Fenton).
Eletroquímicos (oxidação anódica, eletro-Fenton, fotoeletro-Fenton, sonoeletro-Fenton).
Tabela 3: Tipos de Processos Oxidativos Avançados.
Processos Oxidativos Avançados
Sistemas Homogêneos Sistemas Heterogêneos Com radiação Sem radiação Com radiação Sem radiação
O3/UV O3/H2O2 TiO2/O2/UV Eletro-Fenton
H2O2/UV O3/HO- TiO2/H2O2/UV
Feixe de elétrons Fenton US (Ultrassom)
Foto/Fenton H2O2/US
UV/US
Entre as diversas vantagens apresentadas pelos POAs estão:
Possibilidade de combinação com outros processos para pré ou pós-tratamento (etapa de polimento), o que reduziria o custo do tratamento;
Geração de radicais com forte poder oxidante;
Capacidade de mineralização total dos poluentes e oxidação total de espécies inorgânicas;
