RESSALVA
Atendendo solicitação do autor, o texto
completo desta tese será
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
–
UNESP
CENTRO DE AQUICULTURA DA UNESP
Análises morfológicas, histoquímicas e
ultraestruturais do tubo digestivo de tambaqui
Colossoma macropomum
(CUVIER, 1816)
Ricardo Hideo Mori
Zootecnista
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA
–
UNESP
CENTRO DE AQUICULTURA DA UNESP
Análises morfológicas, histoquímicas e
ultraestruturais do tubo digestivo de tambaqui
Colossoma macropomum
(CUVIER, 1816)
Ricardo Hideo Mori
Orientador: Prof. Dr. Carlos Alberto Vicentini
Tese apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Aquicultura do
Centro de Aquicultura da UNESP -
CAUNESP,
como
parte
dos
requisitos para obtenção do título
de Doutor.
Mori, Ricardo Hideo
M854a Análises morfológicas, histoquímicas e ultraestruturais do tubo digestivo de tambaqui Colossoma macropomum (CUVIER, 1816) / Ricardo Hideo Mori. –– Jaboticabal, 2016
iv, 68 p. : il. ; 29 cm
Tese (doutorado) - Universidade Estadual Paulista, Centro de Aquicultura, 2016
Orientador: Carlos Alberto Vicentini
Banca examinadora: Maria Terezinha Siqueira Bombonato, Rita Luiza Peruquetti, Irani Quagio Grassiotto, Fernanda Antunes Alves da Costa
Bibliografia
1. Epitélio de revestimento. 2. Células secretoras. 3. Células
“rodlet”. 4. Mucossubstâncias. 5. Peixe Neotropical. I. Título. II.
Jaboticabal-Centro de Aquicultura.
CDU 639.3
DEDICATÓRIA
Aos meus pais, Sérgio e Cazue, meus maiores mestres
e minha querida esposa Renata.
AGRADECIMENTO ESPECIAL
Ao meu orientador
Prof. Dr. Carlos Alberto Vicentini
Pelos ensinamentos compartilhados, pela paciência e dedicação essenciais para o desenvolvimento deste trabalho e para meu crescimento acadêmico-científico. Pela amizade, apoio e compreensão
nos momentos mais difíceis.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela Vida, pelas oportunidades e por Sua presença em todos os momentos, iluminando os passos nesta caminhada.
Aos meus pais, Sérgio Tomio Mori e Cazue Moribe Horita Mori, por minha formação, por todo o apoio e por sempre acreditarem em mim.
À minha esposa e companheira, Renata, por estar sempre ao meu lado e nunca me deixar desistir.
À minha irmã e ao meu cunhado, Denise e Masa, por estarem sempre na torcida e fazerem ótimos jantares!
Às minhas sobrinhas, Ayumi e Midori, por sempre me fazerem sorrir.
À minha tia, Alice, por fazer-se sempre presente em minha vida, apoiando e torcendo. À toda minha família, pelo apoio e preocupação.
Aos meus sogros, Jorge e Leni, pela confiança e apoio.
À minha cunhada, Daniela, pela companhia e jantares japoneses.
Aos avós da minha esposa, Octacílio e Vilma, que me adotaram e me fizeram sentir parte desta família.
À Mayu, nossa cachorrinha, que apesar de não me deixar dormir, me recebe sempre alegremente ao retornar para casa e deixa minha esposa mais tranquila!
À Profa. Dra. Irene Bastos Franceschini Vicentini, pela atenção e colaboração.
Ao Centro de Aquicultura da UNESP – CAUNESP, pela oportunidade de dar continuidade à
minha formação acadêmica.
A todos os funcionários do CAUNESP, em especial, David e Vera, por toda atenção e pronto atendimento.
Aos docentes do CAUNESP, do Dep. de Ciências Biológicas da FC/Bauru, do Dep. de Biologia e Zootecnia da UNESP/Ilha Solteira, da Universidade Estadual de Maringá e demais Campus que participaram de minha formação científica, pelo conhecimento compartido.
Ao Laboratório de Morfologia de Organismos Aquáticos – LAMOA, da UNESP – Campus de Bauru por todo suporte oferecido.
Ao Centro de Microscopia Eletrônica do Instituto de Biociências do Campus de Botucatu – UNESP, pelo processamento do material e disponibilidade dos equipamentos.
Ao amigo Claudemir, pela parceria em TODAS as horas, de pescarias a organização de casamento. Pelo apoio constante na realização deste trabalho, pelas inúmeras leituras e revisões. Aos companheiros e amigos do LAMOA, que auxiliaram, apoiaram e acreditaram no meu trabalho, me tratando sempre com respeito e consideração.
Ao técnico de laboratório, Antônio Carlos do Amaral, por todo auxílio, apoio e amizade. Às meninas de Bauru, pela amizade, ajuda e momentos de descontração.
Aos amigos de Graduação e Pós-Graduação, pelas discussões científicas e outras nem tão científicas assim.
A todos que de contribuíram na minha formação e na realização deste trabalho.
APOIO FINANCEIRO
Agradeço a Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES),
pela concessão da Bolsa de Doutorado.
Ao Laboratório de Morfologia de Organismos Aquáticos (LAMOA) do Departamento
de Ciências Biológicas, da Faculdade de Ciências da UNESP, Campus Bauru, pelo suporte
técnico e financeiro.
Ao Laboratório de Reprodução de Peixes, do Centro de Aquicultura da
UNESP-CAUNESP, em especial a pessoa do Prof. Dr. Sergio Ricardo Batlouni, pelo fornecimento
Sumário
LISTA DE FIGURAS E TABELA ... 1
RESUMO ... 5
ABSTRACT ... 7
1. INTRODUÇÃO ... 9
1.1 Características da espécie estudada ... 11
1.2 Características do tubo digestivo de peixes ... 12
1.3 Objetivo ... 18
2. MATERIAL E MÉTODOS ... 19
2.1 Material de estudo ... 20
2.2 Anatomia Macroscópica ... 21
2.3 Microscopia de Luz ... 21
2.4 Histoquímica de mucossubstâncias ... 22
2.5 Microscopia Eletrônica de Transmissão ... 23
2.6 Microscopia Eletrônica de Varredura ... 24
3. RESULTADOS ... 25
3.1 Esôfago ... 26
3.2 Estômago ... 28
3.3 Intestino ... 30
4. DISCUSSÃO ... 48
5. CONSIDERAÇÕES FINAIS ... 58
Figura 1: A e B- Instalações do Centro de Aquicultura da UNESP, com destaque para
sistema de viveiro do Laboratório de Reprodução de Peixes. C- Exemplar de tambaqui, procedimento de eutanásia por saturação anestésica. D- Vista lateral de tambaqui exibindo parte do sistema digestório. Barra: C- 5 cm; D- 5 cm. ... 20
Figura 2: Características macroscópicas do tubo digestivo de Colossoma macropomum.
