A selectividade semântica

I) Introduction

i) Réaction catalysée par la CPSase.

La carbamoylphosphate synthétase (CPSase, E.C.6.3.5.5) catalyse la synthèse

irréversible de carbamoylphosphate (CP) à partir d'un donneur de

groupement aminé (glutamine ou ammonium), de l'ion bicarbonate et de

deux molécules d'ATP-Mg. Elle s'accompagne de la libération de glutamate,

d'une molécule de phosphate inorganique et de deux molécules d'ADP.

La synthèse de carbamoylphosphate procède en 4 étapes (Anderson et

Meister, 1966; Powers et Meister, 1976):

i) Mg ATP + HCO3- <-> Mg ADP +

‘OCOOPOs^-ii) L-GLn + H2O —> L- Glu + NH3 + H+

iii) -OCOOPO32- + NH3 -> NH2COO- + Pi

iv) NH2COO- + Mg ATP <-> NH2COOPO32- + Mg ADP

Mg ATP + HCO3- + L-Gln -> 2 Mg ADP + CP + Pi + L-Glu

i) activation du bicarbonate par phosphorylation avec une première

molécule d'ATP-Mg, résultant en la formation de carboxyphosphate lié à

l'enzyme

ii) réaction de ce complexe enzyme-C02 activé avec la glutamine

iii) transfert du groupement aminé de la glutamine vers le CO2 activé et

formation de carbamate lié à l'enzyme

iv) phosphorylation du carbamate en présence d'une seconde molécule

d'ATP-Mg et libération du CP formé.

Le mécanisme cinétique de la réaction est le suivant (Raushel et al., 1978):

ADP Glutamate

Mg-ATP HC03- Glutamine ATP

A A

ADP CP

A A

Classes CPSase-I CPSase-II CPSase-III

donneur

d’azote

ammoniiun glutamine glutamine

cofacteur /

activateur

N-acetyl-L-glutamate

N-acetyl-L-glutamate

organismes vertébrés

uréotéliques

terrestres

bactérie levure eucaryotes

supérieurs

invertébrés et

certain

poissons uréo

osmotiques

(Jones, 1980)

fonction cycle de urée

détoxification

de

l’ammonium

biosynthèse de

l’arginine et

des

pyrimidines

biosynthèse de

l’arginine

biosynthèse

des

pyrimidines

biosynthèse

des

pyrimidines

cycle de urée

osmo

régulation

localisation mitochondrie

du foie

cytoplasme nucléus (Nagy

étal., 1982)

cytosol mitochondrie

du foie

organisation

GLNase +

Svnthétase

1 polypeptide

GLNase non

fonctionnel

2 polypeptides 2 polypeptides 1 polypeptide 1 polypeptide 1 polypeptide

inhibiteurs UMP UTP UTP

activateurs NH3, IMP,

omithine

PRPP

Tableau 2. Classification des CPSases en trois classes sur base du donneur physiologique

ii) Classification des CPSases.

Jusqu'à présent trois classes de CPSases ont été identifiées sur base de leur

spécificité pour l'ammonium ou la glutamine comme donneur

physiologique d'azote et de l'utilisation de N-acétyl-L-glutamate comme

cofacteur ou activateur (Jones, 1980; Evans, 1986; Campbell et Anderson,

1991) (Tableau 2).

Les CPSases de classe-I (EC 6.3.4.16) sont localisées dans les

mitochondries du foie des animaux uréogéniques où elles sont impliquées

dans le cycle de l'urée (Clarke, 1976). Elles utilisent l'ammonium comme

donneur physiologique d'azote (Hong et al, 1994) et le N-acétyl-L-glutamate

comme cofacteur positif indispensable à l'activité enzymatique (Lusty,

1978). Les CPSases de classe-II (EC 6.3.5.5) sont localisées dans le

cytoplasme/ cytosol où elles interviennent dans le métabolisme des

pyrimidines et de l'arginine. Elles utilisent la glutamine comme donneur

physiologique d'azote et leur activité n’est pas influencée par le N-acétyl-L-

glutamate (Makoff et Radford, 1978). Les CPSases de classe-III (EC 6.3.5.5)

sont présentes dans les mitochondries du foie des poissons

uréosmorégulateurs où elles sont impliquées dans le contrôle de la pression

osmotique via la rétention d'urée dans les tissus (Webb et Brown, 1980). Elles

utilisent le N-acétyl-L-glutamate non pas comme cofacteur mais comme

activateur et la glutamine comme donneur physiologique d'azote

(Anderson, 1980).

