Flavonóides

Os flavonóides compõem uma ampla classe de substâncias originadas quase que exclusivamente pelo metabolismo secundário das plantas superiores (SIMÕES, 2010). Compreendem os pigmentos naturais das flores, mas também atuam como inibidores enzimáticos, como um sistema de proteção contra a exposição a altas intensidades de radiação UV, como repelentes de insetos e pragas, na defesa contra fungos, bactérias e vírus e também, como agentes quelantes de metais nocivos. Estão ainda envolvidos na fotossensibilização e na transferência de energia, morfogênese e determinação sexual, fotossíntese e regulamento dos hormônios de crescimento (DI CARLO et al., 1999). Porém, tais compostos possuem uma série de propriedades farmacológicas que os faz agirem sobre sistemas biológicos. Conseqüentemente, muitas dessas propriedades atuam de forma benéfica para a saúde humana. Já foram descritas atividades antioxidantes (JOVANOVIC et al., 1994; HEIM et al., 2002; WILLIAMS et al., 2004), antiinflamatórias (MIDDLETON JR et al., 2000; CRESPO et al., 1999; DELPORTE et al., 2005; GONZÁLES-BURGOS et al., 2011), anti-depressivas (BUTTERWECK et al., 2000; AN et al., 2008; MACHADO et al., 2008), antimicrobianas (CUSHNIE e LAMB, 2005), antitumorais (CARROL et al., 1998; HARBORNE e WILLIAMS, 2000; MIDDLETON JR et al., 2000; CARVALHO et al., 2011) e antidiabéticas (ASHOK e DARADKA, 2000; BARNES, 2001; GROVER et al., 2002; GUPTA et al., 2005; KIM et al., 2006; SHARMA et al., 2008), tornando essa classe de compostos de grande interesse para a indústria farmacêutica.

Atualmente mais de 6000 diferentes flavonóides já foram descritos (HARBORNE e WILLIAMS, 2000). Basicamente, caracterizam-se por apresentar dois núcleos fenólicos ligados por uma cadeia de três carbonos. São formados por uma série de reações de condensação entre o ácido hidroxicinâmico (anel B e átomos de carbono 2, 3 e 4 do anel C) e resíduos de malonil (anel A), formando a estrutura básica C6-C3-C6.

O ácido cinâmico forma-se da fenilalanina por desaminação catalisada pela enzima fenilalanina amônia liase. Três unidades de malonil-CoA ligam-se aos ésteres da coenzima-A do ácido cinâmico gerando, após mais algumas reações, anéis aromáticos, dando inicialmente estilbenos ou chalconas, que posteriormente funcionarão como precursores de um vasto número de flavonóides (CUNHA, 2009) (Figura 2). Apresentam ligações conjugadas, que garante intensa absorção na luz ultravioleta, ou mesmo na luz visível.

O espectro UV de um flavonóide é normalmente determinado em etanol ou em metanol e consiste tipicamente em dois picos de absorção máxima: o primeiro entre 240-285 nm (banda II, devida à absorção do anel A, sistema benzoil) e o segundo entre 300-550 nm (banda I, devida ao anel B, sistema cinamoil). A posição precisa e as intensidades relativas destes máximos dão uma valiosa informação quanto à natureza do flavonóide e ao seu padrão de oxigenação (HARBORNE, 1984; CUNHA, 2009).

FIGURA 2. Esquema da biossíntese de flavonóides (Fonte: Adaptado de Cuyckens e Clayes, 2004).

Os flavonóides podem ocorrer em diversas formas modificadas, correspondentes às hidroxilações, metilações e, sobretudo, glicosilações. Ocasionalmente, ácidos aromáticos e alifáticos, sulfato, grupos prenil, metilenodioxil ou isoprenil também podem se fixar em sua estrutura (IWASHINA, 2000). Basicamente, quaisquer dos grupos hidroxila podem ser glicosilados, porém, certas posições são mais favoráveis, por exemplo, o grupo 7-hidroxil em flavonas, flavanonas e isoflavonas, 3- e 7-hidroxil em flavonols e 3- e 5-hidroxil em antocianidinas. A glicose é o açúcar mais comumente encontrado nestas ligações, seguido por galactose, ramnose, xilose e arabinose (MARKHAM, 1982; IWANSHINA, 2000). Dissacarídeos também podem ser encontrados em associação com os flavonóides sendo os mais comuns, a rutinose (ramnosil-(Į1-6)-glicose) e a neohesperidose (ramnosil-(Į1-2)- glicose) (MARKHAM, 1982; IWANSHINA, 2004).