Legendas: es-esôfago, et-estômago, cp-cecos pilóricos, ia-intestino anterior, im-intestino médio, ip-intestino posterior, re-reto. Barra: 2 cm. ... 33
Figura 3: Estrutura geral do tubo digestivo de Colossoma macropomum. A- Vista anterior
do estômago (et) e cecos pilóricos (cp), destacando o estômago repleto de alimento. B- Análise macroscópica do estômago (et) e cecos pilóricos (cp) após a fixação. Notar o tamanho do estômago vazio. C- Corte longitudinal do tubo digestivo evidenciando o esôfago (es), estômago dividido em regiões cárdica (ca), fúndica (fu) e pilórica (pi). Notar a presença de esfíncter pilórico na transição do estômago/intestino anterior (**), cecos pilóricos (cp) e início do intestino anterior (ia). Barra: A- 2 cm; B- 1 cm; C- 0,5 cm. ... 33
Figura 4: Características macroscópicas das pregas do tubo digestivo de Colossoma macropomum. A- Pregas longitudinais do esôfago. B- Pregas longitudinais da região cárdica
do estômago. C- Pregas longitudinais da região fúndica do estômago. D- Pregas longitudinais da região pilórica do estômago. E- Pregas em zigue-zague dos cecos pilóricos. F- Pregas circulares do intestino anterior. G- Pregas circulares do intestino médio. H- Pregas circulares do intestino posterior. I- Pregas longitudinais do reto. Observação: setas indicam o sentido da passagem do alimento. Barra: A, B, C, D, E, G, H- 2 mm; I- 500 µm. ... 34
Figura 5: Estrutura histológica de diferentes regiões do tubo digestivo de Colossoma macropomum corados com tricrômico de Masson. Destaque para a camada muscular com
diferentes disposições e espessuras. A- Esôfago (corte longitudinal). B- Região fúndica do estômago (corte transversal). C- Cecos pilóricos (corte transversal). D- Intestino anterior (corte transversal). E- Reto (corte longitudinal). Legenda: ml-camada muscular longitudinal e mc-camada muscular circular. ... 35
Figura 6: Características histológicas do esôfago de Colossoma macropomum. A- Corte
transversal evidenciando prega (pr), tecido adiposo (ta) e a disposição das camadas musculares longitudinal interna (ml) e circular externa (mc) (AT). B- Detalhe do epitélio de revestimento com numerosas células caliciformes (cc) (HE). C- Visão detalhada do epitélio estratificado pavimentoso constituído por células caliciformes (cc) e células epiteliais (seta) (AT). Barra: A- 500 µm; B- 30 µm; C- 20 µm. ... 36
Figura 7: Eletronmicrografias do esôfago de Colossoma macropomum. A e B-
3 Figura 8: Características histológicas e ultraestruturais do epitélio do estômago de Colossoma macropomum. A- Corte transversal da região fúndica evidenciando o epitélio
simples colunar (ep) e fosseta gástrica (seta) (HE). B- Corte transversal do epitélio da região pilórica evidenciando o epitélio simples colunar (ep) (AT). C- Eletronmicrografia de varredura da superfície epitelial do estômago, notar a grande quantidade de muco (*). D- Eletronmicrografia de varredura da superfície epitelial do estômago mostrando o formato poliédrico da superfície das células epiteliais. Barra: A e B- 20 µm; C- 100 µm; D- 10 µm. . 38
Figura 9: Características histoquímicas e ultraestruturais do epitélio de revestimento do estômago de Colossoma macropomum. A- Eletronmicrografia de transmissão das células
epiteliais (ce) com núcleo (n) alongado localizado no terço basal da célula. B- Eletronmicrografia de transmissão, com destaque para os grânulos de secreção (gs) na região apical das células epiteliais e a presença de muco na superfície luminal (mu). C- Reação PAS positiva evidenciando grânulos de secreção. D- Eletronmicrografia de transmissão da região apical do epitélio do estômago, notar desmossomos (seta). E- Destaque para os grânulos de secreção (gs) da região apical do epitélio do estômago, mitocôndrias (mt) e desmossomo (seta). Barra: A e B- 5µm; C- 10 µm; D- 1 µm; E- 500 nm. ... 39
Figura 10: Características histológicas e ultraestruturais das glândulas gástricas das regiões cárdica e fúndica do estômago de Colossoma macropomum. A- Corte transversal
da região cárdica do estômago evidenciando as glândulas gástricas tubulares (gg) envoltas por tecido conjuntivo (tc) e a fosseta gástrica (seta) (HE). B- Corte transversal das glândulas gástricas (gg) constituídas por células oxintopépticas (*), notar a luz da glândula (lg) (AT). C- Eletronmicrografia de transmissão da glândula gástrica, destacando as células oxintopépticas (*), com núcleo arredondado (n) e sistema vesículo-tubular (vt). D- Eletronmicrografia de transmissão da célula oxintopéptica com destaque para as características da região perinuclear. Notar as vesículas de secreção (vs) e numerosas mitocôndrias (mt). Barra: A e B- 20 µm; C- 5 µm; D- 1 µm. ... 40
Figura 11: Características histológicas e ultraestruturais do intestino de Colossoma macropomum. A- Corte transversal evidenciando a prega intestinal (pr) (HE). B- Corte
transversal evidenciando o epitélio simples colunar com a presença de células caliciformes (*), borda em escova (cabeça de seta) e enterócitos (et) (AT); C- Eletronmicrografia de varredura da superfície epitelial, notar as pregas (pr) e um cordão de muco (mu). D- Eletronmicrografia de varredura da superfície epitelial. Notar a abertura das células caliciformes com presença de muco (seta) e acúmulo muco na superfície epitelial (mu). Barra: A- 200 µm; B- 20 µm; C- 1 mm; D- 20 µm. ... 41
Figura 12: Eletronmicrografias de transmissão do intestino de Colossoma macropomum. A- Epitélio intestinal evidenciando os enterócitos (et) com núcleo alongado (n) e a presença
Figura 13: Características histológicas e ultraestruturais dos cecos pilóricos de Colossoma macropomum. A- Corte transversal evidenciando prega (pr) (HE). B- Corte
transversal evidenciando o epitélio simples colunar com célula caliciforme (cc), borda em escova (cabeça de seta) e enterócitos (et) (AT). C- Eletronmicrografia de varredura evidenciando o padrão de pregas em zigue-zague. D- Eletronmicrografia de varredura da superfície epitelial. Notar a abertura das células caliciformes (setas). E- Eletronmicrografia de transmissão do epitélio evidenciando enterócitos com núcleo arredondado (n) e microvilosidades (cabeça de seta). F- Eletronmicrografia de transmissão do epitélio com destaque para as microvilosidades (mv), numerosas mitocôndrias (*) e complexos juncionais (cj) nos enterócitos. Barra: A- 60µm; B- 6µm; C- 1 µm; D- 50 µm; E- 5 µm; F-1 µm. ... 43
Figura 14: Características histológicas e histoquímicas do reto de Colossoma macropomum. A- Epitélio de revestimento (AT). B- Destaque para a grande concentração de
células caliciformes (*) do epitélio de revestimento (HE). C- Células caliciformes (*) com reação forte ao AB (pH 1,0). Barra: A- 30 µm; B e D- 20 µm. ... 44
Figura 15: Características histológicas e ultraestruturais das células “rodlet” presentes
no intestino de Colossoma macropomum. A- Epitélio dos cecos pilóricos com destaque para célula “rodlet” (seta) (AT). B- Epitélio do intestino anterior com destaque para a célula
“rodlet” (seta) (AT). C- Epitélio do intestino médio, destaque para reação PAS positiva nos
bastonetes das células “rodlet” (cabeça de seta). D- Eletronmicrografia de transmissão
evidenciando a capsula fibrosa (cf), mitocôndria (*), bastonetes (cabeça seta) e o as junções
de membrana (jm) da célula “rodlet” com enterócitos. Legenda: cc- célula caliciforme. Barra:
A, B, C- 6 µm; D- 1µm. ... 44
Figura 16: Características histoquímicas do esôfago e estômago de Colossoma macropomum. A- Células caliciformes (cc) do esôfago apresentando reação forte ao AB (pH
2,5). B- Células caliciformes (cc) do esôfago apresentando reação forte ao PAS. C- Fossetas gástricas da região fúndica do estômago apresentando reação fraca ao AB (pH 2,5). D- Epitélio de revestimento (*) da região fúndica do estômago apresentando reação forte e glândulas gástricas (gg) apresentando reação moderada ao PAS. ... 46
Figura 17: Características histoquímicas do intestino de Colossoma macropomum. A-
Células caliciformes (*) dos cecos pilóricos apresentando reação forte ao PAS. B- Células caliciformes (*) do intestino anterior apresentando reação forte ao AB (pH 1,0). C- Células caliciformes (*) do intestino médio apresentando reação forte ao PAS. D- Células caliciformes (*) do reto apresentando interação entre as reações AB (pH 2,5) + PAS, com predomínio de mucossubstâncias ácidas. ... 47
Tabela1: Análise histoquímica de mucossubstâncias nas diferentes regiões do tubo digestivo
Este trabalho descreveu o tubo digestivo de tambaqui (Colossoma macropomum), por meio de estudos anatômicos, histológicos, histoquímicos e ultraestruturais. Fragmentos de esôfago, estômago e intestino foram destinados para rotinas morfológicas e histoquímicas de mucossubstâncias. Esta espécie apresentou esôfago curto, estômago sifonal em U com pregas longitudinais espessas e intestino com pregas circulares relacionadas ao aumento do tempo de retenção do alimento. Cecos pilóricos também foram observados no intestino, associados à digestão e aumento da superfície de absorção. O esôfago apresentou epitélio estratificado pavimentoso, composto por células epiteliais com microssaliências digitiformes na superfície e células caliciformes com citoplasma repleto de grânulos de secreção, composto por mucossubstâncias neutras e ácidas. O estômago foi dividido em regiões cárdica e fúndica glandulares e região pilórica aglandular com presença de esfíncter pilórico. O epitélio de revestimento gástrico apresentou-se simples colunar com mucossubstâncias apicais que protegem a mucosa. O intestino apresentou epitélio simples colunar composto principalmente por enterócitos com microvilosidades apicais e células caliciformes que aumentaram em número na direção aboral. As células caliciformes mostraram grânulos de secreção, importantes para proteção, lubrificação e transformação do alimento em quimo. Ainda, observou-se células “rodlet” no epitélio intestinal associadas ao sistema imune de teleósteos. Os resultados apresentados possibilitaram correlacionar as características morfofuncionais do tubo digestivo de C. macropomum com outras espécies de diferentes hábitos alimentares, contribuindo para o desenvolvimento de estudos nutricionais, essenciais para a melhoria da piscicultura nacional.