Les bactéries mésophiles Gram- (Piérard et Wiame, 1964; Abdelal et

Ingraham, 1969; Abdelal et al, 1983), la bactérie thermophile T lier mu s

thermophilus (Baetens, 1997), les plantes supérieures (O'Neal et Naylor,

1969; Ong et Jackson, 1972; Kanamori et ai, 1980), les parasites protozoaires

Plasmodium falciparum et Babesia bovis (Flores et al., 1994; Chansiri et

Bagnara, 1995) ainsi que l'archéon acidothermophile Sulfolobus solfatariciis

(Lawson et ai, 1996) possèdent une seule CPSase-II qui fournit le CP pour les

biosynthèses des pyrimidines et de l'arginine (Piérard et al., 1965; Piérard et

Wiame, 1964). Par contre, les bactéries Gram-i-, telles Bacillus subtilis et

Lactobacillus sp. (Quinn et al., 1991; Bringel, 1994), ainsi que la levure

(Lacroute et al., 1965; Davis, 1986) possèdent deux CPSases de classe II, l'une

intervenant dans la biosynthèse des pyrimidines (CPS-P) et l'autre dans la

biosynthèse de l'arginine (CPS-A). Les eucaryotes supérieurs possèdent une

seule CPSase de classe II (CPS-P) qui intervient uniquement dans le

métabolisme des pyrimidines.

Chez les eucaryotes, autres que les protozoaires parasites, les CPSases

impliquées au niveau de la voie de biosynthèse des pyrimidines sont

couplées avec d'autres enzymes de cette voie métabolique. Chez les

Sous-unité glutaminase

1 114 204 382

42 kDa

domaine domaine catalytique

d'interaction domaine de liaison de la glutamine

avec la

sous-unité glutamine + H2O -> glutamate + NH3 + H'*’

synthétase

Sous-unité synthétase

1 173 352 578 723 885 1073

130kDa

domaine

d'interaction

avec la

sous-unité

glutaminase

domaine

d'interaction

avec la

sous-unité

glutaminase

domaine allostérique

domaine contenant le site de liaison de l'ATP-A domaine contenant le site de liaison de l'ATP-B

ATP-Mg + bicarbonate <■> carboxyphosphate-enzyme + ADP-Mg ATP-Mg + carbamate-enzyme <-> CP + ADP-Mg

comprend les 3 premières activités enzymatiques de la voie de biosynthèse

des pyrimidines, à savoir la CPSase, l'ATCase et la dihydroorotase (DHOase;

EC 3.5.2.3) (Coleman et al., 1977). Chez la levure, la CPS-P se trouve associée

à l'aspartate carbamoyltransférase (ATCase) au sein d'une protéine

multifonctionnelle (Lacroute, 1968; Lue et Kaplan, 1970; Nagy et al., 1982)

qui comprend aussi un domaine DHOase inactif (Souciet et al., 1987; 1989).

Chez les eucaryotes supérieurs, la CPSase intervenant au niveau de la

voie de biosynthèse de l'arginine (CPS-A) est une CPSase de classe I ou III,

deux classes de CPSases utilisant le N-acétyl-L-glutamate qui agit en

augmentant l'affinité de l'enzyme pour l'ATP nécessaire à la

phosphorylation du bicarbonate (Rubio et al., 1983).

iii) La CPSase d'Escherichia coli .

E. coli possède une seule CPSase de classe II (figure 8). L'enzyme est un

hétérodimère composé d'une sous-unité glutaminase (GLNase; 42 kDa) qui

catalyse l'hydrolyse de la glutamine et transfert le groupement aminé à une

sous-unité synthétase (130 kDa) catalysant la synthèse de CP à partir de

N H 3, de bicarbonate et de deux molécules d'ATP-Mg (Trotta et al., 1971;

Trotta et al., 1974). L'ion NEq"*" se comporte donc comme un donneur

d'azote de faible affinité comparé à la glutamine (Rubino et ai, 1986).

L'utilisation de l'ammonium comme donneur d'azote est cependant possible

in vivo chez des mutants déficients en activité glutaminase quand la

concentration en ammonium est élevée ou quand la sous-unité synthétase

est produite en excès (Mergeay et al., 1974; Rubino et al., 1987).