Por apresentarem uma variada constituição, foram divididos em diferentes classes: flavonóis, flavonas, isoflavonas, chalconas, auronas, flavanonas e antocianidinas (Figura 3) (HARBORNE, 1984; HAHLBROCK, 1981).

FIGURA 3. Estruturas básicas das principais classes de flavonóides e compostos relacionados. As setas indicam posições comuns de O- e C- glicosilações (Fonte: Adaptado de Harborne, 1984).

Os flavonóis são encontrados como co-pigmentos das antocianidinas nas pétalas e folhas de plantas superiores. Caracterizam-se por apresentar uma hidroxila ligada na posição 3 e uma dupla ligação entre C2-C3. Embora seja uma classe de flavonóides bastante rica,

canferol, quercetina e miricetina são as agliconas mais comumente encontradas. A maioria dos outros flavonóis são variações destas três estruturas, podendo ainda, apresentar glicosídeos ligados à sua estrutura, sendo o mais comum a quercetina-3-rutinosídeo, mais conhecido como rutina (HAHLBROCK, 1981; HARBORNE, 1984).

As flavonas diferem dos flavonóis por não apresentarem hidroxila ligada à posição 3, o que altera o espectro na região do ultravioleta, mobilidade cromatográfica e reações colorimétricas. Podem apresentar glicosídeos ligados à molécula. As flavonas mais comuns são luteolina e apigenina. Um grupo especial de flavonas são os biflavonis que são compostos

diméricos ligados através de ligação carbono-carbono ou ligação carbono-oxigênio. Ocorrem especialmente nas gimnospermas (HAHLBROCK, 1981; HARBORNE e MABRY, 1982; HARBORNE, 1984).

As isoflavonas são isômeros das flavonas, porém de ocorrência muito mais restrita (subfamília Papilonoidea – Fabaceae). Em relação à atividade fisiológica, são subdivididas em três grupos: fitoestrógenos, compostos com atividade inseticida e fitoalexinas (HAHLBROCK, 1981; HARBORNE e MABRY, 1982; HARBORNE, 1984).

As chalconas e auronas são grupos pequenos de metabólitos que ocorrem especialmente na família Asteraceae. Possuem coloração amarelada, a qual se torna vermelha quando exposta a vapores alcalinos. Chalconas não apresentam anel central (anel C), enquanto que nas auronas há um, formado por 5 membros (HAHLBROCK, 1981; HARBORNE e MABRY, 1982; HARBORNE, 1984).

As flavanonas são intermediários biossintéticos da maioria das classes de flavonóides, sendo bastante comuns nos frutos cítricos. São caracterizadas pela ausência da dupla ligação entre os carbonos C2-C3 e pela ausência da hidroxila na posição 3, destacando-se a naringenina e hesperidina como as mais comuns (HAHLBROCK, 1981; HARBORNE e MABRY, 1982; HARBORNE, 1984).

As antocianinas são glicosídeos que apresentam em sua estrutura química um resíduo de açúcar na posição 3, facilmente hidrolizado por aquecimento com ácido clorídrico. Como produtos desta hidrólise, são obtidos o componente glicídico e a aglicona, denominadas antocianidinas (HARBORNE, 1984). As antocianidinas têm como estrutura básica o cátion 2- fenilbenzopirilium, também denominado flavilium, possuindo geralmente hidroxilas nas posições 3 e 5. As antocianinas encontradas em alimentos são todas derivadas das agliconas pertencentes a três pigmentos básicos: pelargonidina, cianidina e delfinidina (IKAN, 1991).

2.3. Rhipicephalus sanguineus

Rhipicephalus sanguineus (Latreille, 1806), carrapato pertencente à família Ixodidae,

subfamília Rhipicephalineae, grupo Metastriata, é provavelmente a espécie de ixodídeo mais disseminada em todo o mundo, sendo encontrada nas Américas do Norte, Central e do Sul, nas regiões leste e oeste da Índia, China, Austrália, Micronésia, Sudeste da Europa, Madagascar e África (SOULSBY, 1966).