The digestive tube of Colossoma macropomum, popularly known as tambaqui, was described by anatomic, histologic, histochemical and ultrastructural studies. Fragments of the esophagus, stomach and intestines were used for morphological and histochemical routine assays in mucosubstances. The C. macropomum has a short esophagus, a U-shaped syphon stomach with thick longitudinal folds and an intestine with circular folds related to an increase in time retention of food. Pyloric caeca were also reported in the intestine, associated with digestion and increase of the absorption surface. The esophagus showed a stratified epithelium composed of epithelial cells with fingerprint-like microridges on the cellular surface and goblet cells with cytoplasm filled with secretion granules composed of neutral and acid mucosubstances. The stomach was divided into the glandular cardic and fundic regions and aglandular pyloric region with pyloric sphincter. The lining gastric epithelium was simple columnar with apical mucosubstances that protects the mucosa. The intestine has a simple columnar epithelium mainly composed of enterocytes with apical microvillis and goblet cells that increased in number in the aboral direction. Goblet cells had secretion granules for protection, lubrication and transformation of food in chyme. Rodlet cells were also reported in the intestinal epithelium associated with the immune system of teleosts. The results correlated the morphofunctional characteristics of the digestive tube of C.
macropomum with other species with different feeding habits, contributing to the
development of nutritional studies for the improvement of Brazilian fish culture.
9
O Brasil apresenta grande disponibilidade de recursos hídricos continentais e marinhos,
além de condições ambientais e climatológicas altamente favoráveis ao desenvolvimento da
aquicultura (FAO, 2014). O país tem grande mercado interno e empresas competitivas para o
processamento dos produtos aquícolas. No entanto, a participação das espécies nativas na
piscicultura brasileira fica abaixo dos 20% (PINHEIRO, 2014), estando a maior parte da
produção nacional baseada em espécies exóticas, o que pode causar diversos problemas
ambientais. Além disso, cabe destacar que a legislação brasileira (IBAMA, 1998) limita a
criação de espécies exóticas em diferentes corpos de água. Assim sendo, o desenvolvimento
de sistemas de criação eficientes para espécies nativas é essencial para o crescimento da
piscicultura nacional.
Para uma produção mais sustentável e competitiva, a criação de peixes nativos deve ser
estimulada com o desenvolvimento de pesquisas que envolvam a compreensão da biologia
das espécies, bem como as tecnologias da cadeia produtiva (PINHEIRO, 2014). Neste
contexto, o conhecimento das características morfofisiológicas do tubo digestivo das espécies
nativas é indispensável para embasar estudos direcionados a criação, visando aumentar a
produtividade, diminuir custos de produção e minimizar os impactos ambientais (ROSA e
LIMA, 2008). Estes estudos são prioritários para melhorar o cenário atual da piscicultura,
proporcionando subsídios para a produção de peixes em cativeiro.
O Brasil tem todo seu território localizado na região Neotropical, que apresenta uma
grande diversidade de espécies de peixes, com cerca de 4500 espécies já catalogadas, e muitas
outras em processo de identificação (FAO, 2014). De acordo com BALDISSEROTTO e
GOMES (2010), um grande número dessas espécies apresenta potencial para utilização em
piscicultura, como Arapaima gigas (pirarucu), Astyanax altiparanae (lambari do rabo
amarelo), Brycon amazonicus (matrinxã), Pseudophatystoma corruscans (pintado), Piaractus
11
uma espécie que se destaca por apresentar diversas características que possibilitam a criação
em praticamente todos os estados brasileiros (ARAUJO-LIMA e GOULDING, 1997).
1.1 Características da espécie estudada
O tambaqui, Colossoma macropomum (CUVIER, 1816), pertence à ordem
Characiformes e família Serrasalmidae. Ocorre naturalmente nas bacias do rio Amazonas e
Orinoco, onde as águas são ricas em nutrientes, com temperatura média entre 25 e 34ºC
(BALDISSEROTTO e GOMES, 2010). É considerado o segundo maior peixe de escamas da
América do Sul, perdendo em porte apenas para o Arapaima gigas (SOUZA, 2004). O
tambaqui apresenta corpo romboide com coloração parda na metade superior e preta na
metade inferior. Possui boca terminal com dentes molariformes e incisiformes, que durante
período de inundação das florestas permitem ao animal quebrar sementes e frutos de
seringueiras e palmeiras (GRAÇA e PAVANELLI, 2007).
A alimentação natural das larvas consiste em zooplâncton, com preferência para
cladóceros e copépodos. Na fase juvenil, o tambaqui continua a predar invertebrados mas
incorpora sementes e frutas pequenas em sua dieta. Os animais adultos são considerados
onívoros com tendência a herbivoria, alimentando-se principalmente de sementes e frutas e
ocasionalmente de folhas e pequenos animais (ARAUJO-LIMA e GOULDING, 1997).
A intensificação da pesca tem aumentado a pressão sobre os estoques pesqueiros de
tambaqui (FURTADO, 1990; DEUS et al., 2010). Como consequência, conseguir grandes
exemplares da espécie (maiores que 50 cm) demanda cada vez mais esforço por parte dos
pescadores da região Norte, aumentado os custos para a captura do pescado (DEUS et al.,
2010). De acordo com SOUSA et al. (2008), a captura do tambaqui tem se tornado cada vez
mais incerta, gerando um grande problema social, visto que muitas comunidades ribeirinhas
da região amazônica dependem da pesca para manutenção de suas famílias. Nesse sentido,
espécie em pisciculturas, tanto para geração de renda extra para famílias ribeirinhas, quanto
para instalação de empreendimentos para produção em escala comercial, diminuindo assim a
pressão sobre estoques naturais.
