5.2 Avaliação da influência e escolha do meio de cultura para produção de
5.3.3 Fração volátil de Curvularia sp e Mamnoniella sp
O controle biológico é o uso de um organismo, como fungos ou bactérias, que interferem no processo de vida de fitopatógenos, ou seja, que atuem na inibição do crescimento, infecção ou reprodução de outro organismo. Nestes casos, o controle biológico de fitopatógenos em plantas tem se tornado uma alternativa viável no controle de doenças em plantas em relação ao uso de agrotóxicos.102
Diferentes são os modos de biocontrole de micro-organismos e de maneira geral, este processo envolve a produção de enzimas degradoras da parede celular, quelantes e uma ampla variedade de compostos voláteis e
110
não-voláteis.46 Esses voláteis, se caracterizam por serem compostos orgânicos sólidos ou líquidos que rapidamente passam para fase gasosa por vaporização a 0,01 kPa geralmente a 20 °C.103
Nos últimos anos, a agricultura tem se beneficiado de compostos voláteis produzidos por fungos como parte das estratégias de biocontrole na prevenção de doenças ocasionadas por fitopatógenos.104 Este cenário apresenta aplicações vantajosas, uma vez que exclui a necessidade de uso de células modificadas, eliminando a introdução desnecessária ou acidental de microbióticos no ambiente.14
Os estudos com voláteis também encontra aplicação na busca pela promoção de crescimento de plantas a partir de misturas de compostos voláteis, utilizados especialmente na prevenção de doenças pós-colheitas.39 Porém o potencial antagonista dos fungos depende não somente da diversidade de compostos, como de suas quantidades relativas.105
As estratégias analíticas utilizadas na investigação da fração volátil de fungos, com vistas à produção de biofungidas, residem no emprego de GC. Porém, a complexidade inerente ao material biológico pode por vezes comprometer uma separação eficiente dos analitos por ela representados. Neste cenário, a GC×GC torna-se convidativa devido ao ganho de resolução que a técnica pode disponibizar.
Desta forma, a avaliação das duas espécies de fungos com potencial ação biocontrole forneceu, através de GC×GC-qMS, uma visão global dos constituintes de suas frações voláteis após cultivo em meio de cultura BDA. No total, 108 metabólitos voláteis foram identificados de forma tentativa, dos quais somente três foram produzidos por ambos os fungos, sendo dois alcoóis, 2-etil-2-(hidroximetil)-1,3-propanodiol e 3-metil-1- pentanol, e linalol, um monoterpeno (Tabela 7). Portanto, 45 compostos
111
voláteis apresentaram-se como exclusivos de Curvularia sp. e 57 de
112
Tabela 7. Metabólitos voláteis diferencialmente produzidos por Curvularia sp. e Memnoniella sp.