O gênero Rhipicephalus engloba várias espécies que se apresentam morfologicamente semelhantes e cuja posição taxonômica ainda é incerta, sendo elas R. turanicus, R. camicasi e

R. (Boophilus) microplus, além do próprio R. sanguineus. Existem relatos destas espécies

parasitando diversos mamíferos e até aves rasteiras, mas como sua diferenciação muitas vezes não é possível, não existe um consenso entre os pesquisadores sobre a especificidade parasitária das mesmas (SOULSBY, 1966; USPENSKY et al., 1997; BARROS-BATTESTI et al., 2006).

No Brasil, onde é popularmente conhecido como carrapato vermelho, o seu hospedeiro preferencial é o cão doméstico, sendo encontrado parasitando outros animais, como eqüinos, bovinos e o homem (DANTAS TORRES, 2006; LOULY et al., 2007). Por ser encontrado ocasionalmente parasitando seres humanos, este ixodídeo apresenta importância médica, sendo o principal vetor da Rickettsia conori, agente causador da Febre Botonosa, que ocorre em várias regiões da Europa e África (MERLE et al., 1998). Nas Américas, já foi relatado como vetor da Rickettsia rickettsi, agente causador da Febre Maculosa das Montanhas (DEMMA et al., 2005). No Brasil é indicado como vetor em potencial da borreliose ou “Lyme símile”, causada pela Borrelia sp. (YOSHINARI et al., 1997). Apresenta grande importância veterinária podendo causar anemia devido à grande espoliação sanguínea, além da transmissão de doenças aos cães como a babesiose pela Babesia canis (WOLDEHIWET e RISTIC, 1993), ou pela Babesia gibsoni (TRAPP et al., 2006), pancitopenia tropical canina

ou erliquiose, causada pela Erlichia canis, hepatozoonose causada pelo Hepatozoon canis, a trombocitopenia cíclica canina causada pelo Anaplasma platys e a hemobartonelose pelo

Mycoplasma haemocanis (WOLDEHIWET e RISTIC, 1993).

O ixodídeo R. sanguineus possui três hospedeiros em seu ciclo de vida (trioxeno), e cada estágio ativo de desenvolvimento (larva, ninfa e adulto) se alimenta em apenas um deles, com a ecdise ocorrendo no ambiente. Os ovos são muito pequenos, esféricos e de coloração marrom escura. A partir da hidrólise da fração protéica do cório, Jaskoski e Butler (1971) determinaram sua composição bioquímica, identificando os aminoácidos lisina, arginina, ácido aspártico, serina, glicina, ácido glutâmico, alanina, treonina, valina, tirosina, leucina e isoleucina. As larvas recém-eclodidas são pequenas (0,54 mm de comprimento/0,39 mm de largura) e têm somente três pares de patas. As ninfas têm quatro pares de patas e se assemelham aos adultos, exceto por serem menores (1,14 mm de comprimento/0,57 mm de largura) e sexualmente imaturas. Como as ninfas, os adultos têm quatro pares de patas, mas são maiores (1,3 mm de comprimento/0,66 mm de largura) e sexualmente maduros. Machos adultos apresentam coloração marrom avermelhada e escudo dorsal cobrindo completamente o dorso. Antes do ingurgitamento, as fêmeas adultas se assemelham aos machos em tamanho, forma e coloração, porém, o escudo dorsal cobre apenas parcialmente o dorso. Depois, elas se ingurgitam e a parte posterior do corpo torna-se acinzentada (Figura 4) (DANTAS TORRES, 2008).

FIGURA 4. Formas de vida do carrapato vermelho dos cães Rhipicephalus sanguineus. (A) visão dorsal da larva; (B) visão ventral da larva; (C) visão dorsal da fêmea adulta; (D) visão ventral da fêmea adulta; (E); visão dorsal do macho adulto (F) visão ventral do macho adulto; (G) visão dorsal da fêmea parcialmente ingurgitada; (H) visão ventral da fêmea parcialmente ingurgitada; (I) visão dorsal da fêmea ingurgitada; (J) visão ventral da fêmea ingurgitada (Fonte: Adaptado de http://www.tickencounter.org/tick_identification).