Entre as espécies nativas brasileiras, o tambaqui é a mais utilizada em piscicultura
devido as características muito favoráveis à criação, tais como: fácil obtenção de juvenis, bom
potencial de crescimento, alta produtividade e rusticidade, além de ser muito apreciada pela
qualidade e sabor de sua carne (BALDISSEROTTO e GOMES, 2010). A demanda pela carne
e a queda nos estoques naturais estão entre as principais razões pelas quais muitos
pesquisadores e produtores têm intensificado esforços para estabelecer um pacote tecnológico
para criação do tambaqui (BALDISSEROTTO e GOMES, 2005; SOUSA et al., 2008).
Apesar disso, estudos que contemplem o entendimento da morfofisiologia do sistema
digestório são escassos na literatura, dificultando o desenvolvimento de estudos nutricionais,
preparo de rações, manejo alimentar e minimização dos impactos ambientais gerados pela
atividade de piscicultura (FERNANDES et al., 2014).
1.2 Características do tubo digestivo de peixes
A morfologia do tudo digestivo tem sido descrita em diversas espécies de peixes
(TIBBETS, 1997; FISHELSON et al., 2012; LØKKA et al., 2013; GONÇALVES et al., 2013;
FACCIOLI et al., 2014). Os resultados apresentados indicam amplas variações tanto na
morfologia quanto nas funções, o que retrata a elevada diversidade dos teleósteos e suas
diferentes posições na cadeia trófica. A estrutura básica do sistema digestório de peixes
compreende uma divisão em bucofaringe, esôfago, estômago, intestino e glândulas anexas.
De modo geral, a parede do tubo digestivo apresenta camada mucosa, submucosa, muscular e
serosa, assim como o observado em outros vertebrados (DÍAZ et al., 2003). Porém, algumas
espécies de peixes apresentam diferenças marcantes como a ausência de estômago, presença
13
intestino e composição de células, principalmente as secretoras, sendo essas diferenças
relacionadas com o hábito alimentar da espécie (SMITH, 1989).
De acordo com os itens alimentares predominantes na dieta natural, o hábito alimentar
dos peixes é comumente dividido em herbívoro, onívoro e carnívoro (GONÇALVES et al.,
2013). De maneira geral os carnívoros apresentam estômago grande e elástico e intestino
curto, enquanto espécies herbívoras apresentam estômago pequeno e intestino longo
(ABELHA et al. 2001). Porém, para onívoros, essas generalizações não são possíveis devido
à grande variabilidade morfológica encontrada no sistema digestório (ALBRECHT et al.,
2001).
O esôfago de peixes é normalmente tubular, curto e com luz ampla. A principal função
deste órgão é conduzir o alimento da bucofaringe ao estômago ou intestino no caso de peixes
agástricos. Em peixes euralinos, como o salmão, o esôfago tem função osmorreguladora,
permitindo que vivam em águas com diferentes salinidades (STIVENS e HUME, 2004). A
superfície interna do esôfago de peixes, geralmente apresenta pregas para a distensão do
órgão. De acordo com HERNÁNDEZ et al. (2009), Rhamdia quelen apresentou pregas
primárias, secundárias e algumas terciárias, aparecendo desde a região da bucofaringe até a
porção posterior do esôfago. O esôfago apresenta a camada mucosa com epitélio de
revestimento variável de acordo com a espécie estudada, podendo ser colunar simples, como
em Chelmon rostratus (TAN e TEH, 1974), pseudoestratificado, como em Leporinus
taeniofasciatus (ALBRECHT et al., 2001), e estratificado pavimentoso como em
Hemisorubim platyrhynchos (FACCIOLI et al., 2014). Os principais tipos celulares
evidenciados no epitélio esofágico são as células epiteliais e as células secretoras (ELBAL e
AGULLEIRO, 1986; SARASQUETE et al., 2001; CARRASSÓN et al., 2006; NAGUIB et
al., 2011). Em relação às células secretoras, há divergência quanto à nomenclatura, sendo
classificadas como caliciformes (SARASQUETE et al., 2001; CAO e WANG, 2009;
DOMENEGHINI et al., 2002; DÍAZ et al., 2003; LEKNES, 2011). Porém, de acordo com
GÓES e TABOGA (2005), o termo células caliciformes é aplicado a diversos tipos celulares
que, mesmo apresentando algumas variações fenotípicas durante sua diferenciação,
estabelecem como principal atividade metabólica a produção de mucossubstâncias.
As mucossubstâncias secretadas pelas células caliciformes esofágicas, recobrem a
superfície epitelial formando uma barreira protetora, evitando lesões que possam ocorrer
durante a passagem do alimento e atuando na defesa física e imunológica contra
microrganismos (HUMBERT et al., 1984; LEKNES, 2011). As mucossubstâncias são
responsáveis também pela lubrificação do epitélio (TIBBETTS, 1997; DÍAZ et al., 2008), por
auxiliar a digestão enzimática (CAO e WANG, 2009) e transformar o alimento em quimo
(MURRAY et al., 1996).
Em relação as células epiteliais esofágicas, estudos ultraestruturais mostraram a
presença de microssaliências digitiformes na superfície apical (MORRISON, 1987; GRAU et
al., 1992; ARELLANO et al., 2001; ELBAL e AGULLEIRO, 1986; CARRASSÓN et al.,
2006; FACCIOLI et al., 2015). Essas microssaliências protegem a superfície epitelial e
ancoram as mucossubstâncias secretadas pelas células caliciformes (HUMBERT et al., 1984;
GRAU et al., 1992; MURRAY et al., 1994). Ainda, essas células podem estar associadas à
absorção de fluidos e íons (ELBAL e AGULLEIRO, 1986; CARRASSÓN et al., 2006).
O estômago de teleósteos foi classificado em três categorias anatômicas gerais: sifonal,
cecal e retilíneo (BÉRTIN, 1958). Leporinus macrocephalus possui estômago do tipo cecal
em formato de Y (RODRIGUES et al., 2008). Em Prochilodus lineatos, MORAES et al.
(1997) observaram que o estômago era cecal em formato de U. Em Rhamdia quelen, o
estômago, em forma de J, é um saco muscular que apresenta dobras amplas e profundas
quando em estado de repouso (HERNÁNDEZ et al., 2009).
O estômago é dividido em três regiões histologicamente distintas: cárdica, fúndica e
15
HERNÁNDEZ et al. (2009), Rhamdia quelen apresentou estômago com região cárdica
aglandular, enquanto a região fúndica era glandular e mais desenvolvida e a pilórica menos
desenvolvida. Em Prochilodus lineatus, MAKINO (2010) observou que a região cárdica
apresentou mucosa bem desenvolvida, repleta de glândulas tubulares em sua lâmina própria,
enquanto que regiões fúndica e pilórica eram aglandulares. Por outro lado, FACCIOLI et al.
(2014), observaram em Hemisorubim platyrhynchos que as regiões cárdica e fúndica eram
glandulares enquanto a região pilórica não apresentou glândulas.
A mucosa gástrica é revestida por epitélio colunar simples, com mucossubstâncias
apicais geralmente neutras, identificadas por reações histoquímicas com ácido periódico de
Schiff (DOMENEGHINI et al., 2005; HERNÁNDEZ et al., 2009; DÍAZ et al., 2008;
FACCIOLI et al., 2014). Essas mucossubstâncias são necessárias para a manutenção da
superfície gástrica (FERRARIS et al., 1987; DOMENEGHINI et al., 2005). De acordo com
PEDINI et al. (2005), além da função protetora, a presença de mucossubstâncias neutras pode
ser evidência de absorção e transporte de macromoléculas através de membranas. A presença
de mucossubstâncias no epitélio gástrico também foi evidenciada em Oncorhynchus mykiss
(OSTOS-GARRIDO et al., 1993) e em Hemisorubim platyrhynchos (FACCIOLI et al., 2014)
por microscopia eletrônica de transmissão, sendo compostas por grânulos de tamanhos e
formas diferentes, secretados para o lúmen gástrico por exocitose.