Les deux sous-unités de la CPSase d'E. coli sont codées par deux gènes

adjacents (Mergeay et al., 1974), le gène carA (sous-unité glutaminase)

(Piette et al., 1984) et le gène carB (sous-unité synthétase) (Nyunoya et

Lusty, 1983). Les deux gènes sont organisés en un seul opéron transcrit à

partir de promoteurs en tandem contrôlés respectivement par l'arginine et

les pyrimidines (Bouvier et al, 1984; Piette et al, 1984).

al La sous-unité glutaminase

La sous-unité glutaminase comprend deux domaines distincts (Nyunoya et

Lusty, 1984): un domaine C-terminal responsable de l'activité glutaminase

et un domaine N-terminal responsable de la liaison à la sous-unité

synthétase (Guillou et al, 1989) et de l'inhibition de l'activité glutaminase

C-terminale. En effet, en absence d'ATP et de bicarbonate (nécessaire avec

l'ammonium à la synthèse de CP) une inhibition de l'activité glutaminase C-

terminale et de la liaison de la glutamine au domaine amidotransférase

glutaminase (Guy et Evans, 1995; Mareya et Raushel, 1994). Une

organisation similaire de la sous-unité synthétase comprenant un domaine

responsable de l'activité de synthèse de CP et un domaine responsable de

l'inhibition de cette activité rend également compte de la coordination des

réactions catalysées par la CPSase (voir § I, viib).

bl La sous-unité svnthétase.

Des études préliminaires ont révélé la présence de deux sites distincts de

liaison de l'ATP sur la sous-unité synthétase (Lusty et al., 1983; Boettcher et

Meister, 1980). Un site ATP-A nécessaire à la réaction de phosphorylation du

bicarbonate et un site ATP-B nécessaire à la réaction de phosphorylation du

carbamate ont été localisés respectivement du côté N-terminal et C-terminal

de la sous-unité synthétase (Post et al., 1990; Miles et al., 1993). Des

expériences de mutagenèse couplées à une étude cinétique ont permis de

montrer que ces deux sites ATP interagissent l'un avec l'autre (Guillou et al.,

1992).

De même, deux sites de liaison à la sous-unité glutaminase ont été révélés

par mutagenèse. Chacun de ces sites se trouve positionné de façon similaire,

l'un du côté N-terminal et l'autre du côté C-terminal de la sous-unité

synthétase (Guillou et al., 1989).

Concernant la régulation allostérique des CPSases, les sites de liaison des

effecteurs allostériques apparaissent essentiellement situés à l'extrémité C-

terminale de la sous-unité synthétase (voir ci-dessous).

iv) Régulation des CPSases.

a) Effecteurs

L'action des effecteurs se marque par une modification de l'affinité de

l'enzyme pour les deux ATP nécessaires à la synthèse de CP (Anderson et

Meister, 1966b; Anderson et Marvin, 1968; Braxton et al, 1992).

L'activité de la CPSase-II d'E. coli est rétro-inhibée par l'UMP et activée par

riMP, l'ornithine (intermédiaire de la voie de biosynthèse de l'arginine) et

l'ammonium (Anderson et Meister, 1966; Piérard, 1966; Anderson et Marvin,

1968; Braxton et al, 1992). Le rôle activateur de l'ammonium permettrait

de maintenir un taux minimum de CP nécessaire à la synthèse de protéines

et d'acide nucléique lors de carences en ATP et glutamine (Meister, 1989).

L'activité CPSase de Saccharomyces cerevisiae spécifique des pyrimidines est

inhibée par l'UTP (Jacquet et al, 1995) alors que celle de la CPSase

spécifique de l'arginine n'est pas régulée (Price et al, 1978).

La CPSase-I des mammifères n'est pas régulée (Hall et al, 1958; Hager et

Jones, 1967), alors que la CPSase III est activée par le N-acétyl-L-glutamate et

D'après Lawson étal., 1996.

Fig. 9

Arbre phylogénétique construit à partir des alignements des domaines CPS-A et CPS-B.

Seul l'alignement dérivé de CPS-B est représenté, CPS-A permettant de donner une racine à l'arbre.

Pour les organismes qui contiennent deux CPSases, les séquences sont identifiées par les lettres

"Arg" (CPS-II spécifique de l'arginine),"pyr' (CPS-II spécifique des pynmidines), "CPS-I" et"CPS-IH".

Représentation schématique de l'organisation des gènes codant pour les CPSases.

Boites grisées: région codant pour le domaine ou la sous-unité glutaminase.

Boîtes blanches: région codant pour le domaine ou la sous-unité synthétase.

Boîtes damiers: région codant pour une portion de l'ATCase (complexe CAD eucaryotique).