Quanto ao ciclo de vida, fêmeas adultas de R. sanguineus se alimentam no hospedeiro num período que varia de 5 a 21 dias (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; PEGRAM et al., 1987). Uma vez que o ingurgitamento está completo, ela se desprende do hospedeiro e se lança ao ambiente para digerir o sangue e pôr seus ovos em um lugar seguro. A oviposição é precedida por um período de pré-oviposição que se estende de 3 a 14 dias (PETROVA- PIONTKOVSKAYA, 1947; KOCH, 1982; PEGRAM et al., 1987; JITTAPALAPONG et al., 2000). O período médio de oviposição é de 16 a 18 dias (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; KOCH, 1982). As fêmeas ingurgitadas de R. sanguineus usualmente depositam em torno de 4000 ovos (KOCH, 1982). Depois do fim da postura, a fêmea morre. O período de incubação dos ovos varia de 6 a 23 dias (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; KOCH, 1982; PEGRAM et al., 1987; JITTAPALAPONG et al., 2000). Depois desta etapa, pequenas larvas eclodem dos ovos e imediatamente começam a busca por um hospedeiro. As larvas se

A C E G _I

alimentam por 3 a 10 dias, antes de destacarem-se do hospedeiro para se transformar em ninfas (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; PEGRAM et al., 1987). O período de ecdise das larvas em ninfas varia de 5 a 15 dias (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; PEGRAM et al., 1987). As ninfas se assemelham aos adultos na forma e alimentam-se durante 3-11 dias antes de se desprenderem voluntariamente dos hospedeiros para desenvolverem-se (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; PEGRAM et al., 1987). O período de ecdise das ninfas varia de 9 a 47 dias (PETROVA-PIONTKOVSKAYA, 1947; PEGRAM et al.,1987). Em condições favoráveis, o ciclo de vida pode ser completado entre 63-91 dias (GODDARD, 1987; BECHARA et al., 1995; LOULY et al., 2007) (Figura 5). No Brasil, onde as condições ambientais são bem favoráveis, R. sanguineus está apto a completar mais do que quatro gerações por ano (DANTES TORRES et al., 2006; LOULY et al., 2007).

FIGURA 5. Ciclo de vida do ixodídeo Rhipicephalus sanguineus. (Ilustração: POLITI, F.A.S., 2011).

Sob condições laboratoriais, os parâmetros biológicos oviposição e período das mudas de R. sanguineus variam amplamente com a temperatura, umidade relativa (UR) e tipo de hospedeiro (BELLATO e DAEMON, 1997). Foi demonstrado recentemente que R.

sanguineus são menos dependentes de habitats ricos em umidade para sobrevivência, o que

facilita seu estabelecimento em regiões que são desfavoráveis para a manutenção do balanço hídrico (YODER et al., 2006). O máximo de sobrevivência de ninfas ocorre a 20 °C e 85% de UR e a temperatura mínima para ocorrência de muda está entre 10-15 °C. Além disso, adultos em jejum são mais resistentes do que ninfas em jejum a condições extremas, isto é, 35 °C e 35% UR (KOCH e TUCK, 1986).

Esta espécie busca ativamente o hospedeiro, porém, em situações especiais pode utilizar a estratégia de emboscada na localização do mesmo (USPENSKY, 2002). Os carrapatos, de forma geral, utilizam vários estímulos térmicos, sonoros, olfativos, gustativos e táteis na busca pelo hospedeiro (WALLADE e RICE, 1977). Quanto ao R. sanguineus, sabe-se somente que é largamente atraído por gás carbônico (STELLA et al., 1988; LOULY, 2003), e pelo latido do cão (SONENSHINE, 1993).

2.4. Fungos entomopatogênicos

Os fungos entomopatogênicos pertencem ao filo Deuteromycota, classe Hyphomycetes, família Moniliaceae, sendo patogênicos para várias pragas de plantas cultivadas no Brasil (BITTENCOURT, 1992). Este filo compreende fungos principalmente microscópicos, com padrão celular filamentoso bem desenvolvido, isto é, constituído por hifas ramificadas e septadas. Sua característica fundamental é a reprodução assexuada através da produção de conidióforos e conídios, que podem estar espalhados no micélio ou agrupados em outras estruturas (RAVEN et al., 2007).