As glândulas gástricas são constituídas por um único tipo celular, as células
oxintopépticas (OSTOS-GARRIDO et al., 1996). Essas células apresentam numerosas
mitocôndrias, o que reflete alta exigência de energia (MATTISON e HOLSTEIN, 1980).
Além disso possuem complexo de Golgi e retículo endoplasmático rugoso bem desenvolvidos
(SUÍÇMEZ e ULUS, 2005; OSTOS-GARRIDO et al., 1993). De acordo com NAGUIB et al.
(2011), as células oxintopépticas apresentaram numerosos grânulos de secreção, associados
diversos autores relataram a presença de sistema túbulo-vesicular nessas células
(OSTOS-GARRIDO et al., 1993; FACCIOLI et al., 2014).
Após o início do processo de digestão no estômago, o bolo alimentar segue para o
intestino. Na literatura especializada, existem diferentes critérios e grande discordância
quanto à divisão dos segmentos intestinais em peixes. Alguns estudos estão fundamentados
em características anatômicas, outros na histologia, e ainda outros em considerações
funcionais (LOGATO, 1995). Segundo critérios histofisiológicos, o intestino pode ser
dividido em: anterior, relacionado com a absorção de gorduras (NACHI et al., 1998); médio,
responsável pela absorção de macromoléculas proteicas (STROBAND e KROON, 1981;
STROBAND e van der VEEN, 1981) e posterior, relacionado com a absorção de água e
eletrólitos (STROBAND et al., 1979). Ainda, diversas espécies apresentam evaginações
digitiformes da parede intestinal, os cecos pilóricos (ALBRECHT et al., 2001; RODRIGUES
et al., 2008). Essas estruturas apresentam-se tubulares em fundo cego e abrem-se no intestino
anterior, individualmente ou agrupadas (ROTTA, 2003). De acordo com HOUSSAIN e
DUTTA (1998), os cecos variam muito em número entre espécies e até mesmo entre
indivíduos da mesma espécie.
A mucosa intestinal é revestida por epitélio simples colunar com dois tipos celulares
principais: células absortivas ou enterócitos, que são células colunares com núcleo oval e
microvilosidades na região apical; e células caliciformes, que estão arranjadas entre os
enterócitos, aumentando em número para a porção final do intestino (HERNÁNDEZ et al.,
2009). Segundo GRAU et al. (1992), a caracterização histoquímica de mucossubstâncias do
canal alimentar em peixes, varia consideravelmente de acordo com a espécie estudada e com
cada região do tubo digestivo. Essas mucossubstâncias estão envolvidas em diversos
processos fisiológicos, como lubrificação, digestão, promoção da absorção macromolecular,
tampão de fluido intestinal, prevenção de danos proteolíticos ao epitélio e defesa contra
17
A caracterização ultraestrutural dos enterócitos pode auxiliar na compreensão da função
das diferentes regiões intestinais. Os enterócitos relacionados com absorção de gordura
apresentaram grandes e numerosas vesículas delimitadas por membranas com conteúdo claro
localizado na região supranuclear (MORRISON, 1987; GRAU et al., 1992; MURRAY et al.,
1996; CARRASSÓN et al., 2006). De acordo com ARELLANO et al. (2001), os enterócitos
da região anterior do intestino de Solea senegalensis apresentaram quilomicrons, indicando
absorção de gorduras. Por outro lado, regiões intestinais relacionadas com absorção proteica
apresentaram enterócitos com elaborado sistema de invaginações de membrana, canais
citoplasmáticos, vesículas de pinocitose e sistema lisossomal bem desenvolvido (GARGIULO
et al., 1998). De acordo com ABAURREA-EQUISOAÍN et al. (1993), as membranas
celulares estão envolvidas na absorção por pinocitose de macromoléculas de proteínas,
configurando uma via alternativa da digestão em teleósteos, complementar ao estômago
(GARGIULO et al., 1998).
Outro tipo celular que pode ocorrer no intestino, sendo exclusivamente de teleósteos,
são as células “rodlet” ou células com bastonetes. Essas células foram descritas em vários
órgãos como brânquias, pele, timo, rim, coração e intestino geralmente associadas ao epitélio
(REITE, 2005). Porém, nem todas as espécies de teleósteos apresentam esse tipo celular e
ainda é possível que dentro da mesma espécie, as células “rodlet” estejam presentes em alguns
indivíduos e ausentes em outros (REITE, 2005; DEPASQUALE, 2014). Existe grande
discordância na literatura quanto às funções das células “rodlet”. Alguns autores consideram
que essas células fazem parte do sistema imunológico, com base em experimentos que
demonstraram um aumento do número desse tipo celular em peixes infectados por patógenos
(MANERA e DEZFULI, 2004; REITE e EVENSEN, 2006; DEZFULI et al., 2008). Ainda,
células “rodlet” podem apresentar potencial para atuar como biomarcadores (WILSON e
CASTRO, 2010). Estudos experimentais que analisaram peixes expostos a substâncias
(IGER e ABRAHAM, 1997). Pouco se sabe sobre a presença desse tipo celular em teleósteos
neotropicais, sendo a maioria dos estudos conduzidos em espécies europeias e
norte-americanas (MANERA e DEZFULI, 2004).
Diante do exposto, a finalidade deste estudo foi prover maiores informações sobre as
adaptações tróficas dos peixes com relação ao hábito alimentar onívoro, visando melhorar o
manejo e criação em pisciculturas, visto que estudos morfofisiológicos fornecem subsídios
para pesquisas sobre os aspectos ecológicos, evolutivos, fisiológicos, patológicos e
principalmente nutricionais.
1.3 Objetivo
O objetivo deste trabalho foi descrever as características anatômicas, histológicas,
histoquímicas e ultraestruturais do tubo digestivo de C. macropomum. Os dados produzidos
contribuirão para uma melhor compreensão da morfofisiologia do tubo digestivo de peixes
neotropicais, de hábito alimentar onívoro com tendência a herbivoria, além de fornecer bases
para estudos posteriores que envolvam alimentação e/ou sanidade estimulando assim o
desenvolvimento da piscicultura. Cabe ainda destacar, que estudos morfológicos abrangentes
são inéditos em C. macropomum. Assim, foram analisadas:
As características anatômicas gerais de órgãos do tubo digestivo (esôfago, estômago e
intestino);
As características histológicas e histoquímicas de diferentes segmentos do tubo
digestivo;
As características da superfície interna de órgãos do tubo digestivo sob microscopia
eletrônica de varredura e características ultraestruturais do epitélio de revestimento sob
O Colossoma macropomum é uma espécie onívora com tendência a herbivoria da região
Neotropical. Sua dieta natural é composta principalmente por sementes e frutas, porém outros
itens podem ser consumidos, como folhas e pequenos animais. Espécies com estas
características alimentares são consideradas promissoras para a criação em pisciculturas, uma
vez que podem aproveitar de maneira eficiente diversos tipos de alimento, devido a
adaptações morfofisiológicas do seu tubo digestivo.
Os estudos morfológicos e histoquímicos realizados evidenciaram que o esôfago
apresentou grande quantidade de células caliciformes, que secretam mucossubstâncias neutras
e ácidas para lubrificação e proteção epitelial. Essas mucossubstâncias são ancoradas
fortemente nas microssaliências digitiformes das células epiteliais, formando uma superfície
altamente lubrificada, que permite ao C. macropomum a ingestão de alimentos secos sem
causar lesões ao órgão. Desta forma o animal pode ingerir rapidamente uma ração peletizada
ou extrusada, diminuindo a lixiviação de nutrientes na água.