Curvulariasp Memnoniellasp Ácido Carboxílico Ácido hexanóico X Ácido 14-pentadecenóico X Ácido propilpropanodióico X Álcool 1-fenil-1-propanol X 1-heptanol X 1-hexanol X 1-octen-3-ol X 1-pentanol X 2,3,4-trimetil-1-pentanol X 2-decin-1-ol X 2-etil-1-hexanol a a 2-etil-2-(hidroximetil)-1,3-propanediol X (E,E)-3,5-nonadien-7-in-2-ol, X 3-metil-1-pentanol a a 4-etil-3-octanol X 4-heptanol X 4-metil-2-pentanol X 4-metil-pentanol X 6-dodecanol X 6-metileptano-1,6-diol X 9-decen-1-ol X Benzenoetanol X Cicloexanol X
113 Terpinen-4-ol X Aldeído Nona-(2E,4E)-dienal X 5-etil-2-furaldeído X Benzaldeído X Dec-(2E)-enal X
Dimetil acetal benzaldeído X
Amina 3-etil-5-metil-piridina X N-etil-trimetilenodiamina X Cetona 3,3,6-trimetil-1,5-heptadien-4-ona X 1-(2-metil-1-ciclopenten-1-il)-etanona X 1,4-ciclooctanodiona X 2,3-heptanediona X 2-hexanona X 2-hidroxi-3,5-dimetilciclopent-2-en-1-ona X 3,6-heptanodiona X 4-metil-cicloexanona X Éster
Ácido propanóico, butil éster X
5-butildiidro-2(3H)-furanona (-Octalactona) X
5-etildiidro-2(3H)-furanona (-Hexalactona) X
Acetato de 3-octanol X
Acetato de α-metil-benzenometanol (Gardenol) X
Ácido 1,2-Benzenodicarboxilico, dietil éster X
Ácido 2-propenóico, (tetrahidro-2-furanil) metil éster X
114
Ácido butanoico, 3-hidróxi-etil éster X
Ácido butanóico, 3-metil-3-metilbutil éster (Solusterol) X
Ácido carbônico, etil-fenil éster X
Ácido cicloexanopropanóico, 2-propenil éster X
Ácido fórmico, 1-metilpropil éster X
Ácido oxálico, alil-isobutil éster X
N-metoxicarbonil l-norvalina, pentil éster X
Tetraidro-6-metil-2H-piran-2-ona (-Hexalactona) X Éter 1,1'-[methilenebis(oxi)]bis-butano X 1-metóxi-2,4-dimetil-benzeno (Dimetilanisol) X 1-metóxi-4-metil-benzeno (p-metilanisol) X 1-metóxipropil-benzeno X 2-metóxi-1-metil-4-(1-metiletil)-benzeno X Metóxi-benzeno (Anisol) X Hidrocarboneto Alcanos 1-(1-cicloexiletil)-4-metilcicloexano 3-etil-2,7-dimetiloctano X 2,5-dimetil-decano X 2,6,10,14-tetrametil-pentadecano X 4,8-dimetil-tridecano X 4-metil-tridecano X 5-metil-dodecano X Hexadecano X Pentadecano X Alcenos 2,6-dimetil-2-octeno X
115 1-octil-cicloexeno X 2-noneno X 4-metil-1-deceno X 7-metil-1-octeno X 7-metil-6-trideceno X Alcino 4-Decino X Aromático 1,1-dimetilpropil-benzeno X 1,2,3,4-tetraidro-1,8-dimetil-naftaleno X 1,2,3,4-tetraidro-2,5,8-trimetil-naftaleno X 1,2,3,4-tetraidro-5,7-dimetil-naftaleno X 1-metil-4-(1-metiletenil)-benzeno (p-Cimeneno) X Etilbenzeno X Dieno 1,3-octadieno X Heterocíclico 2,3-diidro-4-propil-1H-indeno (Propilindano) X Terpenos 2,6-dimetil-7-octen-2-ol (Diidromircenol) X 1-metileno-4-(1-metiletenil)-cicloexano (Pseudolimoneno) X (1R,2R,4S)-1-etenil-1-metil-2,4-bis(1-metiletenil)-cicloexano (β-Elemeno) X
(1α,4β,5α)- Spiro[4.5]dec-7-eno, 1,8-dimetil-4-(1-metiletenil) (β-Acoradieno) X (3R-trans)-4-etenil-4-metil-3-(1-metiletenil)-1-(1-metiletil)-cicloexeno (-Elemeno) X [1S-(1α,4β,5α)]- Spiro[4.5]dec-7-eno, 1,8-dimetil-4-(1-metiletenil) (Acoradieno) X
1-(1,5-dimetil-4-hexenil)-4-metil-benzeno (α-Curcumeno) X
1,2,3,5,6,7,8,8a-octaidro-1,8a-dimetil-7-(1-metiletenil)-naftaleno (Valenceno) X
1,5,5,9-tetrametil-Spiro[5.5]undeca-1,8-dieno (α-Chamigreno) X