Estes fungos penetram seus hospedeiros por meio da cutícula, a partir da produção de uma série de enzimas proteolíticas, quitinolíticas e lipolíticas, alcançando a hemolinfa, rica em nutrientes (ROBERTS et al., 1992). Além disso, produzem também metabólitos secundários tóxicos ou antibióticos, do grupo dos ciclopeptídeos, eliminando a competição e favorecendo seu estabelecimento e patogênese (HSIAO e KO, 2001). Garcia et al. (2004) relataram os eventos envolvidos no mecanismo de adesão, penetração e colonização de fêmeas ingurgitadas de R. sanguineus por M. anisopliae, descrevendo as lesões infringidas nos órgãos internos do carrapato.

Pesquisas com fungos entomopatogênicos como controladores biológicos têm sido feitas visando auxiliar o estabelecimento de estratégias racionais e eficazes contra artrópodes de interesse comercial ou patogênicos (ALVES, 1998, CHANDLER et al., 2000). Destacam- se os trabalhos com Metarhizium anisopliae e Beauveria bassiana no controle de diferentes espécies de carrapatos, tais como Amblyomma cajennense (SOUZA et al., 1999a; SOUZA et al., 1999b; REIS et al., 2001; REIS et al., 2004), A. cooperi (REIS et al., 2003), A. dubitatum (REIS et al., 2003), A. variegatum (KAAYA et al., 1996; KAAYA, 2000; MARANGA et al., 2005), Rhipicephalus sanguineus (BARBOSA et al., 1997; SAMISH et al., 2001; GARCIA et al., 2004; PRETTE et al., 2005) e R. (Boophilus) microplus (BITTENCOURT et al., 1996; BITTENCOURT et al., 1997; CORREIA et al., 1998; BITTENCOURT et al., 1999; FRAZZON et al., 2000; BAHIENSE e BITTENCOURT, 2004).

Metarhizium anisopliae (METSCHNIKOFF, 1879; SOROKIN, 1883) é o fungo

entomopatogênico melhor caracterizado, sendo por esse motivo utilizado no controle de grande número de insetos-praga, entre os quais, a cigarrinha da cana-de-açúcar, a cigarrinha das pastagens (THOMAS et al., 1995; 1999; ALVES, 1998; BATISTA-FILHO e SANTOS, 2003; DINARDO-MIRANDA et al., 2004; TEIXEIRA e SÁ, 2010), os carrapatos (KAAYA et al., 1996; ZHIOUA et al., 1997; MONTEIRO et al., 1998; FRAZZON et al., 2000;

GARCIA et al., 2004; BASSO et al., 2005; PRETTE et al., 2005), entre outros. Os insetos colonizados por Metarhizium tornam-se duros e cobertos por uma camada pulverulenta de conídios, caracterizando a doença denominada “muscardina verde” (WANG et al., 2002). Alves (1998) relatou que os sintomas causados por esta patologia sobre o hospedeiro incluem inquietação, perda de sensibilidade ao toque e descoordenação dos movimentos. Segundo o mesmo autor, o ciclo de interação se completa entre 8-10 dias, dependendo das condições ambientais, condições nutricionais e susceptibilidade do hospedeiro (HALLWORTH e MAGAN, 1999).

Este fungo entomopatogênico apresenta crescimento e esporulação ótimos em temperaturas entre 20-30 °C (VILACORTA, 1978). Em temperatura igual ou inferior a 16 °C e acima de 36 °C os conídios não germinam, havendo perda de viabilidade após exposição prolongada (ALVES e NOGUEIRA, 1984). Ferron (1978) demonstrou que em temperaturas inferiores há um retardo no desenvolvimento, um aumento na formação de micélio e redução na formação de conídios. As características morfológicas e fisiológicas desse fungo apresentam grande variação em diferentes meios de cultura, podendo em alguns casos ocorrer alterações na coloração conidial (LUNA, 1985; PAMPHILE, 1992). É tolerante a uma faixa de pH entre 2,0-8,5, sendo 6,9 o ótimo para o crescimento vegetativo e esporulação (PAMPHILE, 1992). Com relação à composição nutricional, é um micro-organismo pouco exigente, desenvolvendo-se em diversos meios de cultura, utilizando como fonte de carbono amido, glicose, glicerina, levulose, maltose, sacarose ou quitina (HUBER, 1958). Morfologicamente, apresenta-se como um fungo filamentoso, com corpo de frutificação semelhante a um esporodóquio agregado a hifas intimamente entrelaçadas, contendo uma massa compacta de conidióforos característicos, simples ou ramificados, resultando em células esporogênicas denominadas fiálides, das quais se originam as cadeias de fialosporos hialinos não septados (Figura 6) (WANG et al., 2002).