Boîtes lignées: séquences traduites entre les régions codant pour les 2 domaines de la CPSase

(caractéristique de l’organisation génomique de ces organismes).

que le complexe CAD eucaryotique est inhibé par l'UTP et activé par le PRPP ^

(Shaw et Carrey, 1992).

b") Sites de liaison des effecteurs.

Les effecteurs de la CPSase-II d'E. coli (UMP et IMP) et le cofacteur

positif/activateur des CPSase-I et III (N-acétyl-L-glutamate) se lient à une

région de 20 kDa du côté C-terminal de la sous-unité synthétase (Rodriguez-

aparicio et al., 1989; Rubio et ai, 1991; Buesco et al., 1994). Le groupe de

Evans a également mis en évidence la liaison d'UTP et de PRPP à une région

équivalente, au niveau de la CPSase du complexe CAD de hamster (Liu et al.,

1994). Ce domaine C-terminal de liaison des effecteurs est nécessaire à la

stabilisation de la CPSase (Czerwinski et ai, 1995). En outre, il modulerait le

fonctionnement du domaine catalytique, même en absence de ligands

allostériques (Liu et al., 1994).

Le site de liaison de l'ornithine serait en dehors de cette région de 20 kDa

(Liu et al., 1993; Czerwinski et al, 1995). Il semblerait également qu'un

second site de liaison du N-acétyl-L-glutamate existe du côté N-terminal de

la CPSase I (région correspondant au domaine N-terminal de la sous-unité

GLNase chez E. coli) (Mc Cudden et Powers-Lee, 1996).

v) Évolution des CPSases

Les analyses phylogénétiques menées sur l'ensemble des CPSases connues ont

permis de retracer l'évolution des différentes classes de CPSases (van den

Hooff et ai, 1995, Lawson et al., 1996) (figure 9).

La CPSase bactérienne de classe II hétérodimérique constitue la CPSase

ancestrale. Chez les eucaryotes, une tendance à la fusion des gènes codant

pour les sous-unités synthétase et glutaminase s’amorce très tôt, puisque les

parasites eucaryotiques (Plasmodium et Babesia) possèdent déjà une CPSase

monomérique portant les fonctions d'hydrolyse de la glutamine et de

synthèse de CP. Seule la CPSase de levure spécifique de l’arginine possède

une structure dimérique qui serait due à la séparation ultérieure des gènes

codant pour les sous-unités synthétase et glutaminase (Simmer et al., 1990

^). Par un processus de duplication de gènes, les eucaryotes ont acquis deux

CPSases monomériques, l'une spécialisée dans la synthèse de pyrimidines

(CPSase-P), l'autre dans la synthèse de l’arginine (CPSase-A). Les CPSase-A

obtiennent la capacité de lier le N-acétyl-L-glutamate donnant naissance

aux CPSases de classe III des vertébrés. Cependant, dans la lignée menant à

3 5 -phosphorybosy 1-1-pyrophosphate: substrat important des voies de biosynthèse des purines et des

pyrimidines

NH3

C02 + NH3

Fig. 10. Voie de l'arginine déiminase

OTCc, ornithine carbamoyltransférase catabolique (EC 2.1.3.3);

CK, carbamate kinase (EC 2.7.2.2); ADI, arginine déiminase (EC 3.5.3.6) .

CP, carbamoylphosphate.

CPSase CKase

(1)ATP + HC03'

(2) HOCOOP03 + NH3

(3) NH2COO'+ ATP

-- H0C00P03 + ADP

(carboxyphosphate)

---NH2COO'+Pi

(carbamate)

NH2COOPof+ ADP

(carbamoylphosphate)

(4) 2 ATP + HC03'+ NH3 ■ 2 ADP + NH2C00P03 + Pi

NH2COOH +ATP

(carbamate)

2-r NH2C00P03 +ADP

(carbamoylphosphate)

AG'O = 8,9 KJ/ moi

HC03‘+NH3 ' HOCONH2 + H2O

(carbamate)

AG'O = -1,6 KJ/ mol

(5) HC03‘ + NH3 + ATP ^ ■ NH2COOP03 + ADP + H

2

O

(carbamoylphosphate)

AG'O = 8,9 -1.6 = 7,3 KJ/ mol

A G'O = -23.2kJ/ mol

l'homme et au rat, le domaine glutaminase porté par les CPSases-III serait

devenu inactif donnant naissance aux CPSases de classe I incapable de

synthétiser le CP à partir de glutamine (Nyunoya et ai, 1985).

vi) La carbamate kinase.