116 1-metil-2,4-bis(1-metiletilideno)-1-vinilcicloexano (-Elemeno) X 1-metil-4-(1-metiletenil)-cicloexeno (Limoneno) X 1-metil-4-(1-metiletil)-1,3-cicloexadieno (α-Terpineno) X 3,7-dimetil-1,6-octadien-3-ol (Linalol) a a 3-Isopropenil-1-isopropil-4-metil-4-vinil-1-cicloexeno (-Elemeno) X 3,8,8-trimetil-6-metileno-1H-3a,7-metanoazuleno (β-Cedreno) X 4,11,11-trimetil-8-metilene-biciclo(7.2.0)undec-4-eno (E-Cariofileno) X 5-(1,5-dimetil-4-hexenil)-2-metil-biciclo[3.1.0]hex-2-eno (7-epi-Sesquitujeno) X Decaidro-1,1,4,7-tetrametil-1H-cicloprop[e]azulen-4-ol (Viridiflorol) X
1,1,7-trimetil-4-metilenedecaidro-1H-ciclopropa[e]azulen-7-ol-, (1aR-(1aα,4aα,7β,7aβ,7bα))- (Espatulenol) X
(R)-3,7,7-trimetil-11-metileno-Spiro[5.5]undec-2-eno (β-chamigreno) X
Nitrila
Cicloexanocarbonitrila X
a
117
A inspeção da fração volátil produzida por Curvularia sp. revelou ser variável e constituída em sua maioria por hidrocarbonetos, ésteres e álcoois. A fração volátil deste fungo mostrou um perfil diferenciado ao produzir ampla variedade de ésteres (26% do total de voláteis produzidos) principalmente relacionados à emissão de lactonas como -octalactona, - hexalactona e -hexalactona. Algumas lactonas são descritas como inibidores de crescimento de fitopatógenos como no caso da β- butirolactona produzida por Gliocadium roseum e Aspergillus terreus na inibição do patógeno Botrytis cinerea, principal causador do mofo cinzento em morango e uva.106,107
Assim como outras espécies fúngicas, Curvularia sp. também exibiu ampla produção de álcoois (20% do total de metabólitos produzidos). Outro diferencial da espécie foi a baixa produção de terpenos contidos em sua fração volátil. Na avaliação foi verificada a produção de apenas dois sesquiterpenos, -elemeno e viridiflorol (sesquiterpeno oxigenado). Igualmente, monoterpenos correspoderam a 50% da camposição volátil de terpenos, com a ocorrência de linalol, um monoterpeno oxigenado e diidromircenol presente também na fração volátil de espécies de
Aspergillus.108
Em relação à espécie Memnoniella sp., sua fração volátil foi majoritariamente constituída por hidrocarbonetos e álcoois como 1-octen- 3-ol e benzenoetanol, que também ocorreram em linhagens de Tricoderma
atroviride e de Penicillium, ambas espécies com reconhecida ação de
biocontrole.15,94,109 De acordo com os mesmos autores 1-octen-3-ol têm sido extensivamente relacionado ao biocontrole frente a doenças entre outros diferentes processos biológicos.
118
O diferencial da espécie foi a elevada ocorrência de terpenos, que corresponderam a quase 60% da produção dos hidrocarbonetos produzidos. Para esta classe os sesquiterpenos somaram juntos 78,5% da composição volátil, que como já mencionado, estão relacionados com a defesa de plantas contra patógenos.110 Destes, acoradieno, β-chamigreno, α- chamigreno, β-elemeno e valenceno ocorreram igualmente em linhagens de
T. atroviride, Penicillium e Aspergillus.15,94,108
Os monoterpenos ocorreram em menor quantidade (21,4%) com a produção de pseudolimoneno, α-terpineno e linalol, também encontrados na fração volátil de T. atroviride e espécies de Penicillium.15,94,109
119
121
A fração volátil das espécies dos fungos com potencial ação biocontrole Curvularia sp. e Memnoniella sp. teve seu perfil caracterizado por HS-SPME-GC×GC-qMS de forma inédita e de maneira muito satisfatória, uma vez que estudos desta natureza contemplam o uso de técnicas unidimensionais como a GC-qMS.