FIGURA 6. (A) Observação microscópica (x20) das hifas septadas de

Metarhizium anisopliae; (B) Colônia simples de M. anisopliae em ágar Sabouraud

enriquecido com dextrose, após três semanas de crescimento; (C) Vista aproximada da colônia mostrada em (A), detalhando colunas de conídios; (D) Fotomicrografia (x920) de cadeias de conídios em M. anisopliae (Fontes: (A) http://www.beedata.com/apis-uk/newsletters08/apis-uk1008.htm; (B-D) Sutton, D. A., Fothergill, A. W. and Rinaldi, M. G. Guide to clinically significant fungi, Williams & Wilkins, Baltimore, 1998, p. 238–239).

Beauveria bassiana (Balsamo) Vuillemin (1912) é um fungo entomopatogênico de

distribuição cosmopolita, amplamente aplicado no controle de pragas (BELL e HAMALLE, 1970). Este fungo tornou-se conhecido internacionalmente pelo produto Boverin®, formulado e utilizado em grande escala pela ex- União Soviética em 1970, para o controle do besouro do Colorado, Leptinotarsa decemlineata (IGNOFFO, 1975). No Brasil, o fungo B. bassiana ocorre em mais de 30 espécies de insetos. Já foi estudado para o controle de Diatraea

saccharalis (LECUONA e ALVES, 1988); de hemípteros, como o percevejo do colmo-do-

arroz, Tibraca limbativentris (MARTINS e LIMA, 1994); para Triatoma infestans, vetor da

A

C

B

doença-de-Chagas (LUZ et al., 1998); para o mosquito Anopheles stephensi, vetor da malária (PRASAD e VEEWAL, 2010); Nezara viridula, Piezodorus guildinii e Euschistus heros (pragas da soja) (SOSA-GÓMEZ e MOSCARDI, 1998) e recentemente, para o controle de carrapatos (BITTENCOURT et al., 1996; KAAYA et al., 1996; MONTEIRO et al., 1998; BITTENCOURT et al., 1999; BITTENCOURT et al., 2000; PAIÃO et al., 2001; REIS et al., 2003; REIS et al., 2004; PRETTE et al., 2005; KAENG-IN et al., 2007; BARCI et al., 2009). Em outros países foi estudado visando ao controle do hemíptero Riptortus linearis (praga da soja) (HU et al., 1996), Leptoglossus zonatus (Coreidae) e Pachycoris klugii (Scutelleridae) (pragas da nogueira) (GRIMM e GUHARAY, 1998). A capacidade de produção e obtenção de formulados a partir da associação deste fungo com diferentes compostos o tornou um dos mais comercializados no mundo (JIN et al., 2008). Segundo FARIA e WRAIGHT (2007), os produtos formulados com B. bassiana compreendem 33,9% do total de micoinsecticidas desenvolvidos em nível mundial visando o controle de insetos, distribuídos entre Coleoptera, Hemiptera, Isoptera, Lepidoptera e Thysanoptera. Uma das formulações comerciais mais conhecidas recebe o nome de Mycotrol®, e é vendida tanto nos Estados Unidos quanto na Europa (GLARE, 2004).

Causador da epizootia denominada “muscardina branca”, este fungo caracteriza-se pela alta taxa de crescimento, produção elevada de unidades infectivas, capacidade de sobrevivência no ambiente, facilidade de penetração pelo tegumento e alcance da hemolinfa do hospedeiro, reafirmando sua alta patogenicidade (FUXA, 1987; ALVES, 1998). A relação patógeno/hospedeiro depende das espécies de insetos e das condições ambientais durante a ocorrência da doença (BARSON, 1977).