La réaction de synthèse du carbamoylphosphate peut être catalysée in vitro

par une carbamate kinase (CKase, EC 2.7.2.2) à partir de carbamate et d'une

molécule d'ATP avec formation d'ADP; cependant, le sens physiologique de

la réaction de ces enzymes est celui de la synthèse d'ATP (Meister, 1989). Les

CKases sont toujours intégrées à une voie de dégradation de composés

guanidiliques utilisant le carbamoylphosphate dérivé de ces composés. Ces

enzymes font notamment partie du métabolisme de dégradation de

l'arginine, via la voie de l'arginine désiminase, qui permet à un certain

nombre d'organismes anaérobes facultatifs tels que Pseudomonas aeruginosa

(Baur et ai, 1989) ou Enterococcus faecalis (Jones, 1963) d'utiliser l'arginine

comme source d'énergie en condition anaérobe (Abdelal, 1979; Abdelal et al.,

1982)(figure 10).

Les CKases sont des enzymes dimériques constituées de sous-unités

identiques de poids moléculaire 33 kDa (Schimke et al., 1966; Abdelal et ai,

1982; Baur et al., 1989; Marina et al., 1994). Chaque sous-unité catalyse la

phosphorylation d'une molécule d'ADP en ATP avec libération de carbamate

qui se décompose spontanément en NH3 et CO2 (Marshall et Cohen,

1966)-Il existe deux différences majeures entre les CPSases et les CKases (Rubio,

1993)(tableau 3).

i) Les CKases catalysent la synthèse réversible de CP en utilisant une seule

molécule d'ATP par molécule de CP synthétisée (réaction 5; AG’o= 7,3

kJ/mol). Par contre, la réaction catalysée par les CPSases utilisent deux

molécules d'ATP (réaction 4) par molécule de CP synthétisée ce qui rend la

réaction irréversible. En effet, la réaction 4 (AG’o= -23,2 kJ/mol) catalysée

par la CPSase équivaut au couplage de la réaction 5 (AG’o= 7,3 kJ/mol)

catalysée par la carbamate kinase et d'une réaction d'hydrolyse de l'ATP

(AG’o= -30,5 kJ/mol).

ii) La réaction de phosphorylation du carbamate est commune aux deux

enzymes mais la réaction de phosphorylation du carboxyphosphate est

spécifique aux CPSases bien que les CKases soient capables de catalyser cette

gène codant

pour le complexe CAD: ^{!GLNl CPS-Â~ CPS-B}

clonage;

1 ~ CPS-A 1 CPS-B

---

---protéines recombinantes:

iGLlsr CPS-A I CPS-A

Synthèse de CP

Mm

GLNI CPS-B CPS-B

Synthèse de CP

Régulation allostérique

Fig. 11a; Les entités CPS-A et CPS-B catalysent l'intégralité des réactions de synthèse de CP.

Les régions codant pour les entités CPS-A et CPS-B de la CPSase du complexe CAD humain

ont été clonées en présence du gène codant pour la sous-unité glutaminase (GLN).

Les protéines recombinantes catalysent l'intégralité des réactions menant à la synthèse de CP à partir de

glutamine avec une stœchiométrie de 2 molécules d'ATP utilisées par molécule de CP synthétisée.

Les deux entités sont donc capables i) de lier le bicarbonate et le carbamate, ii) d'intéragir avec

la sous-unité glutaminase et iii) de lier le NH3 transféré par la sous-unité glutaminase.

Ces études confirment également que le site de fixation des effecteurs allostériques se situe

du côté C-terminal du domaine synthétase, c’est-à-dire au niveau de CPS-B (Guy et Evans, 1996).

Gène:

GLN

CPS-AliCPS-A2!CPS-A3ij CPS-8li CPS-82 | CPS-B3 j

Protéines recombinantes:

; GLN

1CPS-Ai!cPS-A2!CPS-A1 jcPS-A

2 |GLN!

;cps-A2îcps-A2

ou ou

! GLN

IcPS-Bl icPS-B

2

ICPS-Bl icPS

-82 GLN

icPS-B

2

lcPS-B

2

i

Synthèse de CP Synthèse de CP à partir d'ammonium uniquement

Non régulé par l'ATP et le bicarbonate niveau de synthèse de CP accru

Pas de régulation allostérique

Fig. 11b: Sur base d'homologie de séquence, 3 domaines ont été définis au sein des entités CPS-A et CPS-B

(CPS-A1-2-3;CPS-B1-2-3).