O processo de avaliação do meio de cultura mais adequado para o crescimento dos fungos em estudo evidenciou que substratos mais ricos em nutrientes permitiram a aquisição de um perfil volátil mais representativo da espécie. Neste caso, dentre os meios de cultura avaliados BDA demostrou ser o substrato mais adequado para condução dos experimentos para extração da fração volátil das espécies Curvularia sp. e Memnoniella sp.
A utilização de fibra de SPME com revestimento triplo mostrou ser adequada para a extração da fração volátil dos fungos avaliados, uma vez que o perfil volátil evidenciou a aquisição de metabólitos de maneira diversa e variável, principalmente de compostos de baixa massa molar. Desta forma, o método de extração utilizado mostrou-se eficiente para a aquisição dos metabólitos voláteis dos fungos estudados.
A otimização das condições cromatográficas conduzida através de GC×GC-qMS mostrou-se adequada e eficiente, resultando na aquisição de picos estreitos e com largura de base (wb) abaixo de 500 ms, estando assim
em concordância com as larguras típicas esperadas para a técnica. De forma semelhante, o período de modulação de 6 s garantiu a separação dos compostos voláteis de Memnoniella sp. e Curvularia sp. sem comprometer a resolução alcançada na ¹D.
Com o uso das modelagens MPCA e HCA foi possível obter a tendência do período de cultivo dos fungos com maior ocorrência da
122
diversidade metabólica volátil, o que facilitou o processo de identificação tentativa dos compostos produzidos por Curvularia sp. e Memnoniella sp. A utilização dos gráficos de pesos na identificação tentativa dos metabólitos voláteis diferencialmente produzidos por ambas espécies não foi totalmente segura, devida a elevada variação (quantitativa e qualitativa) dentro das replicatas dos fungos. Desta forma, encontra-se em avaliação outros processos que otimizem a interpretação dos resultados de maneira rápida e segura.
O perfil da fração volátil de Curvularia sp e Memnoniella sp evidenciaram ampla diversidade metabólica apresentando características distintas entre compostos produzidos por ambas as espécies. Neste caso, a espécie Curvularia sp teve destaque na ampla emissão de lactonas enquanto Memnoniella sp apresentou elevada diversidade de sesquiterpenos.
123
7 REFERÊNCIAS
BIBLIOGRÁFICAS
125
[1]M.F. Almstetter, P.J. Oefner, K. Dettmer, Anal. Bioanal. Chem. 402 (2012) 1993
[2]S.G. Villas-Bôas, U. Roessner, M.A.E. Hansen, J. Smedsgaard, J. Nielsen, Metabolome analysis: An introduction. Wiley-VCH: New Jersey (2007)
[3]D.G. Robertson, Toxicological Sciences, Oxford, 5 (2000)
[4]B. Biais, J.W. Allwood, C. Deborde, Y. Xu, M. Maucourt, B. Beauvoit, W.B. Dunn, D. Jacob, R. Goodacre, D. Rolin, A. Moing, Anal. Chem. 81 (2009) 2884
[5]R. t’Kindt, K. Morreel, D. Deforce, W. Boerjan, J. Van Bocxlaer, J.
Chromatogr. B 877 (2009) 3572
[6]M.S. Klein, A.M Almstetter, G. Schlamberger, N. Nurnberger, K. Dettmer, P.J. Oefner, H.H. Meyer, S. Wiedemann, W. Gronwald, J. Dairy
Sci. 93 (2010) 1539
[7]B. Álvarez-Sánchez, F. Priego-Capote, M.D. Luque de Castro, Trend.