Em cultura, B. bassiana cresce geralmente rápido, cerca de 1 semana, com diâmetro da colônia variando de 1 a 3 cm. Sua textura varia de cotonosa a pulverulenta, com a coloração variando do branco ao amarelado (Figura 7A) (ST-GERMAIN e SUMMERBELL, 1996).

Microscopicamente, as hifas são hialinas, septadas e estreitas. Os conídios são unicelulares e de formato globoso, com diâmetro variando de 2 a 4 µm. Células conidiogênicas são agrupadas em verticilos ao redor do conidióforo, formando densos cachos, os quais aparecem como pequenas bolas pulverulentas quando vistas em microscópio (LARONE, 1995; ST- GERMAIN e SUMMERBELL, 1996) (Figura 7B).

FIGURA 7. (A) Colônia simples de Beauveria bassiana em ágar Saboraud; (B) Observação microscópica (x40) de três células conidiogênicas em hifa de B.

bassiana, detalhando-se os conídios localizados em estruturas agregadas nas

suas extremidades (Fontes: (A) http://phil.cdc.gov/phil/details.asp; (B) http://www.uoguelph.ca/~gbarron/MISCELLANEOUS/nov01.htm.

2.5. Fungos dermatófitos

Os dermatófitos são um grupo de fungos septados, algumas vezes artroconidiados, que têm a capacidade de invadir tecidos queratinizados (pele, cabelo, pêlo e unhas) de humanos e outros animais, para produzir uma infecção denominada dermatofitose ou micose superficial (TORTORA et al., 2012). A dermatofitose é uma doença extremamente contagiosa, cuja colonização se inicia na camada córnea da epiderme, crescendo dicotomicamente, de maneira circular e centrífuga, resultando, ao final de alguns dias, em uma lesão macroscópica denominada tinea ou “tinha”, classificadas de acordo com sua localização (SIDRIM e

MOREIRA, 1999; LACAZ et al., 1991). Os dermatófitos são transmitidos por contato com pêlo e/ou caspa de animais infectados ou com o contato direto com elementos fúngicos, tais como artroconídios ou clamidósporos (MULLER e KIRK,1996).

Estes fungos apresentam uma predileção ecológica no que diz respeito à sua adaptação no meio ambiente. Dessa forma, podem ser divididos em três grandes grupos, de acordo com seu hábitat: geofílicos, zoofílicos e antropofílicos (FERNÀNDEZ-TORRES et al., 2003).

O grupo dos dermatófitos geofílicos apresenta como característica primária a habilidade de manter sua viabilidade em solos geralmente ricos em resíduos de queratina humana e/ou animal. Os zoofílicos se adaptaram à relação de parasitismo com animais que mantém um contato próximo com o solo e os dermatófitos antropofílicos parasitam apenas o homem (BRILHANTE et al., 2005).

Os dermatófitos são classificados em três gêneros: Trichophyton, Epidermophyton e

Microsporum. Para sua identificação deve-se observar o aspecto macroscópico das colônias,

bem como suas características microscópicas (GUPTA et al., 2006; JESSUP et al., 2000). O gênero Trichophyton caracteriza-se pela presença de uma grande quantidade de microconídios, de forma arredondada ou claviforme, associada a poucos macroconídios de forma clavada, dividido por septos finos e transversais, com superfície externa lisa (PEREA et al., 2001; FAVRE et al., 2003) (Figura 8A). Macroscopicamente a colônia é pulverulenta, vilosa ou cerosa, com aspecto úmido, com variedade de cores e, dependendo da espécie, os pigmentos espalham-se sobre o meio de cultura (CARVALHAES, 1999) (Figura 8B).

FIGURA 8. (A) Macroconídio e alguns microconídios de Trichophyton rubrum var. rodhaini (x40); (B) Colônia de T. rubrum em ágar Saboraud (Fontes: (A) http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/a/a2/Trichophyton_rubrum_var_ rodhaini.jpg; (B) http://provlab.ab.ca).

O gênero Microsporum caracteriza-se pela presença de estruturas de frutificação conhecidas como macroconídios: conídios grandes, geralmente de forma navicular, divididos por septos transversais de espessura variável, com uma grande quantidade de protuberâncias