Les domaines CPS-A2 et CPS-B2 catalysent la synthèse de CP et donc contiennent l'intégralité du site catalytique.

Contrairement aux domaines CPS-A1-A2 et CPS-B1-B2, les domaines CPS-A2 et CPS-B2 sont incapables de catalyser

la synthèse de CP à partir d'ammonium. Cela suggère que les domaines, CPS-A1 et CPS-B1 sont responsables de

l'association de la sous-unité synthétase avec la sous-unité glutaminase.

L’activité des domaines CPS-A2 et CPS-B2 est supérieure à l'activité de la CPSase sauvage, ce qui suggère que les

domaines CPS-A1 et CPS-B1 seraient responsables de l'atténuation de l'activité des domaines CPS-A2 et CPS-B2.

Ce phénomène d’atténuation responsable du couplage des réactions entre les sous-unités synthétase et glutaminase

nécessite la présence des domaines CPS-A3 et CPS-B3 pour être pleinement effectif, les constructions CPS-A1-A2

et CPS-B1-B2 étant insensibles à la régulation par l’ATP et le bicarbonate.

Les domaines CPS-A1-CPS-A2 et CPS-B1-CPS-B2 sont insensibles aux effecteurs nucléotidiques, ce qui confirme

que le site de fixation des effecteurs se situe du côté C-terminal de la sous-unrté synthétase (domaine CPS-A3 ou CPS-B3)

(Guy ef al., 1997).

vii) Origine des CPSases.

a) Homologie de structure entre les domaines N- et C-terminaux

de la sous-unité svnthétase des CPSases.

Nyunoya et Lusty (1983) ont observé un haut degré de similarité (39% de

résidus identiques) entre la partie amino et carboxy-terminale de la sous-

unité synthétase é'E. coli. Cette observation les a conduit à proposer que le

gène carB codant pour la sous-unité synthétase résulte de la duplication

d'un gène ancestral plus petit. On peut donc diviser la sous-unité synthétase

en deux entités: CPS-A et CPS-B. L'homologie structurale présumée entre les

deux entités CPS-A et CPS-B se trouve confortée par la mise en évidence d'un

site ATP (Post et al., 1990, Miles et ai, 1993) et d'un site de liaison à la sous-

unité glutaminase (Guillou et al., 1989) positionnés chacun de façon

similaire au niveau de chaque entité (voir § I,iiib). En outre, la

détermination de la structure cristallographique de la CPSase d'E. coli

suggère que la sous-unité synthétase ait évolué à partir d'un précurseur

homodimérique (Thoden et al., 1997). En effet, les entités CPS-A et CPS-B

forment un pseudohomodimère dont les acides aminés situés à l'interface

CPS-A/CPS-B montrent un haut degré de similarité. Cette organisation

pseudohomodimèrique où les deux régions (N- et C-terminale) contenant

chacune un site de liaison de l'ATP sont au contact du domaine allostérique

C-terminal explique notamment le fait que les effecteurs influencent les

deux étapes de phosphorylation de la réaction de synthèse du CP alors que

le site de liaison des effecteurs allostériques est situé du côté C-terminal de

la sous-unité synthétase (Rubio et ai, 1991).

b) Homologie fonctionnelle entre les domaines N- et C-terminaux

de la sous-unité svnthétase des CPSases.

Outre cette homologie structurale, les deux entités présentent également une

homologie fonctionnelle. La mise en évidence de deux sites ATP distincts,

l'un au niveau de CPS-A et l'autre au niveau de CPS-B par mutagenèse

dirigée, suggère que chaque entité soit spécialisée l'une dans la

phosphorylation du bicarbonate l'autre dans la phosphorylation du

carbamate. Ces deux réactions apparaissent similaires puisqu'il s'agit de

réactions de phosphorylation de deux analogues structuraux, le bicarbonate

et le carbamate.

Les travaux menés par le groupe de Guy et Evans (1996) et décrits à la figure

lia renforcent l'hypothèse de similarité fonctionnelle entre les deux entités

de la sous-unité synthétase. Ces travaux démontrent en effet que les entités

CPS-A et CPS-B sont toutes deux capables de réaliser les deux étapes de

phosphorylation. Concrètement, la répartition des deux réactions de

phosphorylation sur chaque entité dépendrait du positionnement de ces

25

Ancestral proieins X kinase I GAT Prokaryola CPS II Fungal CPS II Invenebrate. Rsli CPS III Ureotelic terrestrial vertébrale CPS I SH ^ lusion gluiaminase I duplicallon, fusion

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