Anal. Chem. 29 (2010) 111
[8]C. Nerín, J. Salafranca, M. Aznar, R. Batle, Anal. Bioanal. Chem. 393 (2009) 809
[9]C.L Arthur, J. Pawliszyn, Anal. Chem. 62 (1990) 2145
[10]S. Koning, H-G. Janssen, U.A.Th. Brikman, Chromatogr. Supp. 69 (2009) S33-S78
[11]R. De Alwis, K. Fujita, T. Ashitania, K. Kuroda, J. Plant Physiol. 166 (2009) 7208
[12]N. Mathivanan, V.R. Prabavathy, V.R. Vijayanandraj, The Effect of
Fungal Secondary Metabolites on Bacterial and Fungal Pathogens. In: Secondary Metabolites in Soil Ecology, Karlovsky, P. (Ed.) Springer-
Verlag Berlin Heidelberg, v.14 (2008)
[13]A.S.Y. Ting, S. Meon, J. Kadir, S. Radu, G. Singh, BioControl 53 (2008) 541
[14]A.S.Y. Ting, S.W. Mah, C.S. Tee, Am. J. Agric. Bio. Sci. 5(2010) 177 [15]N. Stoppacher, B. Kluger, S. Zeilinger, R. Krska, R. Schuhmacher, J.
Microbio. Methods 81 (2010) 187
[16]C.C. Aparecido, S.L. Vale, Biológico 74 (2012) 19 [17]G.E. Harman, Plant Desease 84 (2000) 377
[18]T.A. Coutinho, M.J. Wingfield, A.C. Alfenas, P.W. Croups, Plant
126 [19]E. Monte, Inter. Microbiol. 4 (2001) 1
[20]H. Chen, X. Xiao, J. Wang, L. Wu, Z. Zheng, Z. Yu, Biotechnol. Lett. 30 (2008) 919
[21]A. El-Hasan, F. Walker, J. Schöne, H. Buchenauer, Eur. J. Plant
Pathol. 124 (2009) 457
[22]Y. Wang, M.E. Bollard, H. Keun, Anal. Biochem. 323 (2003) 23
[23]M.P. Pedroso, L.A.F. Godoy, C.H.V. Fidélis, E.C. Ferreira, R.J. Poppi, F. Augusto, Quím. Nova 32 (2009) 421
[24]Z.Y. Liu, J.B. Philips, J. Chromatogr. Sci. 29 (1991) 227
[25]L.M. Blumberg, F. David, S. Klee, P. Sandra, J. Chromatogr. A 1188 (2008) 2
[26]M.M.W.B. Hendriks, F.A. van Eeuwijk, R.H. Jellema, J.A. Westerhuis, T.H. Reijmers, H.C.J. Hoefsloot, A.K. Smilde, Trend. Anal. Chem. 30 (2011) 1685
[27]S.P. Putri, S. Yamamoto, H. Tsugawa, E. Fukusaki. J. Biosci. Bioeng. 116 (2013) 9
[28]G.G. Harrigan, R. Goodacre, Metabolic Profiling: Its Role in
Biomarker Discovery and Gene Function Analysis. Kluwer Academic
Publishers: London (2003)
[29]R. Goodacre, J. Nutr. 137 (2007) 259S
[30]J.W. Allwood, D.I. Ellis, R. Goodacre, Physiol. Plant.132 (2008) 117 [31]R.D. Hall, New Phytol. 169 (2006) 453
[32]L.W. Sumner, P. Mendes, R.A. Dixon, Phytochem.62 (2003) 817 [33]R.L. Grob, E.F. Barry, Modern Practice of Gas Chromatography. 4th ed. Wiley-VCH: New Jersey (2004)
[34]T. Glare, J. Caradus, W. Gelernter, T. Jackson, N. Keyhani, J. Kohl, P. Marrone, L. Morin, A. Stewart, Trend. Biotechnol. 30 (2012) 250
[35]E.Y. Valenciaa, F.S. Chambergo, Fungal Genet. Bio. 60 (2013) 9
[36]D.S. Hibbett, A. Ohman, D. Glotzer, M. Nuhn, P. Kirk, H.R. Nilsson,
Fungal Biol. Rev. 25 (2011) 9