A distensibilidade observada no estômago de C. macropomum permite ao órgão receber
e armazenar grande quantidade de alimento. Esta característica é desejável em sistemas de
pisciculturas, pois interfere na frequência de arraçoamento, podendo assim diminuir os custos
com manejo alimentar. Além disso, a grande quantidade de glândulas gástricas observadas
nas regiões cárdica e fúndica do estômago e a parede muscular espessa do órgão auxiliam na
digestão e mistura eficiente do alimento com os sucos gástricos.
Embora, o coeficiente intestinal de C. macropomum seja de 1,24, o intestino apresenta
estruturas relacionadas ao aumento de tempo de passagem do alimento, tais como: pregas
circulares e cecos pilóricos. O maior tempo de retenção possibilita o aproveitamento de
alimentos de difícil digestão, assim é possível utilizar ingredientes substitutivos na ração,
melhorando a rentabilidade da produção. Finalmente, o alimento não digerido e não
aproveitado, pode transitar facilmente nas regiões finais do tubo digestivo, devido ao muco
60
regiões. Cabe ainda destacar, que foram identificadas células “rodlet” no intestino de C.
macropomum, possivelmente relacionadas a resposta imunológica. Nesse sentido, espécies
que apresentam esse tipo celular podem fornecer uma resposta mais rápida aos desafios
sanitários encontrados em piscicultura.
Tendo em vista que um dos principais objetivos dos empreendimentos aquícolas é a
produção com mínimo custo, as características morfofisiológicas descritas no presente
trabalho podem contribuir para o desenvolvimento de dietas mais eficientes e melhoria do
manejo. Além disso, os resultados apresentados são a base para experimentação de técnicas
62
ABAURREA-EQUISOAÍN, M.A.; NUÑES, M.I.; OSTOS-GARRIDO, M.V. Ultrastructural study of the distal part of the intestine of Oncorhynchus mykiss. Absorption of dietary protein.
Micron, v. 24, p. 445-450, 1993.
ABELHA, M.C.F.; AGOSTINHO, A.A.; GOULART, E. Plasticidade trófica em peixes de água doce. Acta Scientiarum, v. 23, n. 2, p. 425-431, 2001.
ALBRECHT, M.P.; FERREIRA, M.F.N.; CARAMASCH, E.P. Anatamical features and histology of the digestive tract of two related neotropical omnivorous fishes (Caraciformes; Anostomidae). Journal of Fish Biology, v. 58, p. 419-430, 2001.
ANDERSON, T.A. Histological and cytological structure of the gastrointestinal tract of the luderick, Girella tricuspidata (Pisces, Kyphosidae), in relation to diet. Journal of
Morphology, v. 190, p. 109-119, 1986.
ARAUJO-LIMA, C.; GOULDING, M. So fruitful a fish: ecology, conservation, and
aquaculture of the amazon’s tambaqui. Columbia University Press, New York. 191 p.,
1997.
ARELLANO, J.M.; STORCH, V.; SARASQUETE, C. A histological and histochemical study of the oesophagus and oesogaster of the Senegal sole, Solea senegalensis. European
Journal of Histochemistry, v. 45, p. 279-294, 2001.
BALDISSEROTTO, B.; Fisiologia de Peixes Aplicada à Piscicultura. Santa Maria: ed. da UFSM, 350 p., 2009.
BALDISSEROTTO, B.; GOMES, L.C. Espécies nativas para piscicultura no Brasil. 1º ed. - Santa Maria: ed. da UFSM, 468 p., 2005.
BALDISSEROTTO, B.; GOMES, L.C. Espécies nativas para piscicultura no Brasil. 2º ed. rev. e ampl. - Santa Maria: ed. da UFSM, 468 p., 2010.
BANCROFT, J.D.; GAMBLE, M. Theory and practice of histological techniques. 5ª ed. Churchill Livingstone. New York, 796 p., 2002.
BARBIERI, G.; PERET, A. C.; VEVANI, J. R. Notas sobre a adaptação do trato digestivo ao regime alimentar em espécies de peixes da região de São Carlos (SP). I. Quociente Intestinal.
Revista Brasileira de Biologia, v. 54, p. 63–69, 1994.
BÉRTIN, L. Appareil digestif. In: GRASSÉ, P.P. Traité de zoologie. Paris: Masson, v.13, p. 1248-1302, 1958.
BUDDINGTON, R. K.; DIAMOND, J. M. Pyloric caeca of fish: a “new” absorptive organ.
American Journal of Physiology, v. 252, p. G65-G76, 1987
CAO, X.J.; WANG, W.M. Histology and mucin histochemistry of the digestive tract of yellow catfish, Pelteobagrus fulvidraco. Anatomia Histologia Embryologia, v. 38, p. 254-261, 2009.
CARRASSÓN, M. GRAU, A.; DOPAZO, L.R.; CRESPO, S. A histological, histochemical and ultrastructural study of the digestive tract of Dentex dentex (Pisces, Sparidae). Histology
CLARKE, A.J.; WITCOMB, D.M. A study of the histology and morphology of the digestive tract of the common eel (Anguilla anguilla). Journal of Fish Biology, v. 16, p. 159-170, 1980.
DEPASQUALE, J.A. Rodlet cells in epidermal explant cultures of Lepomis macrochirus.
Acta Zoologica, v. 95, p. 144–154, 2014.
DEUS, C.P.; MAZUREK, R.R.S.; VENTICINQUE, E.M. Plano de gestão da reserva de
desenvolvimento sustentável Piagaçu-Purus. Boletim do Instituto Piagacu, v. 1, 82 p.,
2010.
DEZFULI, B.S.; LUI, A.; BOLDRINI, P.; PIRONI, F.; GIARI, L. The inflammatory response of fish to helminth parasites. Parasite, v. 15, p. 426–433, 2008.
DÍAZ, A.O.; GARCÍA, A.M.; DEVINCENTI, C.V.; GOLDEMBERG, A.L. Morphological and histochemical characterization of the mucosa of the digestive tract in Engraulis anchoita.
Anatomia, Histologia, Embryologia, v. 32, p. 341-346, 2003.
DÍAZ, A.O.; GARCÍA, A.M.; GOLDEMBERG, A.L. Glycoconjugates in the mucosa of the digestive tract of Cynoscion guatucupa: A histochemical study. Acta Histochemica, v. 110, p. 76-85, 2008.
DOMENEGHINI, C.; ARRIGHI, S.; RADAELLI, G.; BOSI, G.; VEGGETTI, A. Histochemical analysis of glycoconjugates secretion in the alimentary canal of Anguilla
anguilla L. Acta Histochemica, v. 106, p. 477–487, 2005.
DOMENEGHINI, C.; RADAELLI, G.; BOSI, G.; ARRIGHI, S.; DI GIANCAMILLO, A.; PAZZAGLIA, M.; MASCARELLO, F. Morphological and histochemical differences in the structure of the alimentary canal in feeding and runt (feed deprived) cultured white sturgeons (Acipenser transmontanus). Journal of Applied Ichthyology, v. 18, p. 341–346, 2002.
ELBAL, M.T.; AGULLEIRO, B. A histochemical and ultrastructural study of the gut of
Sparus auratus (Teleostei). Journal of Submicroscopic Cytology, v. 18, p. 335-347, 1986.
FACCIOLI, C.K.; CHEDID, R.A.; AMARAL, A.C.; VICENTINI, I.B.F.; VICENTINI, C.A. Morphology and histochemistry of the digestive tract in carnivorous freshwater Hemisorubim
platyrhynchos (Siluriformes: Pimelodidae). Micron, v. 64, p. 10-19, 2014.
FACCIOLI, C.K.; CHEDID, R.A.; MORI, R.H.; AMARAL, A.C.; FRANCESCHINI-VICENTINI, I.B.; FRANCESCHINI-VICENTINI, C.A. Ultrastructure of the digestive tract in neotropical carnivorous catfish Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840) (Siluriformes, Pimelodidae). Scanning, p. 1–8, 2015.