[37]R.C. Forzza, P.M.Leitman, A. Costa, A.A. de Carvalho Jr, A.L. Peixoto, B.M.T. Walter, C. Bicudo, D. Zappi, D.P. da Costa, Catálogo de
plantas e fungos do Brasil. Andrea Jakobsson Estúdio: Instituto de
127
[38]L. Lange, L. Bech, P.K. Busk, M.N. Grell, Y. Huang, M. Lange, T. Linde, B. Pilgaard, D. Roth, X. Tong, Fungus 3 (2012) 87
[39]S.U. Morath, R. Hung, J.W. Bennett, Fungal Biol. Rev.26 (2012) 73 [40]D.D. Rowan, Metabolites 1 (2011) 41
[41]A.C. Salvador, I. Baptista, A.S. Barros, N.C.M. Gomes, A. Cunha, A. Almeida, S.M. Rocha, Plos One 8 (2013) 1
[42]S.M. Bonaldo, S.F. Pascholati, R.S. Romeiro, Indução de resistência:
noções básicas e perspectivas. In: L.S. Cavalcanti et al. (Ed.). Indução de resistência em plantas, patógenos e insetos. FeALQ: Piracicaba (2005)
p.11-28
[43]B. Essghaier, M.L. Fardeau, J.L. Cayol, M.R. Hajlaoui, A. Boudabous, H. Jijakli, N. Sadfi-Zouaoui, J. Appl. Microbiol. 106 (2009) 833
[44] K.F. Baker, Annu. Rev. Phytopathol. 25 (1987) 67
[45]R.J. Cook, K.F. Baker, The nature and practice of biological control of
plant pathogens. APS Press: St. Paul (1983)
[46]H.C. Dube, A.R. Podile, Biological control of fungal diseases in plants. In: Perspectives in Mycology and Plant Pathogen. V.P. Agnihotri, A.K. Sarbhoy, D. Kumar (Eds.). Melhotra Publishing House: Delhi (1988)
[47]G.H. Dar, M.A. Beig, F.A. Ahanger, N.A. Ganai, M.A. Ahangar, Asian
J. Plant. Pathol. (2011). DOI:10.3923/ajppaj
[48]S.F. Pacholati, B. Leite, Hospedeiro: mecanismos de resistência. In: A.B. Filho, H. Kimati, L. Amorim. (Ed.). Manual de fitopatologia:
princípios e conceitos. Agronômica Ceres: São Paulo (1995) 920 p.
[49]I. Yedidia, M. Shoresh, Z. Kerem, N. Benhamou, Y. Kapulnik, I. Chet.
Appl. Environ. Microbiol. 69 (2003) 7343
[50]A.L.P. Valente, F. Augusto, Quim. Nova 23 (2000) 523
[51]D. Vuckovic, X. Zhang, E. Cudjoe, J. Pawliszyn, J. Chromatogr. A 1217 (2010) 4041
[52]S. Risticevic, Solid-phase microextraction coupled to comprehensive
two-dimensional gas chromatography–time-of-flight mass spectrometry for metabolite profiling of apples: Potential of non-invasive in vivo sampling assay in characterization of metabolome. Tese de Doutorado, Universidade
de Waterloo (2012) 266 p.
[53]J. Pawliszyn, Solid-Phase Microextraction – Teory and Pratice. Wiley- VHC: New York (1997)
128
[54]J. Pawliszyn, In: Handbook of Solid-Phase Microextraction. J. Pawliszyn (Ed.). Chemical Industry Press: Beijing (2009)
[55]N.L. Kuehnbaum, P. Britz-McKibbin, Chem. Rev. 113 (2013) 2437 [56]A. Smolinska, L. Blanchet, L.M. Buydens, S.S. Wijmenga, Anal. Chim.
Acta 750 (2012) 82
[57]A. Zhang, H. Sun, P. Wang, Y. Han, X. Wang, Analyst 137 (2012) 293 [58]Y-J. Xua, C. Wanga, W.E. Ho, C.N. Ong, Trend. Anal. Chem. 56 (2014) 37
[59]N.J. Serkova, M.S. Brown, Bioanalysis 4 (2012) 321
[60]K. Dettmer, P.A. Aronov, B.D. Hammock, Mass. Spectrom. Rev. 26 (2007) 51
[61]G. Theodoridis, H.G. Gika, I.D. Wilson, Mass. Spectrom. Rev. 30 (2011) 884
[62]T. Górecki, J. Harynuk, O. Panic, J. Sep. Sci. 27 (2003) 359
[63]J.W. Allwood, A. Erban, S. de Koning, W.B. Dunn, A. Luedemann, A. Lommen, L.Kay, R. Löscher, Metabolomics 5 (2009) 479
[64]L. Mondello, P.Q. Tranchida, P. Dugo, G. Dugo, Mass Spectrom. Rev. 22 (2008) 101
[65]S. Risticevic, J.R. DeEll, J. Pawliszyn, J. Chromatogr. A 1251 (2012) 208
[66]J.B. Phillips, J. Beens, J. Chromatogr. A 856 (1999) 331 [67]J.C. Giddings, J. Chromatogr. A 703 (1995) 3
[68]J. Dallüge, J. Beens, U.A.Th. Brinkman, J. Chromatogr. A 1000 (2003) 69
[69]D. Ryan, O. Morrison, P. Marriot, J. Chromatogr. A 1071 (2005) 47 [70]J.A. Murray, J. Chromatogr. A 1261 (2012) 58
[71]J. Beens, Comprehensive Two-Dimensional Gas Chromatography: The
state-of-separation-arts. (2009). Disponível em: www.chromedia.org
[72]R. Madsena, T. Lundstedt, J.Trygg, Anal.Chim. Acta 659 (2010) 23 [73]J.M. Amigo, T. Skov, R. Bro, Chem. Rev.110 (2010) 4582
[74]D. Rood, The Troubleshooting and Maintenance Guide for Gas
Chromatographers, 4th ed., Wiley-VHC: Weinheim (2007)
[75]H.A. Gad, S.H. El-Ahmady, M.I. Abou-Shoer, M.M. Al-Azizi,
129
[76]K.M. Pierce, B. Kehimkar, L.C. Marney, J.C. Hoggard, R.E. Synovec,
J. Chromatogr. A 1255 (2012) 3
[77]N.P.V. Nielsen, J.M. Carstensen, J. Smedsgaard, J. Chromatogr.A 805 (1998) 17
[78]J. Maree, G. Kamatou, S. Gibbons, A. Viljoen, S. Van Vuuren,
Chemometr. Intell. Lab.130 (2014) 172
[79]G.A. da Silva, Utilização de métodos quimiométricos em
cromatografia gasosa com microextração em fase sólida. Tese de
Doutorado, UNICAMP (2007) 149 p.
[80]H. Parastar, M. Jalali-Heravi, R. Tauler, Chemometr. Intell. Lab. 117 (2012) 80
[81]K.M. Pierce, J.C. Hoggard, R.E. Mohler, R.E. Synovec, J.
Chromatogr. A 1186 (2008) 401
[82]K.S. Booksh, B.R. Kowalski, Anal. Chem. 66 (1994) 782A
[83]Y-J. Xu, C. Wang, W.E. Ho, C.N. Ong, Trend. Anal. Chem. 56 (2014) 37
[84]U. Roessner, A. Nahid, B. Chapman, A. Hunter, M. Bellgard,
Metabolomics – The Combination of Analytical Biochemistry, Biology and Informatics. In: Comprehensive Biotechnology, Murray M-Y(Eds.). 2ª ed.