FAO - FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED NATIONS, 2014. Aquaculture America 2014. Disponível em: https://www.fao.org.br/download/SOFI_p.pdf. Acesso em: 20/10/2015.
FERNANDES, J.B.K.; TAKAHASHI, L.S.; AGUINAGA, J.Y. Anatomia e fisiologia do trato gastrointestinal de peixes. p.35-45. In: SAKAMURA, N.K.; SILVA, J.H.V.; COSTA, F.G.P.; FERNANDES, J.B.K.; HAUSCHILD, L. Nutrição de não ruminantes. Jaboticabal: Funep, 678p., 2014.
64
FISHELSON, L.; GOLANI, D.; RUSSELL, B.; GALIL, B.; GOREN, M. Comparative morphology and cytology of the alimentary tract in lizardfishes (Teleostei, Aulopiformes, Synodontidae). Acta Zoologica, v. 93, p. 308-318, 2012.
FURTADO, L.G. Características gerais e problemas da pesca Amazônica no Pará. Boletim
do Museu Paraense Emilio Goeldi, Antropologia, v. 6(1), p. 41-93, 1990.
GARGIULO, A.M. CECCARELLI, P.; DALL'AGLIO, C.; PEDINI, V. Ultrastructural study on the stomach of Tilapia spp (Teleostei). Anatomia Histologia Embryology, v. 26, p. 331-336, 1997.
GARGIULO, A.M. CECCARELLI, P.; DALL'AGLIO, C.; PEDINI, V. Histology and ultrastructure of the gut of the tilapia (Tilapia spp.), a hybrid teleost. Anatomia Histologia
Embryology, v. 27, p. 89-94, 1998.
GENTEN, F.; TERWINGHE, E.; DANGUY, A. Atlas of fish histology. Enfuekd: Science Publishers. 215 p, 2009.
GÓES, R.M.; TABOGA, S.R. Células caliciformes. Cap. 14. In: CARVALHO, H.F.; COLLARES-BUZATO, C.B.. A célula. Uma abordagem multidisciplinar. São Paulo: Manole, v. 1, p. 163-173, 2005.
GONÇALVES, L.U.; RODRIGUES, A.P.O.; MORO, G.V.; CARGNINFERREIRA, E.; CYRINO, J. E. Morfologia e fisiologia do sistema digestório em peixes. In: Nutriaqua:
Nutrição e alimentação de espécies de interesse para a aquicultura brasileira. 1º Ed. -
Florianópolis: Sociedade Brasileira de Aquicultura e Biologia Aquática. p. 9-37, 2013.
GRAÇA, W.J.; PAVANELLI, C.S. Peixes da planície de inundação do Alto Rio Paraná e
áreas adjacentes. Maringá: EDUEM, 241 p., 2007.
GRAU, A.; CRESPO, S.; SARASQUETE, M.C.; GONZALES DE CANALES, M.L. The digestive tract of the amberjack Seriola dumerili Risso: a light and scanning electron microscope study. Journal of Fish Biology, v. 41, p. 287–303, 1992.
HERNÁNDEZ, D.R.; PÉREZ GIANESELLI, M.; DOMITROVIC, H.A. Morphology, histology and histochemistry of the digestive system of south american catfish (Rhamdia
quelen). International Journal of Morphology, v. 27, p. 105-111, 2009.
HOUSSAIN, A.M.; DUTTA, H.M. Assessment of structural and functional similarities and differences between caeca of the bluegill. Journal of Fish Biology, v. 53, p. 1317–1323, 1998.
HUMBERT, W.; KIRSCH, R.; MEISTER, M.F. Scanning electron microscopic study of the oesophageal mucous layer in the eel Anguilla anguilla L. Journal of Fish Biology, v. 25, p. 117–122, 1984.
IBAMA – Instituto brasileiro do meio ambiente e dos recursos naturais renováveis – Ministério do Meio Ambiente. Portaria nº 145/98, de 29 de outubro de 1998.
IGER, Y.; ABRAHAM, M. Rodlet cells in the epidermis of fish exposed to stressors. Tissue
and Cell, v. 29, p. 431–438, 1997.
KUBITZA, F. Nutrição e alimentação dos peixes cultivados. 3º ed. rev. e ampl. Jundiaí: FUNEP, 145 p., 1999.
KUZ’MINA, V.V.; GELMAN, A.G. Membrane-linked digestion in fish. Reviews in
Fisheries Science, v. 5, p. 99-129, 1997.
LEKNES, I.L. Histochemical studies on mucin-rich cells in the digestive tract of the Buenos Aires tetra (Hyphessobrycon anisitsi). Acta Histochemica, v. 113, p. 353-357, 2011.
LOGATO, P.V.R. Anátomo-histologia do aparelho digestivo do pacu, Piaracatus
mesopotamicus Holmberg, 1887 (Characiforme, Characidae, Myelinae). 119f. Dissertação (Mestrado em Zootecnia) – Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, Minas Gerais, 1995.
LØKKA, G.; AUSTBO, L.; FALK, K.; BJERKA, I.; KOPPANG, E.O. Intestinal morphology of the wild atlantic salmon (Salmo salar). Journal of Morphology, v. 274, p. 859-876, 2013.
MAKINO L.C. Estrutura, ultraestrutura e histoquímica do aparelho digestório do Prochilodus
lineatus. Análise da diversidade da microbiota intestinal de Prochilodus lineatus e Pterygoplichthys anisits. 92f. Tese (doutorado) – Universidade Estadual Paulista – Centro de Aquicultura, Jaboticabal, 2010.
MANERA, M.; DEZFULI, B.S. Rodlet cells in teleosts: a new insight into their nature and functions. Journal of Fish Biology, v. 65, p. 597–619, 2004.
MATTISON, A.; HOLSTEIN, B. The ultrastructure of the gastric glands and its relation to induced secretory activity of cod, Gadus morhua (Day). Acta Physiologica Scandinavica, v. 109, p. 51-59, 1980.
MENIN, E.; MIMURA, O.M. Anatomia funcional comparativa do estômago de três peixes Teleostei de hábito alimentar onívoro. Revista Ceres, v. 39, p. 233-260, 1992.
MORAES, G.; ALMEIDA, L. C. Nutrição e aspectos funcionais da digestão de peixes. In: BALDISSEROTTO, B. Biologia e fisiologia de peixes neotropicais de água doce. Jaboticabal: FUNEP, p. 233-252, 2014.
MORAES, M.F.P.G.; BARBOLA, I.F.; GUEDES, E.A.C. Alimentação e relações morfológicas com o aparelho digestivo do “curimbatá”, Prochilodus lineatus (Osteichthyes,
Prochilodontidae), de uma lagoa do sul do Brasil. Revista Brasileira de Zoologia, v.14, p.169-180, 1997.
MORRISON, C.M. Histology of the Atlantic cod, Gadus morhua: an atlas. Part one. Digestive tract and associated organs. Canadian Special Publication of Fisheries and
Aquatic Sciences. v. 98, p. 1–219, 1987.
MURRAY, H.M.; WRIGHT, G.M.; GOFF, G.P. A comparative histological and histochemical study of the stomach from three species of Pleuronectid, the Atlantic halibut,
Hippoglossus hippoglossus, the yellowtail flounder, Pleuronectes ferruginea, and the winter
flounder, Pleuronectes americanus. Canadian Journal of Zoology, v. 72, p. 1199-1210, 1994.
66
NACHI, A.M.; HERNANDEZ-BLAZQUEZ, F.J.; BARBIERI, R.L.; LEITE, R.G.; FERRI S.; PHAN, M.T. Intestinal histology of a detritivorous (Iliophagous) fish Prochilodus scrofa Characiformes, Prochilodontidae. Annales des Sciences Naturelles, v. 19, p. 81–88, 1998.