Elsevier B.V: Espanha (2011)
[85]S. Wold, K. Esbernsen, P. Geladi, Chemometr. Intell. Lab. 2 (1987) 37 [86]M.M.C. Ferreira, A.M. Antunes, M.S. Melgo, P.L.O. Volpe. Quím.
Nova, 22, 5, (1999) 1
[87]R.F. Teófilo, Métodos Quimiométricos: Uma Visão Geral - Conceitos
básicos de quimiometria, Universidade Federal de Viçosa: Viçosa, v.1
(2013)
[88]R. Brereton, Chemometrics for Pattern Recognition, John Wiley & Sons (2007)
[89]S. Bogusz Jr., L.W. Hantao, S.C.G.N. Braga, V.C.R.M. Franc, M.F. Costa, R.D. Hamer, F. Augusto, J. Sep. Sci. 35 (2012) 2438
[90]H. Van den Dool, P.D. Kratz, J. Chromatogr. 11 (1963) 463
[91]U. Effmert, J. Kalderás, R. Warnke, B. Piechulla, J. Chem. Ecol. 38 (2012) 665
[92]J. Hynes, C.T. Müller, T.H. Jones, L. Boddy, J. Chem. Ecol. 33 (2007) 43
130
[93]M.A. Basseto, C.J. Bueno, F. Augusto, M.P. Pedroso, M.F. Furlan, C.R. Padovani, E.L. Furtado, N.L. Souza, Summa Phytopatol. 38 (2012) 123
[94]H.H. Jelen, Lett. Appl. Microbio. 36 (2003) 263
[95]D. Ezra, W.M. Hess, G.A, Strobel, Microbiol. 150 (2004a) 4023 [96]D. Ezra, G.A. Strobel, Plant Sci. 165 (2003) 1229
[97]R. Wheatley, C. Hackett, A. Bruce, A. Kundzewiczd, Int. Biodeter.
Biodegr. 39 (1997) 199
[98]M. Adahchour, M. Brandt, H.U. Baier, R.J.J. Vreus, A. Batenburg, U.A.T. Brinkman, J. Chromatogr. A 245 (2005) 1067
[99]B. Warwick, D. Dunn, I. Ellis, Trend. Anal. Chem. 24 (2005) 285
[100]H. Kanania, P.K. Chrysanthopoulos, M.I. Klapa, J. Chromatogr. B 871 (2008) 191
[101]A. Korpi, J. Järnberg, A-L. Pasanen, Crit. Ver. Toxicol. 39 (2009) 139 [102]R.J. Cook, Annu. Rev. Phytopathol. 31 (1993) 53
[103]E. Paragans, X. Font, A. Sánchez, J. Hazard Mater. 131 (2006) 179 [104]A. El-Hasan, F. Walker, J. Schöne, H. Buchenauer, Eur. J. Plant
Pathol. 124 (2009) 457
[105]J.A. Evans, C.A. Eyre, H.J. Rogers, L. Boddy, C.T. Müller, Fungal
Ecol. 1 (2008) 57
[106]G.A. Strobel, B. Knihton, K. Kluck, Y. Ren, T. Livinhouse,
Microbiology 154 (2008) 3319
[107]M.E. Cazar, G. Schmeda-Hirschmann, L. Astudillo, World J.
Microbiol. Biotechnol. 21 (2005) 1067
[108]V. Polizzi, A. Adams, S.V. Malysheva, S. de Saeger, C. van Peteghem, A. Moretti, A.M. Picco, N. de Kimpe, Fungal Biol. 116 (2012) 941
[109]T. Nilsson, T.O. Larsen, L. Montanarella, J.O. Madsen, J. Microbiol.
Meth. 25 (1996) 245