NAGUIB, S.A.A.; EI-SHABAKA, H.A.; ASHOUR, F. Comparative histological and ultrastructural studies on the stomach of Schilbe mystus and the intestinal swelling of Labeo
niloticus. Journal of American Science, v. 7, p. 251-263, 2011.
NOAILLAC-DEPEYRE, J.; GAS, N. Ultrastructural and cytochemical study of the gastric epithelium in a fresh water teleostean fish Perea fluviatilis. Tissue and Cell. v. 10, p. 23-37, 1978.
OLSSON, C. The gut anatomy and morphology: Gut anatomy. In: farrell, a.p. Gas exchange,
internal homeostatis, and food uptake. Encyclopedia of Fish Physiology: From Genome
to Enviroment. San Diego: Academic Press, p. 1268-1275, 2011.
OSTOS-GARRIDO, M.V.; GONZALEZ-OLLER, C.; ABAURREA-EQUISOAÍN, M.A. Effect of diet on gastric mucosa cells in the european eel (Anguilla anguilla L.). Histochemical and ultrastructural study. Micron, v. 27, p. 25-34, 1996.
OSTOS-GARRIDO, M.V.; NUIIEZ TORRES, M.I.; ABAURREA-EQUISOAÍN, M.A. Histological, histochemical and ultrastructural analysis of the gastric mucosa in
Oncorhynchus mykiss. Aquaculture, v. 115, p. 121-132, 1993.
PEDINI, V.; DALL’AGLIO, C.; PARILLO, F.; SCOCCO, P. Glycoconjugate distribution in
gastric fundic mucosa of Umbrina cirrosa L. revealed by lectin histochemistry. Journal of
Fish Biology, v. 66, p. 222–229, 2005.
PETRINEC, Z.; NEJEDLI, S.; KUZIR, S.; OPACAK, A. Mucosubstances of the digestive tract mucosa in northern pike (Esox lucius L.) and european catfish (Silurus glanis L.).
Veterinary Archives, v. 75, p. 317-327, 2005.
PINHEIRO, A. Potencial brasileiro: Futuro próspero. In: Primeiro anuário brasileiro da
pesca e aquicultura. Brasília: Ministerio da Pesca e Aquicultura, v. 1, p. 11-14, 2014.
REITE, O. B. The rodlet cells of teleostean fish: their potential role in host defence in relation to the role of mast cells/eosinophilic granule cells. Fish and Shellfish Immunology, v. 19, p. 253–267, 2005.
REITE, O.B.; EVENSEN, O. Inflammatory cells of teleostean fish: A review focusing on mast cells/eosinophilic granule cells and rodlet cells. Fish and Shellfish Immunology, v. 20, p. 192–208, 2006.
RHODES, J.M.; BLACK, R.R.; GALLIMORE, R.; SAVAGE, A. Histochemical demonstration of desialitation and desulphation of normal and inflammatory bowel disease rectal mucus by faecal extracts. Gut, v. 26, p. 1312-1318, 1985.
RODRIGUES, S.S., MENIN, E. Anatomia do tubo digestivo de Salminus brasiliensis (Cuvier, 1817) (Pisces, Characidae, Salmininae). Biotemas, v. 21, p. 65-75, 2008.
RODRIGUES, S.S.; NAVARRO, R.D.; MENIN, E. Anatomia do tubo digestório de
Leporinus macrocephalus GARAVELLO & BRITSKI, 1988 (Characiformes, Anostomidae)
ROSA, R.S.; LIMA, S.C.T. Os peixes brasileiros ameaçados de extinção. In: MACHADO, A.B.; DRUMMONG, G.M.; PAGLIA, A.P. Livro vermelho da fauna brasileira ameaçada
de extinção. Brasília: Ministério do Meio Ambiente, v. 2, p. 335-337, 2008.
ROSS, M.H.; PAWLINA, W. Histology: a text and atlas: with correlated cell and
molecular biology. 6ºed. Wolters Kluwer, 973p., 2012.
ROTTA, M. A. Aspectos gerais da fisiologia e estrutura do sistema digestivo dos peixes relacionados à piscicultura. Documentos 53 – EMBRAPA (Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária), 48 p., 2003.
RUST, M.B. Nutritional physiology. In: HALVER, J.E.; HARDY, R.W. Fish nutrition. San Diego: Academic Press, p. 367-505, 2002.
SANTOS, C.M.; DUARTE, S.; SOUZA, T.L.G.; RIBEIRO, T.P.; SALES, A.; ARAÚJO, F.G. Histologia e caracterização histoquímica do tubo gastrintestinal de Pimelodus maculatus (Pimelodidae, Siluriformes) no reservatório de Funil, Rio de Janeiro, Brasil. Iheringia, Série
Zoologia, v. 97, p. 411-417, 2007.
SARASQUETE, M.C.; GISBERT, E.; RIBEIRO, L.; VIEIRA, L.; DINIS, M.T. Glyconjugates in epidermal, branchial and digestive mucous cells and gastric glands of gilthead sea bream, Sparus aurata, Senegal sole, Solea senegalensis and Siberian sturgeon,
Acipenser baeri development. European Journal of Histochemistry, v. 45, p. 267–278, 2001.
SCOCCO, P.; ACCILI, D.; MENGHI, G.; CECCARELLI, P. Unusual glycoconjugates in the esophagus of a tilapine polyhybrid. Journal of Fish Biology, v. 53, p. 39-48, 1998.
SMITH, L.S. Digestive functions in teleosts fishes.. In: HALVER, J.E. Fish nutrition. San Diego: Academic Press, p. 331-421, 1989.
SOUSA, R.G.C.; FREITAS, C.E.C; WUTKOSKI, A.C.; BRITO, M.A.S. Mudanças sociais na pesca artesanal: um estudo a partir da pressão sobre o estoque de tambaqui (Colossoma
macropomum, CUVIER, 1818) do Lago Grande de Manacapuru (AM). IV Encontro Nacional
da Anppas, Brasília, 13p., 2008.
SOUZA, R. A. L. de. Piscicultura sustentável na Amazônia: perguntas e respostas. Belém: UFRA, 158 p., 2004.
SPICER, S.S.; SCHULTE, B.A. Diversity of cell glycoconjugates shown histochemically: a perspective. Journal of Histochemistry & Cytochemistry, v. 40, p. 1-38, 1992.
STIVENS, C.E.; HUME, I.D. Comparative physiology of the vertebrate digestive system. 2º ed., Cambridge: Cambridge University Press, 420 p., 2004.
STROBAND, H.W.J.; KROON, A.G. The development of stomach in Clarias lazera and the intestinal absorption of protein macromolecules. Cell and Tissue Research, v. 215, p. 397-415, 1981.
68
STROBAND, H.W.J.; van der VEEN, F.H. Localization of protein absorption during transport of food in the intestine of grass carp Ctenopharyngodon idella. Journal of
Experimental Zoology, v. 218, p. 149-156, 1981.
SUÍÇMEZ, M.; ULUS, E.A Study of the anatomy, histology and ultrastructure of the digestive tract of Orthrias angorae Steindachner, 1897. Folia biologica, v. 53, 2005.
TAN, C.K.; TEH, Y.F. The structure of the gut of a coral fish Chelmon rostratus Cuvier.
Okajimas Folia Anatomica Japonica, v. 51, p. 63-79, 1974.
TIBBETTS, I.R. The distribution and function of mucous cells and their secretions in the alimentary tract of Arrhamphus sclerolepis krefftii. Journal of Fish Biology, v. 50, p. 809– 20, 1997.
WILSON, J.M., CASTRO, L.F.C. Morphological diversity of the gastrointestinal tract in fishes. In: GROSELL M., FARELL A.P., BRAUNER C.J. Fish physiology: the multifunctional gut of fish. San Diego: academic press, 55 p., 2010.
